הכנת התקנים microfluidic עבור התרבות התא Neuron 1) ניקוי קורנינג מס &#39;1 24 מ&quot;מ X 40 מ&quot;מ זכוכית שקופיות <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Sonicate שקופיות הזכוכית sonicator אמבט מים במשך 30 דקות </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטפו את השקופיות זכוכית עם EtOH 70% </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף שקופיות שלוש פעמים עם DH 2 O </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מגלשות יבש במנדף רקמה תרבות במשך כמה שעות, רצוי לילה </li></ul> הערה: יש לנו מגשי מתכת מיוחד שאנחנו עומס עם השקופיות. השקופיות מופרדות בנפרד להציב חריצי במעמד זה מתכת. אז אנו יכולים למקם את טעינת מגשי מתכת בכלי זכוכית כי אנחנו ממלאים את המקום במים, sonicator האמבטיה במים, sonicate במשך 30 דקות. שוטף לאחר מתבצעות המנה הזו. 2) הכנת התקנים PDMS <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגזור את התבנית PDMS מן פרוסות סיליקון סיליקון, חורים אגרוף השחקנים PDSM ורבע זה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקו את מכשירי PDMS ידי הראשון פיצוץ גז אינרטי (ארגון או חנקן) על פני אותם. ואז להשתמש 3M סקוטש 471 קלטת מותג להרים את כל הפסולת הנותרת </li></ul> הערה: חשוב לשמור על המכשירים עם הפנים כלפי מעלה. בתחילה, כאשר אנו לגזור את PDMS ממנו פרוסות סיליקון, הצד במגע עם פרוסות סיליקון הוא הצד נקי: הוא מכיל את ערוצי microfluidic. אנחנו מנסים להיות זהירים ככל שאנחנו יכולים שלא לגרום נזק להתקן, ולשמור על פני הצד לנקות עד שאנחנו מוכנים מליטה פלזמה. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכשירי החיטוי במכלי פלסטיק </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר, מעוקר נקי מס &#39;1 שקופיות הזכוכית קורנינג פלזמה לטפל באמצעות מכשירים פלזמה המותג Harrick נקי, <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום המכשירים נקי בצד למטה בשקופית זכוכית. </li></ul> המכשיר הוא עכשיו פלזמה מלוכדות לשקופית זכוכית. 3) לציפוי מכשירים עם פולי-L-ליזין (PLL) <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PLL מתווסף גם בכל צד של המכשיר מותר לזרום לתוך הבאר הבא </li></ul> =&gt; 150 μl של PLL של בארות גדול 30 μ l PLL עבור בארות קטנות יותר. זה לא חייב להיות מדויק כל עוד בארות מלאים. הערה: אם אתה מסתכל על המכשיר תוכלו לראות 4 בארות: כל שני מחוברים. אתה רוצה לשים את PLL באחד היטב כך שהוא יזרום דרך המכשיר לתוך הבאר הבא. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר PLL לזרום דרך המכשיר למשך כ -10 דקות ולאחר מכן להוסיף PLL יותר את הבארות כדי למלא אותם </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המכשירים המכיל PLL באינקובטור ב 37 מעלות צלזיוס למשך תקופה מינימלית של 4 שעות (עדיף לילה) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבק את PLL עודף לאחר הטיפול, אבל להיזהר לא לשאוב את כל הנוזל מתוך המכשיר </li></ul> הערה: אתה לא רוצה להציג את בועות האוויר לערוצי או קאמרית. רק ואקום את PLL עודף בארות. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף autoclaved DH 2 O היטב בכל צד של המכשיר, ואפשר לזרום גם אחר על ידי פעולה נימי </li></ul> איור 1 הוא דיאגרמה של מכשיר microfluidic. שימו לב איך הכחול (סומה בצד) מחובר האדום (צד axonal) מחוברים. כאשר אנו אומרים את PLL, או מים או התקשורת, על אחד טוב בכל צד של המכשיר, למה אנחנו מתכוונים, למשל, היא: מקום 150 ul של autoclaved DH 2 O באחד μl כחול 150 טוב, אז במקום autoclaved DH 2 0 האדום לתוך באר אחת. המים (או PLL, או מדיה, או תאים) יזרמו דרך המכשיר היטב המקביל אחרים. <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="איור 1" width="362" height="216" /> איור 1 הערה: שים לב, מעתה ואילך, כאשר אני אומר &quot;כלי התקשורת במקום, תאים, מים או PLL בבארות TOP&quot;, אני מתכוון בתרשים לעיל שם סומה יהיה בצד שמאל ואת האקסונים יגדל זכות. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשאוב את המים (שוב נזהרים שלא להסיר לחלוטין את כל הנוזלים מהמכשיר), ואז להוסיף עוד 150 μl של autoclaved DH 2 O אחד בכל מקושר היטב ולאפשר לו לזרום אל המקביל היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את מכשיר המכיל DH 2 O באינקובטור ב 37 מעלות צלזיוס במשך שעה 1, ולאחר מכן לחזור על השלב לשטוף שוב. שטפו את התקנים שלוש פעמים עם DH 2 O למשך שעה אחת, שהיא בסך הכל. </li></ul> הערה: בשל האפשרות כי borate מן PLL יכול לספוג לתוך PDMS, חלק ב מעבדת Jeon ממליצים דוגרים המכשירים לילה עם autoclaved DH 2 O אחרי כמה אנישטיפות מהיר nitial. זה יבטיח כי כל borate חינם יסתננו החוצה של PDMS לפני הטעינה של התאים. אם זה לא נעשה, ייתכן שיש לשחרר borate לתוך התקשורת לאורך זמן, מה שעלול להוביל cytotoxicity. <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף מדיה בסל עצבית (NBM) עם הגורמים הנדרשים (glutamax, B27, PenStrep) אל בארות העליון </li></ul> הערה: התקנים ניתן מודגרות לילה ו מצופה עם תאים למחרת, או מודגרות מינימום של 3 שעות עם גורמים NMB + לפני ציפוי התאים. הכנת הנוירונים לטעינה לתוך התקני אנו משתמשים היום בן 18 בקליפת עוברי העכברים שאנחנו גם לקנות מחברה בשם Bits המוח או כי הוא מוכן כאן בשבילנו בקמפוס. אנו מעדיפים לקבל את הרקמה טריים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השג 1 קליפת המוח של העובר (2 פיסות הרקמה) המאוחסן שינה E </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח 3 pipettes זכוכית ארוך אש לכל אחד מהם לתוך בגדלים קטנים יותר ברציפות באמצעות מנורת אלכוהול </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסיר את הרקמות של שינה E עם טפטפת זכוכית מקום 2 מ&quot;ל של גורמים NMB + בצינור 15 מ&quot;ל סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טחינה דקה: בעזרת פיפטה הנורה וזכוכית קליפת המוח היא עברה למעלה ולמטה על 5 עד 10 פעמים. ואז, פיפטה קטן הבא משמש פיפטה במעלה ובמורד רקמות. לבסוף, פיפטה הקטן משמש פיפטה במעלה ובמורד רקמות. אנחנו רוצים לוודא שאין גושים נראים לעין. הערה: לאחרונה, החלה המעבדה Jeon השוואת תאים מרקמות מאוחסנים שינה E תאים שהוכנו מרקמות שטופלו תחילה 50% עם טריפסין 0.125% Ca + + בחינם Mg + + חוצץ לנתיחה חינם. הקונצנזוס הוא כי רקמת מוכן באמצעות טריפסין תשואה תאים קיימא יותר מאשר רקמת להציב תחילה שינה E. אם אתה לא הולך להשתמש ברקמות מיד, אז אתה צריך לאחסן את הרקמה שינה E. אם אתה הולך להשתמש ברקמות מיד רוצה כדאיות מוגברת, ואז לטפל הרקמה עם טריפסין לפני טחינה דקה מכני כדלקמן: 1) לדלל 1 מ&quot;ל טריפסין 0.25% (Gibco, Invitrogen) עם 1 מ&quot;ל של Ca + + חינם Mg + + חינם חיץ דיסקציה (טריפסין הסופי = 0.125%) לתוך צינור 15 מ&quot;ל (לשמור קר קרח) 2) רקמת מקום חיץ לדגור מיד 37 מעלות צלזיוס למשך 8 דקות, 3) להוסיף 10 מ&quot;ל DMEM/10% FBS לעצור את טריפסין התגובה ולהמשיך פרוטוקול להלן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה תאים בסל&quot;ד 1100 למשך דקה 1 </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקשורת aspirated בזהירות את התא גלולה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מ&quot;ל של גורמים NMB + על גלולה מחדש על תנאי זה על ידי pipetting למעלה ולמטה </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Pass מחדש תאים מושעה על ידי זרימת הכבידה דרך מסנן להסיר גושים (BD פלקון תא מסננת 40 ניילון אממ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ספירת תאים בצלחת: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתוך צינור microfuge, להוסיף 60 + NMB μl גורמים, 20 μl של השעיה תא, 20 μl של trypan כחול ואז לערבב </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף על μl 10 של פתרון זה hemocytometer ולספור את תאים חיים (לא כחול) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את הריכוז 2.5-4.5 x10 6 תאים / מ&quot;ל הערה: אנו בדרך כלל לקבל ריכוז של כ 2.5-4.5 x 106 תאים / מ&quot;ל. בהתאם לכמות התאים resuspended ב (בדרך כלל 1 מ&quot;ל NBM + B27/Glutamax/PenStrep percortex). אם הרקמה הוכנה עם טריפסין, התשואה צפויה להיות מוגברת. </li></ul></li></ol> ציפוי התקנים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען תאים (נוירונים העיקרי) לתוך אחד טוב של המכשיר </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 5 פלייט μl לכל מכשיר קטן ו 20 μl לכל מכשיר גדול הערה: ניתן לטעון 10 μl של תאים בחלק העליון של המכשיר 10 μl על החלק התחתון של המכשיר (הנפח הכולל וחצי), או ישירות את כל 20 μl של תאים בבאר somal העליון (5 μl ב somal בראש טוב עבור מכשירים קטנים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה במשך 10 דקות ב 37 מעלות צלזיוס חממה כל כך התאים יכולים להתחיל לצרף </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף μl 150/30 כ גורמים NMB + זה גם תלוי בגודל המכשיר הערה: כרכים עשוי להשתנות בהתאם לעובי של PDMS. כל מה שחשוב הוא כי בארות מלאים. </li></ol> משלימה על שימוש בהתקני ללא פלזמה Bonding ללא טיפול פלזמה, כריסטינה ט&quot;ו, טכנאי, אשר עושה זאת בהצלחה כל שבוע ללא פלזמה, אומר רק לטעון את התאים מיד. זכור להסיר את התקשורת משני בארות בצד סומה (צד האקסון לא משנה אם אתה משאיר את התקשורת). זה זרימת נוזל המאפשר לתאים להיכנס לערוץ הראשי. אם יש לך מדיה הבארות, לא תקבל זרימת הנוזל.

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

הנה הראינו כיצד להשתמש במכשיר ללא צורך נוירון microfluidic שואב פלזמה. אנו מתייחסים מליטה זה כלא פלזמה.

<table><tbody><tr><td>PDMS</td><td>Reagent</td><td>Dow Corning</td><td></td><td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td></tr><tr><td>Cornig No. 1 Cover Glass</td><td>Cover Glass</td><td>Corning</td><td>Corning No. X2935 244</td><td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td></tr><tr><td>B27</td><td>Reagent</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td></tr><tr><td>Glutamax</td><td>Reagent</td><td>Invitrogen</td><td>35050-061</td><td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td></tr><tr><td>60 mm Petri Dish</td><td>Tool</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-757-13A</td><td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td></tr><tr><td>Poly-L-Lysine</td><td>Reagent</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-1274</td><td></td></tr><tr><td>BD Falcon 50 ml Tube</td><td>Tool</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon No. 352098</td><td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td></tr><tr><td>BD Falcon 15 ml tube</td><td>Tool</td><td>BD Biosciences</td><td>Falcon No. 352097</td><td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td></tr></tbody></table>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

בסרטון זה אנו מדגימים כיצד להשתמש במכשיר נוירון microfluidic בלי מליטה פלזמה. במקרים מסוימים זה עשוי להיות רצוי מכשירי הקשר הפיך על כוס מס &#39;1 כיסוי קורנינג. זה יכול להיות בגלל, אולי, שואב פלזמה לא להיות זמין. במקרים אחרים, זה יכול להיות רצוי להסיר את ההתקן מן הכוס לאחר culturing של נוירונים עבור סוגים מסוימים של מיקרוסקופ או immunostaining, אם כי זה לא הכרחי כדי להסיר את ההתקן עבור immunostaining מאז הנוירונים יכול להיות מוכתם במכשיר. כמה חוקרים, עם זאת, עדיין מעדיפים להסיר את ההתקן. במקרה זה, מליטה הפיך של המכשיר כדי לכסות את הכוס עושה את זה אפשרי. יש כמה חסרונות מליטה לא פלזמה של התקנים שאינם צמודים כמו חותם נוצר. במקרים מסוימים אקסונים עשוי לגדול תחת חריצים ולא דרכם. כמו כן, בגלל הזכוכית PDMS הם הידרופובי, נוזלים לא להיכנס בקלות את המכשיר ומכריח לעתים לאלץ את התקשורת ריאגנטים אחרים לתוך המכשיר. נוזלים יכנסו למכשיר דרך פעולה נימי, אבל זה לוקח זמן רב יותר באופן משמעותי בהשוואה למכשירים שכבר פלזמה ערובה. שואב פלזמה יוצר חיובים הידרופילי זמני על הזכוכית מכשיר להקל על זרימת נוזלים דרך המכשיר לאחר מליטה בתוך שניות. עבור הלא פלזמה התקנים מחויב, זרימת הנוזל דרך המכשירים לוקח כמה דקות. כמו כן, חשוב לציין כי התקנים לשימוש עם אי - פלזמה מליטה צריכים להיות מעוקרים הראשון, בעוד מכשירים פלזמה טיפול לא צריך לעבור עיקור לפני השימוש, כי יהיה נקי פלזמה לעקר אותם.

Watch this Scientific Journal Video about Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices at JoVE.com

Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

בסרטון הזה אנחנו מדגימים איך להשתמש במכשיר נוירון microfluidic בלי מליטה פלזמה.

Non-Bonding פלזמה של PDMS עבור ייצור זולה של מכשירים microfluidic

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

34.3K Views.  University of California, Irvine (UCI). בסרטון הזה אנחנו מדגימים איך להשתמש במכשיר נוירון microfluidic בלי מליטה פלזמה.

Video: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

PDMS ייצור המכשיר ושינוי פני השטח

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

ייצור של ערוצים Microfluidic תרמופלסטיים

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Creating Sub-50 Nm Nanofluidic Junctions in PDMS Microfluidic Chip via Self-Assembly Process of Colloidal Particles

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its transparency. Due to the softness of the PDMS material, however, it is challenging to use PDMS for building nanochannels. The channels tend to collapse easily during plasma bonding. In this paper, we present an evaporation-driven self-assembly method of silica colloidal nanoparticles to create nanofluidic junctions with sub-50 nm pores between two microchannels. The pore size as well as the surface charge of the nanofluidic junction is tunable simply by changing the colloidal silica bead size and surface functionalization outside of the assembled microfluidic device in a vial before the self-assembly process. Using the self-assembly of nanoparticles with a bead size of 300 nm, 500 nm, and 900 nm, it was possible to fabricate a porous membrane with a pore size of ~45 nm, ~75 nm and ~135 nm, respectively. Under electrical potential, this nanoporous membrane initiated ion concentration polarization (ICP) acting as a cation-selective membrane to concentrate DNA by ~1,700 times within 15 min. This non-lithographic nanofabrication process opens up a new opportunity to build a tunable nanofluidic junction for the study of nanoscale transport processes of ions and molecules inside a PDMS microfluidic chip.

We propose a simple self-assembly technique of silica colloidal nanoparticles to create a nanofluidic junction between two microchannels in polydimethylsiloxane (PDMS). Using this technique, a nanoporous bead membrane with a pore size down to ~45 nm was built inside a microchannel and applied to electrokinetic preconcentration of DNA samples.

יצירת צומת תת-50 ננומטר ננו-נוזלי ב PDMS Microfluidic שבב באמצעות תהליך ההרכבה העצמית של חלקיקים קולואיד

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its ...

Engineering

High Throughput Microfluidic Rapid and Low Cost Prototyping Packaging Methods

In this work, 3 different packaging and assembly techniques are presented. They can be classified into two categories: one-time use and reusable packaging techniques.
The one-time use packaging technique employs UV-based and temperature curing epoxies to connect microtubes to access holes, wire-bonding for integrated circuit connections, and silver epoxy for electrical connections. This method is based on a robust assembly technique that can support relatively high pressure close to 1 psi and does not need any support to strengthen the microfluidic architecture.
Reusable packaging techniques consist of PDMS-based microtube interconnectors and anisotropic adhesive films for electrical connections. These devices are more sensitive and fragile. Consequently, Plexiglas support is added to the microfluidic structure to improve the electrical contact when anisotropic adhesive films are used, and also to strengthen the microfluidic architecture. In addition, a micromanipulator is needed to maintain tubes while using a thin PDMS layer to connect them to the access holes. Different PDMS layer thicknesses, ranging from 0.45-3 mm, are tested to compare the best adherence versus injection rates. Applied injection rates are varied from 50-300 &#956;l/hr for 0.45-3 mm PDMS layers, respectively. These techniques are mainly applicable for low-pressure applications. However, they can be extended for high-pressure ones through plasma-oxygen process to permanently seal the PDMS to glass substrates. The main advantage of this technique, besides the fact that it is reusable, consists of keeping the device observable when the microchannel length is very short (in the range of 3 mm or lower).

In this article we describe different techniques for microfluidic rapid prototyping platforms. The proposed techniques are based on ultraviolet (UV) sensitive and temperature curing epoxies, polydimethylsiloxane (PDMS) based tubing, wire-bonding, and anisotropic adhesive films. The assembling procedures presented are developed for both one-time use devices as well as reusable microfluidic systems.

In this work, 3 different packaging and assembly techniques are presented. They can be classified into two categories: one-time use and reusable packaging ...

Bioengineering

Solvent Bonding for Fabrication of PMMA and COP Microfluidic Devices

Thermoplastic microfluidic devices offer many advantages over those made from silicone elastomers, but bonding procedures must be developed for each thermoplastic of interest. Solvent bonding is a simple and versatile method that can be used to fabricate devices from a variety of plastics. An appropriate solvent is added between two device layers to be bonded, and heat and pressure are applied to the device to facilitate the bonding. By using an appropriate combination of solvent, plastic, heat, and pressure, the device can be sealed with a high quality bond, characterized as having high bond coverage, bond strength, optical clarity, durability over time, and low deformation or damage to microfeature geometry. We describe the procedure for bonding devices made from two popular thermoplastics, poly(methyl-methacrylate) (PMMA), and cyclo-olefin polymer (COP), as well as a variety of methods to characterize the quality of the resulting bonds, and strategies to troubleshoot low quality bonds. These methods can be used to develop new solvent bonding protocols for other plastic-solvent systems.

Solvent bonding is a simple and versatile method for fabricating thermoplastic microfluidic devices with high quality bonds. We describe a protocol to achieve strong, optically clear bonds in PMMA and COP microfluidic devices that preserve microfeature details, by a judicious combination of pressure, temperature, an appropriate solvent, and device geometry.

מליטה מרככת עבור ייצור של PMMA ו COP מכשירי microfluidic

Thermoplastic microfluidic devices offer many advantages over those made from silicone elastomers, but bonding procedures must be developed for each ...

Fabrication of Refractive-index-matched Devices for Biomedical Microfluidics

The use of microfluidic devices has emerged as a defining tool for biomedical applications. When combined with modern microscopy techniques, these devices can be implemented as part of a robust platform capable of making simultaneous complementary measurements. The primary challenge created by the combination of these two techniques is the mismatch in refractive index between the materials traditionally used to make microfluidic devices and the aqueous solutions typically used in biomedicine. This mismatch can create optical artifacts near the channel or device edges. One solution is to reduce the refractive index of the material used to fabricate the device by using a fluorinated polymer such as MY133-V2000 whose refractive index is similar to that of water (n = 1.33). Here, the construction of a microfluidic device made out of MY133-V2000 using soft lithography techniques is demonstrated, using O2 plasma in conjunction with an acrylic holder to increase the adhesion between the MY133-V2000 fabricated device and the polydimethylsiloxane (PDMS) substrate. The device is then tested by incubating it filled with cell culture media for 24 h to demonstrate the ability of the device to maintain cell culture conditions during the course of a typical imaging experiment. Finally, quantitative phase microscopy (QPM) is used to measure the distribution of mass within the live adherent cells in the microchannel. This way, the increased precision, enabled by fabricating the device from a low index of refraction polymer such as MY133-V2000 in lieu of traditional soft lithography materials such as PDMS, is demonstrated. Overall, this approach for fabricating microfluidic devices can be readily integrated into existing soft lithography workflows in order to reduce optical artifacts and increase measurement precision.

This protocol describes the fabrication of microfluidic devices from MY133-V2000 to eliminate artifacts that often arise in microchannels due to the mismatching refractive indices between microchannel structures and an aqueous solution. This protocol uses an acrylic holder to compress the encapsulated device, improving adhesion both chemically and mechanically.

ייצור של התקנים השבירה-אינדקס-מתאימים עבור מיקרופלואידיקה ביו

The use of microfluidic devices has emerged as a defining tool for biomedical applications. When combined with modern microscopy techniques, these devices ...

Window on a Microworld: Simple Microfluidic Systems for Studying Microbial Transport in Porous Media

Microbial growth and transport in porous media have important implications for the quality of groundwater and surface water, the recycling of nutrients in the environment, as well as directly for the transmission of pathogens to drinking water supplies. Natural porous media is composed of an intricate physical topology, varied surface chemistries, dynamic gradients of nutrients and electron acceptors, and a patchy distribution of microbes. These features vary substantially over a length scale of microns, making the results of macro-scale investigations of microbial transport difficult to interpret, and the validation of mechanistic models challenging. Here we demonstrate how simple microfluidic devices can be used to visualize microbial interactions with micro-structured habitats, to identify key processes influencing the observed phenomena, and to systematically validate predictive models. Simple, easy-to-use flow cells were constructed out of the transparent, biocompatible and oxygen-permeable material poly(dimethyl siloxane). Standard methods of photolithography were used to make micro-structured masters, and replica molding was used to cast micro-structured flow cells from the masters. The physical design of the flow cell chamber is adaptable to the experimental requirements: microchannels can vary from simple linear connections to complex topologies with feature sizes as small as 2 &mu;m. Our modular EcoChip flow cell array features dozens of identical chambers and flow control by a gravity-driven flow module. We demonstrate that through use of EcoChip devices, physical structures and pressure heads can be held constant or varied systematically while the influence of surface chemistry, fluid properties, or the characteristics of the microbial population is investigated. Through transport experiments using a non-pathogenic, green fluorescent protein-expressing Vibrio bacterial strain, we illustrate the importance of habitat structure, flow conditions, and inoculums size on fundamental transport phenomena, and with real-time particle-scale observations, demonstrate that microfluidics offer a compelling view of a hidden world.

Microfluidic devices can be used to visualize complex natural processes in real time and at the appropriate physical scales. We have developed a simple microfluidic device that mimics key features of natural porous media for studying growth and transport of bacteria in the subsurface.

חלון על המיקרו: מערכות Microfluidic פשוט לחקר התחבורה מיקרוביאלית בתווך נקבובי

Microbial growth and transport in porous media have important implications for the quality of groundwater and surface water, the recycling of nutrients in ...

Rapid Fabrication of Custom Microfluidic Devices for Research and Educational Applications

Microfluidic devices allow for the manipulation of fluids, particles, cells, micro-sized organs or organisms in channels ranging from the nano to submillimeter scales. A rapid increase in the use of this technology in the biological sciences has prompted a need for methods that are accessible to a wide range of research groups. Current fabrication standards, such as PDMS bonding, require expensive and time consuming lithographic and bonding techniques. A viable alternative is the use of equipment and materials that are easily affordable, require minimal expertise and allow for the rapid iteration of designs. In this work we describe a protocol for designing and producing PET-laminates (PETLs), microfluidic devices that are inexpensive, easy to fabricate, and consume significantly less time to generate than other approaches to microfluidics technology. They consist of thermally bonded film sheets, in which channels and other features are defined using a craft cutter. PETLs solve field-specific technical challenges while dramatically reducing obstacles to adoption. This approach facilitates the accessibility of microfluidics devices in both research and educational settings, providing a reliable platform for new methods of inquiry.

Here we present a protocol to design and fabricate custom microfluidic devices with minimal financial and time investment. The aim is to facilitate the adoption of microfluidic technologies in biomedical research laboratories and educational settings.

ייצור מהיר של התקני מיקרופלואידיג מותאמים אישית למחקר וליישומים חינוכיים

Microfluidic devices allow for the manipulation of fluids, particles, cells, micro-sized organs or organisms in channels ranging from the nano to ...

The Fabrication and Operation of a Continuous Flow, Micro-Electroporation System with Permeabilization Detection

Current therapeutic innovations, such as CAR-T cell therapy, are heavily reliant on viral-mediated gene delivery. Although efficient, this technique is accompanied by high manufacturing costs, which has brought about an interest in using alternative methods for gene delivery. Electroporation is an electro-physical, non-viral approach for the intracellular delivery of genes and other exogenous materials. Upon the application of an electric field, the cell membrane temporarily allows molecular delivery into the cell. Typically, electroporation is performed on the macroscale to process large numbers of cells. However, this approach requires extensive empirical protocol development, which is costly when working with primary and difficult-to-transfect cell types. Lengthy protocol development, coupled with the requirement of large voltages to achieve sufficient electric-field strengths to permeabilize the cells, has led to the development of micro-scale electroporation devices. These micro-electroporation devices are manufactured using common microfabrication techniques and allow for greater experimental control with the potential to maintain high throughput capabilities. This work builds off a microfluidic-electroporation technology capable of detecting the level of cell membrane permeabilization at a single-cell level under continuous flow. However, this technology was limited to 4 cells processed per second, and thus a new approach for increasing the system throughput is proposed and presented here. This new technique, denoted as cell-population-based feedback control, considers the cell permeabilization response to a variety of electroporation pulsing conditions and determines the best-suited electroporation pulse conditions for the cell type under test. A higher-throughput mode is then used, where this 'optimal' pulse is applied to the cell suspension in transit. The steps for fabricating the device, setting up and running the microfluidic experiments, and analyzing the results are presented in detail. Finally, this micro-electroporation technology is demonstrated by delivering a DNA plasmid encoding for green fluorescent protein (GFP) into HEK293 cells.

This protocol describes the microfabrication techniques required to build a lab-on-a-chip, microfluidic electroporation device. The experimental setup performs controlled, single-cell-level transfections in a continuous flow and can be extended to higher throughputs with population-based control. An analysis is provided showcasing the ability to electrically monitor the degree of cell membrane permeabilization in real-time.

ייצור והפעלה של זרימה רציפה, מערכת מיקרו-אלקטרופורציה עם זיהוי חלחול

Current therapeutic innovations, such as CAR-T cell therapy, are heavily reliant on viral-mediated gene delivery. Although efficient, this technique is ...

Microfluidic Tools for Probing Fungal-Microbial Interactions at the Cellular Level

Filamentous fungi are successful inhabitants of soil and play a major role in soil ecosystems, such as in the decomposition of organic and inorganic matter, as well as regulation of nutrient levels. There they also find numerous opportunities to interact with a variety of other microbes such as bacteria or other fungi. Studying fungal interactions at the cellular level, however, can be challenging owing to the black box-like nature of soil. New microfluidic tools are being developed for the study of fungal interactions; two platforms designed to study bacterial-fungal and fungal-fungal interactions are highlighted. Within these microchannels, fungal-microbial interactions can be monitored in controlled physico-chemical environments at higher temporal and spatial resolution than previously possible. Application of these tools have yielded numerous novel biological insights, such as the observation of bacterial polar attachment to hyphae or revealing uncharacterised fungal-fungal antagonisms. A key feature of these methodologies regards the ease of use of this tool by non-experts, yielding highly translatable technologies for use in microbiology labs.

Owing to the opacity of soil, interactions between its constituent microbes cannot easily be visualised with cellular resolution. Here, two microfluidic tools are presented, which offer new opportunities for investigating fungal-microbial interactions. The devices are versatile and simple to use, enabling high spatiotemporal control and high-resolution imaging at the cellular level.

כלים מיקרופלואידיים לחקר אינטראקציות פטרייתיות-מיקרוביאליות ברמה התאית

Filamentous fungi are successful inhabitants of soil and play a major role in soil ecosystems, such as in the decomposition of organic and inorganic ...