The authors would like to thank Mr. Ryan Hart and Mr. Arriz Lucas for their invaluable feedback on this communication. This work was supported by NIH NINDS R01 NS065052 and Phoenix Children&#8217;s Hospital Mission Support Funds.

הערה: כל הנהלים בוצעו בעמידה בוועדה המוסדית הטיפול בבעלי חיים והשימוש (IACUC) מאוניברסיטת אריזונה. ניתן למצוא רשימה של חומרים וציוד מומלצים בטבלה 1. 1. רקמות הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זלוף <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים מכרסם עם מנת יתר של נתרן pentobarbital (25 מ&quot;ג / קילוגרם, IP), ותנקב transcardially עם מי מלח פוספט (PBS) עד exsanguinated לחלוטין (דקות 3-5) בקצב זרימה של 8 מיליליטר / דקה. לקבלת הוראות זלוף המעמיק, לראות גייג &#39;ואח&#39; 2,012 9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד לאחר הדחת PBS, לתקן רקמות על ידי מרוסס עם paraformaldehyde 4% ב- ​​PBS במשך 15-20 דקות בקצב זרימה של 8 מיליליטר / דקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מוח ומקום paraformaldehyde 4% למשך 24 שעות, ואחריו פתרונות סוכרוז מדורגים (15%, 30%, 30%, ברצף; הוכן בטריס שנאגרו מלוח) בשעה 4 מעלות צלזיוס. העבר את המוח לo פתרון סוכרוז הבאהnly אחרי המוח שקוע בכל פתרון. הערה: בדרך כלל, 5 ימים בכל פתרון הוא זמן מספיק לרקמה לשקוע. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקפאת רקמה וCryosectioning <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המוח בהטבעה בינוני, כגון מתחם OCT ולצלול באיזופנטאן בטמפרטורה של -35 מעלות צלזיוס. לאפשר המוח להקפיא למינימום של 10 דקות, ולאחר מכן לאחסן ב -80 ° C. בעיות עלולים להתעורר אם בדיקה לטמפרטורה לא נלקחה; אנא ראה דיון למידע על פתרון בעיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך קטעי עטרה סידוריים בעובי של 20 מיקרומטר וטמפרטורה של -20 ° C. לאסוף רקמה על גבי שקופיות טעונות חיובי. חלקים במוח עשויים להיות ממוקמים בתיבת שקופיות עטופות בנייר בתוך שקית עם רוכסן וטווח ארוך מאוחסן ב -80 ° C. שיטה זו של אחסון יוצרת גבול כפול כדי למנוע חשיפה לאוויר וכפור. </li></ol></li></ol> עיבוד 2. רקמות הערה: r ציוד דוגמא וחומריםequired מכתים מוצג באיור 3. חלופות זמינות, לעומת זאת, תמונות אלה יסייעו אלה חדשים מכתים immunohistochemical לדמיין פריטים מתאימים לפני הרכישה. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52293/52293fig3highres.jpg" /> איור 3: פריטים לדוגמא נדרשים למכתים immunohistochemical הקופסה השחורה שמוצגת ב() היא תא לחות אידיאלי לimmunofluorescence, כשקופיות מוגנות מפני אור ללא הצורך לעטוף את התיבה על נייר.. בעקבות חתך, ניתן לאחסן שקופיות בתיבה כגון התיבה הצהובה שמוצג (B). עטיפת הקופסה בחוזקה בנייר כסף ומניח בשקית עם רוכסן לפני המקפיא מסייעת להגן על דגימות רקמה מכוויות במקפיא. דוגמא של שקופיות ניתן ב( C), עם מנות שונות מכתימה מתוארות ב( ד) ו- (E </strong&gt;). Coverslips יכול להשתנות בגודל ובעובי (F), לעומת זאת 1.2 coverslips העבה לספק תוצאות הדמיה נחמדה ברוב המיקרוסקופים זקופים וconfocal. עיפרון כגון שמוצג ב( G) ניתן להשתמש בתווית שקופיות. יש להימנע סמנים קבע כדיו יכול לרוץ, המשפיעים על שני כתמים והיכולת לקבוע מה הוא המדגם. עט פאפ מיני כגון שמוצגים ב( H) מאפשר גבול דוחה להיגרר בשקופיות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת שקופיות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר שקופיות מהמקפיא ולהפשיר בטמפרטורת חדר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופציונאלי: אם חלקים שרחפו בעבר משקופיות, שקופיות למקם מופשרים בתנור על 60 מעלות צלזיוס למשך לא יותר מ 4 שעות כדי למנוע קטעי רקמה מצף את שקופיות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שקופיות מקום במעמד שקופית ומנה מקבילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף שקופיות שלוש פעמים PBS במשך 5 דקות כל אחד, שינוי פתרון בין שוטף. מהצעד הזה קדימה, להימנע מצורך sectiתוספות ללא נוזל לפרקי זמן ארוכים. הערה: אם חלקים להתייבש, מכתים רקע הוא גדל ולא יכול להיות מושגת באופן מהימן נתונים משמעותיים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכתים רקמות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתיבה מכתימה אור חזק, ליצור &quot;תא לחות&quot; עם רקמות ונטולי מוך טבול במים ללא יונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ייבש את הקצוות של השקופית עם רקמה ונטולת מוך, להשתמש בעט פאפ מיני להפוך גבול דוחה נוזלים בקצה מאוד של השקופית, מסעיפי רקמות. גבול זה צריך להבטיח שטח נרחב בין המניסקוס של הנוזל והקצה של רקמה, כך שמתח פנים אינו משפיעים על צביעה. הערה: גבול דוחה עט פאפ יכול להיות מיושם לפני 2.1.3 אם הנוגדנים של עניין אינו דורשים אחזור אנטיגן מיקרוגל. אם עט פאפ כבר יושם עד לכביסה בPBS, השלמות של גבול נוזל דוחה חייבת להיבדק בשלב זה. השתמש בעט המיני-פאפ כדי למלא פערים בכל הגבול. </li><li&gt; עם שקופיות הניחו אופקית, אנטיגן ספציפי בלוק הכריכה בדוגרי 4% בסרום V / V בPBS (פתרון בלוק). פיפטה 300 μl של פתרון לחסום לכל שקופית עבור 1 שעות בטמפרטורת חדר. ודא הפתרון לחסום משתרע על עט פאפ בקצה של השקופית ומכסה לחלוטין את הרקמה כדי למנוע הכתמה אחידה שנגרמה על ידי מתח ליד רקמת פני השטח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בסרום מאותו המין שבי נוגדנים משני נעשה. הערה: בהליך זה, נוגדנים משני נעשים בחמור, ובכך חמור בדם משמש. אם נוגדנים משני משניים או יותר מינים שונים משמשים, כולל סרום מכל מין. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נוגדן ראשוני פיפטה על גבי שקופיות. הערה: ריכוזי נוגדן מכתים זה כבר מותאם ליום 1 ב: 5,000 ו 1: 500 לIba1 ופאן-עצבי, בהתאמה. ריכוזים אלה נמצאו להראות מכתים משמעותיים עם היעדר מכתים רקע. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל פתרון לחסום לסרום 1% ב- PBS ולהוסיף נוגדנים עיקריים. פיפטה 300 μl של פתרון נוגדן ראשוני בסרום 1% לכל שקופית. שוב, להבטיח את הנוזל הוא לקצה של עט פאפ. דגירה הלילה ב 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כולל שלוש שקופיות שליטה: אחד שמכיל נוגדנים לא Iba1 ולא פאן-עצביים, אחד עם Iba1 ללא נוגדנים פאן-עצביים, ואחד עם נוגדן פאן-עצבי ללא Iba1. כתם שקופיות אלה באותו הטווח עם אותו הפתרונות, אך להשמיט את הנוגדנים הראשוניים כדי לבדוק את הלא ספציפי מחייב של הנוגדנים משני. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת בבוקר, לשטוף שקופיות שלוש פעמים PBS במשך 5 דקות כל אחד, שינוי פתרון בין שוטף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נוגדני ניאון הם רגיש לאור, ולכן, מהצעד הזה קדימה, לצמצם את החשיפה לאור על ידי הבטחת מכולות לשטוף הם עטופים בנייר כסף ותיבות הכלאה הם או שחורים או מודגרות בחושך. פיפטה נוגדנים משני המתאימים בכל השקופיות ודגירה60 דקות בטמפרטורת חדר בריכוז של 1: 250 בפתרון בלוק (ראו שלב 2.2.3) ב&quot; תא לחות &quot;אור חזק (ראה שלב 2.2.1). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש נוגדנים משני של אורכי גל שונים. כאן, לארנב נוגדן הראשוני אנטי-Iba1, להשתמש ארנב אנטי חמור 594 כנוגדנים משני המתאימים. לעכבר נוגדן הראשוני אנטי-פאן-עצבי, להשתמש חמור אנטי עכבר 488 כשני הנוגדנים המתאימים. לחלופין, להשתמש נגד ארנב 488 ואנטי עכבר 594. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף שקופיות שלוש פעמים PBS במשך 5 דקות כל אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופציונאלי: לבצע מכתים גרעיני. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום בHoechst (או כתם גרעיני אחר) בריכוז של 0.03 מיקרוגרם / מיליליטר בH מזוקק פעמיים 2 0 בדיוק 60 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף שקופיות שלוש פעמים PBS במשך 5 דקות כל אחד. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף בDDH 2 0. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Coverslipping <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שקופיות coverslip עם הרכבה בינונית מימית, כגון פלואורידomount-G או ProlongGold. דואג להסיר את כל הבועות באמצעות מוליך כותנה שקצה. הערה: ניתן להשתמש בסוכני הרכבה אחרים, גבוה עם זאת לדמם דרך בין הצבעים שצוין על ידי כמה בימים של coverslipping. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש ברור לק כדי לאטום את הקצוות, מניעת החלקים מהתייבשות בשל התאדות. לאפשר לק להתייבש במכל אור חזק בעוד שקופיות להישאר שטוחות ובטמפרטורת חדר, ולאחר מכן לאחסן במכל אור חזק העטוף בנייר כסף על 4 מעלות צלזיוס. </li></ol></li></ol> 3. הדמיה הרקמה הצבעונית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיקרוסקופית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר לק להתייבש במשך שעה אחת לפחות לפני תחילת מיקרוסקופיה, שאמור להתקיים בחדר חשוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכוש photomicrographs באמצעות confocal או מיקרוסקופ מחקר עם מקור אור ניאון וקובץ מצורף מצלמה דיגיטלית. שימוש בתוכנה הנלווית, להגדיר את החשיפה לכל אורך גל - 405, 488, ו -594 - בנפרד. הערה: במעמיק הוראות הדמיה צריכה להיות זמין באינטרנט מיצרן מיקרוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכוש photomicrographs בכל ערוץ מבלי להזיז את החלקים או התאמת המוקד. קח תמונות בצבע, או לחלופין בגוונים אפורים ולהמיר לצבע אחר. הערה: צבע או תמונות בגווני אפור מכל ערוץ יכול להיות אסוף שבלאחר עיבוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא סעיפי רקמות שאינם חשופים לאור הסביבה או אור מיקרוסקופי לפרקי זמן ארוכים, כמו צילום הלבנת של החלקים תתרחש. כדי להימנע מכך, להגדיל את זמן חשיפה ולא עוצמת אור / לייזר הגדלת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תכבו את מקור אור הניאון בתוך 30 דקות של להיות מופעל. הערה: החלפת המקור לסירוגין ברצף מהיר עלולה להפחית את תוחלת החיים של הנורה הניאון. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Marrack, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemistry+of+antigens+and+antibodies.">Chemistry of antigens and antibodies.</a> Nature. 134, 468-469 (1934).</li><li>Coons, A. H., Creech, H. J., Jones, R. N., Berliner, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+demonstration+of+pneumococcal+antigen+in+tissues+by+the+use+of+fluorescent+antibody.">The demonstration of pneumococcal antigen in tissues by the use of fluorescent antibody.</a> J Immunol. 45, 159-170 (1942).</li><li>Marshall, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localization+of+adrenocorticotropic+hormone+by+histochemical+and+immunochemical+methods.">Localization of adrenocorticotropic hormone by histochemical and immunochemical methods.</a> The Journal of experimental medicine. 94, 21-30 (1951).</li><li>Mellors, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histochemical+demonstration+of+the+in+vivo+localization+of+antibodies:+antigenic+components+of+the+kidney+and+the+pathogenesis+of+glomerulonephritis.">Histochemical demonstration of the in vivo localization of antibodies: antigenic components of the kidney and the pathogenesis of glomerulonephritis.</a> The journal of histochemistry and cytochemistry : official journal of the Histochemistry Society. 3, 284-289 (1955).</li><li>Nakane, P. K., Pierce, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-labeled+antibodies:+preparation+and+application+for+the+localization+of+antigens.">Enzyme-labeled antibodies: preparation and application for the localization of antigens.</a> The journal of histochemistry and cytochemistry : official journal of the Histochemistry Society. 14, 929-931 (1966).</li><li>Avrameas, S., Uriel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+of+antigen+and+antibody+labelling+with+enzymes+and+its+immunodiffusion+application.">Method of antigen and antibody labelling with enzymes and its immunodiffusion application.</a> Comptes rendus hebdomadaires des seances de l'Academie des sciences. Serie D: Sciences naturelles. 262, 2543-2545 (1966).</li><li>Cuello, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Immunohistochemistry. , (1983).</li><li>Junqueira, L. C. U., Mescher, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Junqueira's basic histology : text and atlas. , (2013).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).</li><li>Christensen, N. K., Winther, L., Kumar, G. L., Rudbeck, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Education Guide: Immunohistochemical (IHC) staining methods. , 103-108 (2009).</li><li>Wang, G., Achim, C. L., Hamilton, R. L., Wiley, C. A., Soontornniyomkij, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tyramide+signal+amplification+method+in+multiple-label+immunofluorescence+confocal+microscopy).">Tyramide signal amplification method in multiple-label immunofluorescence confocal microscopy).</a> Methods. 18, 459-464 (1999).</li><li>Feldengut, S., Del Tredici, K., Braak, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paraffin+sections+of+70-100+mum:+a+novel+technique+and+its+benefits+for+studying+the+nervous+system.">Paraffin sections of 70-100 mum: a novel technique and its benefits for studying the nervous system.</a> Journal of neuroscience methods. 215, 241-244 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

המטרה הכללית של תקשורת זו הייתה להציג נהלי אימונוהיסטוכימיה לקורא. לשם כך, את הדוגמא של דו-תיוג עם Iba1 ואנטיגנים פאן-עצביים להתבונן מיקרוגלים ונוירונים בparaformaldehyde perfused, שימש מוח החולדה cryoprotected, cryosectioned סוכרוז. טכניקה זו יכולה להיות ...

<html> אימונוהיסטוכימיה היא תהליך לאיתור אנטיגנים (כלומר חלבונים) בסעיפים רקמות באמצעות נוגדנים עיקריים שלהיקשר באופן ספציפי לאנטיגנים של עניין. אימונוהיסטוכימיה הייתה חלוץ ידי JR Marrack בשנת 1934 כאשר הוא קבע כי נוגדנים יכולים למקם אנטיגנים עם סגוליות גדולות 1. החל בשנת 1942, חלק בראשון מבחנה באמצעות נוגדני ניאון לדמיין אימונוהיסטוכימיה פורסם 2,3, לאחר שלראשונה במחקר histochemical vivo פורסם 4. במהלך 1960, שלושה עשורים לאחר הקמתה של שיטות immunohistochemical, נוגדני אנזים מצומדות- החלו לשמש כחומרים כימיים משניים. שיטות אלה בו-זמנית ובאופן עצמאי פותחו בצרפת ובארה&quot;ב 5,6. היום, במגוון רחב של נוגדנים מספק אינספור אפשרויות ללימודי אימונוהיסטוכימיה 7. &quot;&gt; המטרה הכללית של התכתבות זו היא לספק הקדמה קצרה למכתים immunohistochemical, זה לא אמור להיות סקירה מקיפה וממצה של טכניקה זו בשיטה שתוארה, טכניקות immunohistochemical לשני אנטיגנים מוצגות (סמנים למיקרוגלים ו. הנוירונים) להכתמה של paraformaldehyde perfused, מוח סוכרוז cryoprotected, cryosectioned חולדה. המכתים immunohistochemical מתחיל עם חסימת אנטיגן ספציפי מחייב להפחית מכתים רקע. בשלב הבא, דגירה עם נוגדן ראשוני מאפשרת לכריכה לאנטיגן ספציפי ברקמות. בעקבות הנוגדן הראשוני, נוגדן אחר, המכונה נוגדנים משני, מוחל על קישור הנוגדן הראשוני לאות הדמיה מצומדות 8. הנוגדנים משני מטרות אימונוגלובולין G תחום (IgG) הספציפי למין שבו הנוגדן הראשוני הועלה. הנוגדנים משני מגבירים את האות של הנוגדן הראשוני מאז אזורי Fab של tהוא לאגד נוגדנים משני לאתרים מרובים בתחום IgG של הנוגדן הראשוני. כך או אנזימים או מולקולות ניאון מצומדת לאזורי ג &#39;לנוגדנים משני תאפשר להדמיה. לדוגמא, נוגדן ראשוני אנטי-Iba1 ארנב הוא מולקולת IgG ארנב ספציפית לIba1. כאשר IgG נגד ארנב החמור מיושם כנוגדנים משני, זה יהיה לזהות ולהיקשר לאזורים המרובים של אנטי-Iba1 IgG הארנב (ראה איור 1). הנוגדן החמור ניתן דמיין בשיטות שונות. התכתבות זו מתמקדת בזיהוי של fluorophore מצומדת לנוגדנים משני, שמזהה את הנוגדן הראשוני, להדמיה על ידי מיקרוסקופ פלואורסצנטי. באימונוהיסטוכימיה ניאון, כתם גרעיני כגון Hoechst או DAPI יכול לשמש כדי לחזות את כל הגרעינים. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52293/52293fig1highres.jpg" /> איור 1: Schייצוג ematic של טכניקות תיוג נוגדן עקיף מול ישיר. נוגדנים נקשרים לאנטיגן של עניין ויכולים להיות מוגבר על ידי נוגדנים משני הועלו נגד המינים של הנוגדנים הראשוניים. טכניקה זו יכולה להתבצע באמצעות מורכבת avidin ביוטין (ABC) להגברה וDAB להדמיה (), או נוגדנים מצומדות ישירות ניאון משניים (B). לחלופין, נוגדנים ראשוניים ניתן מצומדות ישירות עם תגים רבים ושונים, ובכלל זה ביוטין או fluorophore (C). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52293/52293fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> שיטה חלופית להדמיה של מכתים immunohistochemical משתמשת 3,3&#39;-diaminobenzidine tetrahydrochloride (DAB; ראה איורים 1 ו -2). זה שונה מקרינה באמצעות biotinylated אוperoxidase סוס-צנון (HRP) נוגדנים משני מצומדות, המספק אנזים להמיר DAB למשקע שנראה תחת מיקרוסקופ שדה הבהיר. במקרים שבם אנטיגן יחיד הוא של ריבית או הכתמה נדרשה להיות ארוך טווח, DAB יכול להיות יותר מתאים מאשר צביעת ניאון. עם זאת, מכתים DAB אינו מתאים היטב לבידול בין סמנים מרובים, במיוחד אם שני אנטיגנים גרעיניים הם עניין. לקבלת מידע על חומרי DAB ושינויי פרוטוקול, להתייעץ טבלת 1. לחלופין, כלוריד tetrazolium הכחול ניטרו / 5-Bromo-4-כלורו-3-indolyl פוספט (NBT / BCIP) יכול לשמש כדי לחזות phosphatase אלקליין (AP) מצומדות המשני נוגדן. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52293/52293fig2highres.jpg" /> איור 2:. נציג תמונות של חלקים משופרים ניקל DAB שכותרת יחיד חולדה רקמת מוח מוח החולדה sections שכותרתו עם DAB משופר ניקל לIba1 () ופאן-עצבי (ב &#39;) לאפשר לניתוח של מיקרוגליה או נוירונים לבד לטווח ארוך. בר סולם 20 מיקרומטר. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52293/52293fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> יש לקחת בחשבון את השפע המשוער של אנטיגן של עניין בתוך הרקמה מנותחת. שיטות עקיפות (כמתואר לעיל) הן שימושיות למטרות עם שפע נמוך. כאשר אנטיגן של עניין הוא בשפע גבוה, יכולות להיות מיושמות שיטות ישירות. שיטות ישירים כרוכות נוגדן ראשוני שמצומדות ישירות לאות הדמיה, ובכך אין צורך בנוגדנים משני. שיטה זו מפשטת את תהליך הצביעה, אך מבטלת את ההגברה הושגה על ידי שיטות עקיפות. באמצעות נוגדן ראשוני מצומדות ישירות גם מבטל תגובה צולבת של נוגדנים משניכאשר כפול תיוג. תקשורת זה מפרטת את הפרוטוקול לתיוג כפול עם Iba1 ו( פרטים בטבלה 1) פאן-עצביים. Iba1 כתמי מיקרוגלים במדינות הפעלה רבות, כוללים מסועף, היפר-מסועף, מופעל, אמבואידית, ומוט. כתמים פאן-עצביים האקסונים, דנדריטים, וסומה עצביות. מאז Iba1 מכתים ביותר המיקרוגלים ומטרות פאן-עצביות נוירון, זה שילוב של כתמים הוא שימושי בהשגת הבנה רחבה של אינטראקציות מיקרוגלים-נוירון. לסיכום, מכתים immunohistochemical מסתמך על הבחירה זהירה של נוגדנים. כמו שאלת המחקר הופכת להיות יותר ספציפית, נוגדנים העלו לאנטיגנים חלופיים עשויים להיות רצויים. כדי למקד את מצב הפעלת microglial ספציפי, אחד יכול לבחור להשתמש נוגדני CD45 או CD68, ולא Iba1. יתר על כן, בעבודה עם עכברים, F4 / 80 עשוי לספק תוצאות הדרושות. כמו כן, גורמים עצביים יכולים להיות ממוקדים במיוחד עם דלקת מפרקים שגרונית נוגדניםised נגד הגרעין, סינפסה (מראש או שלאחר), האקסון, וחרוט צמיחה. בנוסף, יש סמנים אחרים שמבדילים גיל נוירון (פעמיים cortin, NeuN), והתחדשות עצבית (GAP-43).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1171">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:132px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:523px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fisherbrand Superfrost Plus Glass Slides&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-034-979</td>
			<td>Used for tissue mounting (1.2.2)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Oven</td>
			<td style="width:132px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">51028112</td>
			<td>Used for tissue drying (2.1.1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Mini Pap pen</td>
			<td style="width:132px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">00-8877</td>
			<td>Used in step 2.2.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Andwin Scientific Tissue-tek Slide Staining Dish</td>
			<td style="width:132px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">22-149-429</td>
			<td>Used for all washes during staining (2.2), as well as the Hoechst step (2.2.8)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Kimwipes</td>
			<td style="width:132px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">06-666-A</td>
			<td>Used for drying slides (2.2)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Black Staining Box</td>
			<td style="width:132px;">Ted Pella</td>
			<td style="width:119px;">21050</td>
			<td>Used for blocking and staining steps (2.2)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Normal Donkey Serum</td>
			<td style="width:132px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">50-413-253</td>
			<td>Used for block and antibody incubation (2.2)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Mouse &#945;-Pan-neuronal</td>
			<td style="width:132px;">Millipore</td>
			<td style="width:119px;">MAB2300</td>
			<td>Used for primary antibody (2.2.4)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Rabbit &#945;-Iba1</td>
			<td style="width:132px;">Wako Chemical</td>
			<td style="width:119px;">019-19741</td>
			<td>Used for primary antibody (2.2.4)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Donkey &#945;-Rabbit 594</td>
			<td style="width:132px;">Jackson ImmunoResearch</td>
			<td style="width:119px;">711-585-152</td>
			<td>Used for secondary antibody (2.2.6)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Donkey &#945;-mouse 488</td>
			<td style="width:132px;">Jackson ImmunoResearch</td>
			<td style="width:119px;">715-545-150</td>
			<td>Used for secondary antibody (2.2.6)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Caterer&#39;s foil</td>
			<td style="width:132px;">Any</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td>Used in steps 1.2.2 and 2.3.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Fluoromount-G</td>
			<td style="width:132px;">Southern Biotech</td>
			<td style="width:119px;">0100-01</td>
			<td>Used for coverslipping (2.2.8)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Coverslips</td>
			<td style="width:132px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">12544E</td>
			<td>Used for coverslipping (2.2.8)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Clear Nail Polish&#160;</td>
			<td style="width:132px;">Any</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td>Used for coverslipping (2.2.8)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Axio Observer.Z1 and LSM 710 (laser scanning, confocal)</td>
			<td style="width:132px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td>Used for imaging (3)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Axioskop A2</td>
			<td style="width:132px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td>Used for imaging (3)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">CitriSolv&#160;</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td></td>
			<td>For DAB protocol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ABC</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>PK-6100</td>
			<td>For DAB protocol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DAB Peroxidase kit</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>SK-4100</td>
			<td>For DAB protocol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Biotinylated horse &#945;-rabbit IgG</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>BA-1100</td>
			<td>For DAB protocol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Biotinylated horse &#945;-mouse IgG</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>BA-2001</td>
			<td>For DAB protocol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">30% Hydrogen Peroxide</td>
			<td>FisherScientific</td>
			<td>H325-500</td>
			<td>For DAB protocol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Wheaton slide racks and staining dishes</td>
			<td style="width:132px;">TedPella</td>
			<td style="width:119px;">21043</td>
			<td>For DAB protocol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Masterflex perfusion pump and tubing</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td></td>
			<td>Used for perfusion (1.1.1 and 1.1.2)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Andwin scientific tissue-tek CRYO-OCT compound (case of 12)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-373-65</td>
			<td>Used for tissue freezing (1.2.1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;">Thermometer (-50 to 50 C)&#160;</td>
			<td style="width:132px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">15-059-228</td>
			<td>Used for tissue freezing (1.2.1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cryostat</td>
			<td>Leica&#160;</td>
			<td>CM3500S</td>
			<td>Used for tissue sectioning (1.2.2)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:399px;"></td>
			<td style="width:132px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Staining Dish, Plastic with 2 Lids</td>
			<td>Grale Scientific</td>
			<td>353</td>
			<td>For antigen retrival</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">20 Place Staining Rack, Slides Horizontal</td>
			<td>Grale Scientific</td>
			<td>354</td>
			<td>For antigen retrival</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microwave</td>
			<td>Any</td>
			<td>N/A</td>
			<td>For antigen retrival</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

primer for immunohistochemistry on cryosectioned rat brain tissue: example staining for microglia and neurons

אימונוהיסטוכימיה היא טכניקה נפוצה לגילוי הנוכחות, המיקום, והשפע היחסי של אנטיגנים באתר. פרוטוקול ברמת מבוא זה מתאר את חומרים כימיים, ציוד, וטכניקות הנדרשות להשלמת מכתים immunohistochemical של רקמת המוח המכרסם, באמצעות סמנים למיקרוגלים ואלמנטים עצביים כדוגמא. באופן ספציפי, מאמר זה הוא פרוטוקול צעד-אחר-צעד להדמיה ניאון של מיקרוגליה ונוירונים באמצעות אימונוהיסטוכימיה לIba1 ופאן-עצבי, בהתאמה. הקרינה כפול תיוג הוא שימושי במיוחד עבור הלוקליזציה של חלבונים רבים בתוך המדגם זהה, מתן ההזדמנות להתבונן בצורה מדויקת יחסי גומלין בין סוגי תאים, הקולטנים, ligands, ו / או מטריקס ביחס ל, כמו גם אחד אחר שיתוף חלבון לוקליזציה בתוך תא בודד. שלא כמו טכניקות הדמיה אחרות, עוצמת מכתימה אימונוהיסטוכימיה הקרינה עלולה לגרום לירידה בהשבועות לחודשים הבאים מכתים, אלא אם אמצעי זהירות מתאימה נלקח. למרות מגבלה זו, ביישומים רבים הקרינה כפול תיוג עדיף על פני חלופות כגון tetrahydrochloride 3,3&#39;-diaminobenzidine (DAB) או phosphatase אלקליין (AP), כקרינה היא יותר זמן יעיל ומאפשרת לבידול מדויק יותר בין שתיים או יותר סמנים. הדיון כולל עצות לפתרון בעיות וייעוץ לקידום הצלחה.

תוצאות זה פרוטוקול מכתים בסעיפים רקמות מוח חולדה שכותרתו fluorescently מיקרוגלים בערוץ 594 (אדום) ותאי עצב שהכותרת בערוץ 488 (הירוק; ראו איור 4). אם כתם גרעיני נעשה, זה ייראה בערוץ 405 (הכחול). ניתן לצלם תמונות בערוצים שונים ומעולף להשוואה ישירה של שלושה ערוצים, או בין כל ש...

Watch this Scientific Journal Video about Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons at JoVE.com

Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example.

פריימר לאימונוהיסטוכימיה על רקמות Cryosectioned מוח חולדה: דוגמא להכתמת Microglia ונוירונים

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level ...

primer-for-immunohistochemistry-on-cryosectioned-rat-brain-tissue

Research

JoVE Journal

Neuroscience

31.6K Views.  University of Arizona College of Medicine - Phoenix. This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example. 

Video: Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

DiOLISTIC Labeling of Neurons from Rodent and Non-human Primate Brain Slices

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; Gan et al., 2000). Here we provide a detailed description of each step required together with exemplary images of good and bad outcomes that will help when setting up the technique. In our experience, a few steps proved critical for the successful application of DiOLISTICS. These considerations include the quality of the DiI-coated bullets, the extent of fixative exposure, and the concentration of detergent used in the incubation solutions. Tips and solutions for common problems are provided. This is a versatile labeling technique that can be applied to multiple animal species at a wide range of ages. Unlike other fluorescent labeling techniques that are limited to preparations from young animals or restricted to mice because they rely on the expression of a fluorescent transgene, DiOLISTIC labeling can be applied to animals of all ages, species and genotypes and it can be used in combination with immunostaining to identify a specific subpopulation of cells. Here we demonstrate the use of DiOLISTICS to label neurons in brain slices from adult mice and adult non-human primates with the purpose of quantifying dendrite branching and dendritic spine morphology.

We demonstrate the use of the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons in brain slices from rodents and non-human primates of different ages. In this particular case, we use adult mice (3-6 months old) and adult cynomologus monkeys (9-15 years old). This technique, originally described by the laboratory of Dr. Lichtman (Gan et al., 2000), is well suited for the study of dendritic branching and dendritic spine morphology and can be combined with traditional immunostaining, if detergents are kept at a low concentration.

תיוג DiOLISTIC של הנוירונים מפני מכרסמים שאינן פרוסות המוח האנושי הפרימאטים

DiOLISTIC staining uses the gene gun to introduce fluorescent dyes, such as DiI, into neurons of brain slices (Gan et al., 2009; O'Brien and Lummis, 2007; ...

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

Vibrodissociation של נוירונים בין פרוסות המוח מכרסמים לחקר הילוכים Synaptic ותמונה מסופי Presynaptic

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Wholemount Immunohistochemistry for Revealing Complex Brain Topography

The repeated and well-understood cellular architecture of the cerebellum make it an ideal model system for exploring brain topography. Underlying its relatively uniform cytoarchitecture is a complex array of parasagittal domains of gene and protein expression. The molecular compartmentalization of the cerebellum is mirrored by the anatomical and functional organization of afferent fibers. To fully appreciate the complexity of cerebellar organization we previously refined a wholemount staining approach for high throughput analysis of patterning defects in the mouse cerebellum. This protocol describes in detail the reagents, tools, and practical steps that are useful to successfully reveal protein expression patterns in the adult mouse cerebellum by using wholemount immunostaining. The steps highlighted here demonstrate the utility of this method using the expression of zebrinII/aldolaseC as an example of how the fine topography of the brain can be revealed in its native three-dimensional conformation. Also described are adaptations to the protocol that allow for the visualization of protein expression in afferent projections and large cerebella for comparative studies of molecular topography. To illustrate these applications, data from afferent staining of the rat cerebellum are included.

Neural circuits are topographically organized into functional compartments with specific molecular profiles. Here, we provide the practical and technical steps for revealing global brain topography using a versatile wholemount immunohistochemical staining approach. We demonstrate the utility of the method using the well-understood cytoarchitecture and circuitry of cerebellum.

אימונוהיסטוכימיה Wholemount על טופוגרפיה חושפני המוח קומפלקס

The repeated and well-understood cellular architecture of the cerebellum make it an ideal model system for exploring brain topography. Underlying its ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

In vivo שני פוטוני הדמיה של שינויים מולקולריים ניסיון תלוי בנוירונים בקליפת מוח

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Immunohistochemical ניתוח של מערכת העצבים המרכזית עכברוש לימפה הפריפריה צומת סעיפים רקמות

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

אלקטרו הקלטה בו זמנית ובסידן הדמיה של suprachiasmatic גרעין נוירונים

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Preparation of Non-human Primate Brain Tissue for Pre-embedding Immunohistochemistry and Electron Microscopy

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and characterize ultrastructural and morphological details of neurons, such as synaptic contacts. Good preservation of brain tissue for electron microscopy can be obtained by rigorous cryo-fixation methods, but these techniques are rather costly and limit the use of immunolabeling, which is crucial to understand the connectivity of identified neuronal systems. Freeze-substitution methods have been developed to allow the combination of cryo-fixation with immunolabeling. However, the reproducibility of these methodological approaches usually relies on costly freezing devices. Moreover, achieving reliable results with this technique is very time-consuming and skill-challenging. Hence, the traditional chemically fixed brain, particularly with acrolein fixative, remains a time-efficient and low-cost method to combine electron microscopy with immunohistochemistry. Here, we provide a reliable experimental protocol using chemical acrolein fixation that leads to the preservation of primate brain tissue and is compatible with pre-embedding immunohistochemistry and transmission electron microscopic examination.

Here, we provide an easy, low-cost, and time-efficient protocol to chemically fix primate brain tissue with acrolein fixative, allowing for long-term preservation that is compatible with pre-embedding immunohistochemistry for transmission electron microscopy.

הכנה של רקמת מוח הפרימאטים לא-אנושית עבור טרום הטבעת אימונוהיסטוכימיה ו מיקרוסקופי אלקטרונים

Despite all the technological advances at the light microscopy&#160;level, electron microscopy remains the only tool in neuroscience to examine and ...

Isolation and RNA Extraction of Neurons, Macrophages and Microglia from Larval Zebrafish Brains

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is important to isolate these cells without changing their gene expression profile. The zebrafish model provides a large number of transgenic fish lines in which specific cell types are labelled; for example neurons in the NBT:DsRed line or macrophages/microglia in the mpeg1:eGFP line. Furthermore, antibodies have been developed to stain specific cells, such as microglia with the 4C4 antibody.
Here, we describe the isolation of neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains. Central to this protocol is the avoidance of an enzymatic tissue digestion at 37 &#176;C, which could modify cellular profiles. Instead a mechanical system of tissue homogenization at 4 &#176;C is used. This protocol entails homogenization of brains into cell suspension, their immuno-staining and the isolation of neurons, macrophages and microglia by FACS. Afterwards, we extracted RNA from those cells and evaluated their quality/quantity. We managed to obtain RNA of high quality (RNA Integrity Number (RIN) &#62; 7) to perform qPCR on macrophages/microglia and neurons, and transcriptomic analysis on microglia. This approach enables a better characterization of these cells, as well as a clearer understanding about their role in development and pathologies.

We present a protocol to isolate neurons, macrophages and microglia from larval zebrafish brains under physiological and pathological conditions. Upon isolation, RNA is extracted from these cells to analyze their gene expression profile. This protocol allows for the collection of high-quality RNA for performing downstream analysis like qPCR and transcriptomics.

בידוד והפקת RNA של נוירונים, מקרופאגים מיקרוגלייה מן המוח זחל דג זברה

To gain a detailed understanding of the role of different CNS cells during development or the establishment and progression of brain pathologies, it is ...

Quantifying Microglia Morphology from Photomicrographs of Immunohistochemistry Prepared Tissue Using ImageJ

Microglia are brain phagocytes that participate in brain homeostasis and continuously survey their environment for dysfunction, injury, and disease. As the first responders, microglia have important functions to mitigate neuron and glia dysfunction, and in this process, they undergo a broad range of morphologic changes. Microglia morphologies can be categorized descriptively or, alternatively, can be quantified as a continuous variable for parameters such as cell ramification, complexity, and shape. While methods for quantifying microglia are applied to single cells, few techniques apply to multiple microglia in an entire photomicrograph. The purpose of this method is to quantify multiple and single cells using readily available ImageJ protocols. This protocol is a summary of the steps and ImageJ plugins recommended to convert fluorescence and bright-field photomicrographs into representative binary and skeletonized images and to analyze them using software plugins AnalyzeSkeleton (2D/3D) and FracLac for morphology data collection. The outputs of these plugins summarize cell morphology in terms of process endpoints, junctions, and length as well as complexity, cell shape, and size descriptors. The skeleton analysis protocol described herein is well suited for a regional analysis of multiple microglia within an entire photomicrograph or region of interest (ROI) whereas FracLac provides a complementary individual cell analysis. Combined, the protocol provides an objective, sensitive, and comprehensive assessment tool that can be used to stratify between diverse microglia morphologies present in the healthy and injured brain.

Microglia are brain immune cells that survey and react to altered brain physiology through morphologic changes which may be evaluated quantitatively. This protocol outlines an ImageJ based analysis protocol to represent microglia morphology as continuous data according to metrics such as cell ramification, complexity, and shape.

לכימות מיקרוגלייה מורפולוגיה של Photomicrographs של אימונוהיסטוכימיה מוכן רקמות באמצעות ImageJ

Microglia are brain phagocytes that participate in brain homeostasis and continuously survey their environment for dysfunction, injury, and disease. As ...

Obtaining Human Microglia from Adult Human Brain Tissue

Microglia are resident innate immune cells of the central nervous system (CNS). Microglia play a critical role during development, in maintaining homeostasis, and during infection or injury. Several independent research groups have highlighted the central role that microglia play in autoimmune diseases, autoinflammatory syndromes and cancers. The activation of microglia in some neurological diseases may directly participate in pathogenic processes. Primary microglia are a powerful tool to understand the immune responses in the brain, cell-cell interactions and dysregulated microglia phenotypes in disease. Primary microglia mimic in vivo microglial properties better than immortalized microglial cell lines. Human adult microglia exhibit distinct properties as compared to human fetal and rodent microglia. This protocol provides an efficient method for isolation of primary microglia from adult human brain. Studying these microglia can provide critical insights into cell-cell interactions between microglia and other resident cellular populations in the CNS including, oligodendrocytes, neurons and astrocytes. Additionally, microglia from different human brains may be cultured for characterization of unique immune responses for personalized medicine and a myriad of therapeutic applications.

This protocol is an efficient, cost effective and robust method of isolating primary microglia from live, adult, human brain tissue. Isolated primary human microglia can serve as a tool for studying cellular processes in homeostasis and disease.