עבודה זו מומנה על ידי המועצה למחקר הרפואי מענק G1000299. המחבר המקביל רוצה להודות גארי Borthwick, אוניברסיטת אדינבורו, על סיוע במהלך הניתוח. המחברים מבקשים להודות עצה מהלן דאגלס ואיאן מקאיי ומאפשרים לנו להתבונן ברום בטנם נחות העמוק (Diep) הליך דש (יחידת Canniesburn כירורגיה פלסטית, גלזגו רויאל המרפאה, 84 רחוב טירה, גלזגו G4 0SF, בריטניה). המחברים גם רוצים להודות ללאקי גארי באוניברסיטת אדינבורו על עזרתו בהפקת הסרטון לכתבה זו.

כל הניתוח מתבצע בהתאם להנחיות שנקבעו על ידי משרד הפנים של הממלכה המאוחדת ואוניברסיטת מחלקת השירותים הווטרינריים של אדינבורו. 1. הגדרת הליך כירורגי הערות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שינוי לסקראבס נקי כירורגיות, שמלה, כובע ומסיכת פילינג. יש לנקות את כל המשטחים של חדר הניתוח כולל ציוד עם כלורהקסידין 2% בשנת 70% אלכוהול איזופרופיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני הניתוח, חיטוי כל הציוד כירורגי ומכשירים שישמשו בהליך. חבילות סטריליים לפעולה צריכה לכלול: 3 וילונות, גזה, applicators קצה כותנה, יריעות סיליקון ואת מכשירי הניתוח, ראה טבלה של חומרים מסוימים וכלים כירורגיים ואיור 1. לשקול את העכברוש ולמדוד את הנפח המתאים של עצירות (0.04 מ&quot;ג / ק&quot;ג) להינתן תת עורי שעה 1 לפני השלמת ההליך. פריסה; 3 x 1 מזרקים מ&quot;ל לממשל נוזל תת עורי במהלך Surgery, 2 x 6-0 תפרי Vicryl, 1 5-0 תפרים Ethilon x, סמן סטרילי עם סרגל ואזמל להב חד פעמי של 10, 4 - 5 זוגות כפפות סטריליות ויחידת כויה כף יד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום 4 x 10 מ&quot;ל סטרילי, צלוחיות מלוחות 0.9% באמבט מים חימם עד 37 ° C. זה ישמש להחלפת נוזל תת עורי (1 מ&quot;ל / ק&quot;ג / שעה) ולשטוף את אזור ניתוח. להגדיר את שמיכת homeothermic, בדיקה רקטלית, מנורת חום, מיקרוסקופ הפעלת אסדה והרדמה. הפעל את לייזר ואת התוכנה שלה, הגדרת אסדת הרדמה אחרת והנח כרית מתחת למזרן חום השחור שבו בעלי החיים יהיו להניח במהלך הסריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש זכרי חולדות, לואיס במשקל 250-300 גרם. חולדות הבית למשך 7 ימים עם אוכל ומים כהרצון עם מחזורי האור כהה 12 שעות לפני כל ניתוח מתבצעת. </li></ol> 2. הרדמה והכנת עור <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החולדה בחדר האינדוקציה של אסדת ההרדמה ולנהל 4% isoflurane עם 1L/min O 2 עבור2-3 דקות כדי לגרום להרדמה. הסר את העכברוש הרדים מהאולם ולמקם אותו פרקדן על, המזרן המחומם הנקי. לשמור isoflurane 1.5% בשימוש בחרטומו. החל סוכן lacrilube או דומה כדי למנוע חיקה קרנית במהלך ההליך. לבצע בדיקת קמצוץ רגל כרית על מנת להבטיח את החיה היא כראוי הרדים לפני שימשיך. חזור על בדיקה שעברה את זה לפני כל צעד מרכזי בהליך ולהתאים את ריכוז חומר ההרדמה שהאיפה בהתאם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשיתוף פעולה הדוק לגלח קדמי בטן באמצעות מכונת גילוח חשמלי, כך שעל פני השטח כולו בבטן חשוף. החל קרם שיער מתוך למשך תקופת המומלצת על ידי הספק. הסר את הקרם ולשטוף ביסודיות את העור עם תמיסת מלח סטרילית מחוממת כדי להסיר את כל העקבות של השמנת. החל כלורהקסידין 2% בשנת 70% אלכוהול רפואי על העור ולאפשר לו להתייבש לפני שימשיך. זו הכנת העור הסטנדרטית ביחידה שלנו מבוססת על ראיות נוכחי לזיהום באתר ניתוח. ד 34 בבקשהiscuss עם מחלקת הווטרינרית שלך מה הוא נוהל מקובל ביחידה שלך לפני בחירתו של פרוטוקול הכנת עור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום 2 וילונות משני צדי החולדה ודואגים לשמור אותם סטרילי. לבש כפפות סטריליות ובעזרת עוזרו לפתוח את ערכות סטריליות. הנח את כל הכלים על וילון אחד ואת התפרים, גזה, צמר גפן, applicators יריעות סיליקון ובטוש סטרילי עם שליט מצד השני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את קו האמצע באמצעות xiphisternum והזנב כנקודות התייחסות. סמן את קו האמצע. למדוד 0.8 ס&quot;מ מתחת xiphisternum ולסמן את הנקודה הזו. צייר קו מאונך לקו האמצע מנקודה זו. לוקח את קו האמצע כמרכז של סימן הדש מתוך 1 ס&quot;מ ו -2 ס&quot;מ לצד השמאל וימין של קו האמצע. לצייר קווים אנכיים מקבילים לקו האמצע מהנקודות. מדוד 4 ס&quot;מ מתחת לקו האופקי המקורי ולצייר אחר במקביל אליו. בעקבות הוראות אלה דש 4 X 4 ס&quot;מ מחולק ל 4 רצועות שווה שמפורש(ראה איור 2). </li></ol> 3. לייזר דופלר הדמיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את העכבר בזהירות לחרטומו של האסדה השנייה ההרדמה בסורק LDI. המשך הרדמה ב1.5% isoflurane, 1L/min O 2. הפעל את לייזר ובצע את הוראות היצרן כדי להתחיל בסריקה. לאחר שמירת הקובץ הסרוק להחזיר את החולדה בחזרה למתקן הראשון ולהכניס מחדש את הבדיקה רקטלית של שמיכת homeothermic באמצעות פרפין לבן ורך כחומר סיכה. </li></ol> . 4 בדש חשמלי באתרו - דגם של Myocutaneous IRI <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ידי מחדש שיחים ולשים על כפפות סטריליות טריות. לגזור עיגול בקוטר 5 ס&quot;מ במרכזו של וילון סטרילי שנותר והמקום הזה על הבטן חשופה כדי ליצור שדה סטרילי עטוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושה חתך לאורך הקצה המסומן לרוחב השמאל (איור 3 א &#39;וב&#39;). להשיג hemostasis. לעשות חתכים דומים למטה את הקווים האופקייםבצד השמאל של קו האמצע. להשיג hemostasis. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמעליה שומן נדן Rectus הנחותים שמאל צריך להיות גלוי. בעזרת מלקחיים ומספריים איריס קטנה בזהירות מקבל מתחת שומן זה. יש להיזהר שלא לפגוע במחורר הקרובים באמצעות נדן Rectus השמאל, הקדמי. המטוס נפתח על ידי נתיחה כזו הוא שמייד מעל fascia הדופן הבטן הקדמי. תמשיך לנתח במטוס הזה סביב שולי התחום. בשקע האיליקאלי השמאלי טמון הכסל הגדול, שטחי גרש כלי-אלה יכולים להיות קשורים או צרובים. ואז להאריך את הנתיחה מדיאלית בזהירות ורק ככל השוליים לרוחב של שריר Rectus השמאל. יש שינוי בצבע ברור בשלב זה מורוד ללבן קרוב (איור 3 ג). להשקות בזהירות את האזור עם תמיסת מלח סטרילית ולבדוק שhemostasis הושג לפני הנחת גזה לחה על האזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על התהליך בצד הנגדי אבל הפעם להאריך to Linea alba (אמצע קו). תשמור על עצמך כדי לזהות ולצרוב את כל מחורר musculocutaneous הנובע במרכזה של שריר Rectus abdominis ימינה (איור 3D). אם זה לא נעשה כראוי הוא עלול לגרום לשטף דם לאחר ניתוח ותוצאות מזויפות. כמו כן להשיג hemostasis, להשקות ומניח גזה לחה על הדש המורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחזור לשוליים הנחותים של rectus השמאלי הקדמי (איור 3E ו-F). לצרוב את המחוררים הנחותים ביותר שנראו. להמשיך לחתוך חלון קטן (0.6 ס&quot;מ X 0.6 ס&quot;מ בערך) בנדן Rectus הקדמי באמצעות microscissors והצביע מעוקלים מלקחיים Graeffe. בוטה לנתח לאט השוליים לרוחב של השריר עד לשריר מידללת אבל לפני הנדן האחורי פרוץ. ואז לסובב את המלקחיים ובוטים לנתח מדיאלית עד הבטן של השריר היא על גבי קצה המעוגל של המלקחיים ואת הטיפים הם בחינם בשוליים המדיאלי. להאכיל משוערly 6 ס&quot;מ של 5-0 Ethilon לתוך מלתעותיו של המלקחיים ולקשור את נדן Rectus הנחותים. עם השלמת שלב זה את דש myocutaneous מבודד בכלי אחד דומיננטי ב- כלי הבטן העליונים מעולים העמוקים. מכסים בגזה לחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את יריעות סיליקון לתוך אליפסות עם פינות חלקות, (איור 3G). אלה צריכים להיות גדולים מספיק כדי לכסות את רוב השטח החשוף מתחת לחלקי fasciocutaneous של הדש. עם זאת, יש לנקוט בזהירות על מנת להבטיח שקצה העור יכול להיות סגור בלי כל מתח והעקומה המדיאלי של סגלגל עשויים להיות לזווג בחזרה כדי למנוע את זה ייפגע ב זרימה דרך המחוררים הנותרים. אלה לאחר מכן נתפרו במקום עם 6-0 Vicryl (איור 3H). לכסות עם גזה לחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השימוש פשוט הפריע לו &quot;יתד מתוך &#39;5-0 Ethilon תפרי דש כדי להפחית את החום ואיבוד מים (איור 3I). מכסים בגזה לחה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להאריך את פצע superiorly משמאלxiphisternum (איור 3I). לתפור את זה לרביע השמאלי העליון כדי לשפר את השדה של הנוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך את כל שומן שמעליה כדי לחשוף את הנדן מעולה, השמאל, הקדמי Rectus. לחתוך חלון (0.6 ס&quot;מ X 0.6 ס&quot;מ) קטן בנדן זה (איור 3J). להאריך את פצע מדיאלית עד שינוי במסלול סיבי שריר מהמצב אנכי לאלכסוני ועקביות מצפופה של סיבים רופפים הוא ראה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את המלקחיים המעוקלים בזהירות בין שני השרירים הללו ולפתוח את מטוס על ידי נתיחה בוטה. לחתוך בזהירות רק עד משטח מעולה של המלקחיים המעוקלים האלה חיתוך דרך הבטן של שריר abdominis Rectus השמאל כדי לחשוף, עורק הבסיסי העמוק מעולה ברום הבטן ווריד (איור 3K). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במייקרו ומכשירי חשמל גבוה במיקרוסקופ, מפריד בזהירות את העורק ווריד ולפשוט את כל שומן שמסביב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל מלחציים Acland atraumatic לrtery ווריד (B-1, סוג &quot;V&quot;) ולהתחיל את שעון העצר לספור את תקופת איסכמי 30 דקות. להשקות pedicle מהודק ולכסות עם גזה. אנחנו לא מעסיקים מרחיבי כלי כגון verapamil או pabavarine אבל צריכה התכווצות כלי להיות בעיה, תרופות אלה צריכים להילקח בחשבון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל את עצירות (0.04 מ&quot;ג / ק&quot;ג) ומי מלח מחומם, סטרילי (1 מ&quot;ל / ק&quot;ג / שעה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל בפינה השמאלית העליונה, לתפור את הדש במקום עם 6-0 תפרי subcuticular Vicryl עצירה וקשירה ליד xiphisternum. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר זמן איסכמי 30 דקות נגמר, להסיר בזהירות את התפסים ולהשקות את הגבעול עם מי מלח מחומם. בדקו שזרימה כבר הוקמה מחדש. שים לב שזמן איסכמי זה נקבע על ידי רשות משרד הפנים בבריטניה. חוקרים העוסקים ברשויות האחרות ייתכן שיוכלו להאריך את הזמן הזה. הארכת זמן איסכמי צפויה להוביל לתוצאה קלינית גרועה יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את קצות החתך של Rectus חזרה למקום עם 6-0 Vicryl.יש להיזהר שלא יחול יותר מדי מתח כמו זה יכול להוביל למסתלסל מהכלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השלם את התפירה תת עורית דואגת לקבור את כל קשרים מתחת לעור (איור 3K). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את אזור הפצע ולאפשר לו להתייבש. לצייר מחדש את האזורים בדש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Re-לסרוק את החיה כדי לקבל תמונה לאחר ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להירשם מחדש lacrilube לעיניים של בעלי החיים ומקום בחממה מחוממת (37 מעלות צלזיוס) במשך שעה 1 להתאושש לפני ההחזרה ליחידת בעלי. </li></ol> צעדים קריטיים בתוך הפרוטוקול עיקרו של ההליך הוא בזיהוי כלי העמוקים, מעולים ברום הבטן. זה מוצג באופן ברור בסרט המלווה. בקיצור, חלון הוא לחתוך בנדן Rectus הקדמי לחשוף את סיבי השריר הבסיסיים שיהיה ריצה longitudinally. על ידי הרחבת הנתיחה השטחית של נדן Rectus הקדמי מדיאלית שינוי במסלול סיבי שריר הוא ציין FROM האורכי לאלכסוניים. הכנס בוטה הסתיימו, מלקחיים, Graeffe מעוקלים (או דומה) בצומת של שתי צרורות של סיבי שריר אלה. בוטה לנתח רוחבי. לקצץ, באמצעות מספריים מיקרו, על פני השטח העליון של המלקחיים המעוקלים שנערכו במטוס הזה בין צרורות סיבי השריר. על הסרת Graeffe מלקחי עורק העמוק, מעולה ברום הבטן ווריד יקויימו בנקודת האמצע של גוף שריר Rectus abdominis. לפשוט שמעליה שומן כלי באמצעות מכשירי מיקרו ולהחיל את מהדק. מנות fasciocutaneous של הדש החשמלי החולדה הן דקים מספיק כדי לאפשר את הדש לקחת כשתל עור בעובי מלא. כדי למנוע זאת ועל מנת להבטיח כי מדובר במודל אמיתי של IRI דק, גיליון סיליקון גמיש ממוקם מתחת לחלקי fasciocutaneous של הדש. 35 צעד זה אומץ על ידי חוקרים אחרים התחייבות דגמים חשמלית חולדה. 17,21,25 חולדות ללעוס throuקשרים GH כדי לוודא שכל התפרים הם subcuticular וכל קשריו קבורים. בביצוע המוקפד של התפירה autocannabilism הדשים כפי שדווח על ידי חוקרים אחרים יכולים להימנע. 24 הממשל הבא של עצירות להפחית הרדמה תחזוקה ל -1% Isoflurane (1L/min O 2).

אין לנו גילויים.

שינויים ופתרון בעיות הפרוטוקול המובא כאן מתרבה IRI ראה בהעברה החופשית ברקמת מערכת ניסיונית המאפשר הבנה נוספת של תהליך זה ומספק אמצעים כדי לחקור אמצעי טיוב IRI ושיפור מצבם. זה בקלות יכול היה להיות שונה כדי לייצר פציעה חמורה יותר אם זה ...

המטרה של פרוטוקול זה היא להדגים מודל אמין לשחזור של פציעת איסכמיה reperfusion נצפה בהעברת רקמה חינם כדי לאפשר אסטרטגיות התערבותית להיחקר. העברת רקמה חינם מוגדרת כניתוק כלי הדם של בלוק מבודד של רקמה אחרי השתלה עצמית של רקמה שעם השקה של כלי transected של דש לכלי ילידים באתר הנמען. ההליך ידוע כFTT ורקמות שהועברו מכונות דש החופשי. העברת רקמה החופשית היא הגישה הסטנדרטית זהב לתיקון ליקויים מורכבים, שבו אפשרויות מרוכבים מקומיות אינן מתאימות או לא זמינות. 1-4 פגיעת reperfusion איסכמיה (IRI) היא בלתי נמנעת בהעברת רקמה החופשית, תורמת לדש כישלון 5,6 ואין לו טיפול יעיל. טבע הבחירה של ניתוחי דש חופשיים מאפשר לממשל של pharmacologiסוכני קאל לתנאי נגד IRI. תוצאות IRI בזרימה לקויה באמצעות זרימת הדם על ידי הפעלת האנדותל ותפקוד מטבולי, 7 גדלו חדירות נימים ובצקת לאחר ביניים 7, זרם של תאים דלקתיים, 8 שחרור של מתווכים דלקתיים, מיני חמצן מגיבים 9 ומשלימים בתצהיר. 10 תהליך מורכב זה של היפוקסיה ופגיעת reperfusion לאחר סופו של דבר מובילה למוות של תאים. מודל של myocutaneous IRI מאפשר את האפקטיביות של אסטרטגיות נפשית מראש על תוצאות קליניות להיות מוערכים. העבודה האחרונה יש תוקף את השימוש במודלים של בעלי החיים לימודי IRI כתחליף IRI אדם על ידי השוואת השינויים המולקולריים שנצפו בבני אדם ובעלי חיים הנתונים קיימים. 10,11 העכברוש הרוחבי Rectus abdominis myocutaneous (חשמלי) הדש תואר לראשונה בשנת 1987 בגרמניה 12 ובשינה 199313 באנגלית. דגם זה זכה לפופולריות רחבה 13-25 כמודל זול, חזק לחקור אסטרטגיות שונות כדי להפחית IRI קשור עם העברת רקמה החופשית. 14,17-22 רוב המחקרים אלה נועדו כדשי חשמלית unipedicled מבוססים על עמוק, נחותים, . 15-18,20-22 השוואת pedicle רום בטן כלי דם של הנתונים ממחקרים אלה היא מסובך על ידי השימוש באיים שונים בגודל עורית (10.5-30 ס&quot;מ 2) ואורכים שונים של מעקב לאחר ניתוח (2 - 10 ימים). נמק הממוצע הכולל אחוז אזור הדש בזרוע השליטה של ​​מחקרים אלה הוא 69 ± 6.2% (ממוצע ± SEM). יצוין, כי ששת העיתונים האלה כל להעסיק את שריר Rectus abdominis כנישא pedicle כלי דם, אך לא לחשוף, ולחלק microanastomose או הצמידו את הכלים. Zhang et al. -23 תארו דש אמיתי, ללא תשלום חולדה חשמלי המבוסס על כלי הבטן העליונים מעולים שבו fהקפות הועלו, כלי מחולקים והעביר את דש myocutaneous וmicroanastomosed לכלי המפשעה. טכניקה קשה זה נדרשה microanastomosis של 0.45-0.5 כלי קליבר מ&quot;מ. רק חמישה עשר בוצעו ושל 67% אלה שרדו. -23 במודל שתואר על ידי Zhang et al. -23 הוא מודל מצוין לדש החשמלי החופשי האדם כפי שהוא באמת משקף את הפציעה שנגרם במהלך FTT. הדגמים שפורסמו האחרים של דש חשמלי עכברוש יותר משקפים במדויק את הפציעות שנגרמו במהלך חשמלית pedicled אנושית אך אינו משקפים IRI כדש אלה אינם עוברים בתקופת איסכמי אחרי reperfusion כpedicle כלי דם הוא לא הידק או מחולק ו microanastomosis ביצע. הפרוטוקול והסרטון הזה מתארים מודל חדש של העברת רקמה החופשית באמצעות חשמלית החולדה שבי IRI משוכפל באמצעות microclamps. זה בצורה נאמנה יותר משכפל IRI מקודמי חשמלית pedicle אבל קל יותר מבחינה טכנית מאשר performing microanastomosis. Microclamps כבר מועסק באופן נרחב על ידי חוקרי השתלה לשחזר IRI קשור השתלת איברים מוצקה; 26-33 לעומת זאת, זו הפעם הראשונה שבה תאר בדש החשמלי החולדה.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Moor LD12 laser doppler imaging scanner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8" target="_blank">http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz</td>
 <td></td>
 <td>507221F</td>
 <td><a href="http://www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Graeffe forceps 0.8 mm tips curved</td>
 <td></td>
 <td>11052-10</td>
 <td>2, <a href="http://www.finescience.de" target="_blank">http://www.finescience.de</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland clamps</td>
 <td></td>
 <td>00398 V</td>
 <td>B-1 'V' pattern clamps used on both artery and vein. <a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clamp applicator</td>
 <td></td>
 <td>CAF-4</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gemini cautery unit</td>
 <td></td>
 <td>726067</td>
 <td><a href="www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124</td>
 <td></td>
 <td>D-5a.2</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109</td>
 <td></td>
 <td>JFA-5b</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108</td>
 <td></td>
 <td>JF-5</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland Single Clamps B-1V (Pair)</td>
 <td></td>
 <td>396</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight</td>
 <td></td>
 <td>67</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7613-11</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7652-14</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Derf Needle Holders 12 cm TC</td>
 <td></td>
 <td>703DE12</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethilon 5-0</td>
 <td></td>
 <td>W1618</td>
 <td><a href="http://www.farlamedical.co.uk/" target="_blank">http://www.farlamedical.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vicryl rapide 6-0</td>
 <td></td>
 <td>W9913</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)</td>
 <td></td>
 <td>7973</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Castroviejo needle holders</td>
 <td></td>
 <td>12565-14</td>
 <td><a href="http://s-and-t.ne" target="_blank">http://s-and-t.ne</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heat Lamp</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.chicken-house.co.uk" target="_blank">http://www.chicken-house.co.uk</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Silicone sheeting 0.3 mm translucent</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.silex.co.uk/" target="_blank">http://www.silex.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Image J software</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Zeiss OPMI pico</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.zeiss.co.uk/" target="_blank">http://www.zeiss.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Operating microscope</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury

העברת רקמה חינם היא את תקן הזהב של ניתוח שחזור כדי לתקן פגמים מורכבים לא מקובל אפשרויות מקומיות או אלה רקמות מורכבים הדורשים. פגיעת reperfusion איסכמיה (IRI) היא סיבה ידועה של כישלון חלקי דש חופשי ואין לה טיפול יעיל. הקמת מודל מעבדתה של פגיעה זו יכולה להוכיח יקרה הן מבחינה כלכלית כמשמשים יונקים גדולים יותר כמקובל ובמומחיות הנדרשים על ידי הקושי הטכני של נהלים אלה בדרך כלל דורש העסקת מיקרוסקופית מנוסה. פרסום וסרטון זה מדגימים את השימוש היעיל במודל של IRI בחולדות שאינו דורשות מומחיות microsurgical. הליך זה הוא באתרו של מודל myocutaneous abdominis רוחבי (חשמלי) דש שבו מלחציים atraumatic מנוצלים כדי לשחזר את פציעת איסכמיה reperfusion קשורה לניתוח זה. סורק ההדמיה דופלר לייזר (LDI) הוא מועסק על מנת להעריך זלוף הדש ועיבוד התמונה Softwaמחדש, תמונת J להעריך הישרדות עור אזור אחוז כמדד תוצאה העיקרית של פציעה.

מודלים של עכברים הם חסכוני יותר מדגמי בעלי חיים גדולים יותר, 36 מחלה עמידה נמצאים בטבע ועלולים להיות מניפולציות גנטית. בעלי חיים עור רופפים, כגון מכרסמים, שחשבו שיש הסדר שונה של אספקת דם עורית בהשוואה לבעלי חיים קבועים עור כגון בני אדם וחזירים. בבעלי חיים עור רופ?...

Watch this Scientific Journal Video about In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury at JoVE.com

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

העברת רקמה חינם הוא מועסק באופן נרחב בניתוח שחזור כדי לשחזר את הצורה ותפקוד בעקבות כריתה וטראומה אונקולוגי. Preconditioning רקמה זו לפני הניתוח עשויה לשפר את התוצאה. מאמר זה מתאר<em&gt; באתר</em&gt; דש רוחבי Rectus abdominis myocutaneous (חשמלי) בחולדות כאמצעי לבדיקת אסטרטגיות נפשיות מראש.

באתרו מדף רוחבי Rectus abdominis Myocutaneous: מודל עכברוש של הפגיעה reperfusion איסכמיה Myocutaneous

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

in-situ-transverse-rectus-abdominis-myocutaneous-flap-rat-model

Research

JoVE Journal

Medicine

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

13.7K Views.  Royal Infirmary of Edinburgh. העברת רקמה חינם הוא מועסק באופן נרחב בניתוח שחזור כדי לשחזר את הצורה ותפקוד בעקבות כריתה וטראומה אונקולוגי. Preconditioning רקמה זו לפני הניתוח עשויה לשפר את התוצאה. מאמר זה מתאר באתר דש רוחבי Rectus abdominis myocutaneous (חשמלי) בחולדות כאמצעי לבדיקת אסטרטגיות נפשיות מראש....

Video: In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

דום לב Normothermic ו החייאה: במודל עכבר של פגיעה איסכמיה reperfusion

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

דגם איסכמיה reperfusion של פגיעה חריפה בכליות ופגיעים ההודעה פיברוזיס בעכברים

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for myocardial infarction and cardiac complications of thoracic surgery. The ability of certain drugs to precondition the myocardium against ischemia reperfusion injury has led to multiple clinical trials, with little success. The isolated heart model allows acute observation of the functional effects of ischemia reperfusion injury in real time, including the effects of various pharmacological interventions administered at any time-point before or within the ischemia-reperfusion injury window. Since brief periods of ischemia can precondition the heart against ischemic injury, in situ aortic cannulation is performed to allow for functional assessment of non-preconditioned myocardium. A saline filled balloon is placed into the left ventricle to allow for real-time measurement of pressure generation. Ischemic injury is simulated by the cessation of perfusion buffer flow, followed by reperfusion. The duration of both ischemia and reperfusion can be modulated to examine biochemical events at any given time-point. Although the Langendorff isolated heart model does not allow for the consideration of systemic events affecting ischemia and reperfusion, it is an excellent model for the examination of acute functional and biochemical events within the window of ischemia reperfusion injury as well as the effect of pharmacological intervention on cardiac pre- and postconditioning. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform in situ aortic cannulation and heart excision followed by ischemia/reperfusion injury in the Langendorff model.

The isolated rat heart is an enduring model for ischemia reperfusion injury. Here, we describe the process of harvesting the beating heart from a rat via in situ aortic cannulation, Langendorff perfusion of the heart, simulated ischemia-reperfusion injury, and infarct staining to confirm the extent of ischemic insult.

אינדוקציה והערכה של איסכמיה reperfusion פגיעה בלבבות עכברוש Langendorff-perfused

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

דגם Murine של פגיעת המעיים איסכמיה reperfusion

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

במודל עכבר של רשתית איסכמיה reperfusion נזק ע&quot;י העלאת רמת הלחץ התוך עיני

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

הערכה של שמורת זרם כלילית לאחר איסכמיה אוטם שריר הלב Reperfusion בחולדות

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

שונה הטרולנושא הגפיים האוסטאופהעורית מודל החולדה על השתלת ואסימטיקה מורכבת מחקר האלוגרפט

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

מודל מפרה קליני לחקר איסכמיה-reperfusion פציעה במיקרו-כירורגיה משחזרת

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

אספקה תוך-תוך-קרדיאלית מושהית של תאי גזע לאחר פציעת איסכמיה רפרציה במודל מורין

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

פגיעה באיבר איסכמיה-רפרופוזיה על ידי הדמיית שינויים המודינמיים במודל השתלת כבד עכברוש

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...