JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы представляем модель легких свиньи ex vivo для демонстрации механики легких и маневров набора альвеол в учебных целях. Легкие могут использоваться более одного дня (до пяти дней) с минимальными изменениями в переменных механики легких.

Аннотация

Искусственная вентиляция легких широко используется и требует специальных знаний для понимания и управления. Медицинские работники в этой области могут чувствовать себя неуверенно и испытывать недостаток знаний из-за неадекватных методов обучения и обучения. Таким образом, целью данной статьи является описание этапов, связанных с созданием модели легких свиньи ex vivo , которая будет использоваться в будущем для изучения и преподавания механики легких. Для создания модели пять легких свиньи были аккуратно удалены из грудной клетки в соответствии с рекомендациями Комитета по этике исследований на животных с надлежащей осторожностью и подключены к аппарату искусственной вентиляции легких через канюлю трахеи. Затем эти легкие были подвергнуты альвеолярному маневру рекрутирования. Регистрировались параметры механики дыхания, а видеокамеры использовались для получения видеозаписей легких во время этого процесса. Этот процесс повторялся в течение пяти дней подряд. Когда легкие не использовались, их хранили в холодильнике. Модель показала различную механику легких после маневра альвеолярного набора каждый день; Не под влиянием дней, а только маневра. Таким образом, мы приходим к выводу, что модель легких ex vivo может обеспечить лучшее понимание механики легких и ее эффектов, и даже маневра альвеолярной рекрутации через визуальную обратную связь на всех этапах процесса.

Введение

Искусственная вентиляция легких (ИВЛ) широко используется в отделениях интенсивной терапии (ОИТ) и хирургических центрах. Его мониторинг необходим для того, чтобы помочь распознать асинхронность и предотвратить травмы для всех пациентов, особенно когда у пациента серьезные повреждения легких 1,2,3,4,5,6. Мониторинг механики дыхания также может способствовать клиническому пониманию прогрессирования заболевания и терапевтическим применениям, таким как использование положительного давления в конце выдоха (PEEP) или альвеолярного маневра рекрутирования (ARM). Однако использование этих методов требует профессионального понимания кривых и основ механики легких 3,4.

Студенты, ординаторы и медицинские работники чувствуют себя неуверенно в отношении управления МВ, начиная с включения аппарата искусственной вентиляции легких и первоначальной регулировки и заканчивая мониторингом плато и давлением при вождении, и эта неуверенность связана с недостатком знаний и адекватной предварительной подготовки 7,8,9,10. Мы заметили, что специалисты, участвовавшие в симуляциях и использующие модель легких, сообщали о большей уверенности, понимании параметров и понимании компонентов механики легких 8,11,12.

Модели для изучения и тренировки МВ с испытательными легкими, сильфонами и поршнями могут имитировать различные давления и объемы, а также различные условия механики легких 13,14,15. Вычислительные и программные модели также вносят свой вклад в изучение сердечно-легочного взаимодействия путем создания симуляций, которые могут быть использованы для обучения медицинских работников принципам MV11 16,17.

В то время как вычислительные модели могут представлять трудности в представлении легочного гистерезиса16, модели с тестовым легким и сильфонами 13,14,15 могут создавать кривые зависимости давления от объема, аналогичные физиологической кривой, и демонстрировать динамику легких. Преимуществом является то, что легкое свиньи ex vivo имеет анатомию, аналогичную человеческой, а также создает кривые MV, легочный гистерезис и обеспечивает визуальную обратную связь легких внутри акриловой коробки во время анализа механики легких. Визуальные модели важны и могут помочь понять сложные для воображения компоненты и концепции. Таким образом, модели легких ex vivo представляют собой практический способ обучения.

Исследования с легкими свиней ex vivo, например, на МВ с положительным и отрицательным давлением 19,20,21, анализ распределения аэрозолей 22,23, педиатрическое моделирование24 и перфузия легких25 могут улучшить знания о МВ. Недавние исследования, анализирующие модели при положительном и отрицательном давлении, показали, что вентиляция при положительном давлении может приводить к резкому набору с большей локальной деформацией, большим растяжением, различиями кривой гистерезиса и возможными поражениями тканей по сравнению с давлением отрицательного давления 19,20,21. Тем не менее, модели положительного давления необходимы, потому что пациенты находятся под положительным давлением во время давленияMV 19,20,21. Разработка модели легких для доклинических исследований открывает возможности для новых исследований и приложений, включая обучение и подготовку МВ.

Здесь мы представляем модель легких свиней ex vivo для изучения и обучения. Наша основная цель состоит в том, чтобы описать этапы создания этой модели легких свиньи ex vivo при МВ при положительном давлении. В будущем он может быть использован для изучения и преподавания механики легких.

протокол

Протокол был одобрен Комитетом по этике исследований на животных нашего Института (протокол No 1610/2021).

1. Анестезия и подготовка животных

  1. Первоначально поместите животное на весы и проверьте вес, чтобы скорректировать лекарства и седацию, необходимые для процедуры.
  2. Вводят кетамин 5 мг/кг и мидазолам 0,25 мг/кг внутримышечно.
  3. Пункцию краевой ушной вены венозным катетером 20 G и внутривенное введение пропофола (5 мг/кг) для индукции анестезии.
  4. Введите 3 мл гепарина внутривенно в доступ к маргинальной уховой вене для облегчения сердечно-легочной экстракции и перфузии.
  5. После анестезии выполните оротрахеальную интубацию с помощью оротрахеальной канюли (ОТС) диаметром 6,5 мм и зафиксируйте безрецептурную канюлю лейкопластырем, оставив ее прочно зафиксированной, чтобы избежать смещения во время процедуры.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Глубина седации проверяется путем мониторинга гемодинамических параметров и с помощью газоанализатора, таких как среднее артериальное давление, частота сердечных сокращений и концентрация изофлурана на вдохе/с истекшим сроком действия.

2. Интраоперационная искусственная вентиляция легких

  1. Подключают животное через безрецептурный препарат к МВ, поддерживая седацию 1,5% изофлураном при 50% вдыхаемой фракции кислорода (FiO2) и фентанилом 10 мкг/кг болюса + 10 мкг/кг/ч непрерывной инфузии.
    1. Коснитесь экрана аппарата искусственной вентиляции легких и выберите режим вентиляции с регулируемым объемом (VCV), нажмите кнопку дыхательного объема (TV) и вращайте колесико прокрутки до тех пор, пока значение дыхательного объема не станет соответствовать 8 мл/кг.
    2. Нажмите на экран аппарата искусственной вентиляции легких. Выберите FiO2 и вращайте колесо прокрутки до тех пор, пока не будет достигнуто значение 50%.
    3. Нажмите на экран аппарата искусственной вентиляции легких и выберите частоту дыхания (RR). Поворачивайте колесо до тех пор, пока оно не достигнет идеального значения, чтобы поддерживать истекший срокCO2 на уровне 35-45 мм рт.ст., измеренный с помощью капнографии в сочетании с механическим аппаратом искусственной вентиляции легких.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Глубина седации проверяется путем мониторинга гемодинамических параметров и использования газоанализатора, таких как среднее артериальное давление, частота сердечных сокращений и концентрация изофлурана на вдохе/выдыхании.

3. Диссекция тканей и безрецептурный обмен

  1. Сделайте медиальный разрез грудины от 2 см выше манубриума до 2 см ниже мечевидного отростка грудины, чтобы получить доступ к грудной полости. Расположите ребра втягивающего, расширяя поле зрения во время процедуры.
  2. С помощью скальпеля сделайте горизонтальный разрез трахеи на высоте перстневидного хряща (только у первых колец трахеи), достаточно широкий, чтобы ввести новую канюлю трахеи.
  3. Спустите безрецептурную манжету, которая находится внутри дыхательных путей, и медленно потяните, чтобы снять ее. Между тем, введите новый безрецептурный препарат в разрез, сделанный в трахее после удаления старого безрецептурного препарата. Из-за спущенной манжеты может произойти подтекание, прекращающееся при переположении нового ОТК.
  4. Надуйте только что введенную манжету трахеальной трубки, подключив шприц объемом 20 мл к пилотному баллону. Шприц подает воздух под давлением и надувает пилотный баллон и манжету. Как только манжета надуется, извлеките шприц.
  5. Привяжите новую канюлю трахеи непосредственно к трахее с помощью полиэстера 2-0, чтобы предотвратить утечку и движение, помещая легкое в вентиляционную коробку из оргстекла.
  6. Скальпелем рассеките ткани, чтобы удалить сердечно-легочные органы из грудной клетки.

4. Эвтаназия животных

  1. Увеличьте концентрацию изофлурана до 5% и введите 10 мл 19,1% хлорида калия. Впоследствии проверьте отсутствие жизненно важных показателей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура была проведена в соответствии с Руководством Национального института здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных.

5. Сердечно-легочная экстракция

  1. После эвтаназии рассекают дыхательную связку, чтобы удалить легкие.
  2. После рассечения тканей зажмите безрецептурный препарат соответствующими щипцами Келли в конце вдоха, поддерживая легкие в надувании.
  3. Отсоедините OTC от аппарата искусственной вентиляции легких, но держите его зажатым.
  4. Разрежьте аортальную артерию, поместите аспиратор внутрь грудной полости, чтобы удалить экстравазированную кровь, сохраняйте визуализацию полости во время завершения рассечения и освободите органы, подлежащие удалению из грудной полости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нижнюю легочную связку следует осторожно отпустить, чтобы избежать разрыва легких.
  5. Извлеките сердце и легкое из грудной клетки с зажатым безрецептурным препаратом, не разделяя их, и поместите на лоток.

6. Сердечно-легочная подготовка

  1. Положив легкое на кап, канюлируйте легочную артерию с помощью однопросветного катетера большого диаметра и подключите его к инфузионному набору, чтобы непрерывно вводить 2000 мл холодного 0,9% физиологического раствора (SS) или до тех пор, пока из аорты не вытечет прозрачная жидкость.
    ПРИМЕЧАНИЕ: СС следует вводить с нормальной скоростью, избегая сдавливания внутривенного (внутривенного) мешка.
  2. После очищения потока зашить аортальную артерию полиэстером 2-0 и ввести еще 100 мл 0,9% SS. Закройте выходное отверстие однопросветного катетера, так как жидкость останется внутри до конца эксперимента.
  3. Разжмите безрецептурный препарат, обратите внимание, что легкие сдуются и останутся закрытыми, готовыми к приему МВ и ARM.

7. МВ в акриловой коробке

  1. После подготовки откройте акриловую коробку и расположите легкие вертикально внутри коробки. Пропустите безрецептурный препарат через отверстие в крышке и подсоедините канюлю трахеи к аппарату искусственной вентиляции легких.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что канюля трахеи надежно закреплена в трахее.
  2. Нажмите кнопку Запустить вентиляцию .
    1. Нажмите на экран аппарата искусственной вентиляции легких и выберите аппарат искусственной вентиляции легких для VCV.
    2. Нажмите на экран настроек режима VCV и выберите кнопку TV , вращайте колесико, пока оно не достигнет значения 6 мл/кг. Сделайте то же самое, чтобы отрегулировать PEEP до 5 см H2O, FiO2 до 21%, RR до 15 вдохов в минуту и время паузы на вдохе до 10%.

8. РУКА

  1. Чтобы начать набор, увеличьте PEEP с 5 см H2O до 6 см H2O, а затем увеличивайте его шаг за шагом 2 см H2O до достижения 14 см H2O. PEEP увеличивается с помощью экранной кнопки под значением PEEP, отображаемым на экране. Поверните колесико, чтобы увеличить значение.
    1. Для каждого PEEP запишите значения пикового давления, давления плато, динамической податливости и сопротивления дыхательных путей, отображаемые на экране аппарата искусственной вентиляции легких. Запишите движущее давление, которое представляет собой значение давления плато минус значение PEEP, скорректированное в то время.
  2. После достижения 14 см H2O уменьшите PEEP поэтапно на 2 см H2O до достижения 6 см H2O, затем уменьшите его до 5 см H2O. PEEP уменьшают с помощью экранной кнопки под значением PEEP, отображаемым на экране. Поверните колесико, чтобы уменьшить значение.
    1. Для каждого PEEP запишите значения пикового давления, давления плато, динамической податливости и сопротивления дыхательных путей, отображаемые на экране аппарата искусственной вентиляции легких. Запишите движущее давление, которое представляет собой значение давления плато минус значение PEEP, скорректированное в то время.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживайте каждое значение PEEP в течение 10 минут во время приращения и в течение 5 минут на каждом шаге во время декремента.

9. Сердечно-легочная поддержка

  1. В конце этапа набора аккуратно зажмите канюлю трахеи зажимом во время вдоха, поддерживая легкие в надувании. Откройте акриловую коробку.
  2. Достаньте легкие из акриловой коробки и аккуратно поместите их в стеклянную емкость.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что канюля трахеи надежно закреплена в трахее.
  3. Залить 500 мл 0,9% SS.
  4. Храните его в холодильнике в стеклянной таре, обернутой полиэтиленом, при температуре от 2 до 8 °C в течение 24 часов.
  5. Повторяйте шаги 7, 8 и 9 в течение пяти дней подряд.

figure-protocol-9191
Рисунок 1: Блок-схема исследования. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Результаты

Мы использовали пять свиней-самок весом от 23,4 до 26,9 кг и следовали описанному протоколу для сердечно-легочной экстракции и анализа механики легких. Наша цель состоит в том, чтобы модель была полезна для изучения механики легких путем анализа пикового давления, давления плато, сопротивл...

Обсуждение

Описанный протокол полезен для получения модели легких свиней ex vivo при МВ при положительном давлении. Его можно использовать для изучения и обучения механике легких с помощью визуальной обратной связи с легкими во время рекрутинга и анализа кривых и значений, проецируемых на экра...

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Мы благодарим всех коллег и специалистов, которые внесли свой вклад и поддержали создание этого протокола модели легких свиней ex vivo .

У этого исследования не было источников финансирования.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% Saline solution2500ml
Anesthesia machine - PrimusDragerREF 8603800-18Anesthesia work station used in the procedure
AspiratorFor blood aspiration from thorax
Bedside Monitor - Life ScopeNihon KohdenBSM-7363Multiparameter monitor used during the procedure
Bonney Tissue ForcepsAny tissue forceps is suitable
Disposable scalper, #23Any scalper is suitable
Disposable syringe needles, 18G x 1 1/2", 23G x 1"BD302814Widely available
Disposable syringes, 10mlWidely available
Electrosurgical unit - SS-501WEMFor cutting and coagulation during thorax incision
Fentanyl10 mcg/kg bolus + 10 mcg/kg/hour continuous infusion
Finochietto retractorAny finochietto retractor is suitable
heparin3ml
Infusion setAny infusion set is suitable
Isoflurane1.5%
Kelly Forceps CurvedAny kelly forceps is suitable
Ketamine5mg/kg
Lactated Ringer solution500ml
Mechanical ventilator - Servo IMaquetREF 6449701Mechanical ventilator used in the procedure
Metzenbaum Scissor (Straight and curved)Any metzenbaum scissor is suitable
Midazolam0.25mg/kg
Orotracheal intubation cannula, #6.5Rusch112282Widely available
PlexiglassCustom made plexiglass box: 30x45x60cm
Polyester suture, 2-0Widely available
Potassium choride10 ml, 19.1% potassium chloride.
propofol5mg/kg
Three way stopcockWidely available
Venous catheter, G20 x 1"BD38183314Widely available

Ссылки

  1. Roberto, C., Carvalho, R., Toufen Jr, C., Franca, S. A. Mechanical Ventilation: Principles, graphic analysis and ventilation modalities. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 33 (2), 54-55 (2007).
  2. Barbas, C. S. V., et al. Brazilian recommendations for mechanical ventilation 2013. Part I. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 26 (2), 89-121 (2014).
  3. Walter, J. M., Corbridge, T. C., Singer, B. D. Invasive mechanical ventilation. Southern Medical Journal. 111 (12), 746-753 (2018).
  4. Faustino, E. A. Concepts and monitoring of pulmonary mechanics in patients under ventilatory support in the intensive care unit. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 19 (2), 161-169 (2007).
  5. Holanda, M. A., Vasconcelos, R. S., Ferreira, J. C., Pinheiro, B. V. Patient-ventilator asynchrony. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 44 (2), 321-333 (2018).
  6. Rezoagli, E., Laffey, J. G., Bellani, G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 43 (3), 346-368 (2022).
  7. Tallo, F. S. Evaluation of self-perception of mechanical ventilation knowledge among Brazilian final-year medical students, residents, and emergency physicians. Clinics. 72 (2), 65-70 (2017).
  8. Schroedl, C. J., et al. Impact of simulation-based mastery learning on resident skill managing mechanical ventilators. American Thoracic Society Scholar. 2 (1), 34-48 (2021).
  9. Wilcox, S. R., et al. Academic emergency medicine physicians' knowledge of mechanical ventilation. The Western Journal of Emergency Medicine. 17 (3), 271-279 (2016).
  10. Cox, C. E., et al. Effectiveness of medical resident education in mechanical ventilation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 167 (1), 32-38 (2003).
  11. Keegan, R., Henderson, T., Brown, G. Use of the virtual ventilator, a screen-based computer simulation, to teach the principles of mechanical ventilation. Journal of Veterinary Medical Education. 36 (4), 436-443 (2009).
  12. Spadaro, S., et al. Simulation training for residents focused on mechanical ventilation: A randomized trial using mannequin-based versus computer-based simulation. Simulation in Healthcare. 12 (6), 349-355 (2017).
  13. Chase, J. G., Yuta, T., Mulligan, K. J., Shaw, G. M., Horn, B. A novel mechanical lung model of pulmonary diseases to assist with teaching and training. BMC Pulmonary Medicine. 6 (21), 1-11 (2006).
  14. Kuebler, W. M., Mertens, M., Pries, A. R. A two-component simulation model to teach respiratory mechanics. Advances in Physiology Education. 31 (2), 218-222 (2007).
  15. Heili-Frades, S., Peces-Barba, G., Rodríguez-Nieto, M. J. Design of a lung simulator for learning lung mechanics in mechanical ventilation. Archivos de Bronconeumología. 43 (12), 674-679 (2007).
  16. Ngo, C., Dahlmanns, S., Vollmer, T., Misgeld, B., Leonhardt, S. An object-oriented computational model to study cardiopulmonary hemodynamic interactions in humans. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 159, 167-183 (2018).
  17. Lazzari, C. D., Genuini, I., Pisanelli, D. M., D'Ambrosi, A., Fedele, F. Interactive simulator for e-Learning environments: a teaching software for health care professionals. Biomedical Engineering Online. 13 (172), 1-18 (2014).
  18. Perinel, S., et al. Development of an ex vivo human-porcine respiratory model for preclinical studies. Scientific Reports. 7, 1-6 (2017).
  19. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  20. Sattari, S., et al. Introducing a custom-designed volume-pressure machine for novel measurements of whole lung organ viscoelasticity and direct comparisons between positive- and negative-pressure ventilation. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 1-12 (2020).
  21. Sattari, S., et al. Positive- and negative-pressure ventilation characterized by local and global pulmonary mechanics. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 207 (5), 577-586 (2023).
  22. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo preclinical respiratory model of idiopathic pulmonary fibrosis for aerosol regional studies. Scientific Reports. 9 (1), 17949 (2019).
  23. Montigaud, Y., et al. Aerosol delivery during invasive mechanical ventilation: development of a preclinical ex vivo respiratory model for aerosol regional deposition. Scientific Reports. 9 (1), 17930 (2019).
  24. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo respiratory pediatric model of bronchopulmonary dysplasia for aerosol deposition studies. Scientific Reports. 9 (1), 5720 (2019).
  25. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo. lung perfusion. transplantation proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  26. Kondo, N. Development of an effective method utilizing fibrin glue to repair pleural defects in an ex-vivo pig model. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 110 (2020).
  27. Gasek, N., et al. Development of alginate and gelatin-based pleural and tracheal sealants. Acta Biomaterialia. 131, 222-235 (2021).
  28. Li, X., et al. Effects of individualized positive end-expiratory pressure combined with recruitment maneuver on intraoperative ventilation during abdominal surgery: a systematic review and network meta-analysis of randomized controlled trials. Journal of Anesthesia. 36 (2), 303-315 (2022).
  29. Hu, M. C., Yang, Y. L., Chen, T. T., Lee, C. I., Tam, K. W. T. Recruitment maneuvers to reduce pulmonary atelectasis after cardiac surgery: A meta-analysis of randomized trials. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 164 (1), 171-181 (2020).
  30. Hu, M. C., et al. Recruitment maneuvers in patients undergoing thoracic surgery: a meta-analysis. General Thoracic and Cardiovascular Surgery. 69 (12), 1553-1559 (2021).
  31. Zeng, C., Lagier, D., Lee, J. W., Melo, M. F. V. Perioperative pulmonary atelectasis: Part I. Biology and mechanisms. Anesthesiology. 136 (1), 181-205 (2022).
  32. Niman, E., et al. Lung recruitment after cardiac arrest during procurement of atelectatic donor lungs is a protective measure in lung transplantation. Journal of Thoracic Disease. 14 (8), 2802-2811 (2022).
  33. Calvo, R. N., et al. Comparison of the efficacy of two alveolar recruitment maneuvers in improving the lung mechanics and the degree of atelectasis in anesthetized healthy sheep. Research in Veterinary Science. 150 (5), 164-169 (2022).
  34. Pensier, J., et al. Effect of lung recruitment maneuver on oxygenation, physiological parameters and mortality in acute respiratory distress syndrome patients: a systematic review and meta-analysis. Intensive Care Medicine. 45 (12), 1691-1702 (2019).
  35. Mariano, C. A., Sattari, S., Quiros, K. A. M., Nelson, T. M., Eskandari, M. Examining lung mechanical strains as influenced by breathing volumes and rates using experimental digital image correlation. Respiratory Research. 23 (1), 92 (2022).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

206

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены