המחקר הנוכחי ממומן על ידי קרן מחקר Solorz-זק.

כל הניתוחים היו נתונים לביקורת אתית ואושרו על ידי הממשלה בעליונה בוואריה (מספר אסמכתא: 55.2-1-54-2532.3-13-13 ו-2532-136-11). בעלי חיים הם עכברי C57BL / 6 גברים עם משקל גוף של כ 25 גרם. 1. הכנת בעלי החיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגרום הרדמה על ידי הצבת העכבר לתוך תא. לשטוף את החדר עם isoflurane 5% עד שהחיה מאבדת את הכרתו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק הרדמה מעורבבת מראש intraperitoneally: פנטניל (0.05 מ&quot;ג / קילוגרם), midazolam (5 מ&quot;ג / קילוגרם) וmedetomidine (0.5 מ&quot;ג / קילוגרם). בדקו את הרפלקסים לפני ואופן קבוע במהלך ההליך. Reinject שליש מהסכום הראשוני לשעה כדי לשמור על הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנרר orotracheally עם צינור עשוי מצנתר ורידי G 20 11. עבור אינטובציה לתקן את החיה על פלטפורמה משופעת (30 מעלות), לחזור בו הלשון עם מלקחיים כפופים, לדמיין את מיתרי קול תחת מיקרוסקופ פעולה ולהכניס את הצינור לתוך קנה הנשימהבמהלך השראה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בעמדה פגיע ולבדוק את המיקום הנכון של הצינור עם פיסת צמר גפן או microcapnograph. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את צינור אינטובציה להנשמה. לאוורר את העכבר עם אוויר חדר בתוספת חמצן 25% בתדירות של 180-220 נשימות / דקה ונפח פעימה של 200-250 μl. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את צינור אינטובציה לmicrocapnograph. לשמור על קצה הנשיפה PCO 2 ב30 מ&quot;מ כספית על ידי התאמת תדר האוורור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס בדיקה טמפרטורה רקטלית ומניח את החיה על כרית חימום כדי לשמור על טמפרטורת גוף 37 ° C ליבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להחיל את חיישן pulsoximeter טבעתי בכף הרגל האחורית הימנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את העור מעל הגולגולת עם זוג מספריים. החתך צריך להיות כ 0.5 סנטימטר ארוך ובין העין לאוזן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנתח את שריר הרקה השמאלי עם אזמל מהעצם הטמפורלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דבק flowmeter דופלר לייזר הבדיקה (LDF) עלהעצם הטמפורלית השמאלי. החזק את הבדיקה בתנוחה קבועה עד שהדבק מתקשה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדוח חור בקוטר של כ 1.5 מ&quot;מ עם מקדח שיניים לתוך העצם הטמפורלית השמאלי. לקרר את העצם עם מי מלח כדי למנוע נזק חום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את הבדיקה ICP לתוך חלל הגולגולת. לדחוף קדימה כdorsally ככל האפשר כדי למנוע נזק לרקמות מוח ודימום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם הבדיקה היא במיקום הנכון, לתקן, ולאטום אותו במלט. בואו יבש המלט למשך 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את העכבר בזהירות למצב שכיבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לניטור לחץ דם רציף, לצנתר את עורק הירך השמאלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את הקטטר הירך למכשיר הניטור לחץ דם. </li></ol> 2. אדון אינדוקציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את העור עם זוג מספריים מעצם החזה לסנטר (2 סנטימטר). לנתח את רקמת חיבור בבוטות ולדחוף את בלוטות הרוק בצד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את עורק התרדמה המשותף שמאל (CCA) ולגייס אותו. לשמר אתעצב מחנק, אשר פועל באותו נדן רקמת חיבור כמרכז לאמנות העכשווית. הזז גולגולת ולחשוף ולגייס את ICA וECA תוך שימוש באותה הטכניקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ולקשור את ECA ככל cranially ככל האפשר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתאם שתי ligations יותר לחוט הלהט סביב ECA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחסום את המרכז לאמנות עכשווית והמנהל האזרחי באופן זמני עם microclips. מקם את microclips עם המוליך microclip. ודא קליפים מיושמים בצורה נכונה על ידי משייכתו בעדינות אותם בחזרה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך חור להכנסת החוט לECA עם מספריים כלי שיט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס נימה Prolene 5-0 עם 12 אורך מ&quot;מ לתוך ECA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את אתר ההכנסה עם קשירה מראש אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את microclips עם המוליך microclip מהמרכז לאמנות העכשווית והמנהל האזרחי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדם את חוט הלהט עם מלקחיים לתוך ICA עד ICP עולה. עלייה פתאומית של ICP מציינת אינדוקציה דימום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למשוך את החוט באופן מיידי ולקשור ECA ידי סגירת שני יחסי הציבורligations earranged ברציפות. זה מונע דימום מאתר ההכנסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפר את הפצע בעור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפקח על הפרמטרים הפיזיולוגיים של בעלי החיים לעוד 20 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר ICP ובדיקות LDF ותפרת את הפצע בעור. </li></ol> 3. סוף הניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תנקב את החיה transcardially עם 20 מיליליטר של תמיסת מלח (בטמפרטורת חדר) ואחריו 20 מיליליטר של PFA 4% ב-PBS (4 מעלות צלזיוס). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנתחים את המוח מהגולגולת. חותכים את הגולגולת בקו האמצע ובין החללים מסלולית. לאחר מכן לקלף את העצם מהמוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעריך את חלוקת הדם בחלל תת עכבישי. </li></ol> 4. שיקולים במקרה של ניתוח הישרדות (לא מוצג בוידאו) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק Carprofen (4 מ&quot;ג / קילוגרם תת עורי) על כאבים שלאחר ניתוח ישירות לאחר אינדוקציה הרדמה. במהלך תקופת המעקב שלאחר ניתוח Carprofen (4 מ&quot;ג / קילוגרם תת עורי) מוזרק כל שעה 24. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> במקום מדידת לחץ דם פולשנית לעשות שימוש במערכת לניטור לחץ דם לא פולשנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפסקת להזריק הרדמה להרגיז סוכנים תת עורי: נלוקסון (1.2 מ&quot;ג / קילוגרם), flumazenil (0.5 מ&quot;ג / קילוגרם) וatipamezole (2.5 מ&quot;ג / קילוגרם). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Extubate בעלי החיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שהשיב את הרפלקסים של לשים את בעלי החיים לחדר שחומם מראש. לשמור על בעלי החיים בכ 32 מעלות צלזיוס במשך 24 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעלי חיים נבדקים באופן קבוע לנשימה ספונטנית ומצבו הכללי שלהם בשעות הראשונות שלאחר ניתוח. אם גזע המוח מושפע בעלי חי בעיות נשימה וצריכים להיות מורדמים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעלי חיים נבדקים מדי יום על מצבו הכללי שלהם ומשקל גוף, כמו גם לגירעונות נוירולוגיות וחושיים 15. </li></ol>

<ol>
	<li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subarachnoid+hemorrhage:+is+it+time+for+a+new+direction.">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li><li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subarachnoid+haemorrhage.">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li><li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm.">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li><li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice.">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li><li>Feiler, S., Friedrich, B., Scholler, K., Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standardized+induction+of+subarachnoid+hemorrhage+in+mice+by+intracranial+pressure+monitoring.">Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 190, 164-170 (2010).</li><li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat.">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li><li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats.">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li><li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase.">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li><li>Parra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage+associated+cerebral+vasospasm:+methodological+analysis.">Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis.</a> Neurol. Res. 24, 510-516 (2002).</li><li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage.">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li><li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice.">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li><li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats.">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5 (2012).</li><li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice?.">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?.</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li><li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat:+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model.">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li><li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage.">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li></ol>

יש מחברים אין לחשוף.

אפשרויות טיפול לאחר SAH נדירות ובעיקר inefficacious. לכן הפתופיזיולוגיה של נזק מוחי לאחר מדמם צריכה להיות מובנת נוסף על מנת לזהות מטרות טיפוליות חדשות ולפתח גישות טיפוליות חדשניות. טופל ומודלים של בעלי חיים גם לשחזור בבעלי חיים מהונדסים גנטי, עכברים כלומר, הם קריטיים ל?...

אדון הוא תת סוג השבץ עם התוצאה מועילה לפחות לחולים: 40% מהחולים מתים בתוך חודש לאחר 1 דימום וניצולים לעתים רחוקות יש תוצאה חיובית מבחינה קלינית. רוב הגדול של SAHs הספונטני (80%) נגרמים על ידי קרע של מפרצת תוך גולגולתי שרובם נמצאים לאורך הקדמי וגם אחורי תקשורת עורקים, עורק basilar, ועורק המוח אמצעי (MCA) 2. מפרצת כאלה קשות למודל בבעלי חיים, ולכן מודלים של בעלי חיים של אדון מבוצעים גם על ידי הזרקה של דם לתוך החלל / חדרים מוחי תת עכבישי או על ידי ניקוב endovascular של כלי שיט תת עכבישי. הזרקת דם עצמית לMagna Cisterna היא קלה לביצוע ולשעתק את נפח הדם יכול להיות נשלט על 3 באופן ישיר. למרבה הצער, כמה היבטים של הפתופיזיולוגיה אדון, למשלפגיעה בכלי, לא יכול להיות מודל על ידי הליך זה. עוד גישה טכנית לזירוז של אדון היא הפתיחה של וריד intracisternal 4. עם זאת, קואליציית הנשים לשלום intraluminal בסניף MCA נראה ההליך שמודלי הפתופיזיולוגיה בבני האדם 5 באופן הדוק ביותר. השיטה פותחה ותוארה ראשון בחולדות על ידי Bederson ועמיתיו ובו בזמן על ידי Veelken ועמיתי 6,7. מאוחר יותר מודל ניקוב intraluminal הותאם לעכברי 8,9. נימה מוכנסת לתוך עורק הצוואר החיצוני (ECA) והתקדמה לבסיס הגולגולת דרך עורק התרדמה הפנימי (הרשפ&quot;ת). בנקודת הסתעפות MCA נימה מנקבת את הספינה וגורמת לדימום לתוך החלל תת עכבישי בבסיס הגולגולת. הדם לאחר מכן מפיץ לתוך החלל תת עכבישי שנותר לאורך סדקים וכלי דם. הדימום הוא נעצר על ידי היווצרות קריש דם באתר של ניקוב, אבל rebleedings, WHich הם לעתים קרובות מזיקים בחולים 10, יכול להתרחש. בהתאם לכך, מודל נימה endovascular הפך מודל אדון בשימוש נרחב במהלך השנים האחרונות. הוזכר בתדירות הגבוהה ביותר החסרון של מודל ניקוב נימה הוא שנפח דימום לא ניתן לשלוט באופן ישיר ולכן עשוי להיות משתנים. השתנות זו באופן משמעותי, ניתן להפחית על ידי שליטה הדוקה של פיזיולוגיה של בעלי החיים וICP הודעה המדמם. יש עכברים יתרון הגדול כי מספר גדול של זנים מהונדסים גנטי זמינים. עם זאת, בשל גודלם הזעיר ניתוחים נוטים להיות מורכב יותר מאשר במינים גדולים, חולדות למשל או ארנבות. לכן downscaling של טכניקות שפותחו לחולדות לעכברים לעתים קרובות אינו מביא לתוצאות הרצויות, למשל כמו עכברים טכניקות מוגבלות מאוד במשקל גוף ונפח דם לא פולשנית לטיפול בלחץ דם וניתוח גז דם, כמו גם לרווית ההמוגלובין וניטור קצב לבצריך להיות מיושם בכל הזדמנות אפשרית. בהתאם לכך, מטרת הפרסום הנוכחי היא לתאר את מודל ניקוב נימה לSAH בעכברים וכדי להדגים כיצד מודל זה יכול להתבצע באופן סטנדרטי ולשעתקו מאוד.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>operation microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>KL2500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoflurane vaporizer</td>
			<td>Harvard Instruments</td>
			<td>Continuous Flow Vaporizer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>respirator</td>
			<td>Hugo Sachs</td>
			<td>Minivent 845</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microcapnograph</td>
			<td>Hugo Sachs</td>
			<td>Type 340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>temperature controller</td>
			<td>FHC</td>
			<td>DC Temperature Controller</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dental drill</td>
			<td>Paggen</td>
			<td>Labset- N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ICP monitor</td>
			<td>Codman</td>
			<td>ICP monitor</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>blood pressure monitor</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td>Bridge Amp FE221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>syringe pump</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>SP101IZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pulsoximeter</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>MouseSTAT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LDF</td>
			<td>Perimed</td>
			<td>Periflux 5000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>analog data monitor</td>
			<td>AD Instruments</td>
			<td>Power Lab 16/35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cement for ICP probe fixation</td>
			<td>Speiko</td>
			<td>Carboxylate cement</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glue for LDF probe fixation</td>
			<td>Bob Smith Industries</td>
			<td>Cyanoacrylate glue (Maxi Cure and Insta Set)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>venous catheter</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>Jelco winged i.v. catheter; REF 4076</td>
			<td>modified intubation tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tubing for femoral catheter</td>
			<td>Smiths Medical</td>
			<td>Fine Bore Polythene Tubing; ID 0.28 mm OD 0.61 mm; REF 800/100/100</td>
			<td>cut to 30 cm length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filament for vessel perforation</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>Prolene 5-0</td>
			<td>cut to 12 mm length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical equipment</td>
			<td>Fine Scientific Instruments</td>
			<td>forceps medical #5, vessel scissors 8 cm, microclip 4 mm jaw</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a murine model of subarachnoid hemorrhage

בפרסום הסרטון הזה במודל עכבר סטנדרטי של דימום תת עכבישי (SAH) מוצג. דימום הוא מושרה על ידי מעגל endovascular של ניקוב וויליס (קואליציית נשים לשלום) ומוכח על ידי ניטור לחץ תוך גולגולתי (ICP). ובכך חלוקת דם הומוגנית בחללים תת עכבישי המקיפים את מחזור הדם בעורקים וסדקים המוח הקטן מושגת. פיזיולוגיה של בעלי חיים היא מתוחזק על ידי אינטובציה, אוורור מכאני, וניטור רציף של פרמטרים פיסיולוגיים ולב וכלי דם שונים על השורה: טמפרטורת גוף, לחץ דם מערכתי, קצב לב, ורוויה של המוגלובין. וכך לחץ זלוף המוחי יכול להיות במעקב בחוזקה וכתוצאה מכך נפח פחות משתנה של דם extravasated. זה מאפשר סטנדרטיזציה טובה יותר של ניקוב נימה endovascular בעכברים והופך את כל המודל לשחזור מאוד. לכן הוא זמין למחקרים פרמקולוגיים וpathophysiological בסוג בר וגנטיly שינה עכברים.

תמותה ברגע שטכניקת הניתוח היא שולטת ההליך לא לעורר שום תמותה במהלך ניתוח. כמו כן דימום יכול להיות מושגת כמעט בכל בעלי החיים. תמותה לאחר ניתוח היא 30-40% עם רוב בעלי החיים מתים ביום 1 לאחר הניתוח (איור 5). <p class="jove_step" style=";text-align:...

Watch this Scientific Journal Video about A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage at JoVE.com

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

מודל עכבר סטנדרטי של דימום תת עכבישי על ידי מעגל intraluminal של הניקוב וויליס מתואר. ניקוב כלי ודימום תת עכבישי מנוטרים על ידי ניטור לחץ תוך גולגולתי. בנוסף פרמטרים חיוניים שונים נרשמים ומבוקר כדי לשמור על תנאים פיסיולוגיים.

מודל Murine של תת עכבישי דימום

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

a-murine-model-of-subarachnoid-hemorrhage

Research

JoVE Journal

Medicine

19.5K Views.  University of Munich Medical Center.  מודל עכבר סטנדרטי של דימום תת עכבישי על ידי מעגל intraluminal של הניקוב וויליס מתואר. ניקוב כלי ודימום תת עכבישי מנוטרים על ידי ניטור לחץ תוך גולגולתי. בנוסף פרמטרים חיוניים שונים נרשמים ומבוקר כדי לשמור על תנאים פיסיולוגיים. 

Video: A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

A Murine Model of Muscle Training by Neuromuscular Electrical Stimulation

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional capacity. Transcutaneous surface stimulation of skeletal muscle involves a current flow between a cathode and an anode, thereby inducing excitement of the motor unit and the surrounding muscle fibers. 
NMES is an attractive modality to evaluate skeletal muscle adaptive responses for several reasons. First, it provides a reproducible experimental model in which physiological adaptations, such as myofiber hypertophy and muscle strengthening6, angiogenesis7-9, growth factor secretion9-11, and muscle precursor cell activation12 are well documented. Such physiological responses may be carefully titrated using different parameters of stimulation (for Cochrane review, see 13). In addition, NMES recruits motor units non-selectively, and in a spatially fixed and temporally synchronous manner14, offering the advantage of exerting a treatment effect on all fibers, regardless of fiber type. Although there are specified contraindications to NMES in clinical populations, including peripheral venous disorders or malignancy, for example, NMES is safe and feasible, even for those who are ill and/or bedridden and for populations in which rigorous exercise may be challenging. 
Here, we demonstrate the protocol for adapting commercially available electrodes and performing a NMES protocol using a murine model. This animal model has the advantage of utilizing a clinically available device and providing instant feedback regarding positioning of the electrode to elicit the desired muscle contractile effect. For the purpose of this manuscript, we will describe the protocol for muscle stimulation of the anterior compartment muscles of a mouse hindlimb.

A murine model of neuromuscular electrical stimulation (NMES), a safe and inexpensive clinical modality, to the anterior compartment muscles is described. This model has the advantage of modifying a readily available clinical device for the purpose of eliciting targeted and specific muscle contractions in mice.

דגם Murine של אימון שרירים באמצעות גירוי חשמלי neuromuscular

Neuromuscular electrical stimulation (NMES) is a common clinical modality that is widely used to restore1, maintain2 or enhance3-5 muscle functional ...

A Low Mortality Rat Model to Assess Delayed Cerebral Vasospasm After Experimental Subarachnoid Hemorrhage

Objective: To characterize and establish a reproducible model that demonstrates delayed cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage (SAH) in rats, in order to identify the initiating events, pathophysiological changes and potential targets for treatment.
Methods: Twenty-eight male Sprague-Dawley rats (250 - 300 g) were arbitrarily assigned to one of two groups - SAH or saline control. Rat subarachnoid hemorrhage in the SAH group (n=15) was induced by double injection of autologous blood, 48 hr apart, into the cisterna magna. Similarly, normal saline (n=13) was injected into the cisterna magna of the saline control group. Rats were sacrificed on day five after the second blood injection and the brains were preserved for histological analysis. The degree of vasospasm was measured using sections of the basilar artery, by measuring the internal luminal cross sectional area using NIH Image-J software. The significance was tested using Tukey/Kramer's statistical analysis.
Results: After analysis of histological sections, basilar artery luminal cross sectional area were smaller in the SAH than in the saline group, consistent with cerebral vasospasm in the former group. In the SAH group, basilar artery internal area (.056 &mu;m &plusmn; 3) were significantly smaller from vasospasm five days after the second blood injection (seven days after the initial blood injection), compared to the saline control group with internal area (.069 &plusmn; 3; p=0.004). There were no mortalities from cerebral vasospasm.
Conclusion: The rat double SAH model induces a mild, survivable, basilar artery vasospasm that can be used to study the pathophysiological mechanisms of cerebral vasospasm in a small animal model. A low and acceptable mortality rate is a significant criterion to be satisfied for an ideal SAH animal model so that the mechanisms of vasospasm can be elucidated 7, 8. Further modifications of the model can be made to adjust for increased severity of vasospasm and neurological exams.

Aneurysmal subarachnoid hemorrhage (SAH) is bleeding that occurs into the subarachnoid space when an aneurysm ruptures. While the morbidity and mortality from this event has been on a decline due to improved treatment approaches, the risk of vasospasm after subarachnoid hemorrhage continues to be the same as it was several years ago. The importance of establishing a comprehensive and reproducible animal model to identify initiating events of cerebral vasospasm has been the focus of research since the first use of rats in an experimental vasospasm model in 1979 by Barry et al. Early work in rats demonstrated that a single injection of autologous blood into the cisterna magna led to acute (within minutes) but not delayed cerebral vasospasm 3, 6, 14. Here we characterize a low mortality SAH rat model that results in reproducible delayed vasospasm.

מודל חולדת תמותה נמוך להערכת Vasospasm מוחות המושהה לאחר דימום subarachnoid ניסויי

Objective: To characterize and establish a reproducible model that demonstrates delayed cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage (SAH) ...

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

מודל עכברי של ריפוי פצע

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A New Murine Model of Endovascular Aortic Aneurysm Repair

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of Abdominal aortic aneurysm (AAA) pathophysiology. There is no abdominal aortic aneurysm endograft exclusion model cheap and reproducible, which would allow deep investigations of AAA before and after treatment. We hereby describe how to induce, and then to exclude with a covered coronary stentgraft an abdominal aortic aneurysm in a rat. The well known elastase induced AAA model was first reported in 19901 in a rat, then described in mice2. Elastin degradation leads to dilation of the aorta with inflammatory infiltration of the abdominal wall and intra luminal thrombus, matching with human AAA. Endovascular exclusion with small covered stentgraft is then performed, excluding any interactions between circulating blood and the aneurysm thrombus. Appropriate exclusion and stentgraft patency is confirmed before euthanasia by an angiography thought the left carotid artery. Partial control of elastase diffusion makes aneurysm shape different for each animal. It is difficult to create an aneurysm, which will allow an appropriate length of aorta below the aneurysm for an easy stentgraft introduction, and with adequate proximal and distal neck to prevent endoleaks. Lots of failure can result to stentgraft introduction which sometimes lead to aorta tear with pain and troubles to stitch it, and endothelial damage with post op aorta thrombosis. Giving aspirin to rats before stentgraft implantation decreases failure rate without major hemorrhage. Clamping time activates neutrophils, endothelium and platelets, and may interfere with biological analysis.

Histological and biochemical modifications after aneurysm endograft exclusion are still unclear. We describe a new model of endograft implantation on a murine aneurysm. Through thrombus analysis with and without persistant circulating blood stream interface, and new endovascular biomaterials evaluation, this model will help to better understand endovascular aneurysm exclusion pathobiology.

דגם Murine חדש של מפרצת אבי העורקים תיקון Endovascular

Endovascular aneurysm exclusion is a validated technique to prevent aneurysm rupture. Long-term results highlight technique limitations and new aspects of ...

Intrastriatal Injection of Autologous Blood or Clostridial Collagenase as Murine Models of Intracerebral Hemorrhage

Intracerebral hemorrhage (ICH) is a common form of cerebrovascular disease and is associated with significant morbidity and mortality. Lack of effective treatment and failure of large clinical trials aimed at hemostasis and clot removal demonstrate the need for further mechanism-driven investigation of ICH. This research may be performed through the framework provided by preclinical models. Two murine models in popular use include intrastriatal (basal ganglia) injection of either autologous whole blood or clostridial collagenase. Since, each model represents distinctly different pathophysiological features related to ICH, use of a particular model may be selected based on what aspect of the disease is to be studied. For example, autologous blood injection most accurately represents the brain&#39;s response to the presence of intraparenchymal blood, and may most closely replicate lobar hemorrhage. Clostridial collagenase injection most accurately represents the small vessel rupture and hematoma evolution characteristic of deep hemorrhages. Thus, each model results in different hematoma formation, neuroinflammatory response, cerebral edema development, and neurobehavioral outcomes. Robustness of a purported therapeutic intervention can be best assessed using both models. In this protocol, induction of ICH using both models, immediate post-operative demonstration of injury, and early post-operative care techniques are demonstrated. Both models result in reproducible injuries, hematoma volumes, and neurobehavioral deficits. Because of the heterogeneity of human ICH, multiple preclinical models are needed to thoroughly explore pathophysiologic mechanisms and test potential therapeutic strategies.

Preclinical models of intracerebral hemorrhage are utilized to mimic certain aspects of clinical disease. Thus, mechanisms of injury and potential therapeutic strategies may be explored. In this protocol, two models of intracerebral hemorrhage are described, intrastriatal (basal ganglia) injections of autologous blood or collagenase.

הזרקת Intrastriatal של עצמי בדם או קלוסטרידיאל Collagenase כמודלים Murine של Intracerebral שטף דם

Intracerebral hemorrhage (ICH) is a common form of cerebrovascular disease and is associated with significant morbidity and mortality. Lack of effective ...

A Preclinical Murine Model of Hepatic Metastases

Numerous murine models have been developed to study human cancers and advance the understanding of cancer treatment and development. Here, a preclinical, murine pancreatic tumor model of hepatic metastases via a hemispleen injection of syngeneic murine pancreatic tumor cells is described. This model mimics many of the clinical conditions in patients with metastatic disease to the liver. Mice consistently develop metastases in the liver allowing for investigation of the metastatic process, experimental therapy testing, and tumor immunology research.

A preclinical, murine model of hepatic metastases performed via a hemispleen injection technique.

דגם Murine פרה של גרורות כבדית

Numerous murine models have been developed to study human cancers and advance the understanding of cancer treatment and development. Here, a preclinical, ...

The Rabbit Blood-shunt Model for the Study of Acute and Late Sequelae of Subarachnoid Hemorrhage: Technical Aspects

Early brain injury and delayed cerebral vasospasm both contribute to unfavorable outcomes after subarachnoid hemorrhage (SAH). Reproducible and controllable animal models that simulate both conditions are presently uncommon. Therefore, new models are needed in order to mimic human pathophysiological conditions resulting from SAH.
This report describes the technical nuances of a rabbit blood-shunt SAH model that enables control of intracerebral pressure (ICP). An extracorporeal shunt is placed between the arterial system and the subarachnoid space, which enables examiner-independent SAH in a closed cranium. Step-by-step procedural instructions and necessary equipment are described, as well as technical considerations to produce the model with minimal mortality and morbidity. Important details required for successful surgical creation of this robust, simple and consistent ICP-controlled SAH rabbit model are described.

The experimental intracranial pressure-controlled blood shunt subarachnoid hemorrhage (SAH) model in the rabbit combines the standard procedures &#8212; subclavian artery cannulation and transcutaneous cisterna magna puncture, which enables close mimicking of human pathophysiological conditions after SAH. We present step-by-step instructions and discuss key surgical points for successful experimental SAH creation.

דגם ארנב דם מחלף לחקר חריף והמאוחר Sequelae של דימום תת עכבישים: היבטים טכניים

Early brain injury and delayed cerebral vasospasm both contribute to unfavorable outcomes after subarachnoid hemorrhage (SAH). Reproducible and ...

A Murine Model of Irreversible and Reversible Unilateral Ureteric Obstruction

Obstruction of the kidney may affect native or transplanted kidneys and results in kidney injury and scarring. Presented here is a model of obstructive nephropathy induced by unilateral ureteric obstruction (UUO), which can either be irreversible (UUO) or reversible (R-UUO). In the irreversible UUO model, the ureter may be obstructed for variable periods of time in order to induce increasingly severe renal inflammation and interstitial fibrotic scarring. In the reversible R-UUO model the ureter is obstructed to induce hydronephrosis, tubular dilation and inflammation. After a suitable period of time the ureteric obstruction is then surgically reversed by anastomosis of the severed previously obstructed ureter to the bladder in order to allow complete decompression of the kidney and restoration of urinary flow to the bladder. The irreversible UUO model has been used to investigate various aspects of renal inflammation and scarring including the pathogenesis of disease and the testing of potential anti-inflammatory or anti-fibrotic therapies. The more challenging model of R-UUO has been used by some investigators and does offer significant research potential as it allows the study of inflammatory and immune processes and tissue remodeling in an injured and scarred kidney following the removal of the injurious stimulus. As a result, the R-UUO model offers investigators the opportunity to explore the resolution of kidney inflammation together with key aspects of tissue repair. These experimental models are of relevance to human disease as patients often present with obstruction of the renal tract that requires decompression and are commonly left with significant residual kidney impairment that has no current treatment options and may lead to eventual end stage kidney failure.

The murine model of irreversible unilateral ureteric obstruction (UUO) is presented together with the model of reversible UUO in which the ureteric obstruction is relieved by anastomosis of the severed ureter into the bladder. These models enable the study of renal inflammation and scarring as well as tissue remodeling.

דגם Murine של חסימת Ureteric חד-צדדית בלתי הפיכה והפיכה

Obstruction of the kidney may affect native or transplanted kidneys and results in kidney injury and scarring. Presented here is a model of obstructive ...

Pre-clinical Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer

To study the multifaceted biology of prostate cancer, pre-clinical in vivo models offer a range of options to uncover critical biological information about this disease. The human orthotopic prostate cancer xenograft mouse model provides a useful alternative approach for understanding the specific interactions between genetically and molecularly altered tumor cells, their organ microenvironment, and for evaluation of efficacy of therapeutic regimens. This is a well characterized model designed to study the molecular events of primary tumor development and it recapitulates the early events in the metastatic cascade prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. Thus it allows elucidation of molecular mechanisms underlying the initial phase of metastatic disease. In addition, this model can annotate drug targets of clinical relevance and is a valuable tool to study prostate cancer progression. In this manuscript we describe a detailed procedure to establish a human orthotopic prostate cancer xenograft mouse model.

Prostate cancer is the second most common cause of cancer-related deaths in the United States. An orthotopic cancer model provides a useful approach to understand the biology of prostate cancer and to evaluate the efficacy of therapeutic regimens. This protocol describes detailed steps necessary to establish an orthotopic prostate cancer mouse model.

דגם Murine Orthotopic פרה-קליני של סרטן ערמונית האדם

To study the multifaceted biology of prostate cancer, pre-clinical in vivo models offer a range of options to uncover critical biological information ...

Integrated Compensatory Responses in a Human Model of Hemorrhage

Hemorrhage is the leading cause of trauma-related deaths, partly because early diagnosis of the severity of blood loss is difficult. Assessment of hemorrhaging patients is difficult because current clinical tools provide measures of vital signs that remain stable during the early stages of bleeding due to compensatory mechanisms. Consequently, there is a need to understand and measure the total integration of mechanisms that compensate for reduced circulating blood volume and how they change during ongoing progressive hemorrhage. The body&#39;s reserve to compensate for reduced circulating blood volume is called the &#39;compensatory reserve&#39;. The compensatory reserve can be accurately evaluated with real-time measurements of changes in the features of the arterial waveform measured with the use of a high-powered computer. Lower Body Negative Pressure (LBNP) has been shown to simulate many of the physiological responses in humans associated with hemorrhage, and is used to study the compensatory response to hemorrhage. The purpose of this study is to demonstrate how compensatory reserve is assessed during progressive reductions in central blood volume with LBNP as a simulation of hemorrhage.

The purpose of this protocol is to demonstrate the techniques for measuring compensatory responses to reduced central blood volume using lower body negative pressure as a noninvasive experimental model of human hemorrhage which can be used to quantify the total integration of compensatory mechanisms to blood volume deficit in humans.