אנו מודים פיליפ Denninger לעזרה עם וידאו הכנה Bhavna צ&#39;אודהורי למתן קווי צמחים המבטאים מאיימות חיישנים. עבודה זו נתמכה על ידי מענקי הקרן הלאומית למדע (MCB 1021677), מחלקת האנרגיה (DE-FG02-04ER15542) כדי WBF, מכון הבריאות הלאומי, ואת הווארד יוז רפואי במכון כדי SRQGG נתמך על ידי רב EMBO טווח המילגה. MM נתמך על ידי אלכסנדר פון הומבולדט קרן.

הערה: בצע את כל השלבים הכנות בתנאים סטריליים. 1. הכנת קונוסים מפלסטיק נביטת הזרעים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלאו צלחת פטרי 10 ס&quot;מ עם מדיום גידול המכיל אגר 1% עד עובי של 5 מ&quot;מ. אנו משתמשים כוח 1/2 שונה הוגלנד בינוני 4, אבל הרכב בינוני יש לבחור כדי להתאים לדרישות ניסויים בודדים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אמנם המדיום הוא עדיין נוזלי, השתמש פיפטה רב ערוצי למלא 10 עצות פיפטה μl עם μl 5 של המדיום מצלחת פטרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את הטיפים למלא תיבת עצה פיפטה עד בינוני הוא מוצק, חתוך אז עד 4 מ&quot;מ ארוכים גביעי פלסטיק במקום ישר לתוך צלחת פטרי שמכילה בינוני צמיחה איתנה. </li></ol> 2. נביטת הזרעים וגידול שתיל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פני השטח לעקר הזרעים NaOCl 5% עבור 5 דקות, שלוש פעמים לשטוף עם מים סטריליים, ואז לשים זרע אחד על גבי חרוט בינוני מלאs. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סוגרים את המנה עם קלטת micropore (3M) ולאחסן ב 4 ° C כדי לסנכרן את הנביטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי שלושה ימים, להעביר את הצלחות לארון גידול להתחיל נביטה. תנאי הגידול שלנו הם 23 מעלות צלזיוס בכל מחזור 16h light/8h גבוהה כהה (עוצמת האור: 100 μE מ -2 s -1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בין 5 ל -7 ימים לאחר הנביטה, את השתילים צריך להיות מוכן להעברה RootChip. בשלב זה, טיפים שורש צריך להיות ליד כלי התחתונה של גביעי פלסטיק. בדוק בריאות שתיל, אורך שורש, ואם יש צורך, ביטוי של פלורסנט סמן תחת מיקרוסקופ לנתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סמן שתילים בודדים עבור העברת על גבי שבב. בחר עשרה בערך שתילים במקרה 1 ניזוק במהלך ההעברה. </li></ol> 3. העברת שתילים על RootChip <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר RootChip ארוך טווח ניסויים, לעטוףמכשיר בנייר משי, במקום בכלי זכוכית פטרי, ו החיטוי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר RootChip מתקרר, מכסים את זה עם מדיום גידול נוזלי. RootChip צריך להיות שקוע לחלוטין, אבל את רמת הנוזל צריך להיות לא יותר מ 3 מ&quot;מ מעל פני השטח RootChip. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם פיפטה 20 μl, למשוך בינוני עד כניסת השורש מוצא תא כדי למלא את החדר עם תצפית בינוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גביעי פלסטיק הכנס נבחרו בשלב 2.5 לתוך פתחי הכניסה RootChip. קונוסים צריכים להתאים בנוחות על פתחי הכניסה את. מאז RootChip הוא רכוב על שכבה דקה של זכוכית אופטית, לא להפעיל לחץ רב מדי על השבב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה RootChip לילה במדיום נוזלי. כדי למנוע הצפה, הצב שתי שקופיות זכוכית על גבי שבב. להוסיף פס מגנטי רעש ולסגור את המנה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את הרכבה stirrer מגנטי בעדינות להתסיס בינוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתחי הכניסה של RootChip מצטלבים ערוצי בזווית של ° 30 למכשיר נורמלי facilitate גידול השורש לתוך תעלות (איור 1 א). כדי להמשיך לתמוך בצמיחה בכיוון הרצוי, להטות את הרכבה מעט על ידי הנחת שקופיות זכוכית מתחת לצלחת פטרי בצד השני של השבב של שקעים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לשמור על מחזור אור / חושך, להאיר את השתילים עם מנורה הטבעת (עוצמת האור: 100 μE מ -2 s -1) מחובר טיימר. </li></ol> 4. חיבור RootChip למוביל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת, למלא בקבוקון רב סגר, pressurizable עם מדיום גידול נוזלי (1B איור). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך נושאת שבב ולמקם אותו על משטח יציב. הסר את RootChip ממדיום נוזלי להכניס אותו בצד PDMS לתוך הפתח התחתון של המוביל שבב. אוריינט שבב כך את הצד המכיל את שכבת פתחי הכניסה בקרה עומדת בפני צד של קו הלחץ מחברי צינורות בקיר הצד המוביל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יבש את הזכוכית המכסה עלהתחתון של השבב על ידי בעדינות עם נייר סופג רקמות. להבטיח את RootChip למוביל עם הקלטת הזכות ההרכבה כולה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחברים צינורות מבוצעים על ידי חיתוך צינור פלסטיק גמיש microbore (TYGON, 0.20 &quot;x 0.060 מזהה&quot; OD) לחתיכות 5 ס&quot;מ ולחבר אותם נירוסטה microbore צינורות (Tube ניו אינגלנד קטן, .025 &quot;OD x 0.013&quot; מזהה x 0.75 &quot; זמן). ממלאים את צינורות מחברים עם מים באמצעות מזרק וחבר כל מחבר צינורות לתוך כניסת שכבת המתאים שליטה על השבב. המים יהיה מאוחר יותר למלא את השכבה ערוצי שליטה ומשומשות להעביר את הלחץ על שסתומי micromechanical. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחבר את הקצוות של הקווים לתוך התקשורת / בקבוקון פתרון (ים). תפעילו לחץ על הבקבוקון פתרון בעזרת מזרק של אוויר. לחץ האוויר עלה בתוך בקבוקון פתרון יאלץ נוזל לתוך השורות. </li></ol> 5. הרכבה RootChip על מיקרוסקופ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הספק על microscבשלב אופ. כדי לצמצם את האפשרות של הרכבה משתנה במהלך הניסוי בשל תנודות בחדר, הספק צריך להתאים בדיוק לתוך החריצים של הכנס הבמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השסתומים שבב ואת זרימת בינוני באמצעות שבב נשלטים על ידי לחץ אוויר. שתי שורות עם הרגולטורים הם הסתעפו קו הלחץ העיקרי - 1 משמש לשליטה על זרימת אמצעי בין הערוצים, והשני מחובר האוויר שסתומים סולנואיד כי להניע את שכיבות סמיכה הגיעו שסתומים של השכבה שליטה. השסתומים סולנואיד מופעלים מהמחשב דרך שסתום בקר USB (שפותחה על ידי רפאל גומז-Sjöberg, הלאומית לורנס ברקלי מעבדה). לסגור את שני הרגולטורים לחץ לפני חיבור שבב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף כמה מ&quot;ל מים מאגרים של הספק לשמור על לחות גבוהה בתוך ההרכבה. שלב זה יש לחזור על מהלך הניסויים יותר כדי לשמור על הצמחים מהתייבשות. לשמור על נפח נמוך כדי למזער tהוא כמות הנוזלים שניתן נשפך על המיקרוסקופ. לטווח הארוך ניסויים, יצוא של כלי שבב יכול להיות מונחה לתוך מאגרים של הספק על ידי חיבור כלי שבב על מאגרי עם צינורות microbore (ראה שלב 4.4). לחלופין, יצוא שמצטבר על פני השבב ניתן לאסוף על ידי pipetting. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להכין יריעות פלסטיק שקוף בריבוע של מ מגינים גיליונות (C-Line). תקן פלסטיק שקוף המוביל של קלטת דו צדדית כדי לשמור על לחות גבוהה באסיפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את טבעת אור על שבב ולקיים את מחזור אור / חושך. אור הטבעת צריך להיות כבוי לפני תחילת הניסוי כל העושה שימוש סמנים ניאון, כמו תאורה ישירה יפריע אוסף תמונה. </li></ol> 6. הפעלה RootChip באמצעות ממשק LabVIEW ממשק בקר RootChip עבור פלטפורמת התוכנה LabVIEW יכולניתן להוריד מאתר האינטרנט שלנו <a href="http://dpb.carnegiescience.edu/technology/rootchip" target="_blank">http://dpb.carnegiescience.edu/technology/rootchip</a> . <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השסתומים על שבב סגורים על ידי הפעלת לחץ על שכבת הבקרה, במקרה זה על ידי פתיחת שסתומי אוויר סולנואיד. ממשק בקר מאפשר actuation של השסתומים על ידי לחיצה על הכפתור למטה מספר שסתום. ירוק בהיר מציין הפעלת לחץ וסגירת השסתום השבב (איור 2 ב). להפעיל את כל שלושת פתרון כניסת שסתומים בממשק הבקר לפני פתיחת הרגולטורים לחץ. הערה: ממשק בקר כולל לולאת משוב, המאפשר ניטור של מצב המערכת. תכונה זו עשויה להיות מופעל על ידי לחיצה על כפתור &quot;Readback&quot; בממשק הבקר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את ווסת הלחץ על שכבת מלאה להגדיר תחילה ל -15 PSI, ולאחר מכן פתח את הרגולטור של השכבה זרימת ולהגדיר תחילה 5 psi. Depenדינג על קצב זרימת הרצוי, הלחצים יכול להיות מותאם מאוחר יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את שסתום היניקה של המדיום צמיחה של בחירה כדי לשטוף את חדרי עם המדיום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לבדוק את נתיבי הזרימה מתחת למיקרוסקופ. בדרך כלל, אוויר לכוד את ערוצי הזרימה ויש להסירו. בנוסף, הערוצים של שכבת הבקרה עדיין מכילים אוויר שיש נאלץ לצאת והוחלף מים מן המחברים צינורות (ללא מוצא מילוי). המשימות הן מושגות על ידי שטיפה כל אחת משמונה תאים מספר פעמים (5 psi) עד שכל האוויר נאלץ מן הערוצים לתוך PDMS (&quot;degassing&quot;). הערה: ממשק הבקר ניתן לתכנת כדי להפוך ניסויים. שגרות אלה עשויים לשמש גם שבב דגה. </li></ol> 7. נציג תוצאות מטרת ממשלת RootChip היא לשלב פלטפורמת הדמיה המערכת זלוף במכשיר אחד עם רמה גבוהה של אינטגרציה. כדי להדגים את המניפולציהשל microenvironment של שורשים לנו סמוקות לתאי עם צבע מאכל כהה (דילול 01:04 במדיום הידרופוני) ומדד החליפין של נוזל בתוך החדרים. בלחץ המומלצת של 5 psi מדדנו בתמורה מלאה תוך 10 שניות בקצב זרימת מחושב של כ μl 1.5 / דקה (איור 3). כמו כן, אנו נצפה גידול השורש של שתילים, במקרה זה גדל בחושך מסופק עם גלוקוז 10 mM כמקור אנרגיה חיצוני (איור 4). בהתאם לתנאי גידול, כגון אור הרכב החומר, צמחים ניתן לצפות RootChip לתקופה של עד שלושה ימים. RootChip נעשה שימוש כדי לפקח על רמת הסוכר תאיים ורמות גלקטוז בשורשים המבטאים nanosensors מקודדים גנטית, המבוססת על העברת אנרגיה פורסטר תהודה (סריג) 5-7. שורשים שבב היו perfused עם פולסים רבועים של גלוקוז או גלקטוז פתרון ( <strong&gt; איור 5). רמות תאיים של סוכרים נוטרו ומוצגים כאן כפי שבאה לידי ביטוי ביחס של עוצמת סיטרין fluorophore acceptor לעוצמת ECFP התורם. העלייה מצביעה על יחס הצטברות של סוכר. <img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. RootChip העיקרון. <ol class="ualpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> RootChip כולל שמונה חדרי תצפית לצמיחה הדמיה של השורשים. הזרעים לנבוט 1 ב גביעי פלסטיק - מפוברק מ טיפים פיפטה פלסטיק - אשר מלאים בינוני מוצק. קצה השורש גדל דרך בינוני ומגיע לחדר שבו זרימה רציפה של המדיום נוזל שומר על תנאי מתמיד קאמרית. שסתומים micromechanical (אדום) לשלוט בזרימת. השבב הוא רכוב על הזכוכית המכסה אופטי. ציור לא להרחיב. (עיבוד באישור גרוסמן et al., 2011 תא הצמח.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> SCHEME של הבקבוקון פתרון pressurizable עם הסרעפת (אדום). </li></ol><img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig2.jpg" alt="איור 2" /> איור 2. חיבור גובר RootChip. <ol class="ualpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צפה לראש RootChip מחובר באופן מלא הספק מותקן על מיקרוסקופ הפוכה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תוכנית המדגימה את מערכת valving וממשק בקר. למשל עבור שסתום הגדרת להנחות את זרימת הנוזל אל חדר אחד מוצג. בעוד שסתומים 4 עד 8 מעשה כמו ברזים, שסתומים חד 0 עד 3 מעשה בקבוצות. עם מערכת זו תא בודד ניתן לטפל על ידי שילוב של הפעלת השסתומים. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig3.jpg" alt="איור 3" /> איור 3. החלפת פתרונות CH תצפיתambers. ויזואליזציה של החלפת נוזל בתא השגחה באמצעות פתרון צבע. התמונה היא כיסוי של שדה בהיר שווא בצבע עוצמת אות הצבע. <img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig4.jpg" alt="איור 4" /> באיור 4. על שבב גידול השורש. תצפית של שורש גדלה אחת להביע ניאון סריג nanosensor של גלוקוז / גלקטוז במשך 20h. פורמט זמן: hh: mm: בר בקנה מידה: 100 מיקרומטר. <img src="/files/ftp_upload/4290/4290fig5.jpg" alt="איור 5" /> איור 5. מדידת רמות סוכר תאיים באמצעות סריג nanosensors. <ol class="ualpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סכום של חיישן מוצג עוצמת סיטרין בתוך קצה השורש (משמאל). תגובת תאיים סריג nanosensor היישום של גלוקוז או גלקטוז הפתרון מוצג כתמונות ratiometric. (עיבוד באישור גרוסמן et al., 2011 Plaתא NT) בר סולם:. 100 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעקב אחר שינויים סריג יחס כתגובה שלושה פולסים מרובעים חוזרות ונשנות של גלוקוז (ירוק) וגלקטוז (אדום). </li></ol>

<ol>
	<li>Grossmann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+RootChip:+An+Integrated+Microfluidic+Chip+for+Plant+Science.">The RootChip: An Integrated Microfluidic Chip for Plant Science.</a> Plant Cell. 23, 4234-4240 (2011).</li><li>Unger, M. A., Chou, H. P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monolithic+microfabricated+valves+and+pumps+by+multilayer+soft+lithography.">Monolithic microfabricated valves and pumps by multilayer soft lithography.</a> Science. 288, 113-116 (2000).</li><li>Okumoto, S., Jones, A., Frommer, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Imaging+with+Fluorescent+Biosensors:+Advanced+Tools+for+Spatiotemporal+Analysis+of+Biodynamics+in+Cells.">Quantitative Imaging with Fluorescent Biosensors: Advanced Tools for Spatiotemporal Analysis of Biodynamics in Cells.</a> Annu. Rev. Plant Biol. , (2012).</li><li>Loqu&#233;, D., Lalonde, S., Looger, L. L., von Wir&#233;n, N., Frommer, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+cytosolic+trans-activation+domain+essential+for+ammonium+uptake.">A cytosolic trans-activation domain essential for ammonium uptake.</a> Nature. 446, 195-198 (2007).</li><li>Okumoto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+approach+for+monitoring+cellular+metabolites+and+ions+using+genetically+encoded+biosensors.">Imaging approach for monitoring cellular metabolites and ions using genetically encoded biosensors.</a> Curr. Opin. Biotechnol. 21, 45-54 (2010).</li><li>Fehr, M., Frommer, W. B., Lalonde, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+maltose+uptake+in+living+yeast+cells+by+fluorescent+nanosensors.">Visualization of maltose uptake in living yeast cells by fluorescent nanosensors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99, 9846-9851 (2002).</li><li>Takanaga, H., Chaudhuri, B., Frommer, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GLUT1+and+GLUT9+as+major+contributors+to+glucose+influx+in+HepG2+cells+identified+by+a+high+sensitivity+intramolecular+FRET+glucose+sensor.">GLUT1 and GLUT9 as major contributors to glucose influx in HepG2 cells identified by a high sensitivity intramolecular FRET glucose sensor.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1778, 1091-1099 (2008).</li><li>Chaudhuri, B., Hörmann, F., Frommer, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+imaging+of+glucose+flux+impedance+using+FRET+sensors+in+wild-type+Arabidopsis+plants.">Dynamic imaging of glucose flux impedance using FRET sensors in wild-type Arabidopsis plants.</a> J. Exp. Bot. 62, 2411-2417 (2011).</li><li>Meier, M., Lucchetta, E. M., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+stimulation+of+the+Arabidopsis+thaliana+root+using+multi-laminar+flow+on+a+microfluidic+chip.">Chemical stimulation of the Arabidopsis thaliana root using multi-laminar flow on a microfluidic chip.</a> Lab Chip. 10, 2147-2153 (2010).</li><li>Parashar, A., Pandey, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plant-in-chip:+Microfluidic+system+for+studying+root+growth+and+pathogenic+interactions+in+Arabidopsis.">Plant-in-chip: Microfluidic system for studying root growth and pathogenic interactions in Arabidopsis.</a> Appl. Phys. Lett. 98, 263703-26 (2011).</li><li>Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origins+and+the+future+of+microfluidics.">The origins and the future of microfluidics.</a> Nature. 442, 368-373 (2006).</li><li>Lee, J. N., Park, C., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Solvent+Compatibility+of+Poly(dimethylsiloxane)-Based+Microfluidic+Devices.">Solvent Compatibility of Poly(dimethylsiloxane)-Based Microfluidic Devices.</a> Anal. Chem. 75, 6544-6554 (2003).</li></ol>

אין ניגוד עניינים הצהיר.

היתרונות העיקריים של RootChip על פני שיטות גידול המקובלות הן הכנה פולשנית מיקרוסקופיה, היכולת הפיך שוב ושוב לשנות את סביבת השורש, ויכולת תצפית רציפה של רקמות מוסמכת מבחינה התפתחותית ובריא מבחינה פיזיולוגית על פני תקופה של מספר ימים. בעבר, שתילים גדלו בצורה אנכית על התקשורת תסרוקת והועברו מערכת טפטוף מיד לפני הניסוי, אשר אפשרה רק מדידה שורשים בודדים בכל פעם 8. כלים microfluidic שימשו במשך ארבידופסיס, אבל ברמה נמוכה אינטגרציה 9 או ללא שליטה זלוף 10. RootChip משלב רמה גבוהה של אינטגרציה עם היכולת להפוך ניסויים באמצעות הדרכה תזרים מדויק. יתרון נוסף של הפלטפורמה הזו, האופיינית כל התקנים microfluidic 11, הוא רק כמויות מזעריות של נוזל נדרשים לספק את השורש עם אגוז צורךrients, גם עבור ניסויים פורש מספר ימים. RootChip מיועד כיום כאמצעי יחיד לשימוש, אבל מאז עלויות הייצור של שבבי נמוכות, את כמויות קטנות של חומרים כימיים צרכו עושה את השבב עדיין מאוד חסכונית. ישנם מספר שלבים קריטיים כמה שיש לנקוט כדי להבטיח את בריאותם של שתילים את: נפח את גביעי פלסטיק רק μl 3-4, אשר יתחיל להתייבש כאשר נחשף לאוויר. לכן זה קריטי, כי את הקונוסים מועברים על גבי שבב במהירות והלחות נשמרת גבוהה עד השורשים הגיעו לתאי תצפית, אשר יספק להם מספיק מים. צעדים 4.2 ל 4.5 יש לבצע במהירות וללא הפסקה כדי למנוע התייבשות של השתילים. צעדים 3.5 - 3.8 לתאר את הדגירה של השבב בתקשורת נוזלי שבמהלכו השורשים לצמוח לתאי תצפית. שלב זה ניתן לדלג על ידי הרכבה שבב לתוך גarrier מיד החל טפטוף מתמיד עם צמיחה בינונית. עם זאת, אנו ממליצים על השריית במדיום הגידול בין לילה, שכן יש כמה יתרונות: 1) הוא יוצר סביבה לחה כל כך את השתילים נוטים פחות להיות מיובש כאשר הם גדלים לתוך חדר תצפיות, 2) שבב ספוגה בנוזל, כך degassing (שלב 6.4) יהיה מהיר יותר. חשוב להשתמש במדיה עם ריכוז המומס נמוך. תמיסות מרוכזות יותר עלולה לעורר ולסתום את הערוצים, במיוחד אם השבב משמש על פני כמה ימים. ברגע שהמכשיר מחובר לקו לחץ האוויר, זרם בינוני נשלטת על ידי שינוי הלחץ ההידראולי של השסתומים. כדי להבטיח את סגירת נכון של השסתומים micromechanical, חשוב לבחור שליטה בלחץ כי הוא בערך פי שלושה מאחוז לחץ הזרימה. לחץ זרימת לא יעלה על 15 psi כמו נוזל יהיה דחף מתוך פתחי הכניסה שורש. לחצים גבוהים יותר מאY גם לגרום delamination של השבב, אשר הופך לא שמיש שבב. הגבלה של RootChip היא PDMS הוא נקבובי הידרופובי. אמנם החומר הוא אינרטי מעשית תמיסות מימיות, הוא עלול לספוג תרכובות אורגניות 12. זה יכול להפריע חילופי מהירה של פתרונות כמו תרכובות אורגניות עלול לדלוף מן החומר גם כאשר האספקה ​​של מתחם זה כבר עצר כניסת. עקב נקבוביות, שימוש בממסים אורגניים עלולה לגרום לנפיחות של PDMS 12. אנו ממשיכים לייעל את RootChip ולהרחיב השירות שלה, למשל עם שורשים של צמחים הצומח. אנו מאמינים כי על ידי שיפור הגישה שורש עבור טיפולים תצפית, כלי microfluidic כמו RootChip תפתח מימדים חדשים של מחקר השורש.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> פריטים </td><td> מקור </td><td> מידע </td></tr><tr><td> הספק השבבים, התוכנה וכל מידע אחר. </td><td> מכון קרנגי - DPB </td><td> CAD ו CNC קבצים עבור ייצור המוביל, תוכנה בקר ומידע נוסף זמינים להורדה מאתר האינטרנט של <a href="http://dpb.carnegiescience.edu/technology/rootchip" target="_blank">http://dpb.carnegiescience.edu/technology/rootchip~~HEAD=NNS</a> מובילים יכול להיות גם הורה מאתר זה. </td></tr><tr><td> RootChip </td><td> סטנפורד יציקה </td><td> עיצובים מסכת ופרוטוקולים ייצור זמינים על פי דרישה. מוכן לשימוש RootChips ניתן להזמין <a href="http://www.stanford.edu/group/foundry/" target="_blank">http://www.stanford.edu/group/foundry/</a> </td></tr><tr><td> שבב בקר </td><td> ביתי מובנה</td><td> מערכת אוטומטית בקר שסתום פותחה במקור על ידי רפאל גומז-Sjöberg, המעבדה הלאומית לורנס ברקלי. הדרכה מפורטת כיצד לבנות בקר שסתום מופעלים שלך ניתן למצוא בכתובת <a href="https://sites.google.com/a/lbl.gov/microfluidics-lab/valve-controllers" target="_blank">https://sites.google.com/a/lbl.gov/microfluidics-lab/valve-controllers</a> </td></tr></tbody></table>

time-lapse fluorescence imaging of arabidopsis root growth with rapid manipulation of the root environment using the rootchip

פונקציות שורש כעוגן הפיזי של המפעל הוא האיבר האחראי על ספיגת המזון בגוף מים מינרלים כגון אלמנטים, חנקן וזרחן, סולפט זכר שצמחים לרכוש מהקרקע. אם אנחנו רוצים לפתח גישות קיימא לייצור היבול גבוה, עלינו להבין טוב יותר כיצד השורש מפתחת, תופס קשת רחבה של חומרים מזינים, וכן אינטראקציה עם אורגניזמים פתוגניים ו סימביוטיים. כדי להשיג מטרות אלו, אנו צריכים להיות מסוגלים לחקור את השורשים בפירוט מיקרוסקופי על פני פרקי זמן הנעים בין דקות יום. פיתחנו RootChip, polydimethylsiloxane (PDMS) - מכשיר microfluidic מבוסס, אשר מאפשר לנו לגדול השורשים תמונה שתילים ארבידופסיס תוך הימנעות מכל מתח פיזי לשורשים במהלך הכנת הדמיה 1 (איור 1). המכשיר מכיל מבנה הערוץ מפוצלת הכוללת שסתומים micromechanical להנחות את זרימת הנוזלמתוך פתחי הכניסה פתרון לכל אחד משמונת החדרים תצפית 2. מערכת זו מאפשרת זלוף microenvironment שורש כדי להיות מבוקר שונה עם דיוק ומהירות. נפח החדרים הוא כ 400 NL, וכן הוא מחייב רק כמויות מזעריות של פתרון המבחן. כאן אנו מספקים פרוטוקול מפורט לחקר הביולוגיה שורש על RootChip באמצעות הדמיה מבוססי גישות עם רזולוציה בזמן אמת. השורשים ניתן לנתח על פני כמה ימים באמצעות מיקרוסקופיה זמן לשגות. השורשים ניתן perfused עם פתרונות או מעכבי תזונתיים, ועד 8 שתילים ניתן לנתח במקביל. במערכת זו יש פוטנציאל עבור מגוון רחב של יישומים, כולל ניתוח של צמיחה שורש בנוכחות או העדר של כימיקלים, הקרינה מבוסס ניתוח של ביטוי גנים, ועל ניתוח של biosensors, למשל סריג nanosensors 3.

Watch this Scientific Journal Video about Time-lapse Fluorescence Imaging of Arabidopsis Root Growth with Rapid Manipulation of The Root Environment Using The RootChip at JoVE.com

Time-lapse Fluorescence Imaging of Arabidopsis Root Growth with Rapid Manipulation of The Root Environment Using The RootChip

מאמר זה מספק פרוטוקול לגידול שתילים של ארבידופסיס ב RootChip, פלטפורמת הדמיה microfluidic המשלבת שליטה אוטומטית של תנאי הגידול עם מעקב שורש מיקרוסקופי ו להתרגז על בסיס מדידת רמות מטבוליט תאיים.

זמן לשגות דימות פלואורסצנטי של צמיחה רוט ארבידופסיס עם מניפולציה מהירה של הסביבה רוט שימוש RootChip

The root functions as the physical anchor of the plant and is the organ responsible for uptake of water and mineral nutrients such as nitrogen, ...

time-lapse-fluorescence-imaging-arabidopsis-root-growth-with-rapid

Research

JoVE Journal

Bioengineering

19.5K Views.  Carnegie Institution for Science. מאמר זה מספק פרוטוקול לגידול שתילים של ארבידופסיס ב RootChip, פלטפורמת הדמיה microfluidic המשלבת שליטה אוטומטית של תנאי הגידול עם מעקב שורש מיקרוסקופי ו להתרגז על בסיס מדידת רמות מטבוליט תאיים.

Video: Time-lapse Fluorescence Imaging of Arabidopsis Root Growth with Rapid Manipulation of The Root Environment Using The RootChip

Demonstrating the Uses of the Novel Gravitational Force Spectrometer to Stretch and Measure Fibrous Proteins

The study of macromolecular structure has become critical to the elucidation of molecular mechanisms and function. There are several limited, but important bioinstruments capable of testing the force dependence of structural features in proteins. Scale has been a limiting parameter on how accurately researchers can peer into the nanomechanical world of molecules, such as nucleic acids, enzymes, and motor proteins that perform life-sustaining work. Atomic force microscopy (AFM) is well tuned to determine native structures of fibrous proteins with a distance resolution on par with electron microscopy. However, in AFM force studies, the forces are typically much higher than a single molecule might experience 1, 2. Optical traps (OT) are very good at determining the relative distance between the trapped beads and they can impart very small forces 3. However, they do not yield accurate absolute lengths of the molecules under study. Molecular simulations provide supportive information to such experiments, but are limited in the ability to handle the same large molecular sizes, long time frames, and convince some researchers in the absence of other supporting evidence2, 4.
The gravitational force spectrometer (GFS) fills a critical niche in the arsenal of an investigator by providing a unique combination of abilities. This instrument is capable of generating forces typically with 98% or better accuracy from the femtonewton range to the nanonewton range. The distance measurements currently are capable of resolving the absolute molecular length down to five nanometers, and relative bead pair separation distances with a precision similar to an optical trap. Also, the GFS can determine stretching or uncoiling where the force is near equilibrium, or provide a graded force to juxtapose against any measured structural changes. It is even possible to determine how many amino acid residues are involved in uncoiling events under physiological force loads 2. Unlike in other methods where there is extensive force calibration that must precede any assay, the GFS requires no such force calibration 5. By complementing the strengths of other methods, the GFS will bridge gaps in understanding the nanomechanics of vital proteins and other macromolecules.

This is a step-by step guide showing the purpose, operation, and representative results from the novel gravitational force spectrometer.

הדגמת שימושים של ספקטרומטר הכבידה רומן כוח כדי למתוח מדוד חלבונים סיביים

The study of macromolecular structure has become critical to the elucidation of molecular mechanisms and function. There are several limited, but ...

Gold Nanostar Synthesis with a Silver Seed Mediated Growth Method

The physical, chemical and optical properties of nano-scale colloids depend on their material composition, size and shape 1-5. There is a great interest in using nano-colloids for photo-thermal ablation, drug delivery and many other biomedical applications 6. Gold is particularly used because of its low toxicity 7-9. A property of metal nano-colloids is that they can have a strong surface plasmon resonance 10. The peak of the surface plasmon resonance mode depends on the structure and composition of the metal nano-colloids. Since the surface plasmon resonance mode is stimulated with light there is a need to have the peak absorbance in the near infrared where biological tissue transmissivity is maximal 11, 12.
We present a method to synthesize star shaped colloidal gold, also known as star shaped nanoparticles 13-15 or nanostars 16. This method is based on a solution containing silver seeds that are used as the nucleating agent for anisotropic growth of gold colloids 17-22. Scanning electron microscopy (SEM) analysis of the resulting gold colloid showed that 70 % of the nanostructures were nanostars. The other 30 % of the particles were amorphous clusters of decahedra and rhomboids. The absorbance peak of the nanostars was detected to be in the near infrared (840 nm). Thus, our method produces gold nanostars suitable for biomedical applications, particularly for photo-thermal ablation.

We synthesized star shaped gold nanostars using a silver seed mediated growth method. The diameter of the nanostars ranges from 200 to 300 nm and the number of tips vary from 7 to 10. The nanoparticles have a broad surface plasmon resonance mode centered in the near infrared.

זהב Nanostar סינתזה עם שיטת Seed כסף מתווכת צמיחה

The physical, chemical and optical properties of nano-scale colloids depend on their material composition, size and shape 1-5. There is a great interest ...

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as growth factors. Here, we outline a method to create opposing gradients of adhesive and soluble cues in a microfluidic chamber, which is compatible with live cell imaging. A copolymer of poly-L-lysine and polyethylene glycol (PLL-PEG) is employed to passivate glass coverslips and prevent non-specific adsorption of biomolecules and cells. Next, microcontact printing or dip pen lithography are used to create tracks of streptavidin on the passivated surfaces to serve as anchoring points for the biotinylated peptide arginine-glycine-aspartic acid (RGD) as the adhesive cue. A microfluidic device is placed onto the modified surface and used to create the gradient of adhesive cues (100% RGD to 0% RGD) on the streptavidin tracks. Finally, the same microfluidic device is used to create a gradient of a chemoattractant such as fetal bovine serum (FBS), as the soluble cue in the opposite direction of the gradient of adhesive cues.

A method for the assembly of adhesive and soluble gradients in a microscopy chamber for live cell migration studies is described. The engineered environment combines antifouling surfaces and adhesive tracks with solution gradients and therefore allows one to determine the relative importance of guidance cues.

יצירת Gradients הדבק והמסיס לנדידת תאי דימות באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

Sample Drift Correction Following 4D Confocal Time-lapse Imaging

The generation of four-dimensional (4D) confocal datasets; consisting of 3D image sequences over time; provides an excellent methodology to capture cellular behaviors involved in developmental processes.&#160; The ability to track and follow cell movements is limited by sample movements that occur due to drift of the sample or, in some cases, growth during image acquisition. Tracking cells in datasets affected by drift and/or growth will incorporate these movements into any analysis of cell position. This may result in the apparent movement of static structures within the sample. Therefore prior to cell tracking, any sample drift should be corrected. Using the open source Fiji distribution 1 &#160;of ImageJ 2,3 and the incorporated LOCI tools 4, we developed the Correct 3D drift plug-in to remove erroneous sample movement in confocal datasets. This protocol effectively compensates for sample translation or alterations in focal position by utilizing phase correlation to register each time-point of a four-dimensional confocal datasets while maintaining the ability to visualize and measure cell movements over extended time-lapse experiments.

Time-lapse microscopy allows the visualization of developmental processes. Growth or drift of samples during image acquisition reduces the ability to accurately follow and measure cell movements during development. We describe the use of open source image processing software to correct for three dimensional sample drift over time.

תיקון להיסחף לדוגמא בעקבות הזמן לשגות הדמיה 4D Confocal

The generation of four-dimensional (4D) confocal datasets; consisting of 3D image sequences over time; provides an excellent methodology to capture ...

Imaging the Root Hair Morphology of Arabidopsis Seedlings in a Two-layer Microfluidic Platform

Root hairs increase root surface area for better water uptake and nutrient absorption by the plant. Because they are small in size and often obscured by their natural environment, root hair morphology and function are difficult to study and often excluded from plant research. In recent years, microfluidic platforms have offered a way to visualize root systems at high resolution without disturbing the roots during transfer to an imaging system. The microfluidic platform presented here builds on previous plant-on-a-chip research by incorporating a two-layer device to confine the Arabidopsis thaliana main root to the same optical plane as the root hairs. This design enables the quantification of root hairs on a cellular and organelle level and also prevents z-axis drifting during the addition of experimental treatments. We describe how to store the devices in a contained and hydrated environment, without the need for fluidic pumps, while maintaining a gnotobiotic environment for the seedling. After the optical imaging experiment, the device may be disassembled and used as a substrate for atomic force or scanning electron microscopy while keeping fine root structures intact.

Imaging the Root Hair Morphology of Arabidopsis Seedlings in a Two-layer Microfluidic Platform

This article demonstrates how to culture Arabidopsis thaliana seedlings in a two-layer microfluidic platform that confines the main root and root hairs to a single optical plane. This platform can be used for real-time optical imaging of fine root morphology as well as for high-resolution imaging by other means.

הדמיה המורפולוגיה שורש השיער של תודרנית השתילים בשטח פלטפורמה Microfluidic דו שכבתי

Root hairs increase root surface area for better water uptake and nutrient absorption by the plant. Because they are small in size and often obscured by ...

Conducting Multiple Imaging Modes with One Fluorescence Microscope

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to conventional epi-fluorescence microscopy, various imaging techniques have been developed to achieve specific experimental goals. Some of the widely used techniques include single-molecule fluorescence resonance energy transfer (smFRET), which can report conformational changes and molecular interactions with angstrom resolution, and single-molecule detection-based super-resolution (SR) imaging, which can enhance the spatial resolution approximately ten&#160;to twentyfold compared to diffraction-limited microscopy. Here we present a customer-designed integrated system, which merges multiple imaging methods in one microscope, including conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based SR imaging, and multi-color single-molecule detection, including smFRET imaging. Different imaging methods can be achieved easily and reproducibly by switching optical elements. This set-up is easy to adopt by any research laboratory in biological sciences with a need for routine and diverse imaging experiments at a reduced cost and space relative to building separate microscopes for individual purposes.

Here we present a practical guide of building an integrated microscopy system, which merges conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based super-resolution imaging, and multi-color single-molecule detection, including single-molecule fluorescence resonance energy transfer imaging, into one set-up in a cost-efficient way.

ניצוח מספר מצבי הדמיה עם מיקרוסקופ זריחה אחת

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to ...

Continuous Measurement of Biological Noise in Escherichia Coli Using Time-lapse Microscopy

The protocol developed here offers a tool to enable computer tracking of Escherichia coli division and fluorescent levels over several hours. The process starts by screening for colonies that survive on minimal media, assuming that only Escherichia coli harboring the correct plasmid will be able to thrive in the specific conditions. Since the process of building large genetic circuits, requiring the assembly of many DNA parts, is challenging, circuit components are often distributed between multiple plasmids at different copy numbers requiring the use of several antibiotics. Mutations in the plasmid can destroy transcription of the antibiotic resistance genes and interject with resources management in the cell leading to necrosis. The selected colony is set on a glass-bottom Petri dish and a few focus planes are selected for microscopy tracking in both bright field and fluorescent domains. The protocol maintains the image focus for more than 12 hours under initial conditions that cannot be regulated, creating a few difficulties. For example, dead cells start to accumulate in the lenses' field of focus after a few hours of imaging, which causes toxins to buildup and the signal to blur and decay. Depletion of nutrients introduces new metabolic processes and hinder the desired response of the circuit. The experiment's temperature lowers the effectivity of inducers and antibiotics, which can further damage the reliability of the signal. The minimal media gel shrinks and dries, and as a result the optical focus changes over time. We developed this method to overcome these challenges in Escherichia coli, similar to previous works developing analogous methods for other micro-organisms. In addition, this method offers an algorithm to quantify the total stochastic noise in unaltered and altered cells, finding that the results are consistent with flow analyzer predictions as shown by a similar coefficient of variation (CV).

Continuous Measurement of Biological Noise in Escherichia Coli Using Time-lapse Microscopy

This work presents a microscopy method that allows live imaging of a single cell of Escherichia coli for analysis and quantification of the stochastic behavior of synthetic gene circuits.

מדידה רציפה של רעש ביולוגי ב Escherichia קולי באמצעות מיקרוסקופיה לשגות זמן

The protocol developed here offers a tool to enable computer tracking of Escherichia coli division and fluorescent levels over several hours. The process ...

Biomimetic Replication of Root Surface Microstructure using Alteration of Soft Lithography

Biomimetics is the use of chemistry and material sciences to mimic biological systems, specifically biological structures, to better humankind. Recently, biomimetic surfaces mimicking the microstructure of leaf surface, were used to study the effects of leaf microstructure on leaf-environment interactions. However, no such tool exists for roots. We developed a tool allowing the synthetic mimicry of the root surface microstructure into an artificial surface. We relied on the soft lithography method, known for leaf surface microstructure replication, using a two-step process. The first step is the more challenging one as it involves the biological tissue. Here, we used a different polymer and curing strategy, relying on the strong, rigid, polyurethane, cured by UV for the root molding. This allowed us to achieve a reliable negative image of the root surface microstructure including the delicate, challenging features such as root hairs. We then used this negative image as a template to achieve the root surface microstructure replication using both the well-established polydimethyl siloxane (PDMS) as well as a cellulose derivative, ethyl cellulose, which represents a closer mimic of the root and which can also be degraded by cellulase enzymes secreted by microorganisms. This newly formed platform can be used to study the microstructural effects of the surface in root-microorganism interactions in a similar manner to what has previously been shown in leaves. Additionally, the system enables us to track the microorganism&#8217;s locations, relative to surface features, and in the future its activity, in the form of cellulase secretion.

Biomimetics has been previously used as a tool to study leaf-microorganism interactions. However, no such tool exists for roots. Here, we develop a protocol to form synthetic surfaces mimicking root surface microstructure for the study of root-environment interactions.

שכפול של מבנה משטח שורש באמצעות שינוי של ליתוגרפיה רכה

Biomimetics is the use of chemistry and material sciences to mimic biological systems, specifically biological structures, to better humankind. Recently, ...

Blood Flow Imaging with Ultrafast Doppler

The pulsed-Doppler effect is the main technique used in clinical echography to assess blood flow. Applied with conventional focused ultrasound Doppler modes, it has several limits. Firstly, a finely tuned signal filtering operation is needed to distinguish blood flows from surrounding moving tissues. Secondly, the operator must choose between localizing the blood flows or quantifying them. In the last two decades, ultrasound imaging has undergone a paradigm shift with the emergence of ultrafast ultrasound using unfocused waves. In addition to a hundredfold increase in framerate (up to 10000 Hz), this new technique also breaks the conventional quantification/localization trade-off, offering a complete blood flow mapping of the field of view and a simultaneous access to fine velocities measurements at the single-pixel level (down to 50 &#181;m). This data continuity in both spatial and temporal dimensions strongly improves the tissue/blood filtering process, which results in an increase sensitivity to small blood flow velocities (down to 1 mm/s). In this method paper, we aim to introduce the concept of ultrafast Doppler as well as its main parameters. Firstly, we summarize the physical principles of unfocused wave imaging. Then, we present the Doppler signal processing main steps. Particularly, we explain the practical implementation of the critical tissue/blood flow separation algorithms and on the extraction of velocities from these filtered data. This theoretical description is supplemented by in vitro experiences. A tissue phantom embedding a canal with flowing blood-mimicking fluid is imaged with a research programmable ultrasound system. A blood flow image is obtained and the flow characteristics are displayed for several pixels in the canal. Finally, a review of in vivo applications is proposed, showing examples in several organs such as carotids, kidney, thyroid, brain and heart.

This protocol shows how to apply ultrafast ultrasound Doppler imaging to quantify blood flows. After a 1 s long acquisition, the experimenter has access to a movie of the full field of view with axial velocity values for each pixel every &#8776;0.3 ms (depending on the ultrasound time of flight).

הדמיית זרימת דם עם דופלר אולטרה מהיר

The pulsed-Doppler effect is the main technique used in clinical echography to assess blood flow. Applied with conventional focused ultrasound Doppler ...

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) have proved to be a valuable model system for studying developmental and cell biological processes. Understanding these biological processes often requires long-term and repeated imaging of the same animal. Long recovery times associated with conventional immobilization methods done on agar pads have detrimental effects on animal health making it inappropriate to repeatedly image the same animal over long periods of time. This paper describes a microfluidic chip design, fabrication method, on-chip C. elegans culturing protocol, and three examples of long-term imaging to study developmental processes in individual animals. The chip, fabricated with polydimethylsiloxane and bonded on a cover glass, immobilizes animals on a glass substrate using an elastomeric membrane that is deflected using nitrogen gas. Complete immobilization of C. elegans enables robust time-lapse imaging of cellular and sub-cellular events in an anesthetic-free manner. A channel geometry with a large cross-section allows the animal to move freely within two partially sealed isolation membranes permitting growth in the channel with a continuous food supply. Using this simple chip, imaging of developmental phenomena such as neuronal process growth, vulval development, and dendritic arborization in the PVD sensory neurons, as the animal grows inside the channel, can be performed. The long-term growth and imaging chip operates with a single pressure line, no external valves, inexpensive fluidic consumables, and utilizes standard worm handling protocols that can easily be adapted by other laboratories using C. elegans.

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

The protocol describes a simple microfluidic chip design and microfabrication methodology used to grow C. elegans in presence of a continuous food supply for up to 36 h. The growth and imaging device also enables intermittent long-term high-resolution imaging of cellular and sub-cellular processes during development for several days.

שבב מיקרופלואידי פשוט לגדילה והדמיה ארוכת טווח של Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) have proved to be a valuable model system for studying developmental and cell biological processes. Understanding ...