מודל ארנב תרגומי של קצב לב כרוני

Summary

אנו מציגים מודל לפורין זעיר פולשני של קצב לב ארוך טווח שניתן להשתמש בו לקצב מלאכותי ופיתוח אי ספיקת לב במחקרים פרה-קליניים.

Abstract

מודלים של בעלי חיים של קצב לב מועילים לבדיקת מכשירים חדשניים, לחקר הפתופיזיולוגיה של קצב לב מלאכותי, ולחקר קרדיומיופתיה הנגרמת על ידי הפרעות קצב ואי ספיקת לב לאחר מכן. נכון לעכשיו, רק כמה מודלים כאלה זמינים, והם דורשים בעיקר משאבים נרחבים. אנו מדווחים על מודל ניסויי חדש של קצב לב ביונקים קטנים עם פוטנציאל לחקור אי ספיקת לב הנגרמת על ידי הפרעות קצב.

בשישה ארנבים לבנים מניו זילנד (משקל ממוצע: 3.5 ק"ג) בהרדמה כללית נותח אזור הצוואר והוכנס עופרת קצב אחת דרך וריד הצוואר החיצוני הימני. באמצעות הנחיה פלואורוסקופית, העופרת קודמה עוד יותר לקודקוד החדר הימני, שם היא יוצבה באמצעות קיבוע פסיבי. לאחר מכן חובר קוצב לב ונקבר בכיס תת עורי.

השתלת קוצב הלב הייתה מוצלחת עם ריפוי טוב; האנטומיה של הארנב חיובית למיקום העופרת. במהלך 6 חודשים של מעקב עם קצב לסירוגין, הפוטנציאל הממוצע החישה של שריר הלב היה 6.3 mV (מינימום: 2.8 mV, מקסימום: 12 mV), ועכבת העופרת הממוצעת שנמדדה הייתה 744 Ω (דקות: 370 Ω, מקסימום: 1014 Ω). סף הקצב היה בתחילה 0.8 וולט ± 0.2 וולט ונשאר יציב במהלך המעקב.

המחקר הנוכחי הוא הראשון שמציג קצב לב טרנסוורידי מוצלח במודל של יונקים קטנים. למרות הגודל ושבריריות הרקמות, מכשור בגודל אנושי עם התאמות יכול לשמש בבטחה לקצב לב כרוני, ולכן מודל חדשני זה מתאים לחקר התפתחות קרדיומיופתיה הנגרמת על ידי הפרעות קצב ופתופיזיולוגיה של אי ספיקת לב כתוצאה מכך.

Introduction

במחקר אי ספיקת לב ופיתוח קצב לב, מודלים תרגומיים נדרשים לעתים קרובות לבדיקות פרה-קליניות¹. יתר על כן, מכשירים, חומרים ושכלולי עופרת חדשניים צריכים להיבדק עבור הסיבוכים הפוטנציאליים שלהם לפני השימוש הקליני שלהם. לפיכך, מודלים של קצב לב יש מגוון רחב של יישומים, כולל ניתוח של קצב לב בקצב מלאכותי ואת המחקר של ההשפעות הפתופיזיולוגיות שלהם על תפקוד הלב ^2,3. ניסויי קרדיומיופתיה הנגרמים על ידי קצב לב או טכיקרדיה יכולים להשתמש במודלים בגדלים שונים של בעלי חיים, עם התפתחות של אי ספיקת לב בתוך שבועות של קצב גבוה 1,3,4,5.

מחקרים קודמים דיווחו על שימוש במודלים של בעלי חיים גדולים - חזירים, כלבים ושחלתיים - ביישומים כאלה ^2,3,6. עם זאת, זמינותם של דגמים אלה מוגבלת, והם דורשים משאבים נרחבים לניתוחים וטיפול בבעלי חיים. לעומת זאת, השימוש ביונקים קטנים יכול לתת מענה לחששות שהוזכרו לעיל, וכתוצאה מכך לשמש מודל מחקרי אופטימלי ובר השגה. עם זאת, מחקרי קצב לב על יונקים קטנים דווחו רק לעתים רחוקות, וזה יכול להיות בגלל האנטומיה העדינה שלהם, שבריריות הרקמות, וקצב גבוה יותר נדרש 7,8,9,10,11,12.

רק מודלים כירורגיים של מוליכי קצב מושתלים חלקית עם קוצבי לב חיצוניים^11,12 או מכשירי קצב מיקרוסקופיים אלחוטיים 5,7,8,9 שימשו במחקרי קוצבי לב של יונקים קטנים, אך למיטב ידיעתנו, השימוש במערכות קוצב לב מושתלות במלואן^, בגודל אנושי ותוך ורידי לא דווח עד כה. עדויות קודמות במודלים של לפורין מראות כי קצב לב מהיר לאורך שבועות מוביל לדיכאון שריר הלב^11,12. מאמר זה מציג את המודל המעשי הראשון של יונקים קטנים, המדגים השתלה מוצלחת של קוצב לב בגודל אנושי בארנבות. המתודולוגיה המתוארת שואפת להציג מודל רלוונטי מבחינה קלינית של קצב הלב וניתן לתרגם אותה באופן הדוק למחקרים בבני אדם של קרדיומיופתיה הנגרמת מטכיקרדיה או קצב והפתופיזיולוגיה של אי ספיקת לב כתוצאה מכך ^2,11,12.

Protocol

פרוטוקול ניסויי זה נבדק ואושר על ידי ועדת המומחים המוסדית לבעלי חיים בפקולטה הראשונה לרפואה, אוניברסיטת צ'ארלס, ובוצע במעבדה הניסויית של האוניברסיטה, המחלקה לפיזיולוגיה, הפקולטה הראשונה לרפואה, אוניברסיטת צ'ארלס בפראג, צ'כיה, בהתאם לחוק מס '246/1992 Coll. להגנה על בעלי חיים מפני אכזריות. כל בעלי החיים טופלו וטופלו בהתאם למדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה, מהדורה 8, שפורסם על ידי National Academies Press, 2011. כל ההליכים בוצעו על פי מוסכמות וטרינריות סטנדרטיות בנוכחות ובהנחיית וטרינר מורשה. שישה ארנבים לבנים מניו זילנד נכללו בסדרת ניסויים זו. משקל גופם הממוצע היה 3.5 ק"ג ± 1 ק"ג ביום השתלת קוצב הלב. כל הערכים מבוטאים כממוצע ±- SEM, ובמידת הצורך, בטווחים של ערכי מינימום ומקסימום שנמדדו. ערך P < 0.05 נחשב משמעותי. עבור מאסטרינג מוצלח של הטכניקה, מיומנויות בסיסיות בהרדמה בעלי חיים וניתוח נחוצים; ניסיון קודם עם קצב לב מומלץ אך לא חובה.

1. טיפול טרום ניתוחי

1. לאפשר לארנבים להתאקלם במתקן הדיור שלהם למשך שבועיים לפחות ולהרגיש בנוח עם מגע אנושי ומניפולציה כדי להקל על הטיפול והניהול של בעלי החיים ביום הניתוח.
2. האכילו את בעלי החיים בחציר ובדיאטת ארנב כדורי על בסיס חציר. לספק מים מתוקים במרווחי זמן קבועים.
3. לבצע בדיקה יומית קצרה של חיוניותם (חום גוף, קצב נשימה) ומצבם הכללי, כולל צריכה תזונתית אופטימלית והיעדר מצוקה.

2. הרדמה, טרום תרופות ומעקב

1. לאחר 30 דקות של צום, לתת premedication: buprenorphine (0.01-0.04 מ"ג / ק"ג IM), midazolam (0.3-0.6 מ"ג / ק"ג IM), medetomidine (0.03-0.06 מ"ג / ק"ג IM), וקטמין (5-10 מ"ג / ק"ג IM).
2. החדרת צינורית לווריד האוזן השולי לצורך שימוש תרופתי תוך ורידי. איסוף דגימות דם באמצעות צינורות בנפח נמוך (0.5 מ"ל) לניתוחים המטולוגיים וביוכימיים.
3. גלחו את עור הארנב באמצעות מכונת גילוח באזור הצוואר הימני בצוואר - אתר הניתוח - ועל הגפיים כדי לחבר את האלקטרודות לניטור אק"ג. התגלח בזהירות, כמו העור של ארנבים הוא רגיש בקלות לגירוי דמעות קטנות נראים בדרך כלל.
4. הניחו את בעל החיים על כרית חימום למניעת היפותרמיה.
5. עקוב אחר התפקודים החיוניים, כולל אק"ג, טמפרטורת גוף פי הטבעת וריווי חמצן על ידי אוקסימטר דופק, בהתאם לפרוטוקול ההרדמה.
6. הניחו מסכה על פיו ואפו של בעל החיים והדקו אותה באמצעות חותם גומי סביב פני החיה. השתמש משחה כדי להגן על העיניים של החיה מפני יובש.
7. כדי להשיג הרגעה נאותה, לספק לבעלי החיים איזופלורן (מעורבב עם חמצן) באמצעות מסכת הפנים. יש להתחיל בריכוז של 3.5% ולהפחית לפי הצורך בהתאם לתגובות בעל החיים מבחינת רפלקס קרנית מודחק ותגובת כאב מוטורי.
   הערה: כדי להפחית את הסיכון לפגיעה ריאתית במהלך ההרדמה, מומלץ אוורור ספונטני, אך יש לשמור על מכונת הנשמה ידנית או אוטומטית של היילוד במקרה של היפוונטילציה.
8. הכינו את כל המכשור הסטרילי.
9. מקם את החיה על שולחן פלואורוסקופיה. יש ללבוש ציוד מגן אישי מלא.

3. השתלת עופרת חדרית

1. אתר את וריד הצוואר החיצוני וסמן את מיקומו על העור.
2. לעקר את האזור כולו באמצעות povidone-יוד ולהמשיך לכסות את האתר של הניתוח עם וילון סטרילי עם חור מעל האזור jugular מסומן.
3. בצע חתך על העור במקביל מעל הווריד הצווארי המסומן. אתר את וריד הצוואר החיצוני ובודד אורך של 1 ס"מ מהרקמה הסיבית הסמוכה ומצרור כלי הדם. מצא את עורק התרדמה להתמצאות וכדי למנוע את פציעתו.
4. צור כיס ברקמה התת עורית כדי להכיל את קוצב הלב. השתמש מספריים עבור דיסקציה קהה כדי למנוע דימום מוגזם נזק לרקמות.
5. אבטחו את כלי הדם באמצעות עניבת גומי בשני הקצוות של מקטע כלי הדם המבודד וחסמו את זרימת הדם (איור 1).
6. באמצעות טכניקת החיתוך הסטנדרטית, בצע חתך של כ -1/3 מהיקף דופן הכלי עם להב.
7. השתמש בבחירת כלי כדי לפתוח את החתך לרווחה ולהכניס מוליך קצב פסיבי יחיד לתוך הלומן.
8. תחת הנחיה פלואורוסקופית, מקדמים עוד יותר את קצה החדר הימני (איור 2). עצבו מראש סטיילט לעקומה והשתמשו בו כדי להנחות את העופרת לעבור את הטבעת הטריקוספידית. ודא שקצה העופרת אינו נתמך על ידי הסטיילט כך שהעופרת תישאר גמישה וא-טראומטית כאשר נוגעים ברקמה.
9. בדוק את פרמטרי הקצב. האות והעכבה של עופרת החדר חייבים להיות יציבים, וסף הקצב צריך להיות נמוך. לא אמורה להיות היקסמות של השרירים הסמוכים (איור 3).
10. אבטחו את מיקום העופרת על-ידי תפירתה מעל שרוול גומי מגן לרקמה הסיבית שמתחתיה ואטמו את לומן כלי הדם סביב העופרת באמצעות עניבת משי (איור 4).

4. השתלת קוצב לב

1. חבר את קוצב הלב לקצה הקצב וחבר את מחבר IS-1 באמצעות בורג. אם פונקציית מחקר הקצב הלא פולשני (ראה שלב 6) תנוצל במהלך המעקב, חבר את קוצב הלב לשקע תעלת הפרוזדורים.
2. קברו את קוצב הלב ואת האורך הנוסף של העופרת לתוך הכיס התת עורי המוכן (איור 5).
3. לשטוף את הכיס עם יוד פובידון. תפרו את פצע העור באמצעות חוט מונופילמנט.
4. הגדר את תוכנית הקצב הרצויה ובצע בדיקה סופית של פרמטרי הקצב (איור 3).

5. טיפול לאחר הניתוח

1. משכו את חומרי ההרדמה והתבוננו בחיה בזהירות עד שהיא חוזרת להכרה נאותה.
2. ניהול atipamezole (0.01-0.03 מ"ג / ק"ג IM) כדי להחזיר את הפעולה של medetomidine.
3. לאחר החזרת ההכרה והשגת טמפרטורת גוף אופטימלית, יש לתת מלוקסיקאם (0.4-0.6 מ"ג/ק"ג) תת עורית לשיכוך כאבים. הוסף buprenorphine לאחר 6-8 שעות אם הקלה בכאב אינה מספקת על פי סולם הערכת כאב תקף (למשל, סולם עווית ארנב).
4. מתן metoclopramide (0.5-1 מ"ג / ק"ג IV) כדי למנוע קיפאון נוסף במערכת העיכול כדי לעורר תנועתיות קיבה ולהמשיך 3 פעמים ביום עד צריכת מזון נאותה וייצור הצואה משוחזרים.
5. בצע משטר אנטיביוטיקה תוך ורידי רחב טווח עד שהפצעים נרפאו (אנרופלוקסצין ב 10-20 מ"ג / ק"ג 2x ליום במשך 3-7 ימים).
6. העבירו את בעל החיים לסביבה נוחה ומוכרת והתבוננו בו עד שהוא חוזר להכרה מספקת. אל תחזירו את הארנב לחברתם של בעלי חיים אחרים עד שהוא התאושש לחלוטין.
7. יש לשמור על מתן מלוקסיקאם (0.4-0.6 מ"ג/ק"ג SC) מדי יום במשך 5 ימים לפחות.
8. לפקח ולחבוש את הפצעים באופן קבוע כדי להבטיח ריפוי בטוח בזמן.
9. לאחר החלמה מלאה, כ -14 יום לאחר ההליך, להסיר את התפרים העור שאינם נספגים.
10. בצע חקירה מרחוק ובדוק את פרמטרי הקצב באופן קבוע (כלומר, סף קצב, חישה שריר הלב ועכבת עופרת).
    הערה: הערכים המתקבלים צריכים לעקוב אחר מגמה יציבה.

6. פרוטוקול Pacing ואיסוף נתונים

1. חקור את קוצב הלב והגדר את מצב קצב הגיבוי על-ידי בחירת קצב בסיס מינימלי בתפריט פרמטרים.
   הערה: בשל קצב הלב הגבוה והשונות הגבוהה שלו שמקורה בבעלי חיים קטנים, ניתן להשיג קצב מלאכותי רציף בקצב של 300-400 פעימות לדקה, בהתאם לדרישות שצוינו. ניתן להשיג קצב לסירוגין במהלך כל חקירת קוצב לב (עקבו אחר שלב 6.4 ואיור 6).
2. הקלט את עכבת עופרת הקצב ברציפות; בתפריט אבחון מתכנת קוצב לב, התחל באיסוף נתונים.
3. לרשום את פוטנציאל שריר הלב ברציפות ולבדוק אותו ידנית מדי שבוע על ידי חקירה של קוצב הלב; בתפריט בדיקת מתכנת קוצב לב תחת הכרטיסיה חישה, מדוד את אמפליטודות הפוטנציאל של שריר הלב החד-קוטבי והדו-קוטבי.
4. להעריך את סף הקצב באופן קבוע (שבועי) על ידי חקירה. השתמש בפונקציה מחקר הקצב הלא פולשני (בחר NIPS תחת תפריט בדיקה) כדי למדוד את סף הקצב עם קצב מספיק (איור 6). הערך את סף הקצב עבור משכי גירוי שונים (מ- 0.1 אלפיות השנייה ועד 1.5 אלפיות השנייה) ובטא אותו בוולט. השתמש באלקטרוגרמות תוך לבביות או א.ק.ג פני השטח לקביעת אובדן הלכידה כאשר תפוקת גירוי הקצב הופכת לסף.
5. לבצע את כל ההליכים על פי מוסכמות וטרינריות סטנדרטיות, להקריב את בעל החיים על פי התקנות המוסדיות בסיום כל מחקר, ולבצע נקרופסיה. הוציאו את קוצב הלב והעופרת ובדקו אותם לתגובות דלקתיות, היווצרות ביופילם ופיברוזיס.
   הערה: מנת יתר של אשלגן ניתנה בהרדמה עמוקה כדי להרדים את בעלי החיים בפרוטוקול זה.

תוצאות

בסך הכל נכללו במחקר שישה בעלי חיים. בכל בעלי החיים, עופרת הקצב הושתלה בהצלחה דרך וריד הצוואר החיצוני לתוך קודקוד החדר הימני (איור משלים S1). המיקום אומת על ידי פלואורוסקופיה, והעופרת נתפרה לרקמות הסמוכות מעל שרוול גומי. על פי הדמיית הרנטגן, העופרת שמרה על מיקומה לאורך כל תקופת פרוטוקול הקצב. קוצב הלב המחובר היה מוחשי באזור הצוואר הצידי, ולא גרם לבעיות ברורות לחיה. כל הפצעים החלימו באופן מלא וללא סיבוכים מקומיים.

קצה העופרת היה מצויד בשתי אלקטרודות טיטניום-פלטינה – טבעת חצי ספרית דיסטלית, ואלקטרודה טבעתית גלילית פרוקסימלית – עם מרחק אינטראלקטרודה של 25 מ"מ (איור 2). הלידים התקדמו בחופשיות אל תוך הקודקוד וחוברו שם באופן פסיבי על ידי פחי קיבוע הסיליקון שלהם. זה איפשר קצב חד קוטבי מאלקטרודת החוד ולקצב דו קוטבי בין שתי האלקטרודות הממוקמות בחדר הימני.

אות חישה מייצג של פוטנציאל שריר הלב מוצג באיור 3, ופרמטרי הקצב הנמדדים מפורטים בטבלה 1 ובאיור 7. בזמן ההליך, פוטנציאל שריר הלב החישה הממוצע היה 5.6 V ± 0.8 mV (מינימום: 2.8 mV, מקסימום: 8 mV), עכבת העופרת הייתה 675 Ω ± 74 Ω (דקות: 468 Ω, מקסימום: 951 Ω), וסף הקצב היה 0.8 V ± 0.26 V (מינימום: 0.2 V, מקסימום: 2.2 V), כאשר משך הגירוי מוגדר ל- 0.4 ms הסטנדרטי.

לאחר מעקב של 3 חודשים ו-6 חודשים עם קצב לסירוגין, פוטנציאל שריר הלב החישה הממוצע היה 7.4 mV ±-1.2 mV (מינימום: 4.0 mV, מקסימום: 12.0 mV) ו-6.3 mV ±-1.0 mV (מינימום: 4.2 mV, מקסימום: 10.3 mV), בהתאמה. עכבת העופרת הממוצעת שנמדדה הייתה 869 Ω ± 32 Ω (דקות: 760 Ω, מקסימום: 975 Ω) ו- 725 Ω ± 96 Ω (דקות: 370 Ω, מקסימום: 1014 Ω), בהתאמה, וסף הקצב השתנה ל- 1.2 V ±- 0.3 V (מינימום: 0.2 V, מרבי: 2.2 V) ול- 1.4 V ±- 0.3 V (מינימום: 0.5 V, מרבי: 2.3 V), בהתאמה. כל שינויי הפרמטרים לא היו מובהקים סטטיסטית בתקופה זו (P > 0.05), והפרמטרים הדו-קוטביים והחד-קוטביים עקבו אחר מגמות דומות (איור 7 וטבלה 1).

מקרה אחד הופסק מוקדם עקב חדירת עופרת חלקית, שהציגה נפילת עכבה פתאומית שנצפתה ביום השני לאחר ההשתלה. מאוחר יותר, במהלך החודש השני של המעקב, נצפתה עלייה הדרגתית בסף, וקצב על תפוקה גבוהה גרם לריתוק שרירים. בעל החיים נותר ללא תסמינים, אך במהלך נקרופסיה, נמצא כי קצה קצה הרצועה חדרה דרך דופן שריר הלב התחתון לתוך קרום הלב באורך של כ -3 מ"מ. לא נצפו דימום ולא סימני זיהום.

לפני ההליך, ביום הראשון שלאחר ההליך, וביום השביעי שלאחר ההליך, ספירת תאי הדם הלבנים הממוצעת הייתה 5.9 × 10 9/L, 7.37 × 10 9/L ו-7.42 × 10 9/L, בהתאמה, רמות ההמוגלובין הממוצעות היו 105 גרם / ליטר, 113 גרם / ליטר ו -110 גרם / ליטר, בהתאמה, וספירות הטסיות הממוצעות היו 317 × 10 ^{9 /} ליטר, 274 × 10⁹/L ו- 219 × 10⁹/L, בהתאמה. ערכי המעבדה לא הדגימו שינויים משמעותיים במהלך השבוע הראשון לאחר ההליך (P > 0.05 לכל). תחת הערכה מיקרוסקופית, משטח סיליקון העופרת היה מכוסה ברקמה סיבית (בעובי משוער של 100 מיקרומטר), אך לא נמצאו תאים (איור 8).

איור 1: דיסקציה כירורגית של ורידים ג'וגולריים. לאחר חיתוך העור, נוצר כיס תת עורי, והווריד הצווארי נחשף, קשור באופן דיסטלי ונתמך על ידי גומייה כחולה בסמיכות. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 2: פלואורוסקופיה במהלך השתלת עופרת קוצב לב. מוליך קצב מוכנס דרך וריד הצוואר החיצוני, ובאמצעות סטילט מעוצב מראש, העופרת מתקדמת לקודקוד החדר הימני, שם היא מאובטחת על ידי קיבוע פסיבי על ידי גווני הסיליקון שלה. קוצב לב מחובר קבור בכיס תת עורי באזור הצוואר. החץ מצביע על הטבעת ההמיספרית הדיסטלית (ירוק) והטבעת הגלילית הפרוקסימלית (אדומה). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 3: מדידות מייצגות של פוטנציאלים חישה של שריר הלב. חישה חדרית ומדידות המשרעת שלה מוצגות במהלך השלב החריף לאחר מיקום העופרת (משמאל) ולאחר השתלת קוצב הלב (מימין). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 4: אבטחת מוליך הקצב. קיבוע העופרת על ידי שני תפרים שאינם נספגים מעל שרוול גומי (חץ) לרקמה שמתחתיה מאבטח אותה במקומה ומונע את נקיעתה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 5: מיקום קוצב הלב. קוצב הלב קבור בכיס התת עורי ומושטף בפובידון-יוד. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 6: מדידת סף Pacing. באמצעות פונקציית מחקר הקצב הלא פולשנית של קוצב הלב, מתבצע קצב גבוה יותר מקצב הלב הטבעי. גירויי הקצב מסומנים ב-P. סף הקצב מוערך עם תפוקות גירוי משתנות. (A) דוגמה מייצגת לפוטנציאל האנדוקרדי של לכידה חדרית מוצגת עבור פלט של 0.8 וולט ב-0.4 אלפיות השנייה, (B), אך אובדן לכידה נראה כאשר התפוקה מופחתת ל-0.6 וולט ב-0.4 אלפיות השנייה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 7: מעקב אחר פרמטרי הקצב של מודל קצב הלב לפורין. המגמות של (A) סף קצב, (B) עכבת קצב, ו-(C) חישת שריר הלב עבור כל הנבדקים משורטטות. הערכים החד-קוטביים הממוצעים (קו מלא) והדו-קוטביים (קו מקווקו) מוצגים בגופן מודגש. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 8: דגימת עופרת בקצב שהושתל. חתך חלק חדרי של עופרת הקצב הנטועה. (A) התמונה המקרוסקופית ו-(B) התמונה המיקרוסקופית הצבועה בכחול טולוידין חושפות את משטח הסיליקון המכוסה בשכבה של רקמה סיבית. מוטות קנה מידה = (A )1 ס"מ, (B) 10 מיקרומטר. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 9: מגמות חישה חדרית ועכבת עופרת. דוגמה מייצגת של (A) חישה רציפה ויציבה של שריר הלב ו-(B) מגמות עכבת עופרת חדרית במהלך מעקב של 236 ימים. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

איור 10: אלקטרוגרמות אנדומיוקרדיאליות חדריות. בחקירת קוצב הלב חשים פוטנציאלים חדריים מתוארים עם (A) קשרים חד-קוטביים ו-(B) דו-קוטביים. פוטנציאל גל T ברור יותר עם הקשר החד-קוטבי אך אינו גורם לחישת יתר. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

חד קוטבי	פריפרוצדורלי			מעקב
				3 חודשים			6 חודשים
פוטנציאל שריר הלב חשוף [mV]	5.6 ± 0.8			7.4 ± 1.2			6.3 ± 1.0
סף Pacing [V ב- 0.4 אלפיות השנייה]	1.3 ± 0.3			1.2 ± 0.3			2.4 ± 0.3
עכבת עופרת [Ω]	675 ± 74			869 ± 32			725 ± 96

טבלה 1: מעקב אחר הפרמטרים של קצב מודל קצב הלב לפורין. הערכים של הפוטנציאל החיש של שריר הלב, סף הקצב ועכבת העופרת מבוטאים כממוצע ± SEM במשך 3 חודשים ו -6 חודשים של מעקב.

איור משלים S1: סכמטי של מערכת הקצב הטרנסוורידי המושתלת בגודל אנושי בארנב. אנא לחץ כאן כדי להוריד קובץ זה.

Discussion

למרות האילוצים הספציפיים שלהם, מודלים של יונקים קטנים מציעים יתרונות למחקר קליני¹³. עם מתודולוגיה מבוססת, מודלים של קצב לב יכולים לספק פלטפורמה אופטימלית לסימולציה של מגוון רחב של מחלות לב וכלי דם ומצבים פתולוגיים במחזור הדם ^7,14 עם דרישות משאבים נמוכות משמעותית בהשוואה למודלים גדולים של בעלי חיים או ניסויים קליניים. מאמר זה מציג מודל חדשני וזעיר פולשני של קצב לב ארוך טווח בארנבים. על ידי ביצוע פרוטוקול זה, ניתן להשתמש במערכת קוצב לב אנושי מושתלת במלואה, בגודל מלא, כולל מוליך קצב באורך מלא, במודל יונק קטן.

בזמן השתלת קוצב הלב הצלחנו למקם את העופרת במיקום יציב ואופטימלי בקודקוד החדר הימני בכל בעלי החיים. פרמטרי הקצב שנמדדו באופן פולשני היו בטווח הנורמלי, בדומה לערכים הנפוצים בניסויים גדולים בבעלי חיים או ברפואה בבני אדם ^2,3. פוטנציאל שריר הלב הממוצע הנמדד של 6.5 mV ± 1.9 mV בחדר הארנב הימני מזוהה בבירור על ידי קוצב לב מושתל סטנדרטי. סף הקצב המרבי שנמדד היה 2.5 וולט, עם משך גירוי של 0.4 מילישניות, והעכבה נשארה בטווח הנורמלי במהלך המעקב. בסך הכל, אלה מייצגים פרמטרים אופטימליים של קצב.

במהלך המעקב, פרמטרי הקצב אומתו באופן לא פולשני על ידי חקירת קוצב הלב המושתל, ופרמטרים אלה מסוכמים באיור 7, איור 9 וטבלה 1. החישה החדרית ועכבת העופרת לא הדגימו שינויים משמעותיים במשך 6 חודשים. למרות מגמת עלייה בסף הקצב הממוצע בכל הנבדקים, לא נצפו שינויים משמעותיים, המאפשרים לבצע את הקצב בבטחה לאורך כל המחקר. את התנודות הקטנות בפרמטרים של הקצב ניתן לייחס לתגובות דלקתיות מקומיות או פיברוזיס וניתן למתן אותן על ידי שימוש בחומרים פולטי סטרואידים. לשימוש במחקרי קצב ארוכי טווח, יש לעקוב אחר פרמטרי הקצב ולהתאים אותם לעתים קרובות.

בדיקת הדם לא הצביעה על דלקת מערכתית או אנמיה במהלך השבוע הראשון לאחר ההשתלה. ניתן לייחס את המגמה של ספירת טסיות מוגברת לפני ההליך ללחץ החריף שנגרם על ידי טיפול בבעלי חיים והרגעה, שכן הערכים נותרו יציבים במהלך המעקב. סיבוך חשש להשתלת קוצב לב הוא חדירת עופרת. במיוחד עם שבריריות של רקמות יונקים קטנים, חדירה יש לחשוד כאשר הפרמטרים קצב לשנות בפתאומיות, ויש להדגיש כי להוביל תמיד צריך להיות מניפולציה בזהירות לתוך המיקום הנכון שלה. צילום רנטגן יכול לאשר חדירת עופרת. זיהום חיידקי חריף הקשור למכשיר אלקטרוני מושתל לב (CIED) הוא סיבוך חמור נוסף התורם באופן משמעותי לשיעורי התמותה והתחלואה¹⁵. לכן, חשוב מאוד ללמוד חומרים חדשים, טכניקות קצב, ושכלולי עופרת כדי להפחית את שיעורי הזיהום ולהאריך את העמידות של מערכות הקצב. המתודולוגיה המוצגת מספקת מודל מתאים לבעלי חיים למחקר ניסויי חיוני כזה.

Ryu et al. גרמו קרדיומיופתיה עם אי ספיקת לב מתקדמת באמצעות מוליכי קצב פרוזדורים מושתלים בניתוח ומחולל דופק חיצוני¹². באופן דומה, פרימן ועמיתיו הגיעו למסקנה כי קצב חדרי מתמשך מוביל לדיכאון שריר הלב בארנבים במשך 3-4 שבועות¹¹. בשל קצב הלב המקומי הגבוה של בעלי חיים קטנים, קוצב הלב חייב להיות מסוגל לקצב תדרים סביב 300-400 פעימות לדקה כדי לשמור על קצב מלא. מכיוון שתדרי קצב גבוהים אלה מובילים לאי ספיקת לב מתקדמת במהלך שבועות^11,12, מודל הלפורין המוצג הוא אופטימלי לפיתוח וחקירה של קרדיומיופתיה כתוצאה מכך. בהתחשב בגודלם, מודלים קטנים אלה אידיאליים עבור יישומים ספציפיים כגון הערכה של שינויים הומורליים או רקמות שריר הלב^11,16. אקוקרדיוגרפיה יכולה לשמש גם כדי להעריך את הממדים ואת התכווצות הלב leporine^12,17. לשם השוואה, למודלים גדולים יותר של אי ספיקת לב בבעלי חיים יש יתרונות אחרים, כגון האפשרות להערכה המודינמית פולשנית מפורטת, כולל הערכות מחזור הדם הכלילי או נפח לחץ².

הבחירה הספציפית של מודל הלפורין למחקרי קצב התבססה על יתרונותיו המרובים. ארנבים סובלים את ההליך היטב, הם אחד היונקים הקטנים ביותר כדי להדגים את היכולת לקבל מערכת קוצב בגודל אנושי, ודורשים פריסה של פחות משאבים מאשר בעלי חיים גדולים אחרים. כמה מחברים¹⁸ מאמינים כי הפיזיולוגיה של יונקים קטנים עשויה שלא לשקף את זו של בני אדם, אך מצאנו כי פרמטרי הקצב שנצפו אצל יונקים קטנים אלה דומים למדי לאלה שנצפו אצל בני אדם או חיות גדולות 1,2,3,19^, כלומר ניתן להשתמש בהם בקלות למחקר תרגומי.

במהלך מיקום העופרת והשתלת קוצב הלב במודל זה של יונקים קטנים, נתקלנו בדמיון לניסויים קודמים במודלים של בעלי חיים גדולים, אך יש לציין את ההבדלים המשמעותיים. רקמות Leporine הם שבירים, ואת כלי הדם ואת קירות החדר הם דקים. מניפולציה עדינה נחוצה במהלך כל ההליך; קצה העופרת צריך תמיד להיות לא נתמך על ידי הסטיילט, ולכן גמיש. במיוחד כאשר עוברים דרך הטבעת הטריקוספידית וממקמים את קצה העופרת לקודקוד החדר הימני, יש לבצע מניפולציה בזהירות רבה ובהנחיה פלואורוסקופית כדי למנוע פציעה. מיקום הקצה במקומות אחרים צריך להיות אפשרי גם. בדקנו את תוספתן פרוזדורים ימין ואת מיקומי דרכי זרימת החדרים עם פרמטרים פריפרוצדורליים אופטימליים, אך יציבות העופרת עשויה להיות מוגבלת, והנתונים הנוכחיים אינם יכולים לתמוך באתרי קצב חלופיים. הווריד הצווארי החיצוני של הארנב הוא בגודל מתאים להחדרת עופרת קצב אחת. אם מדובר בהשתלה של לידים מרובים, מומלץ להשתמש בבעל חיים גדול יותר.

קיבוע העופרת בטרבקולציה של שריר הלב בוצע באופן פסיבי עם גווני סיליקון בקצה העופרת. מניסיוננו, יש להימנע משימוש בקיבוע אקטיבי על ידי סליל המוברג לשכבת שריר הלב הדקה כדי למנוע פגיעה ברקמה עקב טמפונדה או דימום בחזה. למרות גודלו הקטן של החדר הימני של הארנב, זוג אלקטרודות הקצב במרווח של 25 מ"מ אפשרו תצורות חישה וקצב חד-קוטביות ודו-קוטביות (איור 10). זה יכול להציע צדדיות עבור מחקרי קצב לב.

בשל קצב הלב המקומי הגבוה של יונקים קטנים¹⁸, ניתן להשיג קצב רציף על ידי תכנות מותאם אישית של קוצב הלב המושתל. לחלופין, ניתן להשתמש בשיטה של שינוי פנימי פשוט של מערכת קצב משותפת המאושרת על ידי בני אדם כדי להשיג תדרי קצב בקצב גבוה, כפי שתואר בפירוט קודם לכן ^2,20. אובדן הלכידה הוערך באמצעות פונקציית מחקר הקצב הלא פולשנית, שהיא גישה ייחודית המאפשרת בדיקה גם במצב של קצב לב מקומי גבוה. פרמטרי הקצב המדווחים נמדדו באופן קבוע. קוצב הלב המושתל היה מסוגל להקליט את החישה של פוטנציאלי שריר הלב ואת עכבת העופרת באופן אוטומטי ורציף, אך היה צורך למדוד את סף הקצב באופן ידני בשל קצב הלב המקורי הגבוה. לכן, אם נדרש קצב רציף, מומלץ לבצע הערכות תכופות כדי למנוע אובדן לכידה.

גוטרוף ועמיתיו דיווחו בעבר על שימוש בקוצבי לב אלחוטיים ממוזערים מאוד, נטולי סוללה במודלים של בעלי חיים קטנים⁷. בהשוואה למחקרים שלהם, השתלת קוצב לב בגודל אנושי המתוארת כאן מייצגת גישה שונה המספקת את האפשרות לבדיקות עופרת חדשניות, תרגום קרוב למחקר קליני, ויישומים רחבים יותר עם חומרים זמינים בדרך כלל. ג'ואו ועמיתיו הציגו את הפיתוח של קוצב לב מיניאטורי המיועד להשתלה מלעורית בלב העובר לטיפול בחסימה אטריובנטריקולרית. הם דיווחו על שימוש בניסויים בארנבים בוגרים כדי לאשר את ההיתכנות של מכשיר כזה⁹. אחרים דיווחו בעבר על היתרונות של אינטובציה ארנבת עבור הליכים פולשניים. בהתבסס על הניסיון שלנו, לגישה של שמירה על נשימה ספונטנית עם מסכת אורו-אף יש יתרונות נוספים עבור הליכים קצרים כאלה מכיוון שהיא ממזערת את הסיכון לסיבוכים הנגרמים על ידי מניפולציה של דרכי הנשימה. יתר על כן, ניתן גם למנוע פגיעות ריאה בלחץ.

למרות שפרוטוקול המחקר הוכן בקפידה והמספר הכולל של בעלי החיים שנכללו בו היה מספיק, יש להצביע על מספר מגבלות. גודלו הקטן של החדר הימני של הארנב לא איפשר מיקומי עופרת מרובים. למרות שניסינו לבדוק את המיקום של קצה העופרת במערכת זרימת החדר הימנית, יש לנו ידע מוגבל על יציבותו ואנו מצפים שהוא יהיה מוגבל למדי. מגמת עכבת הקצב הראתה ירידה בשבוע הראשון לאחר מיקום ההובלה. זה יכול להיות בגלל דלקת מקומית ופיברוזיס קל, אבל זמן קצר לאחר מכן, עכבת העופרת שוחזרה, ומגמה של יציבות נשמרה כל הזמן. במחקר זה נעשה שימוש במערכת קצב חד-קאמרית. במחקרים עתידיים יש לחקור גם את קידום זוג מוליכי הקצב דרך הווריד הצווארי החד-צדדי. למרות שזה לא נבדק במחקר זה, אנו מאמינים שניתן להכניס ולייצב מוליך שני באטריום הימני.

באופן כללי, מודלים של בעלי חיים של קצב הלב יש יישומים רבים במחקר לב וכלי דם. ראשית, קצב בתדרים גבוהים שאינם פיזיולוגיים במשך מספר שבועות מוביל לקרדיומיופתיה הנגרמת מטכיקרדיה, כפי שדווח בעבר, ומאפשר לימוד הפתופיזיולוגיה והטיפול באי ספיקת לב כרונית 2,3,11,12. יתר על כן, מחקר על חומרים מזוקקים וטכנולוגיות יכול להשתמש במודל leporine המוצג, אשר יכול להיות מוצע עבור מחקרי קצב לטווח בינוני. למיטב ידיעתנו, מחקר זה הוא הראשון שמדגים את היתרונות של מודל יונקים כה קטן לניסויים מורכבים בקצב הלב²¹. לסיכום, בעזרת המתודולוגיה המתוארת, ניתן להשתיל בהצלחה מערכת קצב בגודל אנושי ביונקים קטנים, למרות שבריריות הרקמה והאנטומיה העדינה. לאחר אימון, טכניקה זו ניתנת לשחזור בקלות, והיא מספקת בסיס למודלים של טכיקרדיה בקצב עם יישומים רחבים במחקר לב וכלי דם.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Medication
atipamezole	Eurovet Animal Health, B.V.	Atipam	anesthetic
buprenorphine	Vetoquinol	Bupaq	analgetic
enrofloxacin	Krka	Enroxil	antibiotic
isoflurane	Baxter	Aerrane	anesthetic
ketamine hydrochloride	Richter Gedeon	Calypsol	anesthetic
medetomidine	Orion Corp.	Domitor	anesthetic
meloxicam	Cymedica	Melovem	analgetic
povidone iodine	Egis Praha	Betadine	disinfection
Silver Aluminium Aerosol	Henry Schein	9003273	tincture
Surgical materials
2-0 Perma-Hand Silk	Ethicon	A185H	silk tie suture
2-0 Vicryl	Ethicon	V323H	absorbable braided suture
4-0 Monocryl	Ethicon	MCP494G	monofilament
BearHugger	3M	BearHugger	heating pad
cauterizer
Metzenbaum scissors, lancet with #22 blade, DeBakey forceps, needle driver			basic surgical equipment
sterile drapes
Diagnostic devices
Acuson VF10-5	Siemens Healthcare		sonographic vascular probe
Acuson x300	Siemens Healthcare		ultrasound system
ESP C-arm	GE Healthcare	ESP	X-ray fluoro C-arm
Pacing devices
400	Medico	CAT400	bipolar pacing lead
Effecta DR	Biotronic	371199	implantable pacemaker
ERA 3000	Biotronic	128828	external pacemaker
ICS 3000	Biotronic	349528	pacemaker programmer