マウスにおける反復性の耳管挿管

要約

この記事の目的は、実験室のマウスの挿管の洗練された方法を説明することです。この方法は非侵襲的であり、したがって、呼吸機能の連続モニタリングおよび/または肺への治療の注入を必要とする研究に理想的である。

要約

文献は、口腔を通して、または腹管のカニューレ配置を直接確認するために腹側頸部の切開を通して、神経節の視覚化を必要とするマウス挿管のためのいくつかの方法を記述する。このような処置によって被験者に誘発される相対的な困難または組織外傷は、長手方向の研究を行う研究者の能力を妨げる可能性がある。この記事では、脱毛剤を使用して腹側頸部から毛髪を取り除くマウスの物理的操作により、皮膚の程度に関係なく口腔内挿管のための気管の経皮的な視覚化が可能になる技術を示します。色素 沈着。この方法は、被験者に無害であり、マウスの解剖学の限定的な理解と容易に達成される。この洗練されたアプローチは、繰り返し挿管を容易にし、疾患の進行または治療の点込を監視するために必要な場合があります。この方法を用い、呼吸器疾患のマウスモデルにおける肺機能の測定に必要な動物数および技術スキルの減少をもたらす可能性がある。

概要

実験室用マウスは、ヒト呼吸器疾患の一般的な動物モデルです。したがって、治療の吸入と呼吸力学の測定の両方を目的としたマウス挿管のためのいくつかの公表された方法があります。記載された手順のほとんどは、喉頭鏡または光^,ファイバー光源^{,,1、2、3、4、5、6、72}などの特殊な装置を用いて口腔¹を通してグロティスの視覚化^{6を必要とする7}。^,345しかし、研究者の見解をあいまいにすることができるので、比較的大きなカニューレが必要な場合、これは困難な場合があります。Limjunyawongら⁸は、小さな切開が腹管の首の正中線に沿って行われる挿管の方法でこの懸念に対処し、気管の視覚化を可能にした。手順に従って、切開部は、組織接着剤で閉じる。

頻繁に繰り返される挿管を必要とする研究のために、このサイトの連続的な切開および閉鎖は、腹側頸部に皮膚マージンおよび組織外傷の脱ブリードを必要とする。口腔挿管への経皮的気管可視化アプローチの目的は、マウスにおける単一の挿管イベントと同様に、繰り返し挿管試験に特に適した洗練された非侵襲的な手法を提供することにある。

プロトコル

ここに記載されているすべての動物活動は、オハイオ州立大学の施設動物のケアと使用委員会(IACUC)によって承認され、AAALAC認定施設で行われました。

1. 手続き準備

1. 挿管プラットフォームを構築します。適切なプラットフォームの傾斜を達成するには、3インチ(7.6 cm)の3リングバインダーを使用してください。長さ 15~20 cm の 3~0 シルクまたはその他の糸材質を半分に折り、ねじの端をテープで傾斜したプラットフォームの上部に貼り付けて、サスペンションループを作成します(図1)。
2. 適切なサイズと長さのカニューレを選択します。
   注:20-30 g マウスの場合、18 G までの長いカテーテルを 1~1.5 インチ(2.5-3.8 cm)で使用できます。本研究では、18週齢の雌BALB/cおよび10週齢のC57BL/6マウス(n=各株の3)を使用した。不透明な白いカテーテルのシースは最もよい経皮視覚化を提供する。
3. カテーテルの遠位先端でベベルをカットし、研磨紙でカット面を滑らかにし、丸みを帯びたベベル先端を作成します。ベベルから約1cmのカニューレに緩やかに曲げます(図2)。
   注:新しいカテーテルは、各マウスに使用する必要があります。
4. ケタミン(5.4mg/g体重)とキシラジン(16 μg/g体重)でマウスを麻酔し、腹腔内投与します。 無菌眼軟膏を目に塗布する。
   注:適切な麻酔深さは、しっかりとしたつま先ピンチに対するマウスの応答の欠如によって達成される。
5. 傾斜面の上部にあるシルク糸の周りに上部切歯を引っ掛けて、挿管プラットフォーム上の上の位置にマウスを吊り下げます(図3)。マウスが底面の不順に配置されたら、尾の底をそっと握り、尾をテーブルに向かって引き込みます。テープを尾部の底に置き、マウスを固定します。
6. 30-45sの腹側頸部領域に脱毛クリーム(材料表)を塗布し、乾燥ガーゼを使用して子宮頸部領域からすべての脱毛クリームを取り除きます。必要に応じて、申請プロセスを繰り返します。生理食い物または蒸留水で皮膚を十分に洗い流し、残留物を取り除き、乾燥させて拭きます。

2. 挿管手順

1. 非支配的な手にまっすぐで平らな鉗子を使用して、カニューレの導入のために口を十分に開く方法で舌を穏やかに引き込みます。
   注:ラット歯の鉗子は舌を傷つけるため使用すべきではない。
2. 支配的な手で、カンヌラを口の中に進め、わずかな曲がりに遠位する端が被験者の口の屋根に向かうようします。
3. 舌を離し、閉じた鉗子の平らな端を腹側首に沿って突き止めて、マニュブリウムに達するまでスライドさせます。この動きは唾液腺を横に置き換え、気管を覆う筋肉を平らにする。気管は白い線として経皮的に現れる(図3A)。必要に応じて、皮膚の緊張を尾方向に保ちながら、皮膚の緊張感を維持しながら、角蓋腺をピークにして、クスプを回転させます。この操作は、気管の周囲にコントラストを作り出します(図3B)。
   注:気管を崩壊させ、呼吸を損なう可能性がありますので、腹側の首に過度の力を避けます.
4. カニューレを進めながら、手首の同時屈曲で支配的な手の回覧によってカニューレの先端を腹腹に同時に引きずります。
5. カニューレの適切な配置は、気管内の不透明なカニューレの視覚化によって示される(図4B,D)。カニューレがマッセター筋の起源のレベルを超えて進められており、気管内のカニューレの視覚化が確認されていない場合は、カニューレを引き込んで操縦を再試行する。
6. 肺インフレーション電球をカニューレに接続し、装置の同時うつ病で胸部膨張を観察することによって、適切なカニューレ配置を確認します。
7. カニューレを置き換えることなく、挿管プラットフォームからマウスの切歯を慎重に外します。マウスを水平プラットフォーム(材料表)に移動し、カニューレを人工呼吸器のアダプターに挿入します。深い膨張に続いて、60 sのためにマウスを換気し、呼吸抵抗を測定する。

3. 回復

1. 手順が完了したら、マウスを温めのプラットフォームに移動します。自発的な呼吸を促すために、軽いつま先または尾のピンチを介して一定の刺激を提供します。
2. 外挿は、マウスが噛み始めたときに発生する可能性があります。ハブのレベルでカニューレをつかみ、カニューレが被験者の口から完全に取り除かれるまで、チューブをマウスからそっと引き離します。
   注:回復過程の間にできるだけ長く堅いカニューレと気道の支持を提供することが好ましい。
3. 取り出しが完了したら、マウスを熱サポートでクリーンな回復ケージに移します。マウスが完全に歩行し、回復が完了するまで、マウスを継続的に監視します。

結果

ベースライン肺機能の逐次モニタリング
18週齢の雌BALB/cおよび10週齢のC57BL/6マウス(n=各株の3)は、0日目、3日、10日、および17日目に記載された方法を用いて挿管した。毎日挿管に続いて、被験者は100%酸素を供給する機械式人工呼吸器に接続した(材料表)。呼吸抵抗(Rrs)は、5sのために保持された25cm_H2Oに深いインフレーションに続く60sのための強制発振技術を...

ディスカッション

経皮的気管可視化技術を用いた挿管は、標準的な皮膚切開法に対する洗練されたアプローチを提供する。いくつかの重要なステップに特別な注意を払って、挿管は容易かつ迅速に達成することができる。動物は穏やかな引き込みで固定されたマウスと挿管プラットフォームの後尻の不用に真正面に置かれなければなりません。これは、垂直整列に動物を拡張し、挿管のための適切な位置.さら...

資料

Name	Company	Catalog Number	Comments
18Gx1 1/4" intravenous catheter, Safelet	Fisher Scientific	#14-841-14	Cannula for intubation
70% ethanol, 10L	Fisher Scientific	25467025	Cleaning cannula
Abrasive paper (sandpaper)	Porter-Cable	74001201	Cannula preparation
AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml)	Akorn Animal Health	NDC# 59399-111-50	Anesthesia
Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds)	Fisher Scientific	15966	Restraint on intubation platform
Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0)	Henry Schein	Item #1007842	Intubation platform
Deltaphase Isothermal Pad	Braintree Scientific	39DP	Mouse thermoregulation and recovery
Deltaphase Operating Board	Braintree Scientific	39OP	Mouse recovery (prior to extubation)
Distilled water	ThermoFisher	15230253	Cleaning mouse following depilation
Eye Scissors, angled, sharp/sharp	Harvard Apparatus	72-8437	Cannula preparation
FlexiVent (FX Module 2)	Scireq	N/A	Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)
Gauze sponges	Fisher scientific	13-761-52	Hair removal
Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders	Staples	24690CT	Intubation platform
Instat Software	Graphpad	N/A	Statistical analysis software
Insulin syringe (0.5 cc, U100)	Fisher Scientific	329461	Anesthesia administration
Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml)	Llyod Laoratories	List No. 4871	Anesthesia
Lung inflation bulb	Harvard Apparatus	72-9083	Confirm cannula placement
Micro Forceps, Curved, Smooth	Harvard Apparatus	72-0445	Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization
Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle	Church & Dwight	42010440	Hair removal
Sterile saline (0.9%), 10 ml	Fisher Scientific	NC9054335	Anesthesia, cleaning skin following hair removal