JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

פרוטוקול זה מדגים כיצד להשתמש במערכת אלקטרולוגית לגירוי בלולאה סגורה המופעלת על ידי דפוסי פעילות עצביים. לדוגמה קוד Matlab שניתן לשנות בקלות עבור התקני גירוי שונים מסופק גם.

Abstract

מערכות נוירופיסיולוגיים לולאה משתמשות בדפוסים של פעילות עצבית כדי לעורר גירויים, שבתורו משפיעים על פעילות המוח. מערכות לולאה סגורה שכאלה כבר נמצאות ביישומים קליניים, והן כלים חשובים לחקר מוח בסיסי. התפתחות מעניינת במיוחד לאחרונה היא שילוב של גישות לולאה סגורה עם אלקטרואופטיקה, כגון דפוסים ספציפיים של פעילות עצבית יכולים לעורר גירוי אופטי של קבוצות נוירואליות נבחרות. עם זאת, הגדרת מערכת אלקטרופיזיולוגיה לניסויים בלולאה סגורה יכולה להיות קשה. כאן, מוכן להחיל קוד Matlab מסופק לעורר גירויים בהתבסס על הפעילות של יחיד או מספר נוירונים. קוד לדוגמה זה ניתן לשינוי בקלות על בסיס צרכים בודדים. לדוגמה, הוא מציג כיצד להפעיל גירויים קוליים וכיצד לשנות אותו כדי להפעיל התקן חיצוני המחובר ליציאה טורית של מחשב. הפרוטוקול המוצג נועד לעבוד עם מערכת הקלטה עצבית פופולרית ללימודי בעלי חיים (נוירואליnx). היישום של גירוי לולאה סגורה מוצג בחולדה ערה.

Introduction

המטרה של פרוטוקול זה היא להדגים כיצד ליישם גירוי לולאה סגורה בניסויים נוירולוגיים. ההתקנה אופייני עבור ניסויים לולאה סגורה במדעי המוח כרוך בהפעלת גירויים המבוססים על הבדיקה המקוונת של פעילות עצבית. זה, בתורו, גורם לשינויים בפעילות המוח, ובכך לסגור את לולאה משוב1,2. ניסויים כאלה לולאה סגורה לספק הטבות מרובות על הגדרות לולאה פתוחה רגילה, במיוחד כאשר בשילוב עם אלקטרואופטיקה, אשר מאפשר לחוקרים למקד תת-קבוצה ספציפית של נוירונים. למשל, סיגלה ווילסון השתמשו במניפולציות לולאה מסוגרת כדי ללמוד את התפקיד של תנודות תטה בעיבוד מידע3. הם הפגינו כי מגרה נוירונים היפוקמאל על השלב הנופל של תנודות תטא היו השפעות שונות על התנהגות מאשר החלת גירוי זהה על השלב העולה. ניסויים בלולאה סגורה גם נעשים חשובים יותר ויותר במחקרים פרה-קליניים. למשל, מחקרים מרובים של אפילפסיה הראו כי גירוי עצבי המופעל על התפרצות תפיסה היא גישה יעילה כדי להפחית את חומרת התקפים4,5,6. יתר על כן, מערכות זיהוי התפיסה האוטומטית ואת המסירה הנציגות של טיפול7, 8 הראו הטבות משמעותיות בחולים אפילפסיה9,10,11,12. אזור יישום נוסף עם התקדמות מהירה של מתודולוגיות לולאה סגורה הוא השליטה של נוירותותבות עם המוח הקורטיקלית – מחשב ממשקי. הסיבה לכך היא מתן משוב מיידי למשתמשים של התקנים תותבת משפר באופן משמעותי את הדיוק ואת יכולת13.

בשנים האחרונות, מספר מעבדות פיתחו מערכות מותאמות אישית עבור ההקלטה החשמלית סימולטני של פעילות עצבית ומסירת גירויים במערכת לולאה סגורה14,15,16,17,18. למרות רבים של כיוונונים אלה יש מאפיינים מרשימים, זה לא תמיד קל ליישם אותם במעבדות אחרות. הסיבה לכך היא שהמערכות דורשות לעתים קרובות טכנאים מנוסים להרכיב את האלקטרוניקה הדרושה ורכיבי חומרה ותוכנה אחרים הנחוצים.

לכן, על מנת להקל על אימוץ ניסויים לולאה סגורה במחקר מדעי המוח, נייר זה מספק פרוטוקול ו-Matlab code כדי להמיר הקלטה פתוחה לולאה אלקטרופיסיולוגית19,20,21,22 לתוך מערכת לולאה סגורה2,6,23. פרוטוקול זה נועד לעבוד עם חומרת ההקלטה דיגיטלי Lynx, מערכת מעבדה פופולרית להקלטות האוכלוסייה העצבית. ניסוי אופייני מורכב מהפעולות הבאות: 1) הקלטת 5-20 דקות של נתוני העליה; 2) ספייק מיון כדי ליצור תבניות נוירואליות; 3) שימוש בתבניות אלה כדי לבצע זיהוי מקוון של דפוסי פעילות עצביים; ו-4) מפעיל אירועים מסוימים של גירוי או ניסיוני כאשר תבניות שצוינו על-ידי המשתמש מזוהות.

Protocol

כל ההליכים המתוארים כאן נערכו תחת פרוטוקול מחקר בעלי חיים שאושר על ידי ועדת הרווחה של אוניברסיטת לטברידג '.

1. כירורגיה

הערה: הליכי הניתוח המשמשים לשתל בדיקה להקלטות נוירופיסיולוגיים הוצגו בפרסומים אחרים24,25,26. הפרטים המדויקים של הניתוח לגירוי בלולאה סגורה תלויים בסוג הבדיקות של ההקלטות המשמשות ובאזורי המוח המיועדים. עם זאת, ברוב המקרים, ניתוח אופייני יכלול את השלבים הבאים.

  1. מביאים לחדר הניתוח כלוב עם חולדה להיות מושתל עם בדיקה סיליקון או מערך אלקטרודה להקליט פעילות עצבית.
  2. ולתקן את הראש. במסגרת סטריאוטקאית ודא כי בעל החיים הוא חסר הכרה במהלך הניתוח על ידי התבוננות כל תגובה מוטורי גירוי מישוש קל25.
  3. להחיל משחה העין כדי למזער את היובש במהלך הניתוח.
  4. לגלח את האזור כירורגי לחטא את העור עם 2% כלורקסאיטין פתרון ו-70% אלכוהול איזופרופיל.
  5. להזריק לידוקאין (5 מ"ג/ק"ג) תחת הקרקפת מעל לאזור המוח שבו אלקטרודות יהיה מושתל.
  6. לעשות חתך של הקרקפת על פני השטח של השתל בעתיד, ולהשתמש בספוגית אזמל כותנה כדי לנקות את הקרום מן הגולגולת חשוף25.
  7. תרגיל 4-8 חורים בגולגולת עבור השרשה של ברגים עוגן (~ 0.5 מ"מ) כמו תמיכה מבנית עבור השתל25. הצמד את הברגים לגולגולת על-ידי הוספתו לחורים וודא שהם מוחזקים בחוזקה במקומם.
  8. מקדחה בפתיחת הגולגולת בקואורדינטות שצוינו, ומכניסה את המיקרו-כונן/השתל בדיקה.
    הערה: הפרוטוקול המתואר לגירוי לולאה סגורה יפעל עבור כל אזור מוח שבו האלקטרודות מוכנסים.
  9. לתקן את microdrive/בדיקה וכל מחבר ממשק חשמלי נדרש לגולגולת באמצעות אקריליק שיניים. כמות אקריליק שיניים צריך להיות מספיק כדי לצרף בחוזקה את השתל, אבל זה לא צריך לבוא במגע עם הרקמה הרך המקיף25.
  10. לאחר הניתוח, לעקוב היטב את בעל החיים עד שהוא הגיע לתודעה מספקת כדי לשמור על שכיבה משנית25. במשך 3 הימים הבאים, ניהול תת-עורי משכך כאבים (כגון Metacam, 1 מ"ג/ק"ג), ו אנטיביוטיקה כדי למנוע זיהום (למשל enrofloxacin, 10 מ"ג/ק"ג).
    הערה: בעלי חיים בדרך כלל נשארים להתאושש מהניתוח למשך שבוע לפני כל בדיקה או הקלטה.

2. התקנת תוכנה

הערה: זה נבדק על Windows 10, 64 bit גירסה.

  1. התקן את תוכנת הרכישה והעיבוד של נתונים.
    1. התקן את מערכת רכישת הנתונים ברדלס 6.4 (https://neuralynx.com/software/category/sw-acquisition-control), הכולל ספריות לאינטראקציה עם מערכת רכישת ברדלס.
    2. התקן SpikeSort3D (https://neuralynx.com/software/spikesort-3d) או כל תוכנה אחרת המשתמשת בקלוסטקווינק27 עבור מיון ספייק. תוכנת הזיהוי המקוונת משתמשת בהגדרות האשכול ממנגנון KlustaKwik. תוכנה זו עשויה לפעול באותו מחשב, או לפעול במחשבים נפרדים הנמצאים באותה רשת.
    3. התקן את החבילה Netcomhttps://github.com/leomol/cheetah-interface/blob/master/NetComDevelopmentPackage_v3.1.0, אשר ניתן גם להוריד מ https://neuralynx.com/software/netcom-development-package.
  2. התקן Matlab (https://www.mathworks.com/downloads/; הקוד נבדק בגירסה Matlab R2018a). ודא שMatlab מופעלת בחומת האש של Windows. בדרך כלל מוקפץ יגיע. במהלך החיבור הראשון
    1. היכנס לחשבון Matlab. . תבחר את הרישיון בחר את הגירסה. בחר את מערכת ההפעלה.
  3. הורד את הספריה הבאה לאירוע מקוון המפעיל את: https://github.com/leomol/cheetah-interface וחלץ קבצים לתיקיה ' מסמכים/Matlab ' של המחשב. עותק של הקוד מסופק בחומרים משלימיםנלווים.

3. רכישת נתונים ראשוניים

  1. התחל רכישת נתונים באמצעות תוכנת ברדלס.
  2. הקלט מספר דקות של נתוני העולה כדי לאכלס טופסי גל של תבנית.
  3. עצור את רכישת הנתונים ובצע מיון דקר על הנתונים המוקלטת.
    1. פתח את SpikeSort3D, לחץ על קובץ | תפריט | טען קובץ ספייק, ובחר קובץ דקר מהתיקיה עם נתונים מוקלטים.
    2. לחץ על תפריט אשכול ולאחר מכן אשכול אוטומטי באמצעות KlustaKwik, ומשאיר את הגדרות ברירת המחדל ולחץ על הפעלה.

4. ניסוי בלולאה סגורה

  1. לחדש את רכישת הנתונים בצ.
  2. . פתח את Matlab
    1. פתח את Closedloop. m ולחץ על הפעלה. לחלופין, בחלון הפקודה Matlab, בצע ClosedLoop (). ודא שclosedloop. m נמצא בנתיב Matlab. אם המשתמש מעוניין להשתמש בפונקציה מותאמת אישית כדי להתקשר לכל גורם מפעיל, בצע את ClosedLoop ('-התקשרות חזרה ', פונקציה מותאמת אישית) במקום זאת, כאשר פונקציית ההתאמה האישית היא נקודת אחיזה לפונקציה זו.
    2. טען את מידע הדקר שהוגדר בהקלטה הראשונית על-ידי לחיצה על עומס, דפדוף בתיקיית ההקלטה ובחירת אחד מקבצי הנתונים הקופצים (. ntt,. ntt).
    3. בחר נוירונים אחד או מספר שיפעיל גירוי על ידי לחיצה על תיבת הסימון מתחת לטפסי גל מותווים.
    4. הגדר את המספר המינימלי של נוירונים שיפעילו גירוי על ידי הקלדת מספר שלם בתיבת הטקסט "התאמות מינימום" ; ולהגדיר את חלון הזמן שבו קוצים התואמים צורות גל שונות נחשבים שיתוף פעיל על ידי הקלדת מספר בתיבת הטקסט "חלון".
    5. לחץ על העבר כדי להתחיל. זה יתחיל הפעלה מקוונת של אירועים (צלילים כברירת מחדל) מבוסס על פעילות העולה של נוירונים שנבחרו.

תוצאות

העכברושים שנולדו וגדלו באתר היו נובעת לטיפול במשך שבועיים לפני הניסוי. כונן הקלטה הושתל באופן כירורגי, בדומה לשיטות שתוארו בעבר28,29,30,31,32,33,34. האותות העצביים הוקל?...

Discussion

הפרוטוקול המתואר כאן, מראה כיצד להשתמש במערכת הקלטה נוירולוגית סטנדרטית כדי לבצע גירוי בלולאה סגורה. פרוטוקול זה מאפשר למדענים מוגבלים עם מומחיות מוגבלת במדעי המחשב כדי ליישם במהירות מגוון של ניסויים לולאה סגורה עם עלות קטנה. ניסויים אלה נחוצים לעתים קרובות כדי ללמוד אינטראקציות סיבתי ב...

Disclosures

למחברים אין כל ניגוד אינטרסים שקשור לעבודה זו.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענקים NSERC דיסקברי אל ו AG.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
BaytrilBayer, Mississauga, CADIN 02169428antibiotic; 50 mg/mL
Cheetah 6.4NeuraLynx, Tucson, AZ6.4.0.betaSoftware interfaces for data acquisition 
Digital Lynx 4SXNeuraLynx, Tucson, AZ4SXrecording equipment
Headstage transmitterTBSIB10-3163-GKtransmits the neural signal to the receiver
IsofluraneFresenius Kabi, Toronto, CADIN 02237518inhalation anesthetic
Jet Denture Powder & LiqudLang Dental, Wheeling, US1230dental acrylic
Lacri-LubeAllergan, Markham, CADIN 00210889eye ointment
Lido-2Rafter 8, CalgaryDIN 00654639local anesthetic; 20 mg/mL
MatlabMathworksR2018bsoftware for signal processing and triggering external events
MetacamBoehringer, Ingelheim, DEDIN 02240463analgesic; 5 mg/mL
NetcomNeuraLynxv1Application Programming Interface (API) that communicates with Cheetah
Silicone probeCambridge NeurotechASSY-156-DBC2implanted device
SpikeSort 3D NeuraLynx, Tucson, AZSS3Dspike waveform-to-cell classification tools
Wireless Radio ReceiverTBSI911-1062-00transmits the neural signal to the Digital Lynx

References

  1. Grosenick, L., Marshel, J. H., Deisseroth, K. Closed-loop and activity-guided optogenetic control. Neuron. 86 (1), 106-139 (2015).
  2. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nature Protocols. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  3. Siegle, J. H., Wilson, M. A. Enhancement of encoding and retrieval functions through theta phase-specific manipulation of hippocampus. Elife. 3, 03061 (2014).
  4. Paz, J. T., et al. Closed-loop optogenetic control of thalamus as a tool for interrupting seizures after cortical injury. Nature neuroscience. 16 (1), 64-70 (2013).
  5. Krook-Magnuson, E., Armstrong, C., Oijala, M., Soltesz, I. On-demand optogenetic control of spontaneous seizures in temporal lobe epilepsy. Nature Communications. 4, 1376 (2013).
  6. Berényi, A., Belluscio, M., Mao, D., Buzsáki, G. Closed-loop control of epilepsy by transcranial electrical stimulation. Science. 337 (6095), 735-737 (2012).
  7. Peters, T. E., Bhavaraju, N. C., Frei, M. G., Osorio, I. Network system for automated seizure detection and contingent delivery of therapy. Journal of Clinical Neurophysiology. 18 (6), 545-549 (2001).
  8. Fountas, K. N., Smith, J. . Operative Neuromodulation. , 357-362 (2007).
  9. Heck, C. N., et al. Two-year seizure reduction in adults with medically intractable partial onset epilepsy treated with responsive neurostimulation: final results of the RNS System Pivotal trial. Epilepsia. 55 (3), 432-441 (2014).
  10. Osorio, I., et al. Automated seizure abatement in humans using electrical stimulation. Annals of Neurology. 57 (2), 258-268 (2005).
  11. Sun, F. T., Morrell, M. J., Wharen, R. E. Responsive cortical stimulation for the treatment of epilepsy. Neurotherapeutics. 5 (1), 68-74 (2008).
  12. Fountas, K. N., et al. Implantation of a closed-loop stimulation in the management of medically refractory focal epilepsy. Stereotactic and Functional Neurosurgery. 83 (4), 153-158 (2005).
  13. Abbott, A. Neuroprosthetics: In search of the sixth sense. Nature. 442, (2006).
  14. Venkatraman, S., Elkabany, K., Long, J. D., Yao, Y., Carmena, J. M. A system for neural recording and closed-loop intracortical microstimulation in awake rodents. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (1), 15-22 (2009).
  15. Nguyen, T. K. T., et al. Closed-loop optical neural stimulation based on a 32-channel low-noise recording system with online spike sorting. Journal of Neural Engineering. 11 (4), 046005 (2014).
  16. Laxpati, N. G., et al. Real-time in vivo optogenetic neuromodulation and multielectrode electrophysiologic recording with NeuroRighter. Frontiers in Neuroengineering. 7, 40 (2014).
  17. Su, Y., et al. A wireless 32-channel implantable bidirectional brain machine interface. Sensors. 16 (10), 1582 (2016).
  18. Ciliberti, D., Kloosterman, F. Falcon: a highly flexible open-source software for closed-loop neuroscience. Journal of Neural Engineering. 14 (4), 045004 (2017).
  19. Luczak, A., Bartho, P., Harris, K. D. Gating of sensory input by spontaneous cortical activity. The Journal of Neuroscience. 33 (4), 1684-1695 (2013).
  20. Luczak, A., Barthó, P., Harris, K. D. Spontaneous events outline the realm of possible sensory responses in neocortical populations. Neuron. 62 (3), 413-425 (2009).
  21. Schjetnan, A. G., Luczak, A. Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat. Journal of Visualized Experiments. (56), (2011).
  22. Bermudez Contreras, E. J., et al. Formation and reverberation of sequential neural activity patterns evoked by sensory stimulation are enhanced during cortical desynchronization. Neuron. 79 (3), 555-566 (2013).
  23. Girardeau, G., Benchenane, K., Wiener, S. I., Buzsáki, G., Zugaro, M. B. Selective suppression of hippocampal ripples impairs spatial memory. Nature Neuroscience. 12 (10), 1222-1223 (2009).
  24. Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat. Journal of Visualized Experiments. (56), (2011).
  25. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. Journal of Visualized Experiments. (61), e3568 (2012).
  26. Sariev, A., et al. Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus. Journal of Visualized Experiments. (128), e56438 (2017).
  27. Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsáki, G. Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements. Journal of Neurophysiology. 84 (1), 401-414 (2000).
  28. Jiang, Z., et al. TaiNi: Maximizing research output whilst improving animals' welfare in neurophysiology experiments. Scientific Reports. 7 (1), 8086 (2017).
  29. Gao, Z., et al. A cortico-cerebellar loop for motor planning. Nature. 563 (7729), 113 (2018).
  30. Neumann, A. R., et al. Involvement of fast-spiking cells in ictal sequences during spontaneous seizures in rats with chronic temporal lobe epilepsy. Brain. 140 (9), 2355-2369 (2017).
  31. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  32. McNaughton, B. L. . Google Patents. , (1999).
  33. Wilber, A. A., et al. Cortical connectivity maps reveal anatomically distinct areas in the parietal cortex of the rat. Frontiers in Neural Circuits. 8, 146 (2015).
  34. Mashhoori, A., Hashemnia, S., McNaughton, B. L., Euston, D. R., Gruber, A. J. Rat anterior cingulate cortex recalls features of remote reward locations after disfavoured reinforcements. Elife. 7, 29793 (2018).
  35. Luczak, A., McNaughton, B. L., Harris, K. D. Packet-based communication in the cortex. Nature Reviews Neuroscience. , (2015).
  36. Luczak, A. . Analysis and Modeling of Coordinated Multi-neuronal Activity. , 163-182 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

153

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved