המחברים מבקשים להודות פרסי שכר, מענקי ציוד והפעלת קרנות מFonds de la המשוכלל ונדיר en סנטה קוויבק (FRSQ), מכון קנדי ​​לחקר בריאות (CIHR), מדעי הטבע והנדסת מועצת המחקר של קנדה (NSERC), ותכנית אוניברסיטת קונקורדיה מחקר הכיסאות (CRUC), כמו גם המשוב מתחשב בכתב היד הזה מד&quot;ר ג&#39;יין סטיוארט.

1. שיכון בעלי חיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קייג&#39;: על מנת להקליט את פעילות הרצת ההגה של מכרסם פרט, כל כלוב צריך לשכן מכרסם יחיד והרצת גלגל. מכיוון שניתן נחשבים לסוג של העשרת גלגלי ריצה, כל המכרסמים בכל מחקר צריכים להיות גישה דומה לגלגל ריצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שינויי מצעים: טיפול בבעלי חיים, כמו גם שינויים בכלובים או מצעים יכולים כולם יש השפעות חד photic על מקצבי יממה 21-23, ולכן, כלובים עם רשת ריצוף הם אידיאליים כי הם להפחית את המגע עם בעלי החיים. על אף הזמינות של מגש מערכת כזו, שינויי מצעים יש להימנע בשלבים קריטיים של ניסוי. חלופות כוללות משתמשות במצעי קיימא-ארוך יותר, שייאפשרו לשינויי כלוב נדירים יותר, או כלובים המשתנים על לוח זמנים של פסאודו אקראי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קופסות בידוד: כלובים צריכים להישמר בקופסות הבידוד שהקול נחלש, אור שיתוףntrolled, ומאוורר היטב. בהתאם לגודל והתצורה של תיבות הבידוד, מספר הכלובים בתוך כל תיבה יהיה בדרך כלל נע 1-8. כשמאכסן את הכלובים מרובים בתיבת בידוד יחידה, אחד צריך להיות מודע לכך שריחות וצלילים שונים המגיעים מבעלי חיים אחרים יכולים להיות השפעה מבלבלת על התנהגות היממה של בעלי חיים בודדים. כדי להימנע מבעיות אלה, צריך לנסות כדי לשכן כלוב אחד לכל תיבת בידוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אוורור: זרימת אוויר נאותה היא הכרחית כדי להפוך את תיבות סביבת בית נוחה למכרסמים. האוהד בכל תיבה צריך להיות מכוסה, כדי למנוע מאור מחוץ לקופסה מלהגיע פנימה. כמו כן, אוהדים יהיו בדרך כלל להסיר את האוויר מהתיבה ולפוצץ אותו לתוך החדר. פתחי אור קטנים הדוקים מאפשרים לאוויר להיכנס בתיבות הבידוד ממספר נקודות, ולעזור כדי למנוע רוחות לא נוחות. כדי לוודא כי קיים אוורור מתאים, הטמפרטורה בתוך תיבת הבידוד (כשסגור לכמה שעות, עם האורות הדולקים) צריך להיות כמעט זהה לטמפרטורה בחדר שבו הוא שוכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תאורה: עוצמת אור סביבתית צריכה להיות זהה בכל הכלובים. סידור אור יחיד במיקום דומה מעל כל כלוב, ותמיד להשתמש באותו המותג / סוג של נורה. השתמש בתאורה בעצימות בינונית (100-300 לוקס) ברמת כלוב. הימנע מרמות תאורה גבוהות מדי, שיש סיכוי גבוהים יותר כדי לייצר שינויים ישירות על התנהגות מיוחסים לאור ולא במערכת הביולוגית, כשלעצמה (למשל מיסוך). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חושך / תאורה אדומה עמומה: אם יש צורך לטפל או לטפל בבעלי חיים בחושך (למשל בחושך קבוע או לילה), משקפי ראיית הלילה אמורים לשמש. לחלופין, משום שהמערכת הביולוגית היא רגישה יחסית לאורכי גל אדום-, תאורה אדומה עמומה ניתן להשתמש. האור האדום הספציפי שאתה משתמש בה צריך להיבדק כדי לוודא שאינו Alteפעילות r הרצת גלגל (מיסוך למשל) או להתאים את שעון היממה (למשל לייצר פאזה). </li></ol> 2. איסוף נתונים (ראה איור 1 - תצורת חומרת Vitalview) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ריצת גלגלים: הקוטר והנדסת האנוש של גלגל הריצה יהיה לשנות את כמות השימוש 24. לפיכך, שימוש בגלגלים קטנים וקלים לעכברים, וגלגלים כבדים יותר גדולים לחולדות. בעת שטיפה והתקנה מחדש גלגלים, לוודא שהגלגלים יכולים להסתובב בלא הפרעה, לא &quot;לנענע&quot;, ושמייקרו מתגי ההקלטה מופעלים על ידי כל תור של הגלגל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייקרו מתגים: כל מהפכה של גלגל הריצה צריכה להפעיל מתג מייקר מגנטי או מכאני. מידע ממתג מייקרו מועבר דרך ערוץ אחד ונרשם על ידי מחשב אשר יכול פח את הנתונים לאורך הזמן (למשל כל 2, 5, 6, או 10 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חומרת מחשב: runniהקלטות ng גלגלים נעשות עם Vitalview, חומרה ופלטפורמת תוכנה שפותחה על ידי המיני Mitter <a href="http://www.minimitter.com/vitalview_software.cfm" target="_blank">(http://www.minimitter.com/vitalview_software.cfm).</a> עם זאת, ישנן פלטפורמות הקלטה אחרות כגון ClockLab, שפותח על ידי Actimetrics <a href="http://www.actimetrics.com/ClockLab/" target="_blank">(http://www.actimetrics.com/ClockLab/).</a> שני הפלטפורמות להביא יחד נתונים ממקורות רבים ערוצים בודדים (מתג מייקר אחת מופעל על ידי גלגל ריצה אחת לדוגמה) לקובץ מחשב בודד. נתונים מערוצים בודדים אז יכולים להיות בגרף ונתחו בנפרד במועד מאוחר יותר. </li></ol> 3. קלטות נתונים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבצים: פלטפורמות התוכנה שהוזכרו לעיל יכולים לשמש כדי להפריד את ערוצים בודדים, כך שקבצים בודדים נוצרים עבור כל רשומת הרצת גלגל. נתונים אלה הם דמיינו טובים ביותר וגרף עם designe במיוחדתוכניות ד כגון ActiView (Minimitter, בנד, OR), Circadia, או Clocklab (Actimetrics, ילמט, אילינוי) אשר יכול לייצר כל periodograms וactograms. עם זאת, קבצי ערוצים בודדים יכולים להיות גם פתחו ונותחו באמצעות תוכניות גיליון אלקטרוני כלליות כגון Excel (מיקרוסופט, רדמונד, וושינגטון). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חישוב זמן יממה (CT): 12 CT הוא, מעצם הגדרתה, תחילתה של פעילות גלגל ריצה במכרסמים ליליים. במקביל ליום 24 השעות, למוסכמות, ליום 1 יממה מחולק לשעתי יממה 24. בהתאם לכך, אם תקופת היממה חופשיה הריצה היא 30 דקות 24 שעות, כפי שנמדד על ידי שעון הקיר, CT 0 יתרחשו כ 12 15 דקות לאחר שעת CT12. </li></ol>

<ol>
	<li>Pittendrigh, C. S., Daan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Functional+Analysis+of+Circadian+Pacemakers+in+Nocturnal+Rodents.+V.+Pacemaker+Structure:+A+Clock+for+All+Seasons.">A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. V. Pacemaker Structure: A Clock for All Seasons.</a> J. Comp. Physiol. 106, 333-355 (1976).</li><li>Pittendrigh, C. S., Daan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Functional+Analysis+of+Circadian+Pacemakers+in+Nocturnal+Rodents.+IV.+Entrainment:+Pacemaker+as+Clock.">A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. IV. Entrainment: Pacemaker as Clock.</a> J. Comp. Physiol. 106, 291-331 (1976).</li><li>Pittendrigh, C. S., Daan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Functional+Analysis+of+Circadian+Pacemakers+in+Nocturnal+Rodents.+III.+Heavy+Water+and+Constant+Light:+Homeostasis+of+Frequency?.">A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. III. Heavy Water and Constant Light: Homeostasis of Frequency?.</a> J. Comp. Physiol. 106, 267-290 (1976).</li><li>Pittendrigh, C. S., Daan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Functional+Analysis+of+Circadian+Pacemakers+in+Nocturnal+Rodents.+II.+The+Variability+of+Phase+Response+Curves.">A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. II. The Variability of Phase Response Curves.</a> J. Comp. Physiol. 106, 253-266 (1976).</li><li>Pittendrigh, C. S., Daan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Functional+Analysis+of+Circadian+Pacemakers+in+Nocturnal+Rodents.+I.+The+Stability+and+Lability+of+Spontaneous+Frequency.">A Functional Analysis of Circadian Pacemakers in Nocturnal Rodents. I. The Stability and Lability of Spontaneous Frequency.</a> J. Comp. Physiol. 106, 223-252 (1976).</li><li>Ralph, M. R., Foster, R. G., Davis, F. C., Menaker, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplanted+suprachiasmatic+nucleus+determines+circadian+period.">Transplanted suprachiasmatic nucleus determines circadian period.</a> Science. 247, 975-978 (1990).</li><li>Moore, R. Y., Eichler, V. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+a+circadian+adrenal+corticosterone+rhythm+following+suprachiasmatic+lesions+in+the+rat.">Loss of a circadian adrenal corticosterone rhythm following suprachiasmatic lesions in the rat.</a> Brain Res. 42, 201-206 (1972).</li><li>Stephan, F. K., Zucker, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+rhythms+in+drinking+behavior+and+locomotor+activity+of+rats+are+eliminated+by+hypothalamic+lesions.">Circadian rhythms in drinking behavior and locomotor activity of rats are eliminated by hypothalamic lesions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 69, 1583-1586 (1972).</li><li>Abe, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+rhythms+in+isolated+brain+regions.">Circadian rhythms in isolated brain regions.</a> J. Neurosci. 22, 350-356 (2002).</li><li>Yamazaki, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resetting+central+and+peripheral+circadian+oscillators+in+transgenic+rats.">Resetting central and peripheral circadian oscillators in transgenic rats.</a> Science. 288, 682-685 (2000).</li><li>Lamont, E. W., Robinson, B., Stewart, J., Amir, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+central+and+basolateral+nuclei+of+the+amygdala+exhibit+opposite+diurnal+rhythms+of+expression+of+the+clock+protein+Period2.">The central and basolateral nuclei of the amygdala exhibit opposite diurnal rhythms of expression of the clock protein Period2.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 4180-4184 (2005).</li><li>Amir, S., Lamont, E. W., Robinson, B., Stewart, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+circadian+rhythm+in+the+expression+of+PERIOD2+protein+reveals+a+novel+SCN-controlled+oscillator+in+the+oval+nucleus+of+the+bed+nucleus+of+the+stria+terminalis.">A circadian rhythm in the expression of PERIOD2 protein reveals a novel SCN-controlled oscillator in the oval nucleus of the bed nucleus of the stria terminalis.</a> J. Neurosci. 24, 781-790 (2004).</li><li>Yoo, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PERIOD2::LUCIFERASE+real-time+reporting+of+circadian+dynamics+reveals+persistent+circadian+oscillations+in+mouse+peripheral+tissues.">PERIOD2::LUCIFERASE real-time reporting of circadian dynamics reveals persistent circadian oscillations in mouse peripheral tissues.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 5339-5346 (2004).</li><li>Guilding, C., Piggins, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenging+the+omnipotence+of+the+suprachiasmatic+timekeeper:+are+circadian+oscillators+present+throughout+the+mammalian+brain?.">Challenging the omnipotence of the suprachiasmatic timekeeper: are circadian oscillators present throughout the mammalian brain?.</a> Eur. J. Neurosci. 25, 3195-3216 (2007).</li><li>Boulos, Z., Terman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Food+availability+and+daily+biological+rhythms.">Food availability and daily biological rhythms.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 4, 119-131 (1980).</li><li>Boulos, Z., Rosenwasser, A. M., Terman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+schedules+and+the+circadian+organization+of+behavior+in+the+rat.">Feeding schedules and the circadian organization of behavior in the rat.</a> Behav. Brain Res. 1, 39-65 (1980).</li><li>Verwey, M., Amir, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Food-entrainable+circadian+oscillators+in+the+brain.">Food-entrainable circadian oscillators in the brain.</a> Eur. J. Neurosci. 30, 1650-1657 (2009).</li><li>Davidson, A. J., Poole, A. S., Yamazaki, S., Menaker, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Is+the+food-entrainable+circadian+oscillator+in+the+digestive+system?.">Is the food-entrainable circadian oscillator in the digestive system?.</a> Genes Brain Behav. 2, 32-39 (2003).</li><li>Hara, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restricted+feeding+entrains+liver+clock+without+participation+of+the+suprachiasmatic+nucleus.">Restricted feeding entrains liver clock without participation of the suprachiasmatic nucleus.</a> Genes Cells. 6, 269-278 (2001).</li><li>Damiola, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Restricted+feeding+uncouples+circadian+oscillators+in+peripheral+tissues+from+the+central+pacemaker+in+the+suprachiasmatic+nucleus.">Restricted feeding uncouples circadian oscillators in peripheral tissues from the central pacemaker in the suprachiasmatic nucleus.</a> Genes Dev. 14, 2950-2961 (2000).</li><li>Mrosovsky, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+response+curves+for+social+entrainment.">Phase response curves for social entrainment.</a> J. Comp. Physiol. A. 162, 35-46 (1988).</li><li>Cain, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reward+and+aversive+stimuli+produce+similar+nonphotic+phase+shifts.">Reward and aversive stimuli produce similar nonphotic phase shifts.</a> Behav. Neurosci. 118, 131-137 (2004).</li><li>Antle, M. C., Mistlberger, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+clock+resetting+by+sleep+deprivation+without+exercise+in+the+Syrian+hamster.">Circadian clock resetting by sleep deprivation without exercise in the Syrian hamster.</a> J. Neurosci. 20, 9326-9332 (2000).</li><li>Banjanin, S., Mrosovsky, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferences+of+mice,+Mus+musculus,+for+different+types+of+running+wheel.">Preferences of mice, Mus musculus, for different types of running wheel.</a> Lab Anim. 34, 313-318 (2000).</li><li>Verwey, M., Lam, G. Y., Amir, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+rhythms+of+PERIOD1+expression+in+the+dorsomedial+hypothalamic+nucleus+in+the+absence+of+entrained+food-anticipatory+activity+rhythms+in+rats.">Circadian rhythms of PERIOD1 expression in the dorsomedial hypothalamic nucleus in the absence of entrained food-anticipatory activity rhythms in rats.</a> Eur. J. Neurosci. 29, 2217-2222 (2009).</li><li>Gooley, J. J., Schomer, A., Saper, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dorsomedial+hypothalamic+nucleus+is+critical+for+the+expression+of+food-entrainable+circadian+rhythms.">The dorsomedial hypothalamic nucleus is critical for the expression of food-entrainable circadian rhythms.</a> Nat. Neurosci. 9, 398-407 (2006).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

ניטור מקצב פעילות יומי באמצעות גלגלי ריצה הוא שיטה הנפוצה ביותר והאמינה להערכת התפוקה של שעון היממה השנייה במכרסמים ליליים. פעילות גלגל ריצה, לעומת זאת, היא רק אחד מהיבטים רבים של התנהגות ופיזיולוגיה שניתן לנטר באופן רציף. למרות שהרוב המכריע של פעילות ריצת גלגל מתרח?...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td<strong&gt; שם המגיב</strong</td&gt;<td<strong&gt; חברה</strong</td&gt;<td<strong&gt; מספר קטלוג</strong</td&gt;<td<strong&gt; תגובות (אופציונלי)</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Vitalview כרטיס ותוכנה</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 855-0030-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; DP24 dataport</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 840-0024-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; QA4-מודול</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 130-0050-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; מתג מגנטי</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 130-0015-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; הרכבת C-50 כבלים</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 060-0045-10</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; עכברוש פועל הרכבת גלגל</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 640-0700-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; תמיכת קייג&#39; ומגש</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 640-0400-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; שמיש לחתוך כלוב</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 664-2154-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; קומת גריד לכלוב</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 676-2154-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; מגש פסולת</td&gt;<td&gt; מיני Mitter</td&gt;<td&gt; # 684-2154-00</td&gt;<td&gt; (תכופף או, ארה&quot;ב)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; מנורת דיור</td&gt;<td&gt; Microlites מדעי</td&gt;<td&gt; # R-101</td&gt;<td&gt; (טורונטו, ON, קנדה)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; 4W מנורות פלורסנט</td&gt;<td&gt; Microlites מדעי</td&gt;<td&gt; # F4T5/CW</td&gt;<td&gt; (טורונטו, ON, קנדה)</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; בידוד תאים</td&gt;<td&gt; אישית בנה</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; 28 &quot;H x 20&quot; W x 28 &quot;D ½&quot; שחור מלמין.</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table

recording and analysis of circadian rhythms in running-wheel activity in rodents

כשמכרסמים יש גישה חופשיה לגלגל ריצה בכלוב ביתם, שימוש ברצון של גלגל זה יהיה תלוי בשעה ביום 1-5. מכרסמים ליליים, כולל חולדות, אוגרים ועכברים, הם פעילים בלילה ופעיל יחסית בשעתי היום. מדדים התנהגותיים ופיסיולוגיים רבים אחרים גם תערוכת מקצבים יומיים, אבל במכרסמים, פעילות גלגל הריצה משמשת כמדד אמין במיוחד ונוח של הפלט של השעון ראשי היממה, גרעין suprachiasmatic (SCN) של ההיפותלמוס. באופן כללי, בתהליך הנקרא היטמעות, הדפוס היומי של פעילות גלגל הריצה באופן טבעי ליישר עם המחזור הסביבתי אור הכהה (מחזור LD; למשל 12 שעות אור: 12 שעות כהות). עם זאת מקצבי יממה נוצרים endogenously דפוסי התנהגות שמפגינים ~ תקופה של 24 שעות, ולהתמיד בחשכה מתמדת. לפיכך, בהיעדר מחזור LD, ההקלטה והניתוח של פעילות ריצת גלגל יכוליםניתן להשתמש כדי לקבוע את הזמן של יום סובייקטיבי. בגלל מקצבים אלה בבימויו של שעון היממה בזמן של יום סובייקטיבית שמכונה זמן היממה (CT). לעומת זאת, כאשר מחזור LD הוא הווה, הזמן של היום שנקבע על ידי מחזור LD הסביבתי נקרא זמן zeitgeber (ZT). למרות מקצבי יממה בפעילות הרצת גלגל מקושרים בדרך כלל לשעון SCN 6-8, מתנדים יממה באזורים רבים אחרים במוח והגוף 9-14 יכולים גם להיות מעורבים בוויסות של מקצב פעילות יומית. למשל, מקצבים יומיים בפעילות מזון של ציפייה אינם דורשים SCN 15,16 ובמקום זאת, מתואמים עם שינויים בפעילות של מתנדים-SCN נוסף 17-20. לכן, הקלטות פעילות גלגל הריצה יכולות לספק מידע התנהגותי חשוב לא רק על הפלט של שעון SCN האדון, אלא גם על פעילותם של מתנדים-SCN נוסף. להלן descrIBE הציוד ושיטות המשמשות להקלטה, לנתח ולהציג מקצב פעילות של תנועה ביממת מכרסמי מעבדה.

<ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תוכנות מחשב: תוכנות מחשב מיוחדות המשמשות בדרך כלל בדור של actograms וחישוב תקופת יממה. תוכניות אלה כוללות, אך לא מוגבלות, לActiView (Minimitter, בנד, או) וCircadia. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Actograms: Actograms מספק המחשה חזותית של התבניות היומיות של פעילות ריצת ...

Watch this Scientific Journal Video about Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents at JoVE.com

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

מקצבי יממה בהתנדבות גלגל ריצת פעילות ביונקים הם מצמידים בחוזקה לתנודות המולקולריות של שעון ראשי במוח. ככזה, מקצבים יומיים אלה בהתנהגות יכולים לשמש כדי לחקור את ההשפעה של גורמים גנטיים, תרופתיים וסביבתיים על התפקוד של השעון הביולוגי הזה.

הקלטה וניתוח של מקצבי יממה בריצת גלגל פעילות במכרסמים

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

recording-analysis-circadian-rhythms-running-wheel-activity

Research

JoVE Journal

Neuroscience

21.2K Views.  McGill University. מקצבי יממה בהתנדבות גלגל ריצת פעילות ביונקים הם מצמידים בחוזקה לתנודות המולקולריות של שעון ראשי במוח. ככזה, מקצבים יומיים אלה בהתנהגות יכולים לשמש כדי לחקור את ההשפעה של גורמים גנטיים, תרופתיים וסביבתיים על התפקוד של השעון הביולוגי הזה.

Video: Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Assaying פעילות של תנועה כדי ללמוד בקצב היממה ושינה פרמטרים תסיסנית</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Measuring Circadian and Acute Light Responses in Mice using Wheel Running Activity

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2. They are responsible for timing our sleep/wake cycles and hormone secretion. Since this timing is not precisely 24-hours, it is synchronized to the solar day by light input. This is accomplished via photic input from the retina to the suprachiasmatic nucleus (SCN) which serves as the master pacemaker synchronizing peripheral clocks in other regions of the brain and peripheral tissues to the environmental light dark cycle3-7. The alignment of rhythms to this environmental light dark cycle organizes particular physiological events to the correct temporal niche, which is crucial for survival8. For example, mice sleep during the day and are active at night. This ability to consolidate activity to either the light or dark portion of the day is referred to as circadian photoentrainment and requires light input to the circadian clock9. Activity of mice at night is robust particularly in the presence of a running wheel. Measuring this behavior is a minimally invasive method that can be used to evaluate the functionality of the circadian system as well as light input to this system. Methods that will covered here are used to examine the circadian clock, light input to this system, as well as the direct influence of light on wheel running behavior.

This article will review methods that can be used to determine circadian function and light responsiveness in mice.

התגובות מדידת אור היממה ואת חריפה בעכברים באמצעות פעילות גלגל ריצה

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2.  They ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

בקנה מידה גדול הקלטה של ​​הנוירונים על ידי בדיקות מטלטלין סיליקון מתנהג מכרסמים

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

תיוג של פלורסנט מדרדר מאפשר להקלטה ממוקדת חד תאית מיחידת נוירונים שזוהו<em&gt; בvivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

שיטות הקלטה בעל מספר יחידות לאפיין את הפעילות עצבית בארבה (<em&gt; Schistocerca אמריקנה</em&gt;) מעגלי ריח

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

גירוי מוחי עמוק עם fMRI סימולטני במכרסמים

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the different organ systems from the periphery towards the central nervous system. As such, the increased activity or &#39;sensitization&#39; of mesenteric afferent nerves has been allocated an important role in the pathophysiology of visceral hypersensitivity and abdominal pain syndromes.
Mesenteric afferent nerve activity can be measured in vitro in an isolated intestinal segment that is mounted in a purpose-built organ bath and from which the splanchnic nerve is isolated, allowing researchers to directly assess nerve activity adjacent to the gastrointestinal segment. Activity can be recorded at baseline in standardized conditions, during distension of the segment or following the addition of pharmacological compounds delivered intraluminally or serosally. This technique allows the researcher to easily study the effect of drugs targeting the peripheral nervous system in control specimens; besides, it provides crucial information on how neuronal activity is altered during disease. It should be noted however that measuring afferent neuronal firing activity only constitutes one relay station in the complex neuronal signaling cascade, and researchers should bear in mind not to overlook neuronal activity at other levels (e.g., dorsal root ganglia, spinal cord or central nervous system) in order to fully elucidate the complex neuronal physiology in health and disease.
Commonly used applications include the study of neuronal activity in response to the administration of lipopolysaccharide, and the study of afferent nerve activity in animal models of irritable bowel syndrome. In a more translational approach, the isolated mouse intestinal segment can be exposed to colonic supernatants from IBS patients. Furthermore, a modification of this technique has been recently shown to be applicable in human colonic specimens.

In Vitro Recording of Mesenteric Afferent Nerve Activity in Mouse Jejunal and Colonic Segments

Mesenteric afferent nerves convey information from the gastrointestinal tract towards the brain regarding normal homeostasis as well as pathophysiology. Gastrointestinal afferent nerve activity can be assessed by mounting isolated intestinal segments with attached afferent nerves into an organ bath, isolating the nerve, and assessing basal as well as stimulated activity.

במבחנת ההקלטה של פעילות עצבית Mesenteric מביא עכבר Jejunal ופלחים גסים

Afferent nerves not only convey information concerning normal physiology, but also signal disturbed homeostasis and pathophysiological processes of the ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

ההכנות ופרוטוקולים עבור כל תא, תיקון קלאמפ הקלטה של נוירונים Tectal צפרדע רפואית זריזה

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Intracranial Pharmacotherapy and Pain Assays in Rodents

Pain is a salient sensory experience with affective and cognitive dimensions. However, central mechanisms for pain remain poorly understood, hindering the development of effective therapeutics. Intracranial pharmacology presents an important tool for understanding the molecular and cellular mechanisms of pain in the brain, as well as for novel treatments. Here we present a protocol that integrates intracranial pharmacology with pain behavior testing. Specifically, we show how to infuse analgesic drugs into a select brain region, which may be responsible for pain modulation. Furthermore, to determine the effect of the candidate drug in the central nerve system, pain assays are performed after intracranial treatment. Our results demonstrate that intracranial administration of analgesic drugs in a targeted region can provide relief of pain in rodents. Thus, our protocol successfully demonstrates that intracranial pharmacology, combined with pain behavior testing, can be a powerful tool for the study of pain mechanisms in the brain.

Here we present a protocol to perform intracranial pharmacological experiments followed by pain behavior assays in rodents. This protocol allows researchers to deliver molecular and cellular targets in the brain, for pharmacologic agents in the treatment of pain.

Pharmacotherapy תוך-גולגולתי, מבחני כאב בחולדות

Pain is a salient sensory experience with affective and cognitive dimensions. However, central mechanisms for pain remain poorly understood, hindering the ...

The Power of Interstimulus Interval for the Assessment of Temporal Processing in Rodents

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in neurocognitive disorders. Despite the popularization of prepulse inhibition (PPI) in recent years, many current protocols promote using a percent of control measure, thereby precluding the assessment of temporal processing. The present study used cross-modal PPI and gap prepulse inhibition (gap-PPI) to demonstrate the benefits of employing a range of interstimulus intervals (ISIs) to delineate effects of sensory modality, psychostimulant exposure, and age. Assessment of sensory modality, psychostimulant exposure, and age reveals the utility of an approach varying the interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function, including increases (sharper curve inflections) or decreases (flattening of the response amplitude curve) in startle amplitude. Additionally, shifts in peak response inhibition, suggestive of a differential sensitivity to the manipulation of ISI, are often revealed. Thus, the systematic manipulation of ISI affords a critical opportunity to evaluate temporal processing, which may reveal the underlying neural mechanisms involved in neurocognitive disorders.

Temporal processing, a preattentive process, may underlie deficits in higher-level cognitive processes, including attention, commonly observed in neurocognitive disorders. Using prepulse inhibition as an exemplar paradigm, we present a protocol for manipulating interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function to provide an assessment of temporal processing.