JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

פיתחנו מודל עכבר ניוון דיסק בין חולייתי מותני על ידי כריתה של L3– L5 תהליכים תרד יחד עם רצועות סופרה בין ספינים וניתוק של שרירים paraspinous.

Abstract

ניוון דיסק בין חולייתי (IDD) הוא שינוי פתולוגי נפוץ המוביל לכאבי גב תחתון. מודלים מתאימים לבעלי חיים רצויים להבנת התהליכים הפתולוגיים ולהערכת תרופות חדשות. כאן, הצגנו מודל עכבר אי יציבות עמוד השדרה המותני המושרה בניתוח (LSI) המפתח IDD החל מ 1 שבוע לאחר הניתוח. בפירוט, העכבר תחת הרדמה הופעל על ידי חתך בעור בגב התחתון, L3–L5 חשיפה תהליכים תרד, ניתוק של שרירים paraspinous, כריתה של תהליכים ורצועות, וסגירת העור. L4–L5 IVDs נבחרו לתצפית. מודל LSI מפתחת IDD מותני על ידי נקבוביות והיפרטרופיה ב endplates בשלב מוקדם, ירידה בנפח דיסק בין חולייתי, הצטמקות פולפוסוס גרעין בשלב ביניים, ואיבוד עצם בחוליות המותניות (L5) בשלב מאוחר יותר. מודל העכבר LSI יש את היתרונות של יכולת פעולה חזקה, אין דרישה של ציוד מיוחד, רבייה, זול, ותקופה קצרה יחסית של פיתוח IDD. עם זאת, ניתוח LSI הוא עדיין טראומה שגורמת לדלקת בתוך השבוע הראשון שלאחר הניתוח. לכן, מודל זה של בעלי חיים מתאים לחקר IDD מותני.

Introduction

ניוון דיסק בין חולייתי (IDD) נתפס בדרך כלל בהזדקנות ואפילו צעירים הנגרמים על ידי גורמים רבים1. ניתוח לחולים הסובלים IDD, גרימת כאבי גב תחתון ותנועה לקויה, מבוצע בדרך כלל בשלב מאוחר יותר או במקרים חמורים ויש לו סיכונים פוטנציאליים כגון אי איחוד או זיהום2. טיפול אידיאלי שאינו אופרטיבי דורש הבנה מקיפה של מנגנון IDD. המודל החייתי IDD משמש ככלי חיוני למחקרים של מנגנון IDD והערכת טיפול IDD.

בעלי חיים גדולים יותר נבחרו עבור מודלים IDD כגון פרימטים, כבשים, עזים, כלבים, וארנבות בשל הדמיון שלהם עם המבנה האנטומי האנושי במידה רבה ואת operability חזק במונחים של גודל דיסקים בין חולייתיים (הפריה חוץ גופית)3,4,5,6,7,8. עם זאת, מודלים אלה של בעלי חיים גוזלים זמן רב ואינטנסיביים9. עכבר IVD הוא ייצוג לקוי של IVD האנושי מבוסס על מדידות גיאומטריות של יחס הגובה-רוחב, פולפוסוס גרעין ליחס אזור דיסק, וגובה מנורמל10. למרות ההבדל בגודל, קטע IVD המותני של העכבר מציג תכונות מכניות דומות להפריה חוץ גופית אנושית כגון דחיסה ונוקשות פיתולים11. בנוסף, מודל IDD עכבר יש את היתרון של עלות נמוכה, פיתוח IDD קצר יחסית, ואפשרויות נוספות עבור בעלי חיים מהונדסים גנטית ונוגדנים מנוצלים במחקרים מכניים נוספים12,13,14,15.

מודלי IDD הנגרמים על-ידי ניסויים משתנים מהמרצים והיישומים. לדוגמה, ניוון מטריצה חוץ-תאית (ECM) הנגרמת על ידי קולגנאז מתאים למחקר התחדשות ECM16. פנוטיפ מהונדס גנטית מתאים לחקר תפקוד הגנים בתהליך IDD ובטיפולים גנטיים17. Annulus פיברוסוס חתך ומודלים עשן לחקות טראומה ולא דלקת המושרה IDD12,18.

חוסר יציבות בעמוד השדרה (SI) מוביל לעמוד שדרה לא יציב שאינו במצב אופטימלי של שיווי משקל. זה יכול להיגרם על ידי תנועה חריגה של קטע תנועה מותנית בשל החולשה של הרקמה התומכת שמסביב כגון רצועות ושרירים. זה גם נראה בדרך כלל לאחר ניתוח היתוך עמוד השדרה19. SI נחשב כגורם העיקרי של IDD. לכן, אנו שואפים לפתח מודל עכברי SI (המתמקד בעמוד השדרה המותני) המחקה את תהליך IDD האנושי20,21.

בפרוטוקול, הצגנו את ההליך של יצירת מודל אי יציבות עמוד השדרה המותני (LSI) על ידי כריתה של המותני השלישי (L3)כדי מותני החמישי (L5)תהליכים מסתובבים יחד עם הרצועות העל-ראשיות והאינטרספין(איור 1A,B). המודל החייתי מפתח IDD כבר שבוע לאחר הניתוח כפי שמוצג על ידי היפרטרופיה ונקבוביות ב endplates (EPs). נפח IVD מתחיל להקטין 2 שבועות לאחר הניתוח דרך 16 שבועות יחד עם ציון IVD מוגבר, אשר מציין את מידת IDD. אנו מאמינים כי ההליך המפורט והדמיינו שימושי לחוקרים כדי להקים את מודל העכבר LSI במעבדה שלהם ולהחיל על מחקר IDD לפי הצורך.

Protocol

החקירות המתוארות תואמות את ההנחיות לטיפול ושימוש בחיות מעבדה של המכונים הלאומיים לבריאות ואושרו על ידי אוניברסיטת שנגחאי לרפואה סינית מסורתית טיפול בבעלי חיים ושימוש בוועדה. כל המניפולציות הכירורגיות בוצעו בהרדמה עמוקה ובעלי החיים לא חוו כאבים בשום שלב במהלך ההליך.

1. הכנה טרום ניתוחית

  1. עיקור מכשירים: מכשירים כירורגיים מעוקרים בקיטור במובלעת אוטומטית (121 מעלות צלזיוס למשך 15 דקות) לפני הניתוח. לארוז מכשירים במיכל מתכת ולתחזק אותם עד שהם משמשים בניתוח.
  2. הגדרת פלטפורמת ניתוח: להקצות שטח ספסל של לפחות 60 ס"מ x 60 ס"מ לניתוח. יש לנקות את פני השטח עם 75% אלכוהול ולכסות במגבת רפואית חד פעמית. מניחים חבילת מכשירים כירורגיים סטריליים, ריאגנטים, פריטים כירורגיים על מגבת רפואית חד פעמית בתוך 1/3 העליון של האזור. השאירו את 2/3 הנותרים של האזור נקי לניתוח. הוסף משטח חם מתחת כרית כירורגית לתמיכה תרמית.
  3. הכנת בעלי חיים
    1. הנח את החיה (עכברי C57BL/6J, זכר, בן 8 שבועות) לתוך תא האינדוקציה. הפעל את מאדה ברמת אינדוקציה של 4% עבור איזופלורן ו 4 L / min עבור חמצן. לאחר החיה מורדמת לחלוטין, לשמור על ההרדמה עם חרוט האף ואת הלידה הרדמה ברמה של 1.5% עבור איזופלורן ו 0.4 L / min עבור חמצן במהלך הניתוח. לפקח על החיה לנשימה.
    2. החל משחת עיניים הידרוכלוריד כלורטרציקלין כדי למנוע יובש בקרנית במהלך הניתוח.
    3. לגלח את האזור הכירורגי על פני השטח הגבי מאזור בית החזה התחתון לחלק העליון של אזור sacral באמצעות גוזם בעלי חיים קטן. מוציאים את הפרווה המגולחת עם מגבוני רקמה.
    4. החל קרם depilatory על האזור מגולח ולהשאיר אותו שם לא יותר מ 3 דקות. מוציאים את השמנת עם גזה וסומק עם 2 מ"ל של 0.9% מלוחים סטריליים.
    5. הנח כרית גלילית כירורגית בהתאמה אישית (איור 2A) מתחת לבטן העכבר כדי להרים את עמוד השדרה המותני ולהקל על הניתוח.

2. חשיפת המותני השלישי לחמישי המותני (L3–L5) תהליכים מסתובבים

  1. השתמש באצבע המורה כדי לגעת בתהליכים הסיבוביים התת עוריים של החוליות המותניות, שהן חיצוניות יותר, ולהשוות עם חוליות בית החזה וחוליות הסאקרל כדי לזהות את אזור המותני.
  2. לשטוף את העור באמצעות 75% אלכוהול. בצע חתך עור 3-4 ס"מ קו האמצע מעל אזור העצים מאזור אמצע בית החזה אל הירך באמצעות להב אזמל כדי לחשוף את fascia.
  3. זהה את עמוד השדרה המותני על ידי המורפולוגיה של fascia האחורי מוכנס על קצות התהליכים ספינוס. בפירוט, המותני השלישי (L3)אל sacral הראשון (S1)fasciae נבדלים fasciae אחרים על ידי צורות "V" שלהם. קצה ה-"V" האחרון מתחבר ל-sacral הראשון (S1)fascia ועצה ה-"V" הראשון מתאים לתהליך הסיבובי L3 (איור 2B).
  4. הפוך את החתכים בשרירים הצנחניים האחוריים לאורך התהליכים הסיבוביים מ- L3 עד L5 משני הצדדים לרוחב עם להב אזמל(איור 2C). לשלוט בעומק החתך לכיוון ההיבטים כדי להפחית דימום.
  5. הפרד את שכבות השריר באמצעות שתי מלקחיים עיניים כדי לחשוף L3 כדי L5 תהליכים ספיניים ורצועות על-ראשי.

3. כריתה של L3–L5 תהליכים מסתובבים יחד עם הרצועות

  1. הפרד תהליכים מסתובבים אינדיבידואליים על-ידי ניתוק הרצועות הבין-ראשיות באמצעות גזירי ונוס(איור 2D).
  2. נתחו את התהליכים הסיבוביים L3–L5 יחד עם הרצועות הבין-ראשיות עם גזירה של ונוס(איור 2E).
  3. לתפור את חתך העור עם משי סטרילי קלוע (גודל תפר 5.0) ללא חיבור מחדש של השרירים para החוליות.
  4. החל משחת עיניים הידרוכלוריד כלורטרציקלין לאתר הכירורגי.
  5. ניהול Buprenorphine-SR (25 uL לגרם של משקל העכבר) מיד לאחר ניתוח LSI למשככי כאבים.
  6. מניחים את בעלי החיים בתא חם ומנטרים במהלך ההחלמה מההרדמה. לפקח על צריכת מזון ומים לפני החזרת בעלי החיים לכלוב הבית.
  7. לפקח על החיה פעם ביום במשך 3 הימים הראשונים לאחר הניתוח. החיה צריכה להיות מסוגלת לקבל תיאבון נורמלי צריך לרפא ללא סימן של מוגלה, דימום, או נפיחות. ייתכן שיש להם ליקוי קל בתנועה.
  8. בצע פעולות מזויפות רק על ידי ניתוק השרירים הפר החולייתיים האחוריים מחוליות L3–L5.

תוצאות

מודל העכבר LSI מיושם במחקרים של מנגנון IDD, טיפול IDD, ניוון endplate (EP) כגון טרשת נפוצה, ו innervation חושי ב EP20,21,22,23. עכבר LSI מפתח שינויים ניווניים IDD ו- EP, כפי שזוהה, על ידי ירידה בנפח ובגובה IVD, נפח EP מוגבר, ציונים מוגברים IVD ו- EP.

Discussion

פיתחנו את מודל העכבר חוסר היציבות בעמוד השדרה המותני המבוסס על מודל העכבר הספונדילוזיס הצווארי שבו השרירים הפארא חולייתיים האחוריים מהחלאות היו מנותקים והתהליכים הספניים יחד עם הרצועות העל-ראשיות והבין-ראשיות הושלכו מחדש25. ביצענו ניתוח דומה על עמוד השדרה המותני, שיש בו תהל?...

Disclosures

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (81973607) ומחקר ופיתוח תרופות חיוניות (2019ZX09201004-003-032) ממשרד המדע והטכנולוגיה של סין.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Chlortetracycline Hydrochloride Eye OintmentShanghai General Pharmaceutical Co., Ltd.H31021931Prevent eye dry, Prevent wound infection
C57BL/6J male miceTian-jiang Pharmaceuticals Company (Jiangsu, CN)SCXK2018-0004Animal model
Disposable medical towelHenan Huayu Medical Devices Co., Ltd.20160090Platform for surgical operation
Inhalant anesthesia equipmentMIDMARKMatrx 3000Anesthesia
IsofluraneShenzhen RWD Life Technology Co., Ltd.1903715Anesthesia
Lidocaine hydrochlorideShandong Hualu Pharmaceutical Co., Ltd.H37022839Pain relief
Medical suture needleShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd.20S0401JSuture skin
Ophthalmic forcepsShanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd. Surgical Instruments FactoryJD1050Clip the skin
Ophthalmic scissors(10cm)Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd. Surgical Instruments FactoryY00030Skin incision
silk braidedShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd.11V0820Suture skin
Small animal trimmerShanghai Feike Electric Co., Ltd.FC5910Hair removal
Sterile surgical blades(12#)Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd.35T0707Muscle incision
Veet hair removal creamRECKITT BENCKISER (India) LtdNAHair removal
Venus shearsMingren medical equipmentLength:12.5cmClip the muscle and spinous process

References

  1. Makino, H., et al. Lumbar disc degeneration progression in young women in their 20's: a prospective ten-year follow up. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 22 (4), 635-640 (2017).
  2. Lee, Y. C., Zotti, M. G. T., Osti, O. L. Operative management of lumbar degenerative disc disease. Asian Spine Journal. 10 (4), 801-819 (2016).
  3. Wei, F., et al. In vivo experimental intervertebral disc degeneration induced by bleomycin in the rhesus monkey. BMC Musculoskeletal Disorders. 15, 340 (2014).
  4. Lim, K. Z., et al. Ovine lumbar intervertebral disc degeneration model utilizing a lateral retroperitoneal drill bit injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (123), e55753 (2017).
  5. Zhang, Y., et al. Histological features of the degenerating intervertebral disc in a goat disc-injury model. Spine. 36 (19), 1519-1527 (2011).
  6. Bergknut, N., et al. The dog as an animal model for intervertebral disc degeneration. Spine. 37 (5), 351-358 (2012).
  7. Kong, M. H., et al. Rabbit Model for in vivo Study of Intervertebral Disc Degeneration and Regeneration. Journal of Korean Neurosurgical Society. 44 (5), 327-333 (2008).
  8. Gullbrand, S. E., et al. A large animal model that recapitulates the spectrum of human intervertebral disc degeneration. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (1), 146-156 (2017).
  9. Jin, L., Balian, G., Li, X. J. Animal models for disc degeneration-an update. Histology and Histopathology. 33 (6), 543-554 (2018).
  10. O'Connell, G. D., Vresilovic, E. J., Elliott, D. M. Comparative intervertebral disc anatomy across several animal species. 52nd Annual Meeting of the Orthopaedic Research Society. , (2006).
  11. Elliott, D. M., Sarver, J. J. Young investigator award winner: validation of the mouse and rat disc as mechanical models of the human lumbar disc. Spine. 29 (7), 713-722 (2004).
  12. Ohnishi, T., et al. In vivo mouse intervertebral disc degeneration model based on a new histological classification. Plos One. 11 (8), 0160486 (2016).
  13. Vo, N., et al. Accelerated aging of intervertebral discs in a mouse model of progeria. Journal of Orthopaedic Research. 28 (12), 1600-1607 (2010).
  14. Oichi, T., et al. A mouse intervertebral disc degeneration model by surgically induced instability. Spine. 43 (10), 557-564 (2018).
  15. Ohnishi, T., Sudo, H., Tsujimoto, T., Iwasaki, N. Age-related spontaneous lumbar intervertebral disc degeneration in a mouse model. Journal of Orthopaedic Research. 36 (1), 224-232 (2018).
  16. Stern, W. E., Coulson, W. F. Effects of collagenase upon the intervertebral disc in monkeys. Journal of Neurosurgery. 44 (1), 32-44 (1976).
  17. Silva, M. J., Holguin, N. LRP5-deficiency in OsxCreERT2 mice models intervertebral disc degeneration by aging and compression. bioRxiv. , (2019).
  18. Nemoto, Y., et al. Histological changes in intervertebral discs after smoking and cessation: experimental study using a rat passive smoking model. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 11 (2), 191-197 (2006).
  19. Mulholland, R. C. The myth of lumbar instability: the importance of abnormal loading as a cause of low back pain. European Spine Journal. 17 (5), 619-625 (2008).
  20. Bian, Q., et al. Mechanosignaling activation of TGFβ maintains intervertebral disc homeostasis. Bone Research. 5, 17008 (2017).
  21. Bian, Q., et al. Excessive activation of tgfβ by spinal instability causes vertebral endplate sclerosis. Scientific Reports. 6, 27093 (2016).
  22. Ni, S., et al. Sensory innervation in porous endplates by Netrin-1 from osteoclasts mediates PGE2-induced spinal hypersensitivity in mice. Nature Communications. 10 (1), 5643 (2019).
  23. Liu, S., Cheng, Y., Tan, Y., Dong, J., Bian, Q. Ligustrazine prevents intervertebral disc degeneration via suppression of aberrant tgfβ activation in nucleus pulposus cells. BioMed Research International. 2019, 5601734 (2019).
  24. Boos, N., et al. Classification of age-related changes in lumbar intervertebral discs: 2002 Volvo Award in basic science. Spine. 27 (23), 2631-2644 (2002).
  25. Miyamoto, S., Yonenobu, K., Ono, K. Experimental cervical spondylosis in the mouse. Spine. 16, 495-500 (1991).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

170in vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved