JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

אנו מציגים מודל ריאות חזיר ex vivo להדגמת מכניקת ריאות ותמרוני גיוס נאדיות למטרות הוראה. ניתן להשתמש בריאות במשך יותר מיום אחד (עד חמישה ימים) עם שינויים מינימליים במשתנים מכניקת הריאות.

Abstract

אוורור מכני נמצא בשימוש נרחב ודורש ידע ספציפי להבנה וניהול. אנשי מקצוע בתחום זה עשויים להרגיש חוסר ביטחון וחוסר ידע בגלל שיטות הכשרה והוראה לא מספקות. לכן, מטרת מאמר זה היא לתאר את השלבים הכרוכים ביצירת מודל ריאות חזירי ex vivo שישמש בעתיד, ללמוד וללמד מכניקת ריאות. כדי ליצור את המודל, חמש ריאות חזיריות הוצאו בזהירות מבית החזה בהתאם להנחיות ועדת האתיקה למחקר בבעלי חיים בזהירות נאותה וחוברו למכונת ההנשמה המכנית דרך צינורית קנה הנשימה. ריאות אלה היו נתונות אז לתמרון גיוס הנאדיות. נרשמו פרמטרים של מכניקת הנשימה, ומצלמות וידאו שימשו להשגת סרטונים של הריאות בתהליך זה. תהליך זה חזר על עצמו במשך חמישה ימים רצופים. כאשר לא נעשה בהם שימוש, הריאות נשמרו בקירור. המודל הראה מכניקת ריאות שונה לאחר תמרון גיוס הנאדיות מדי יום; לא להיות מושפע מהימים, רק מהתמרון. לכן, אנו מסיקים כי מודל הריאות ex vivo יכול לספק הבנה טובה יותר של מכניקת הריאות והשפעותיה, ואף של תמרון גיוס הנאדיות באמצעות משוב חזותי בכל שלבי התהליך.

Introduction

הנשמה מכנית (MV) נמצאת בשימוש נרחב ביחידות טיפול נמרץ (יחידות טיפול נמרץ) ובמרכזים כירורגיים. הניטור שלה חיוני כדי לסייע בזיהוי אסינכרוניות ולמנוע פציעות לכל החולים, במיוחד כאשר לחולה יש פציעות ריאה חמורות 1,2,3,4,5,6. ניטור מכניקה נשימתית יכול גם לתרום להבנה הקלינית של התקדמות המחלה ויישומים טיפוליים, כגון שימוש בלחץ חיובי סופי (PEEP) או תמרון גיוס מכתשית (ARM). עם זאת, השימוש בטכניקות אלה דורש הבנה מיומנת של עקומות ומכניקת ריאות בסיסית 3,4.

סטודנטים, תושבים ואנשי מקצוע בתחום הרפואה חשים חוסר ביטחון לגבי ניהול MV, החל מהפעלת מכונת ההנשמה והתאמות ראשוניות וכלה בניטור מישורים ולחצי נהיגה, וחוסר ביטחון זה קשור לחוסר ידע והכשרה מוקדמת מספקת 7,8,9,10. ראינו שאנשי מקצוע שהשתתפו בסימולציות והשתמשו במודל ריאות דיווחו על ביטחון רב יותר, הבנה של הפרמטרים והבנה של מרכיבי מכניקת הריאות 8,11,12.

מודלים ללימוד ואימון MV עם ריאות בדיקה, מפוח ובוכנות יכולים לדמות לחצים ונפחים שונים, כמו גם תנאי מכניקת ריאות שונים 13,14,15. מודלים חישוביים ותוכנה תורמים גם לחקר אינטראקציה לב-ריאה על ידי יצירת סימולציות שניתן להשתמש בהן כדי ללמד את עקרונות MV11 לאנשי מקצוע בתחום הבריאות16,17.

בעוד מודלים חישוביים עשויים להציג קשיים בייצוג היסטרזיס ריאתי16, מודלים עם ריאות בדיקהומפוח 13,14,15 יכולים לייצר עקומות נפח לחץ הדומות לעקומה הפיזיולוגית ולהדגים דינמיקה ריאתית. כיתרון, הריאה החזירית ex vivo מציגה אנטומיה דומה לבני אדם18, מייצרת גם עקומות MV, היסטרזיס ריאתי, ומספקת משוב חזותי של הריאות בתוך קופסת האקריליק במהלך ניתוח מכניקת הריאות. מודלים חזותיים חשובים ויכולים לעזור להבין רכיבים ומושגים שקשה לדמיין. לפיכך, מודלים ריאות ex vivo מייצגים דרך מעשית של הוראה.

מחקרים עם ריאות חזיריות ex vivo, כגון אלה על MV עם לחץ חיובי ושלילי 19,20,21, ניתוח של פיזור אירוסולים 22,23, סימולציות ילדים24, וזילוח ריאות25 יכולים לשפר את הידע על MV. מחקרים אחרונים שניתחו מודלים בלחץ חיובי ושלילי הראו כי אוורור בלחץ חיובי יכול להוביל לגיוס פתאומי עם עיוות מקומי גדול יותר, התנפחות גדולה יותר, הבדלי עקומת היסטרזיס ונגעים אפשריים ברקמה בהשוואה ללחץ לחץ שלילי 19,20,21. עם זאת, מודלים של לחץ חיובי נחוצים מכיוון שהמטופלים נמצאים תחת לחץ חיובי במהלך לחץ MV 19,20,21. פיתוח מודל ריאות למחקרים פרה-קליניים פותח אפשרויות למחקר ויישומים חדשים, כולל הוראה והכשרה של MV.

כאן, אנו מציגים מודל ריאות חזירי ex vivo למטרות לימוד והכשרה. המטרה העיקרית שלנו היא לתאר את השלבים ליצירת מודל ריאות חזירי זה ex vivo תחת MV בלחץ חיובי. זה יכול לשמש בעתיד כדי ללמוד וללמד מכניקת ריאות.

Protocol

הפרוטוקול אושר על ידי ועדת האתיקה למחקר בבעלי חיים של המכון שלנו (פרוטוקול מס' 1610/2021).

1. הרדמה והכנת בעלי חיים

  1. בתחילה, הניחו את בעל החיים על משקל ובדקו את המשקל כדי להתאים את התרופות וההרגעה הדרושות להליך.
  2. יש לתת קטמין 5 מ"ג/ק"ג ומידזולם 0.25 מ"ג/ק"ג תוך שרירית.
  3. נקבו את וריד האוזן השולי עם קטטר ורידי 20 גרם ותנו פרופופול תוך ורידי (5 מ"ג/ק"ג) להשראת הרדמה.
  4. יש לתת 3 מ"ל של הפרין תוך ורידי לתוך הגישה לווריד האוזן השולי כדי לסייע במיצוי לב ריאה וזילוח.
  5. לאחר ההרדמה, לבצע אינטובציה orotracheal עם צינורית orotracheal 6.5 מ"מ (OTC) ולתקן את OTC עם סרט דבק, משאיר אותו קבוע היטב כדי למנוע תזוזה במהלך ההליך.
    הערה: עומק הטשטוש נבדק על ידי ניטור פרמטרים המודינמיים ושימוש באנלייזר גזים, כגון לחץ עורקים ממוצע, קצב לב וריכוז איזופלורן שפג תוקפו.

2. אוורור מכני תוך ניתוחי

  1. חבר את בעל החיים באמצעות OTC ל- MV, תוך שמירה על הרגעה עם 1.5% איזופלורן ב -50% מחלק החמצן (FiO2) ופנטניל 10 מק"ג / ק"ג בולוס + 10 מק"ג / ק"ג / שעה עירוי רציף.
    1. הקש על מסך המאוורר המכני ובחר את מצב האוורור מבוקר עוצמת הקול (VCV), בחר בלחצן עוצמת הקול (טלוויזיה) וסובב את גלגל הגלילה עד שערך עוצמת הגאות יתאים ל- 8 מ"ל/ק"ג.
    2. הקש על מסך מכונת ההנשמה המכנית. בחר את FiO2 וסובב את גלגל הגלילה עד שתגיע לערך של 50%.
    3. הקש על מסך ההנשמה המכנית ובחר את קצב הנשימה (RR). סובב את הגלגל עד שהוא מגיע לערך האידיאלי לשמירה על CO2 שפג תוקפו של 35-45 מ"מ כספית שנמדד על ידי קפנוגרפיה המוצמדת למאוורר המכני.
      הערה: עומק הטשטוש נבדק על ידי ניטור פרמטרים המודינמיים ושימוש באנלייזר גזים כגון לחץ עורקים ממוצע, קצב לב וריכוז איזופלורן שפג תוקפו.

3. דיסקציה של רקמות והחלפת OTC

  1. בצע חתך עצם החזה המדיאלי מ -2 ס"מ מעל המנובריום ל -2 ס"מ מתחת לתהליך הקסיפואיד של עצם החזה כדי לגשת לחלל בית החזה. מקם את retractors צלעות, הרחבת שדה הראייה במהלך ההליך.
  2. השתמש באזמל כדי לבצע חתך קנה נשימה אופקי בגובה הסחוס הקריקואיד (רק בטבעות קנה הנשימה הראשונות) רחב מספיק כדי להציג צינורית קנה נשימה חדשה.
  3. יש לנפח את שרוול ה-OTC שנמצא בתוך דרכי הנשימה ולמשוך לאט כדי להסיר אותו. בינתיים, הכניסו את ה-OTC החדש לחתך שנעשה בקנה הנשימה לאחר הסרת ה-OTC הישן. דליפה עלולה להתרחש עקב השרוול מנופח, להפסיק בעת מיקום מחדש OTC החדש.
  4. ניפח את שרוול צינור קנה הנשימה החדש שהוחדר על ידי חיבור מזרק 20 מ"ל לבלון הטייס. המזרק מעביר אוויר בלחץ ומנפח את בלון הטייס ואת השרוול. ברגע שהשרוול מתנפח, מוציאים את המזרק.
  5. קשרו את צינורית קנה הנשימה החדשה ישירות לקנה הנשימה עם פוליאסטר 2-0 למניעת דליפה ותנועה תוך הכנסת הריאה לקופסת האוורור מפרספקס.
  6. עם אזמל, לנתח את הרקמות כדי להסיר את איברי cardiopulmonary מן בית החזה.

4. המתת חסד של בעלי חיים

  1. להגדיל את ריכוז isoflurane ל 5% ולנהל 10 מ"ל של 19.1% אשלגן כלורי. לאחר מכן, לבדוק את היעדר סימנים חיוניים.
    הערה: הליך זה בוצע בהתאם למדריך המכונים הלאומיים לבריאות לטיפול ושימוש בחיות מעבדה.

5. מיצוי לב-ריאה

  1. לאחר המתת חסד, לנתח את הרצועה הנשימתית כדי להסיר את הריאות.
  2. לאחר נתיחת הרקמות, הדקו את ה-OTC עם מלקחיים מתאימים של קלי במהלך סוף ההשראה, תוך שמירה על ריאות מנופחות.
  3. נתק את ה- OTC ממכונת ההנשמה המכנית, אך השאר אותו מהודק.
  4. חתך את עורק אבי העורקים, מקם את השואף בתוך חלל החזה כדי להסיר את הדם האקסטרווס, לשמור על הדמיה של החלל תוך סיום הנתיחות, ולשחרר את האיברים להסרה מחלל בית החזה.
    הערה: יש לשחרר בזהירות את הרצועה הריאה התחתונה כדי למנוע חתך ריאתי.
  5. מוציאים את הלב והריאה מכלוב הצלעות כשה-OTC מהודק, מבלי להפריד ביניהם, ומניחים אותם על מגש.

6. הכנה לב-ריאה

  1. כאשר הריאה מונחת על מגש, יש לסדר את עורק הריאה באמצעות צנתר חד-לומן גדול ולחבר אותו לעירוי שנקבע למתן רציף של 2,000 מ"ל של תמיסת מלח קרה 0.9% (SS) או עד שנוזל צלול זורם מאבי העורקים.
    הערה: SS צריך להינתן בקצב רגיל, להימנע מסחיטת שקית תוך ורידי (IV).
  2. לאחר ניקוי הזרימה, תפרו את עורק אבי העורקים עם פוליאסטר 2-0 ותנו עוד 100 מ"ל של 0.9% SS. סגרו את יציאת הצנתר החד-לומן מכיוון שהנוזל יישאר בפנים עד סוף הניסוי.
  3. שחררו את ה-OTC, שימו לב שהריאות יתנפחו ויישארו סגורות, מוכנות לקבל MV ואת ה-ARM.

7. MV בתוך קופסת אקריליק

  1. לאחר ההכנה, לפתוח את תיבת אקריליק ולמקם את הריאות אנכית בתוך הקופסה. מעבירים את ה-OTC דרך החור במכסה ומחברים את צינורית קנה הנשימה למכונת ההנשמה המכנית.
    הערה: ודא שצינורית קנה הנשימה מאובטחת היטב בקנה הנשימה.
  2. בחר בלחצן התחל אוורור .
    1. הקש על מסך ההנשמה המכנית ובחר את מכונת ההנשמה המכנית עבור VCV.
    2. הקש על מסך ההגדרות של מצב VCV ובחר בלחצן הטלוויזיה , סובב את הגלגל עד שיגיע לערך של 6 מ"ל / ק"ג. בצע את אותו הדבר כדי להתאים PEEP ל 5 ס"מ H2O, FiO2 עד 21%, RR ל 15 נשימות לדקה, וזמן הפסקה השראה ל -10%.

8. ארם

  1. כדי להתחיל את הגיוס, הגדל את PEEP מ- 5 ס"מ H2O ל- 6 ס"מ H2O ולאחר מכן הגדל אותו במרווחים שלב אחר שלב של 2 ס"מ H2O עד שהגיע ל- 14 ס"מ H2O.PEEP מוגדל באמצעות הלחצן על המסך מתחת לערך PEEP המוצג על המסך. סובב את הגלגל כדי להגדיל את הערך.
    1. עבור כל PEEP, רשום את לחץ השיא, לחץ הרמה, התאימות הדינמית וערכי ההתנגדות של דרכי הנשימה המוצגים במסך ההנשמה המכנית. רשום את לחץ הנהיגה, שהוא ערך לחץ הרמה פחות ערך PEEP שהותאם באותו זמן.
  2. לאחר הגעה לגובה14ס"מ H 2 O, הפחיתו את PEEP בגזרות שלב אחר שלב של 2 ס"מ H2O עד ההגעה לגובה 6 ס"מ H2O, ואז הפחיתו אותו ל-5 ס"מ H2O. PEEP מופחת באמצעות הלחצן שעל המסך מתחת לערך PEEP המוצג על המסך. סובב את הגלגל כדי להקטין את הערך.
    1. עבור כל PEEP, רשום את לחץ השיא, לחץ הרמה, התאימות הדינמית וערכי ההתנגדות של דרכי הנשימה המוצגים במסך ההנשמה המכנית. רשום את לחץ הנהיגה, שהוא ערך לחץ הרמה פחות ערך PEEP שהותאם באותו זמן.
      הערה: שמור על כל ערך PEEP למשך 10 דקות במהלך ההפרש הקבוע ולמשך 5 דקות בכל שלב במהלך הצו.

9. תחזוקת לב ריאה

  1. בסוף שלב הגיוס, מהדקים בעדינות את צינורית קנה הנשימה עם המהדק במהלך ההשראה, תוך שמירה על הריאות מנופחות. פתח את קופסת האקריליק.
  2. הסר את הריאות מקופסת האקריליק ומניחים אותן בזהירות במיכל זכוכית.
    הערה: ודא שצינורית קנה הנשימה מאובטחת היטב בקנה הנשימה.
  3. יוצקים 500 מ"ל של 0.9% SS.
  4. אחסנו אותו במקרר במיכל זכוכית עטוף פלסטיק בטמפרטורה של 2 עד 8 מעלות צלזיוס למשך 24 שעות.
  5. חזור על השלבים 7, 8 ו- 9 במשך חמישה ימים רצופים.

figure-protocol-6807
איור 1: תרשים זרימה של מחקר. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

תוצאות

השתמשנו בחמש נקבות חזירות במשקל של בין 23.4-26.9 ק"ג ועקבנו אחר הפרוטוקול המתואר למיצוי לב-ריאה וניתוח מכניקת ריאות. הכוונה שלנו היא שהמודל שימושי לחקר מכניקת הריאות על ידי ניתוח לחץ שיא, לחץ מישורי, התנגדות, לחץ נהיגה ומשתני תאימות דינמיים שנאספו ישירות ממסך ההנשמה המכנית. תרשים הזרימה של המו?...

Discussion

הפרוטוקול המתואר שימושי לייצור מודל ריאות חזירי ex vivo תחת MV בלחץ חיובי. ניתן להשתמש בו ללימוד והוראת מכניקת ריאות באמצעות משוב חזותי מהריאות במהלך גיוס וניתוח העקומות והערכים המוקרנים על מסך המכשיר. כדי להשיג תוצאה זו, נדרשים מחקרי פיילוט כדי להבין את התנהגות הריאות מחוץ לכלוב הצלעות ...

Disclosures

המחברים מצהירים כי אין ניגודי עניינים.

Acknowledgements

אנו מודים לכל העמיתים ואנשי המקצוע שתרמו ותמכו בבניית פרוטוקול מודל ריאות חזירי זה ex vivo .

למחקר זה לא היו מקורות מימון.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% Saline solution2500ml
Anesthesia machine - PrimusDragerREF 8603800-18Anesthesia work station used in the procedure
AspiratorFor blood aspiration from thorax
Bedside Monitor - Life ScopeNihon KohdenBSM-7363Multiparameter monitor used during the procedure
Bonney Tissue ForcepsAny tissue forceps is suitable
Disposable scalper, #23Any scalper is suitable
Disposable syringe needles, 18G x 1 1/2", 23G x 1"BD302814Widely available
Disposable syringes, 10mlWidely available
Electrosurgical unit - SS-501WEMFor cutting and coagulation during thorax incision
Fentanyl10 mcg/kg bolus + 10 mcg/kg/hour continuous infusion
Finochietto retractorAny finochietto retractor is suitable
heparin3ml
Infusion setAny infusion set is suitable
Isoflurane1.5%
Kelly Forceps CurvedAny kelly forceps is suitable
Ketamine5mg/kg
Lactated Ringer solution500ml
Mechanical ventilator - Servo IMaquetREF 6449701Mechanical ventilator used in the procedure
Metzenbaum Scissor (Straight and curved)Any metzenbaum scissor is suitable
Midazolam0.25mg/kg
Orotracheal intubation cannula, #6.5Rusch112282Widely available
PlexiglassCustom made plexiglass box: 30x45x60cm
Polyester suture, 2-0Widely available
Potassium choride10 ml, 19.1% potassium chloride.
propofol5mg/kg
Three way stopcockWidely available
Venous catheter, G20 x 1"BD38183314Widely available

References

  1. Roberto, C., Carvalho, R., Toufen Jr, C., Franca, S. A. Mechanical Ventilation: Principles, graphic analysis and ventilation modalities. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 33 (2), 54-55 (2007).
  2. Barbas, C. S. V., et al. Brazilian recommendations for mechanical ventilation 2013. Part I. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 26 (2), 89-121 (2014).
  3. Walter, J. M., Corbridge, T. C., Singer, B. D. Invasive mechanical ventilation. Southern Medical Journal. 111 (12), 746-753 (2018).
  4. Faustino, E. A. Concepts and monitoring of pulmonary mechanics in patients under ventilatory support in the intensive care unit. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 19 (2), 161-169 (2007).
  5. Holanda, M. A., Vasconcelos, R. S., Ferreira, J. C., Pinheiro, B. V. Patient-ventilator asynchrony. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 44 (2), 321-333 (2018).
  6. Rezoagli, E., Laffey, J. G., Bellani, G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 43 (3), 346-368 (2022).
  7. Tallo, F. S. Evaluation of self-perception of mechanical ventilation knowledge among Brazilian final-year medical students, residents, and emergency physicians. Clinics. 72 (2), 65-70 (2017).
  8. Schroedl, C. J., et al. Impact of simulation-based mastery learning on resident skill managing mechanical ventilators. American Thoracic Society Scholar. 2 (1), 34-48 (2021).
  9. Wilcox, S. R., et al. Academic emergency medicine physicians' knowledge of mechanical ventilation. The Western Journal of Emergency Medicine. 17 (3), 271-279 (2016).
  10. Cox, C. E., et al. Effectiveness of medical resident education in mechanical ventilation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 167 (1), 32-38 (2003).
  11. Keegan, R., Henderson, T., Brown, G. Use of the virtual ventilator, a screen-based computer simulation, to teach the principles of mechanical ventilation. Journal of Veterinary Medical Education. 36 (4), 436-443 (2009).
  12. Spadaro, S., et al. Simulation training for residents focused on mechanical ventilation: A randomized trial using mannequin-based versus computer-based simulation. Simulation in Healthcare. 12 (6), 349-355 (2017).
  13. Chase, J. G., Yuta, T., Mulligan, K. J., Shaw, G. M., Horn, B. A novel mechanical lung model of pulmonary diseases to assist with teaching and training. BMC Pulmonary Medicine. 6 (21), 1-11 (2006).
  14. Kuebler, W. M., Mertens, M., Pries, A. R. A two-component simulation model to teach respiratory mechanics. Advances in Physiology Education. 31 (2), 218-222 (2007).
  15. Heili-Frades, S., Peces-Barba, G., Rodríguez-Nieto, M. J. Design of a lung simulator for learning lung mechanics in mechanical ventilation. Archivos de Bronconeumología. 43 (12), 674-679 (2007).
  16. Ngo, C., Dahlmanns, S., Vollmer, T., Misgeld, B., Leonhardt, S. An object-oriented computational model to study cardiopulmonary hemodynamic interactions in humans. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 159, 167-183 (2018).
  17. Lazzari, C. D., Genuini, I., Pisanelli, D. M., D'Ambrosi, A., Fedele, F. Interactive simulator for e-Learning environments: a teaching software for health care professionals. Biomedical Engineering Online. 13 (172), 1-18 (2014).
  18. Perinel, S., et al. Development of an ex vivo human-porcine respiratory model for preclinical studies. Scientific Reports. 7, 1-6 (2017).
  19. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  20. Sattari, S., et al. Introducing a custom-designed volume-pressure machine for novel measurements of whole lung organ viscoelasticity and direct comparisons between positive- and negative-pressure ventilation. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 1-12 (2020).
  21. Sattari, S., et al. Positive- and negative-pressure ventilation characterized by local and global pulmonary mechanics. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 207 (5), 577-586 (2023).
  22. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo preclinical respiratory model of idiopathic pulmonary fibrosis for aerosol regional studies. Scientific Reports. 9 (1), 17949 (2019).
  23. Montigaud, Y., et al. Aerosol delivery during invasive mechanical ventilation: development of a preclinical ex vivo respiratory model for aerosol regional deposition. Scientific Reports. 9 (1), 17930 (2019).
  24. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo respiratory pediatric model of bronchopulmonary dysplasia for aerosol deposition studies. Scientific Reports. 9 (1), 5720 (2019).
  25. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo. lung perfusion. transplantation proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  26. Kondo, N. Development of an effective method utilizing fibrin glue to repair pleural defects in an ex-vivo pig model. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 110 (2020).
  27. Gasek, N., et al. Development of alginate and gelatin-based pleural and tracheal sealants. Acta Biomaterialia. 131, 222-235 (2021).
  28. Li, X., et al. Effects of individualized positive end-expiratory pressure combined with recruitment maneuver on intraoperative ventilation during abdominal surgery: a systematic review and network meta-analysis of randomized controlled trials. Journal of Anesthesia. 36 (2), 303-315 (2022).
  29. Hu, M. C., Yang, Y. L., Chen, T. T., Lee, C. I., Tam, K. W. T. Recruitment maneuvers to reduce pulmonary atelectasis after cardiac surgery: A meta-analysis of randomized trials. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 164 (1), 171-181 (2020).
  30. Hu, M. C., et al. Recruitment maneuvers in patients undergoing thoracic surgery: a meta-analysis. General Thoracic and Cardiovascular Surgery. 69 (12), 1553-1559 (2021).
  31. Zeng, C., Lagier, D., Lee, J. W., Melo, M. F. V. Perioperative pulmonary atelectasis: Part I. Biology and mechanisms. Anesthesiology. 136 (1), 181-205 (2022).
  32. Niman, E., et al. Lung recruitment after cardiac arrest during procurement of atelectatic donor lungs is a protective measure in lung transplantation. Journal of Thoracic Disease. 14 (8), 2802-2811 (2022).
  33. Calvo, R. N., et al. Comparison of the efficacy of two alveolar recruitment maneuvers in improving the lung mechanics and the degree of atelectasis in anesthetized healthy sheep. Research in Veterinary Science. 150 (5), 164-169 (2022).
  34. Pensier, J., et al. Effect of lung recruitment maneuver on oxygenation, physiological parameters and mortality in acute respiratory distress syndrome patients: a systematic review and meta-analysis. Intensive Care Medicine. 45 (12), 1691-1702 (2019).
  35. Mariano, C. A., Sattari, S., Quiros, K. A. M., Nelson, T. M., Eskandari, M. Examining lung mechanical strains as influenced by breathing volumes and rates using experimental digital image correlation. Respiratory Research. 23 (1), 92 (2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

206

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved