Name: measuring local anaphylaxis in mice
Uploaded: 2014-10-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 49 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measuring Local Anaphylaxis in Mice at JoVE.com

The authors would like to acknowledge Dr. Ellen M. Fox for her work regarding this model of local anaphylaxis. This work was supported by the Uniformed Services University of the Health Sciences grant number R073UE.

.1 עכברים לרגש <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון מניות OVA על ידי דילול OVA ב1x PBS לריכוז סופי של 20 מ&quot;ג / מ&quot;ל. להקפיא את aliquots בcryovials ולאחסן ב -80 ° C לשימוש עתידי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להביא aliquots אחד או יותר מ20 מ&quot;ג / מניית OVA מ&quot;ל לטמפרטורת חדר. לדלל OVA ב1x PBS לריכוז סופי של 1 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​בצינור 5 מ&quot;ל קלקר עגול תחתון עם כובע. בקצרה מערבולת לערבב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד מחזיק את צינור הקלקר המכיל 1 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​OVA במערבולת להגדיר במהירות בינונית, מוסיף נפח שווה של אלום הומוגני ביסודיות Imject (40 מ&quot;ג / מ&quot;ל) dropwise תוך המשך מערבולת הצינור כדי לייצר יחס של 1: 1 של אלום לimmunogen. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח כובע על צינור צינור וקלטת למערבולת. הפעל מערבולת בהגדרה הנמוכה ביותר ולאפשר OVA לספוג לאלום ל30 דקות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תאפשר לכמות גדולה של זמן כדי לעבור בין הכנת OVA / אלום ורגישות עכברים. אם רגישות לא ניתן להשלים באופן ישיר לאחר preparat OVA / אלוםיון, חנות OVA / אלום בטמפרטורת חדר. מערבולת 1 דקות לפני השימוש. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטעון מזרק אינסולין 1 מ&quot;ל עם תערובת OVA / אלום. מכסה את המזרק עם מחט המד 27.. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק של OVA / אלום 100 μl לתוך הצפק של עכברים / ג BALB למנה לכל עכבר של 50 מיקרוגרם של OVA ו2 מ&quot;ג של אלום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לביקורת שלילית, רגישות קבוצה אחרת של עכברים לPBS. הכן 1: תערובת 1 של אלום וPBS באותו אופן כפי שפורט לעיל, תוך השמטת OVA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רגישות כל העכברים (שליטת OVA וPBS) פעם בשבוע למשך 3 שבועות עבור הסכום כולל של 3 זריקות. לאחר ההזרקה אחרונה, לחכות לפחות 2 שבועות לפני ביצוע assay אנפילקסיס המקומי. </li></ol> .2 המקומי אנפילקסיס Assay <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להביא פתרון מניות OVA לטמפרטורת חדר. בצינור 1.5 מ&quot;ל microcentrifuge, לדלל 20 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​מניית OVA לריכוז סופי של 5 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​עם PBS (1: 4 דילול של OVA ב1X PBS). בקצרה מערבולת לערבב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימי עכברים באמצעות RC 2 &lt;/ Sup&gt; מערכת מכרסמים הרדמה (או מערכת אספקה ​​מתאדה מקבילה). מלא מאגר עם isoflurane, ולהדליק O 2 זרימת אוויר. מקום עכברים בחדר אינדוקציה ולהתאים חיוג שליטת isoflurane עד 5% ליזום הרדמה. ברגע שעכברים מורדמים באופן מלא, שצוין על ידי חוסר הניידות, להתאים חיוג שליטת isoflurane עד 3% כדי לשמור על הרדמה עמוקה. המטרה של הרדמה בהליך זה היא לשתק את בעלי החיים. זריקות וריד אוזן וזנב לא לגרום לכאב או מצוקה משמעותיים לבעלי החיים. הערה: Isoflurane יכולה להיות השפעות שליליות על מערכת הרבייה האנושית. הקפד להשתמש בחדר מאוורר היטב ולצרף מיכל הדחה לתא האינדוקציה לנטרל גז פסולת. אם הינך בהריון בעת ​​שימוש isoflurane, ללבוש מסכת מסנן פחמן כדי למזער את החשיפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען 10 μl של 5 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​OVA לתוך מזרק אינסולין 3/10 סמ&quot;ק כתרים עם מחט ביום 31 בG. לטעון אחר מזרק אינסולין 3/10 סמ&quot;ק עם 10 μlPBS של 1x. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מיקרוסקופ לנתח, להזריק 10 μl של OVA לאוזן ימין של עכבר הרדים למנת אתגר של 50 מיקרוגרם של OVA. מינונים אחרים, כגון 20 מיקרוגרם, גם מקובל. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לייצב את האוזן להזרקה, לעטוף נייר דבק (צד עד דביק) סביב צינור חרוטי 15 מ&quot;ל. אבטח את צד הגב של אוזן ימין לקלטת. הכנס את צד פוע המחט בין שני העלים של האוזן. לאט לאט להזריק OVA למרכז רקמת האוזן, נזהר שלא לפגוע בכל כלי דם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש באותה השיטה שתוארה לעיל, להזריק 10 μl של PBS לתוך אוזן השמאל כביקורת שלילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה 3 דקות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהלך תקופה זו, להציב את העכבר בעוצר ולהחזיק את הזנב תחת מנורת חום או באמבט מים חם ל1 דקות כדי להרחיב את כלי הדם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מזרק אינסולין 1 מ&quot;ל כתרים עם מחט 27 G, להזריק לאט 200 μl של .0.5% צבע אוונס הכחול לv הזנבעין של העכבר. הזרקה מהירה עלולים להרוס את מבנה הספינה לפני 200 μl כולו מנוהלת. במקרה זה, תנסה להזריק את הנפח הנותר של צבע לתוך הווריד בצד השני של הזנב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה 10 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את העכבר ולהסיר את שני האוזניים באמצעות מלקחיים ומספריים כירורגיות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את הקצוות של האוזן עם מלקחיים, ולוודא כי אין לחץ מוחל על אתר ההזרקה במרכז של האוזן. להסיר כמה שיותר רקמת אוזן ככל האפשר על ידי חיתוך קרוב ל, אך לא דרך, הרכס של הווה סחוס בבסיס של האוזן. כמויות קטנות של פרווה יכולות להיות נוכחת באוזן נכרתה; זה לא ישפיע על assay. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Aliquot 700 μl של פוראמיד לתוך צינורות 1.5 מ&quot;ל microcentrifuge. הכן צינור אחד לכל אוזן (שני צינורות לכל עכבר). הערה: פוראמיד הוא טרטוגניות, mutagenic, וגירוי. ללבוש כפפות, משקפי מגן, ופנים הגנה. נשים בהריון צריכות לנקוט באמצעי זהירות בעת טיפולפוראמיד של עשוי להיות fetotoxic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת אוזניים לפוראמיד, מכסה את הצינורות, ודגירת הלילה באמבט חום יבש מוגדר 63 ° C. אוזניים עדיין עשויות להופיע כחולות מעט לאחר דגירה; עם זאת רוב הצבע יהיה חילוץ לפוראמיד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 300 μl של כל דגימה, בשני עותקים, לצלחת גם 96. הימנע מהעברת פרווה אם הוא נמצא במדגם. ודא שאין בועות בהווה בבארות, כפי שהם ישפיעו על הקריאה ספיגה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 300 μl של פוראמיד, בשני עותקים, לצלחת גם 96. בארות אלה ישמשו כחסר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש ספקטרופוטומטר למדוד הספיגה ב 620 ננומטר. בארות פוראמיד לגרוע מכל קריאת מדגם. הערה: כל הניסויים בוצעו תחת פרוטוקולים שאושרו על ידי הוועדה מוסדית טיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטת שירותים במדים. </li></ol>

<ol>
	<li>Kojima, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mast+cells+and+Bbasophils+are+selectively+activated+in+vitro+and+in+vivo+through+CD200R3+in+an+IgE-independent+manner.">Mast cells and Bbasophils are selectively activated in vitro and in vivo through CD200R3 in an IgE-independent manner.</a> The Journal of Immunology. 179 (10), 7093-7100 (2007).</li><li>Parikh, S. A., Cho, S. H., Oh, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preformed+enzymes+in+mast+cell+granules+and+their+potential+role+in+allergic+rhinitis.">Preformed enzymes in mast cell granules and their potential role in allergic rhinitis.</a> Current Allergy and Asthma Reports. 3 (3), 266-272 (2003).</li><li>Amin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+mast+cells+in+allergic+inflammation.">The role of mast cells in allergic inflammation.</a> Respiratory Medicine. 106 (1), 9-14 (2012).</li><li>Nakaya, M., Takeuchi, N., Kondo, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunohistochemical+localization+of+histamine+receptor+subtypes+in+human+inferior+turbinates.">Immunohistochemical localization of histamine receptor subtypes in human inferior turbinates.</a> Annals of Otology, Rhinology &amp; Laryngology. 113 (7), 552-557 (2004).</li><li>Ramsdell, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+Trypan+Blue+to+demonstrate+the+immediate+skin+reaction+in+rabbits+and+guinea+pigs.">The use of Trypan Blue to demonstrate the immediate skin reaction in rabbits and guinea pigs.</a> The Journal of Immunology. 15 (4), 305-311 (1928).</li><li>Chase, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+sensitization+of+animals+with+simple+chemical+compounds:+X.+Antibodies+inducing+immediate-type+skin+reactions.">Studies on the sensitization of animals with simple chemical compounds: X. Antibodies inducing immediate-type skin reactions.</a> The Journal of Experimental Medicine. 86 (6), 489-514 (1947).</li><li>Goose, J., Blair, A. M. J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Passive+cutaneous+anaphylaxis+in+the+rat,+induced+with+two+homologous+reagin-like+antibodies+and+its+specific+inhibition+with+disodium+cromoglycate.">Passive cutaneous anaphylaxis in the rat, induced with two homologous reagin-like antibodies and its specific inhibition with disodium cromoglycate.</a> Immunology. 16, 749-760 (1969).</li><li>Ovary, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Passive+cutaneous+anaphylaxis+in+the+mouse.">Passive cutaneous anaphylaxis in the mouse.</a> The Journal of Immunology. 81 (4), 355-357 (1958).</li><li>Ovary, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immediate+reactions+in+the+skin+of+experimental+animals+provoked+by+antibody-antigen+interactoin.">Immediate reactions in the skin of experimental animals provoked by antibody-antigen interactoin.</a> Progress in Allergy. 5, 459-508 (1958).</li><li>Akiyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitiative+evaluation+of+passive+cutaneous+anaphylaxis+(PCA)+using+a+hand-held+spectrophotometer.">Quantitiative evaluation of passive cutaneous anaphylaxis (PCA) using a hand-held spectrophotometer.</a> Biological &amp; Pharmaceutical Bulletin. 19 (8), 1112-1114 (1996).</li><li>Teshima, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+spectrophotometric+analysis+of+passive+and+active+ear+cutaneous+anaphylaxis+in+the+mouse.">Simple spectrophotometric analysis of passive and active ear cutaneous anaphylaxis in the mouse.</a> Toxicology Letters. 95 (2), 109-115 (1998).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

סמנים רבים של מחלות אלרגיות נמצאים בשימוש כדי להעריך את הכוח של תגובות אלרגיות הבאות אתגר אלרגן, לרבות שינויים ברמות של היסטמין במחזור, ייצור ציטוקינים Th2, וגיוס של תאים לנוזל רונכואלוואולרית בהגדרה של אתגר דרכי הנשימה. בעוד מעקב אחר שינויים בפרמטרים אלה הוא חשוב ללי...

סוג אני רגישות יתר מתווך על ידי-Induced אנטיגן cross-linking של IgE על פני השטח של תא פיטום ובזופילים. התוצאה היא degranulation הסלולרי והשחרור של מתווכי vasoactive ומעודדים דלקת כגון היסטמין, tryptase, וגורם 2 שמפעיל את טסיות דם. בעקבות השחרור של מתווכים, מעוצב מראש, במהלך degranulation, תאי פיטום לסנתז ולשחרר פרוסטגלנדינים ולאוקוטריאנים, המגדיל את חדירות כלי דם 3 נוסף. התגובה הקלינית הראשונית מתרחשת במהירות, והוא מכונה &quot;תגובה מיידית&quot;. בעור, תגובת wheal ו- התלקחות גלויה בקלות בתוך דקות של אתגר אנטיגן. בהתאם למינון של האתגר, אפשר לצפות &quot;תגובת שלב מאוחר&quot; כמה שעות מאוחר יותר. נפיחות שלב המאוחרות בשל בצקת מקומית וגיוס ליקוציט לתוך הרקמות 2. היסטמין, בדרך כלל נחשב למתווך העיקרי לוקח חלק בתגובות אלרגיות מיידיות, פועלת על קולטן היסטמין 1 (HR1) הביעה בכלי וקולט היסטמין 2 (HR2) הביע על שריר חלק. ההשפעה המשולבת מגבירה את זרימת דם וחדירות כלי דם באתר של דלקת 4. מגוון רחב של מודלים של בעלי החיים של אלרגיה פותחו כדי לחקור את המנגנונים מעורבים בדלקת אלרגית, כולל מודלים של אסתמה אלרגית, אנפילקסיס המערכתי, ואנפילקסיס המקומי. ממשל צבע תוך ורידים נעשה שימוש כדי למדוד את התגובות אלרגיות מקומיות במודלים של בעלי חיים לכמעט מאה שנה, עם פרסומים המתארים היכרויות טכניקה זו חזרה ל1920s 5. ארנבות ושרקנים היו המודלים של בעלי החיים הראשונים משמשים לבדיקת תגובות של רגישות יתר מיידיות, והתגובות רגישות ביותר נמצאו בדרך כלל באוזן 5,6. Assay מאוחר יותר תוקף לשימוש בחולדות ועכברים 7 8. מבחינה הסטורית,מגוון של שיטות ניסיוניות היה בשימוש, כולל הזרקה של אנטיגן לפני הזריקה של צבע, הזרקה של צבע לפני הזריקה של אנטיגן, והזרקה בו זמנית של צבע ואנטיגן. ממשל צבע תוך ורידים כאמצעי למדידת תגובות אלרגיות הוא assay צדדי כפי שהוא יכול לשמש למדידה פעילה, פסיבי, ולהפוך את תגובות פסיביות 5,9. צבעים רבים כבר נוצלו כדי להעריך את תגובות אלרגיות, כולל Trypan הכחול, Pontamine שמיים כחולים, אוונס הכחול, Geigy הכחול 536, והודו דיו 5,6,9. פתרון של .0.5% כחול אוואנס הוא כיום הצבע הסטנדרטי המשמש למדידת תגובות אלרגיות בעור. התגובה אנפילקטית לאתגר היא חולפת; הוא הגיע בעוצמה מקסימלית בתוך 10 - 15 דקות של הזרקת צבע, ואין תגובה היא גלויה אם צבע מנוהל יותר מ 30 דקות אחרי האתגר, ללא קשר למינים של בעלי החיים המשמשים 9. כימות של extravasation הצבע הייתה מקוריתly מתקבל על ידי מדידת גודל wheal כפי שצוין על ידי הצבע הכחול 7-9. בנוסף, סעיפים של תאי פיטום degranulated ניתן לכמת על ידי כריתת רקמת עור מהאתר של התגובה וצביעה עם toluidine הכחול 7. degranulation תא פיטום משמש לעתים קרובות כסמן לעורית, תגובות אלרגיות בתיווך IgE, כתאי פיטום הם אוכלוסיית התא המקומית העיקרית המבטאת את הזיקה הגבוהה IgE קולט FcεRI. טכניקות spectrophotometric למדידת extravasation צבע לתוך הרקמות פותחו לאנפילקסיס הפסיבי עורית (PCA) בחולדה 10 ו11 העכבר של 1990. פרוטוקול assay אנפילקסיס המקומי הבא הותאם מאל Kojima et. 1, ומנצל ovalbumin ביצת עוף (OVA) כאנטיגן ללעורר תגובות אלרגיות. עם זאת, ניתן להשתמש באנטיגנים אחרים מאשר OVA אם תרצה בכך. Assay אז משתמש לצבוע אוונס הכחול לעקוב אחר שינויים בpermeabilit כלי הדםy המתרחשים עקב תורן תא קישור צולב IgE ושחרור היסטמין.

<table><tbody><tr><td>BALB/c Mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>651</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7.4</td><td>Quality Biologic</td><td>114-058-101</td><td></td></tr><tr><td>Ovalbumin</td><td>Sigma</td><td>A5503-10G</td><td></td></tr><tr><td>Imject Alum</td><td>Thermo Scientific</td><td>77161</td><td>Mix thoroughly before use</td></tr><tr><td>Evans Blue Dye</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr><tr><td>Formamide</td><td>Sigma</td><td>295876</td><td>99%+ Spectrophotometric grade</td></tr><tr><td>Isoflurane, USP</td><td>Phoenix</td><td>NDC 57319-474-06</td><td></td></tr><tr><td>1cc Insulin syringes</td><td>BD</td><td>329654</td><td></td></tr><tr><td>3/10 cc Insulin syringe with 31 G needle</td><td>Terumo</td><td>NDC 100861</td><td></td></tr><tr><td>27 G Needles</td><td>BD</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>F.S.T.</td><td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>F.S.T.</td><td>14070-12</td><td></td></tr><tr><td>5 ml Polystyrene round-bottom tubes</td><td>BD Falcon</td><td>352058</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml Microcentrifuge tubes</td><td>Medical Supply Partners</td><td>15-1151</td><td></td></tr><tr><td>15 ml Conical tubes</td><td>BD Falcon</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>Flat-bottom 96 well plate</td><td>Costar</td><td>3590</td><td></td></tr><tr><td>Scotch tape</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>RC&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt; Rodent Anesthesia System</td><td>VetEquip</td><td>922100</td><td></td></tr><tr><td>Vortex Genie 2</td><td>Scientific Industries</td><td>SI-0236</td><td>Model G560 with 3 inch platform</td></tr></tbody></table>

measuring local anaphylaxis in mice

תגובות אלרגיות הן התוצאה של הפעלת תאי מאסט ובזופילים, ואת שחרורו הבא של vasoactive ומתווכים מעודדי דלקת. חשיפה לאלרגן באדם רגיש יכולה לגרום לתסמינים קליניים המשתנים מאריתמה הקטין לאנפילקסיס סכנת חיים. במעבדה, מודלים של בעלי חיים שונים פותחו כדי להבין את מנגנוני נהיגה תגובות אלרגיות. בזאת, אנו מתארים שיטה מפורטת למדידת שינויים בחדירות כלי דם לכמת תגובות אלרגיות מקומיות. Assay אנפילקסיס המקומי דווח לראשונה ב1920s, והותאם מהטכניקה שפורסמה על ידי אל Kojima et. ב2007 1. ב assay זה, עכברים רגישים לOVA מאותגרים באוזן השמאל עם רכב ובאוזן ימין עם OVA. זה ואחריו הזרקה תוך ורידית של צבע אוונס הכחול. עשר דקות לאחר הזרקת אוונס הכחול, בעלי החיים הוא מורדמים והצבע שextravasated בלאוזניים מופק לילה בפוראמיד. הספיגה של הצבע שחולץ לאחר מכן לכמת עם ספקטרופוטומטר. שיטה זו באופן מהימן תוצאות בביטוי חזותי וכימות של תגובה אלרגית מקומית.

בעלי חיים שעברו assay בהצלחה יהיו עור ועיניים המופיעות כחול. בעלי חיים רגישים PBS לא צריכים להגיב לכל אחד PBS או אתגר OVA, לכן שני האוזניים צריכה להישאר (איור 1 א) הלבן. בבעלי החיים OVA רגישים, אוזן קבלת אתגר PBS (משמאל) צריכה להיות לבנה או בקלילות כחולה בדרך מקומית באתר ה?...

Watch this Scientific Journal Video about Measuring Local Anaphylaxis in Mice at JoVE.com

Measuring Local Anaphylaxis in Mice

תגובות אלרגיות, המתאפיינות בהפעלת תאי מאסט ובזופילים, מונעות על ידי הקישור הצולב של IgE והשחרור של מתווכים מעודדי דלקת. הערכה כמותית של תגובות אלרגיות יכולה להיות מושגת על ידי שימוש בצבע כחול אוונס לעקוב אחר שינויים בחדירות כלי דם לאחר אתגר אלרגן.

מדידת אנפילקסיס המקומי בעכברים

Allergic responses are the result of the activation of mast cells and basophils, and the subsequent release of vasoactive and proinflammatory mediators. ...

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

19.2K Views.  Uniformed Services University of the Health Sciences.  תגובות אלרגיות, המתאפיינות בהפעלת תאי מאסט ובזופילים, מונעות על ידי הקישור הצולב של IgE והשחרור של מתווכים מעודדי דלקת. הערכה כמותית של תגובות אלרגיות יכולה להיות מושגת על ידי שימוש בצבע כחול אוונס לעקוב אחר שינויים בחדירות כלי דם לאחר אתגר ...

Video: Measuring Local Anaphylaxis in Mice

Murine Model of Allergen Induced Asthma

Asthma is a major cause of morbidity and mortality, affecting some 300 million people throughout the world.1 More than 8% of the US population has asthma, with the prevalence increasing.2 As with other diseases, animal models of allergic airway disease greatly facilitate understanding of the underlying pathophysiology, help identify potential therapeutic targets, and allow preclinical testing of possible new therapies. Models of allergic airway disease have been developed in several animal species, but murine models are particularly attractive due to the low cost, ready availability, and well-characterized immune systems of these animals.3 Availability of a variety of transgenic strains further increases the attractiveness of these models.4 Here we describe two murine models of allergic airway disease, both employing ovalbumin as the antigen. Following initial sensitization by intraperitoneal injection, one model delivers the antigen challenge by nebulization, the other by intratracheal delivery. These two models offer complementary advantages, with each mimicking the major features of human asthma.5
The major features of acute asthma include an exaggerated airway response to stimuli such as methacholine (airway hyperresponsiveness; AHR) and eosinophil-rich airway inflammation. These are also prominent effects of allergen challenge in our murine models,5,6 and we describe techniques for measuring them and thus evaluating the effects of experimental manipulation. Specifically, we describe both invasive7 and non-invasive8 techniques for measuring airway hyperresponsiveness as well as methods for assessing infiltration of inflammatory cells into the airways and the lung. Airway inflammatory cells are collected by bronchoalveolar lavage while lung histopathology is used to assess markers of inflammation throughout the organ. These techniques provide powerful tools for studying asthma in ways that would not be possible in humans.

Experimental mouse models of allergic asthma offer new possibilities for studying disease pathogenesis and developing new therapeutics. These models are well suited to measuring factors governing the allergic immune response, airway inflammation, and pulmonary pathophysiology.

דגם Murine של אסטמה אלרגן מושרה

Asthma is a major cause of morbidity and mortality, affecting some 300 million people throughout the world.1 More than 8% of the US population has asthma, ...

Assessing Changes in Volatile General Anesthetic Sensitivity of Mice after Local or Systemic Pharmacological Intervention

One desirable endpoint of general anesthesia is the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is less straightforward than it is in human patients. A widely used behavioral surrogate for hypnosis in rodents is the loss of righting reflex (LORR), or the point at which the animal no longer responds to their innate instinct to avoid the vulnerability of dorsal recumbency. We have developed a system to assess LORR in 24 mice simultaneously while carefully controlling for potential confounds, including temperature fluctuations and varying gas flows. These chambers permit reliable assessment of anesthetic sensitivity as measured by latency to return of the righting reflex (RORR) following a fixed anesthetic exposure. Alternatively, using stepwise increases (or decreases) in anesthetic concentration, the chambers also enable determination of a population's sensitivity to induction (or emergence) as measured by EC50 and Hill slope. Finally, the controlled environmental chambers described here can be adapted for a variety of alternative uses, including inhaled delivery of other drugs, toxicology studies, and simultaneous real-time monitoring of vital signs.

Loss of the righting reflex has long served as a standard behavioral surrogate for unconsciousness, also called hypnosis, in laboratory animals. Alterations in volatile anesthetic sensitivity caused by pharmacological interventions can be detected with a carefully controlled high-throughput assessment system, which may be adapted for delivery of any inhaled therapeutic.

הערכת שינויים בנדיפות כללית הרדמה רגישות של עכברים לאחר התערבות תרופתי מקומית או מערכתית

One desirable endpoint of general anesthesia is  the state of unconsciousness, also known as hypnosis. Defining the hypnotic state in animals is  less ...

Medicine

Measuring Changes in Tactile Sensitivity in the Hind Paw of Mice Using an Electronic von Frey Apparatus

Measuring inflammation-induced changes in thresholds of hind paw withdrawal from mechanical pressure is a useful technique to assess changes in pain perception in rodents. Withdrawal thresholds can be measured first at baseline and then following drug, venom, injury, allergen,&#160;or otherwise evoked inflammation by applying an accurate force on very specific areas of the skin. An electronic von Frey apparatus allows precise assessment of mouse hind paw withdrawal thresholds that are not limited by the available filament sizes in contrast to classical von Frey measurements. The ease and rapidity of measurements allow for incorporation of assessment of tactile sensitivity outcomes in diverse models of rapid-onset inflammatory and neuropathic pain as multiple measurements can be taken within a short time period. Experimental measurements for individual rodent subjects can be internally controlled against individual baseline responses and exclusion criteria easily established to standardize baseline responses within and across experimental groups. Thus, measurements using an electronic von Frey apparatus represent a useful modification of the well-established classical von Frey filament-based assays for rodent mechanical allodynia that may also be applied to other nonhuman mammalian models.

Electronic von Frey measurements are an effective and improved alternative to classical von Frey filaments, as they allow rapid and precise measurement of changes in rodent mechanical withdrawal thresholds to continuously applied pressure stimuli before and after an inflammatory event.

מדידת שינויים במגע רגישות בכף הרגל האחורית של עכברים באמצעות מנגנון אלקטרוני פון פריי

Measuring inflammation-induced changes in thresholds of hind paw withdrawal from mechanical pressure is a useful technique to assess changes in pain ...

Neuroscience

A Reversible, Non-invasive Method for Airway Resistance Measurements and Bronchoalveolar Lavage Fluid Sampling in Mice

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated procedures to obtain such measurements in the same animal are generally not feasible.  Here, we demonstrate protocols for obtaining from mice repeated measurements of AHR and bronchoalveolar lavage fluid samples.  Mice were challenged intranasally seven times over 14 days with a potent allergen or sham treated.  Prior to the initial challenge, and within 24 hours following each intranasal challenge, the same animals were anesthetized, orally intubated and mechanically ventilated.  AHR, assessed by comparing dose response curves of respiratory system resistance (RRS) induced by increasing intravenous doses of acetylcholine (Ach) chloride between sham and allergen-challenged animals, were determined.  Afterwards, and via the same intubation, the left lung was lavaged so that differential enumeration of airway cells could be performed.  These studies reveal that repeated measurements of AHR and BAL fluid collection are possible from the same animals and that maximal airway hyperresponsiveness and airway eosinophilia are achieved within 7-10 days of initiating allergen challenge.  This novel technique significantly reduces the number of mice required for longitudinal experimentation and is applicable to diverse rodent species, disease models and airway physiology instruments.  

Repeated measurements of rodent respiratory physiology and sampling of airway inflammatory cells are desirable, but generally not feasible. Here we describe a repeatable method for orally intubating mice that permits repeated measurements of airway hyperreactivity and sampling of airway inflammatory cells.

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

Airway hyperreactivity (AHR) measurements and bronchoalveolar lavage (BAL) fluid sampling are essential to experimental asthma models, but repeated ...

Biology

Antigenic Liposomes for Generation of Disease-specific Antibodies

Antibody responses provide critical protective immunity to a wide array of pathogens. There remains a high interest in generating robust antibodies for vaccination as well as understand how pathogenic antibody responses develop in allergies and autoimmune disease. Generating robust antigen-specific antibody responses is not always trivial. In mouse models, it often requires multiple rounds of immunizations with adjuvant that leads to a great deal of variability in the levels of induced antibodies. One example is in mouse models of peanut allergies where more robust and reproducible models that minimize mouse numbers and the use of adjuvant would be beneficial. Presented here is a highly reproducible mouse model of peanut allergy anaphylaxis. This new model relies on two key factors: (1) antigen-specific splenocytes are adoptively transferred from a peanut-sensitized mouse into a na&#239;ve recipient mouse, normalizing the number of antigen-specific memory B- and T-cells across a large number of mice; and (2) recipient mice are subsequently boosted with a strong multivalent immunogen in the form of liposomal nanoparticles displaying the major peanut allergen (Ara h 2). The major advantage of this model is its reproducibility, which ultimately lowers the number of animals used in each study, while minimizing the number of animals receiving multiple injections of adjuvant. The modular assembly of these immunogenic liposomes provides relatively facile adaptability to other allergic or autoimmune models that involve pathogenic antibodies.

Described is the preparation of antigenic liposomal nanoparticles and their use in stimulating B-cell activation in vitro and in vivo. Consistent and robust antibody responses led to the development of a new peanut allergy model. The protocol for generating antigenic liposomes can be extended to different antigens and immunization models.

ליפוזומים antigenic לדור של נוגדנים מחלות ספציפיות

Antibody responses provide critical protective immunity to a wide array of pathogens. There remains a high interest in generating robust antibodies for ...

Mouse Body Temperature Measurement Using Infrared Thermometer During Passive Systemic Anaphylaxis and Food Allergy Evaluation

Mouse body temperature measurement is of paramount importance for investigating allergies and anaphylactic symptoms. Rectal probes for temperature readings is common, and they have been proven to be accurate and invaluable in this regard. However, this method of temperature measurement requires the mice to be anesthetized in order to insert the probe without injury to the animal. This limits the ability to observe other phenotypes of the mouse simultaneously. In order to investigate other phenotypes while measuring temperatures, rectal probes are not ideal, and another method is desired. Here, we introduce a noninvasive method of temperature measurement that foregoes the requirement for mouse anesthesia while maintaining equal reliability to rectal probes in measuring body temperature. We use an infrared thermometer that detects body surface temperatures at ranges between 2 and 150 mm. This method of body temperature measurement is successful in reliably replicating temperature change trends during passive system anaphylaxis experiments in mice. We show that body surface temperatures are about 2.0 &#176;C lower than rectal probe measurements, but the degree of temperature drop follows the same trend. Furthermore, we use the same technique to observe mice in a food allergy model to evaluate temperature and activity levels simultaneously.

Here we present a new method to accurately measure body temperature differences in passive systemic anaphylaxis (PSA) and food allergy mouse models using an infrared thermometer. This procedure has been accurately duplicated in previous PSA results.

מדידה טמפרטורת גוף העכבר באמצעות מד חום אינפרא אדום במהלך אנפילקסיס מערכתית פסיבי והערכה אלרגיה למזון

Mouse body temperature measurement is of paramount importance for investigating allergies and anaphylactic symptoms. Rectal probes for temperature ...

Cheek Injection Model for Simultaneous Measurement of Pain and Itch-related Behaviors

Itch was defined as &#34;an unpleasant cutaneous sensation that provokes a desire to scratch&#34;&#160;by Rothman in 1941. In mouse models, scratch bouts are typically counted to evaluate itch induced by pruritogens. However, previous reports have shown that algesic substances also induce scratching behaviors in a mouse neck injection model, which is the most common test used for scratching behaviors. This finding makes it difficult to study itch in mice. &#160;In contrast, capsaicin, a common algogen, reduced scratching behaviors in some neck injection experiments. Therefore, the effect of pain on scratching behaviors remains unclear. It is thus necessary to develop a method to concurrently investigate itch and pain sensation using behavioral tests. Here, a cheek injection model is introduced which can be used to simultaneously measure pain- and itch-related behaviors. In this model, pruritogens induce scratching behaviors while algesic substances induce wiping behaviors. Using this model, lysophosphatidic acid (LPA), an itch mediator found in cholestatic patients with itch, is shown to exclusively induce itch but not pain. However, in mouse models, LPA has been reported to be both a pruritogen and an algogen. Investigation into the effects of LPA in a mouse cheek injection model showed that LPA only induced scratching, but not wiping behaviors. This indicates that LPA acts as a pruritogen similarly in mice and humans, and demonstrates the utility of a cheek injection model for itch research.

Typically, the mouse neck injection model is used for evaluate pruritogen-induced scratch behaviors. However, the model provides information only on itch, not pain. Here, a cheek injection model is introduced in mice which can be used to simultaneously measure pain and itch-related behaviors.

הזרקת הלחי מודל עבור מדידה בו של כאב התנהגויות הקשורות בגירוד

Itch was defined as &#34;an unpleasant cutaneous sensation that provokes a desire to scratch&#34;&#160;by Rothman in 1941. In mouse models, scratch bouts ...

Analysis of Granulocyte-Macrophage Colony-Stimulating Factor-Producing T Helper Cells in a Mouse Model of Contact Hypersensitivity

Parallel to traditional Th1/Th2/Th17/Treg lineages, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-producing T helper (Th-GM) cells have been identified as a distinct subset of T helper cells (GM-CSF+ IFN-&#947;- IL-17A- IL-22- effector CD4+ T cells) in human and mice. Contact hypersensitivity (CHS) is considered an excellent animal model for allergic contact dermatitis (ACD) in human, manifesting an intact T cell-mediated immune response. To provide a standardized and comprehensive assay to analyze the Th-GM cell subset in the T cell-dependent immune response in vivo, a murine CHS model was induced by sensitization/challenge with a reactive, low-molecular-weight, organic hapten, 2,4-dinitrofluorobenzene (DNFB). The Th-GM subset in effector CD4+ T cells generated upon immunization with the hapten was analyzed by flow cytometry. We found that Th-GM was mainly expanded in lesions and draining lymph nodes in the DNFB-induced CHS mouse model. This method can be applied to further study the biology of Th-GM cells and pharmacological research of therapeutic strategies centered on GM-CSF in various conditions, such as ACD.

<meta charset="utf8"></head><body>ניתוח של תאי T מסייעים המייצרים גורם מגרה גרנולוציטים-מקרופאגים במודל עכבר של רגישות יתר למגע

Here, we present a simple and standardized method of analyzing the granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-producing T helper subset in vivo.

ניתוח של תאי T מסייעים המייצרים גורם מגרה גרנולוציטים-מקרופאגים במודל עכבר של רגישות יתר למגע

Parallel to traditional Th1/Th2/Th17/Treg lineages, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-producing T helper (Th-GM) cells have been identified ...

Contact Hypersensitivity as a Murine Model of Allergic Contact Dermatitis

Contact hypersensitivity (CHS) is an experimental model of allergic contact dermatitis (ACD) that can be studied in mice. This study aims to present an objective laboratory method that may help to study the CHS reaction in mice, which can be measured and quantified by various tests. To induce CHS, on day "0", mice were sensitized on a previously shaved spot by abdominal skin painting with the hapten 2,4,6-trinitrochlorobenzene (TNCB) in an acetone-ethanol mixture, whereas negative control mice were sham sensitized with vehicle alone-acetone-ethanol mixture. On day "4", the baseline ear thickness was measured with a micrometer prior to the elicitation of CHS (challenge) by painting both ears with diluted TNCB both in the test and control groups. After 24 h, the ear swelling was measured with a micrometer. CHS is an example of a T cell-mediated immune response that causes swelling in inflamed tissue, peaking 24 h after the skin challenge with the same hapten. An increase in ear edema correlated with augmented ear weight, myeloperoxidase (MPO) activity, pro-inflammatory cytokine concentration in the ear extracts, increased thickening of the edematous dermis in the histological examination, and ear vascular permeability. There was also an increase in the concentration of TNP-specific IgG1 antibodies in the sera of the test group when compared with the control mice. Additionally, CHS can be successfully transferred with the CHS-effector cells obtained from donors previously sensitized with TNCB. The CHS-effector cells were administered intravenously into na&#239;ve recipient mice, which were subsequently challenged with the same diluted hapten. Ear swelling was measured with a micrometer 24 h later.

Contact hypersensitivity (CHS) is a murine experimental model of allergic contact dermatitis (ACD). CHS is based on sensitization with reactive hapten by painting the shaved skin of the chest and abdomen, with a subsequent ear skin challenge with a diluted hapten, causing a swelling reaction that is assessed in various ways.

צור רגישות יתר כמודל מורין של דרמטיטיס מגע אלרגי

Contact hypersensitivity (CHS) is an experimental model of allergic contact dermatitis (ACD) that can be studied in mice. This study aims to present an ...

מדידת אנפילקסיס המקומי בעכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

דגם Murine של אסטמה אלרגן מושרה

הערכת שינויים בנדיפות כללית הרדמה רגישות של עכברים לאחר התערבות תרופתי מקומית או מערכתית

מדידת שינויים במגע רגישות בכף הרגל האחורית של עכברים באמצעות מנגנון אלקטרוני פון פריי

הפיך, לא פולשני שיטת ההתנגדות מדידות דרכי הנשימה ואת נוזל שטיפה ברונכואלוואולרית דגימה של עכברים

ליפוזומים antigenic לדור של נוגדנים מחלות ספציפיות

מדידה טמפרטורת גוף העכבר באמצעות מד חום אינפרא אדום במהלך אנפילקסיס מערכתית פסיבי והערכה אלרגיה למזון

הזרקת הלחי מודל עבור מדידה בו של כאב התנהגויות הקשורות בגירוד

ניתוח של תאי T מסייעים המייצרים גורם מגרה גרנולוציטים-מקרופאגים במודל עכבר של רגישות יתר למגע

ניתוח של תאי T מסייעים המייצרים גורם מגרה גרנולוציטים-מקרופאגים במודל עכבר של רגישות יתר למגע

צור רגישות יתר כמודל מורין של דרמטיטיס מגע אלרגי