וחזר אורוקנה אל בעכברים

Summary

המטרה של מאמר זה היא לתאר שיטה מעודנת של צנרור העכבר המעבדה. השיטה אינה פולשנית, ולכן אידיאלית למחקרים הדורשים ניטור סדרתי של תפקודי הנשימה ו/או הערכת טיפולים בריאה.

Abstract

הספרות מתארת מספר שיטות לצנרור העכבר המחייב הדמיה של הגלוטיס דרך חלל הפה או החתך בצוואר הגחוני לאישור ישיר של צינורית המיקום בקנה הנשימה. הקושי היחסי או טראומת הרקמה הנגרמת לנושא על ידי הליכים כאלה יכול להיות מכשול ליכולת של חוקר לבצע לימודי אורך. מאמר זה ממחיש טכניקה שבה מניפולציה פיזית של העכבר בעקבות השימוש דפילציה כדי להסיר שיער מפני הצוואר הגחוני היתרי ויזואליזציה של קנה הנשימה עבור צנרור הקנה מידה ללא קשר למידת העור פיגמנטציה. שיטה זו אינה מזיק לנושא ומושגת בקלות בהבנה מוגבלת של אנטומיה מורבית. גישה מעודנת זו מקלה על צנרור חוזר, אשר עשוי להיות נחוץ לניטור ההתקדמות של המחלה או החוסר הטיפול בטיפולים. שימוש בשיטה זו עלול לגרום לירידה של מספר בעלי החיים והמיומנות הטכנית נדרש למדוד את תפקוד הריאות בדגמי העכבר של מחלת הנשימה.

Introduction

עכבר המעבדה הוא מודל נפוץ בעלי חיים למחלת הנשימה האנושית. לפיכך, ישנן מספר שיטות שפורסמו עבור צנרור העכבר לצורך הן החוסר של טיפולים ומדידה של מכניקת הנשימה. רוב ההליכים המתוארים דורשים ויזואליזציה של glottis דרך חלל הפה עם ציוד מיוחד כגון לרינגוסקופ או מקור האור סיבים אופטיים^{1,2,3,4,5,6,7}. עם זאת, זה יכול להיות קשה כאשר צינורית גדולה יחסית נדרש, כפי שהוא יכול לטשטש את ההשקפה של החוקר. לימוזין ואח '⁸ התייחסו דאגה זו עם שיטה של צנרור שבו חתך עורית קטן מורכב לאורך קו האמצע של הצוואר הגחוני המאפשר ויזואליזציה של קנה הנשימה. בעקבות ההליך, החתך סגור עם דבק רקמה.

למחקרים הדורשים הזנה חוזרת ונשנית של האתר, מחייב ביתור וסגירה רצופים של שולי העור ופגיעת רקמות בצוואר הגחון. מטרת הגישה ויזואליזציה של קנה הנשימה הטרנסעורית לצנרור אוראלי היא לספק טכניקה מעודנת, לא פולשנית המתאימה במיוחד למחקרי צנרור חוזרות ולאירועי צנרור בודדים בעכברים.

Protocol

כל הפעילויות בעלי חיים המתוארים כאן אושרו על ידי הוועדה לטיפול בבעלי חיים מוסדיים (IACUC) של אוניברסיטת אוהיו ונערכו במתקנים מוסמכים AAALAC.

1. הכנה לפרוצדורה

1. . בנו את פלטפורמת הצנרור כדי להשיג את מדרון הפלטפורמה המתאים, השתמש באוגדן בגודל 3 אינץ ' (7.6 ס מ). מקפלים 15 כדי 20 ס מ באורך של 3-0 משי או חומר חוט אחר במחצית ולדבוק את קצות החוט לחלק העליון של פלטפורמת נוטה עם קלטת ליצור לולאה ההשעיה (איור 1).
2. בחרו צינורית בגודל ובאורך המתאימים.
   הערה: עבור a 20-30 גרם עכבר, a 1-1.5 אינץ ' (2.5-3.8 ס מ) ארוך קטטר עד 18 G ניתן להשתמש. עבור מחקר זה, 18 שבוע נקבה BALB/c ו 10-שבוע-בן C57BL/6 עכברים (n = 3 של כל זן) שימשו. מעטפת קטטר לבן אטום מספק את ההדמיה הטוב ביותר טרנסעורית.
3. חותכים שיקוע בקצה המרוחק של הצנתר ולהחליק את המשטח לחתוך עם נייר מחוספס כדי ליצור קצה משופע מעוגל. בעדינות ליצור עיקול קל בצינורית בערך 1 ס מ שיקוע (איור 2).
   הערה: קטטר חדש צריך לשמש עבור כל עכבר.
4. להפחית את העכבר עם קטמין (5.4 mg/g משקל הגוף) ו xylazine (16 μg/g הגוף משקל) מנוהל intraperitoneally.  החלת משחה סטרילית בעיניים.
   הערה: עומק הרדמה נכונה מושגת על ידי חוסר תגובה של העכבר לצבוט הבוהן המשרד.
5. להשעות את העכבר במיקום פרקדן על פלטפורמת צנרור ידי חיבור חותכות העליון סביב חוט המשי בחלק העליון של משטח זוויתי (איור 3). ברגע שהעכבר ממוקם במיקום הנכון, בעדינות לתפוס את הבסיס של הזנב ולמשוך את הזנב לכיוון השולחן. מניחים פיסת קלטת מעל בסיס הזנב כדי לאבטח את העכבר.
6. החלת קרם להסרת (טבלת חומרים) לאזור צוואר הרחם הגחוני עבור 30-45 לאחר מכן להסיר את כל קרם דפילציה מאזור צוואר הרחם באמצעות גזה יבש. חזור על תהליך היישום במידת הצורך. לשטוף ביסודיות את העור עם מים מלוחים או מזוקקים כדי להסיר כל שאריות ואז לנגב יבש.

2. נוהל צנרור

1. השתמש ישר, מלקחיים שטוח ביד לא דומיננטי כדי למשוך בעדינות את הלשון באופן מספיק פותח את הפה למבוא של צינורית.
   הערה: מלקחיים שן עכברוש לא צריך לשמש כמו זה יגרום נזק ללשון.
2. עם היד הדומיננטית, הקדם את הצינורית לתוך הפה כך שהקצה המרוחק לעיקול הקטן הוא כנגד הגג של פיו של הנבדק.
3. שחררו את הלשון והחליקו את הקצה השטוח של מלקחיים סגורים לאורך הצוואר הגחוני עד לנובריום. ומשטחת את השריר. המכסה את קנה הנשימה קנה הנשימה מופיע כtranscutaneously קו לבן (איור 3A). במקרה הצורך, לסובב את המלקחיים בכיוון הגולגולת תוך שמירה על המתח על העור בכיוון caudal כדי לגרום בלוטות הרוק החוצה למעלה לשיא. תמרון זה יוצר ניגוד רב יותר סביב קנה הנשימה (איור 3B).
   הערה: הימנע כוח מופרז על הצוואר הגחוני כפי שהוא יכול לכווץ את קנה הנשימה ולפגוע בנשימה.
4. מראש את הצינורית תוך כדי לדוג את הקצה המרוחק של הצינורית באמצעות גמישות של היד הדומיננטית באופן סימולטני על פרק כף היד.
5. המיקום הנכון של הצינורית מצוין על ידי ויזואליזציה של הצינורית האטומה בקנה הנשימה (איור 4ב, ד). אם הצינורית מתקדמת מעבר לרמה של מקור שריר הלעיסה וההדמיה של הצינורית בקנה הנשימה לא אושרה, משכי את הצינורית והתנסה שוב את התמרון.
6. אשר מיקום הצינורית הנכונה על ידי חיבור הנורה האינפלציה הריאה לצינורית והתבוננות התרחבות בית החזה עם דיכאון בו של המכשיר.
7. מבלי לחלק את הצינורית, שחרר בזהירות את החותכות של העכבר מפלטפורמת הצנרור. הזז את העכבר לפלטפורמה אופקית (טבלת חומרים) והכנס את הצינורית למתאם על המאוורר. בעקבות האינפלציה העמוקה, לאוורר את העכבר על 60 s ולאחר מכן למדוד עמידות לנשימה.

3. שחזור

1. לאחר ההליך הושלם, להזיז את העכבר לפלטפורמה מחומם. לספק גירוי קבוע באמצעות הבוהן או הזנב צובט לעודד נשימה ספונטנית.
2. האקסון יכול להתרחש כאשר העכבר רק מתחיל ללעוס. אחוז בצינורית ברמת הרכזת ומשוך בעדינות את גולגולת הצינור והרחק מהעכבר עד שהצינורית תוסר לחלוטין מפיו של הנבדק.
   הערה: עדיף לספק תמיכה בדרכי הנשימה עם צינורית נוקשה למשך זמן רב ככל האפשר במהלך תהליך ההחלמה.
3. ברגע שהוא הועבר, להעביר את העכבר לכלוב שחזור נקי עם תמיכה בחום. ברציפות לפקח על העכבר עד שהוא אמבולטורי באופן מלא, והתאוששות הושלמה.

תוצאות

ניטור טורי של פונקציית הריאות הבסיסית
שמונה עשר שבועות נקבה BALB/c ו 10-שבוע בן C57BL/6 עכברים (n = 3 של כל זן) השתמשו בשיטה המתוארת ביום 0, 3, 10, ו -17. בעקבות צנרור בכל יום, הנושא היה מחובר מאוורר מכני שסופקו עם 100% חמצן (טבלת חומרים). עמידות בדרכי הנשימה (Rrs) נמדדה באמצעות טכניקת התנודה ...

Discussion

צנרור באמצעות טכניקת ההדמיה הטרנסעורית מציעה גישה מעודנת לשיטת חתך העור הסטנדרטית. בתשומת לב מיוחדת למספר שלבים מרכזיים, ניתן להשיג צנרור בקלות ובמהירות. החיה חייבת להיות ממוקם הגון בתוך שכיבה על פלטפורמת הצנרור עם העכבר מאובטח בנסיגה עדינה. זה יהיה להאריך את בעל החיים ליישור אנכי מיקום ?...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
18Gx1 1/4" intravenous catheter, Safelet	Fisher Scientific	#14-841-14	Cannula for intubation
70% ethanol, 10L	Fisher Scientific	25467025	Cleaning cannula
Abrasive paper (sandpaper)	Porter-Cable	74001201	Cannula preparation
AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml)	Akorn Animal Health	NDC# 59399-111-50	Anesthesia
Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds)	Fisher Scientific	15966	Restraint on intubation platform
Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0)	Henry Schein	Item #1007842	Intubation platform
Deltaphase Isothermal Pad	Braintree Scientific	39DP	Mouse thermoregulation and recovery
Deltaphase Operating Board	Braintree Scientific	39OP	Mouse recovery (prior to extubation)
Distilled water	ThermoFisher	15230253	Cleaning mouse following depilation
Eye Scissors, angled, sharp/sharp	Harvard Apparatus	72-8437	Cannula preparation
FlexiVent (FX Module 2)	Scireq	N/A	Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)
Gauze sponges	Fisher scientific	13-761-52	Hair removal
Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders	Staples	24690CT	Intubation platform
Instat Software	Graphpad	N/A	Statistical analysis software
Insulin syringe (0.5 cc, U100)	Fisher Scientific	329461	Anesthesia administration
Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml)	Llyod Laoratories	List No. 4871	Anesthesia
Lung inflation bulb	Harvard Apparatus	72-9083	Confirm cannula placement
Micro Forceps, Curved, Smooth	Harvard Apparatus	72-0445	Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization
Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle	Church & Dwight	42010440	Hair removal
Sterile saline (0.9%), 10 ml	Fisher Scientific	NC9054335	Anesthesia, cleaning skin following hair removal