The authors would like to thank Mr. Ryan Hart and Mr. Arriz Lucas for their invaluable feedback on this communication. This work was supported by NIH NINDS R01 NS065052 and Phoenix Children&#8217;s Hospital Mission Support Funds.

הערה: כל הנהלים בוצעו בעמידה בוועדה המוסדית הטיפול בבעלי חיים והשימוש (IACUC) מאוניברסיטת אריזונה. ניתן למצוא רשימה של חומרים וציוד מומלצים בטבלה 1. 1. רקמות הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זלוף <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים מכרסם עם מנת יתר של נתרן pentobarbital (25 מ&quot;ג / קילוגרם, IP), ותנקב transcardially עם מי מלח פוספט (PBS) עד exsanguinated לחלוטין (דקות 3-5) בקצב זרימה של 8 מיליליטר / דקה. לקבלת הוראות זלוף המעמיק, לראות גייג &#39;ואח&#39; 2,012 9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מייד לאחר הדחת PBS, לתקן רקמות על ידי מרוסס עם paraformaldehyde 4% ב- ​​PBS במשך 15-20 דקות בקצב זרימה של 8 מיליליטר / דקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מוח ומקום paraformaldehyde 4% למשך 24 שעות, ואחריו פתרונות סוכרוז מדורגים (15%, 30%, 30%, ברצף; הוכן בטריס שנאגרו מלוח) בשעה 4 מעלות צלזיוס. העבר את המוח לo פתרון סוכרוז הבאהnly אחרי המוח שקוע בכל פתרון. הערה: בדרך כלל, 5 ימים בכל פתרון הוא זמן מספיק לרקמה לשקוע. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקפאת רקמה וCryosectioning <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את המוח בהטבעה בינוני, כגון מתחם OCT ולצלול באיזופנטאן בטמפרטורה של -35 מעלות צלזיוס. לאפשר המוח להקפיא למינימום של 10 דקות, ולאחר מכן לאחסן ב -80 ° C. בעיות עלולים להתעורר אם בדיקה לטמפרטורה לא נלקחה; אנא ראה דיון למידע על פתרון בעיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחתוך קטעי עטרה סידוריים בעובי של 20 מיקרומטר וטמפרטורה של -20 ° C. לאסוף רקמה על גבי שקופיות טעונות חיובי. חלקים במוח עשויים להיות ממוקמים בתיבת שקופיות עטופות בנייר בתוך שקית עם רוכסן וטווח ארוך מאוחסן ב -80 ° C. שיטה זו של אחסון יוצרת גבול כפול כדי למנוע חשיפה לאוויר וכפור. </li></ol></li></ol> עיבוד 2. רקמות הערה: r ציוד דוגמא וחומריםequired מכתים מוצג באיור 3. חלופות זמינות, לעומת זאת, תמונות אלה יסייעו אלה חדשים מכתים immunohistochemical לדמיין פריטים מתאימים לפני הרכישה. <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52293/52293fig3highres.jpg" /> איור 3: פריטים לדוגמא נדרשים למכתים immunohistochemical הקופסה השחורה שמוצגת ב() היא תא לחות אידיאלי לimmunofluorescence, כשקופיות מוגנות מפני אור ללא הצורך לעטוף את התיבה על נייר.. בעקבות חתך, ניתן לאחסן שקופיות בתיבה כגון התיבה הצהובה שמוצג (B). עטיפת הקופסה בחוזקה בנייר כסף ומניח בשקית עם רוכסן לפני המקפיא מסייעת להגן על דגימות רקמה מכוויות במקפיא. דוגמא של שקופיות ניתן ב( C), עם מנות שונות מכתימה מתוארות ב( ד) ו- (E </strong&gt;). Coverslips יכול להשתנות בגודל ובעובי (F), לעומת זאת 1.2 coverslips העבה לספק תוצאות הדמיה נחמדה ברוב המיקרוסקופים זקופים וconfocal. עיפרון כגון שמוצג ב( G) ניתן להשתמש בתווית שקופיות. יש להימנע סמנים קבע כדיו יכול לרוץ, המשפיעים על שני כתמים והיכולת לקבוע מה הוא המדגם. עט פאפ מיני כגון שמוצגים ב( H) מאפשר גבול דוחה להיגרר בשקופיות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת שקופיות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר שקופיות מהמקפיא ולהפשיר בטמפרטורת חדר. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופציונאלי: אם חלקים שרחפו בעבר משקופיות, שקופיות למקם מופשרים בתנור על 60 מעלות צלזיוס למשך לא יותר מ 4 שעות כדי למנוע קטעי רקמה מצף את שקופיות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שקופיות מקום במעמד שקופית ומנה מקבילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף שקופיות שלוש פעמים PBS במשך 5 דקות כל אחד, שינוי פתרון בין שוטף. מהצעד הזה קדימה, להימנע מצורך sectiתוספות ללא נוזל לפרקי זמן ארוכים. הערה: אם חלקים להתייבש, מכתים רקע הוא גדל ולא יכול להיות מושגת באופן מהימן נתונים משמעותיים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכתים רקמות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתיבה מכתימה אור חזק, ליצור &quot;תא לחות&quot; עם רקמות ונטולי מוך טבול במים ללא יונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ייבש את הקצוות של השקופית עם רקמה ונטולת מוך, להשתמש בעט פאפ מיני להפוך גבול דוחה נוזלים בקצה מאוד של השקופית, מסעיפי רקמות. גבול זה צריך להבטיח שטח נרחב בין המניסקוס של הנוזל והקצה של רקמה, כך שמתח פנים אינו משפיעים על צביעה. הערה: גבול דוחה עט פאפ יכול להיות מיושם לפני 2.1.3 אם הנוגדנים של עניין אינו דורשים אחזור אנטיגן מיקרוגל. אם עט פאפ כבר יושם עד לכביסה בPBS, השלמות של גבול נוזל דוחה חייבת להיבדק בשלב זה. השתמש בעט המיני-פאפ כדי למלא פערים בכל הגבול. </li><li&gt; עם שקופיות הניחו אופקית, אנטיגן ספציפי בלוק הכריכה בדוגרי 4% בסרום V / V בPBS (פתרון בלוק). פיפטה 300 μl של פתרון לחסום לכל שקופית עבור 1 שעות בטמפרטורת חדר. ודא הפתרון לחסום משתרע על עט פאפ בקצה של השקופית ומכסה לחלוטין את הרקמה כדי למנוע הכתמה אחידה שנגרמה על ידי מתח ליד רקמת פני השטח. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בסרום מאותו המין שבי נוגדנים משני נעשה. הערה: בהליך זה, נוגדנים משני נעשים בחמור, ובכך חמור בדם משמש. אם נוגדנים משני משניים או יותר מינים שונים משמשים, כולל סרום מכל מין. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נוגדן ראשוני פיפטה על גבי שקופיות. הערה: ריכוזי נוגדן מכתים זה כבר מותאם ליום 1 ב: 5,000 ו 1: 500 לIba1 ופאן-עצבי, בהתאמה. ריכוזים אלה נמצאו להראות מכתים משמעותיים עם היעדר מכתים רקע. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל פתרון לחסום לסרום 1% ב- PBS ולהוסיף נוגדנים עיקריים. פיפטה 300 μl של פתרון נוגדן ראשוני בסרום 1% לכל שקופית. שוב, להבטיח את הנוזל הוא לקצה של עט פאפ. דגירה הלילה ב 4 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כולל שלוש שקופיות שליטה: אחד שמכיל נוגדנים לא Iba1 ולא פאן-עצביים, אחד עם Iba1 ללא נוגדנים פאן-עצביים, ואחד עם נוגדן פאן-עצבי ללא Iba1. כתם שקופיות אלה באותו הטווח עם אותו הפתרונות, אך להשמיט את הנוגדנים הראשוניים כדי לבדוק את הלא ספציפי מחייב של הנוגדנים משני. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת בבוקר, לשטוף שקופיות שלוש פעמים PBS במשך 5 דקות כל אחד, שינוי פתרון בין שוטף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נוגדני ניאון הם רגיש לאור, ולכן, מהצעד הזה קדימה, לצמצם את החשיפה לאור על ידי הבטחת מכולות לשטוף הם עטופים בנייר כסף ותיבות הכלאה הם או שחורים או מודגרות בחושך. פיפטה נוגדנים משני המתאימים בכל השקופיות ודגירה60 דקות בטמפרטורת חדר בריכוז של 1: 250 בפתרון בלוק (ראו שלב 2.2.3) ב&quot; תא לחות &quot;אור חזק (ראה שלב 2.2.1). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש נוגדנים משני של אורכי גל שונים. כאן, לארנב נוגדן הראשוני אנטי-Iba1, להשתמש ארנב אנטי חמור 594 כנוגדנים משני המתאימים. לעכבר נוגדן הראשוני אנטי-פאן-עצבי, להשתמש חמור אנטי עכבר 488 כשני הנוגדנים המתאימים. לחלופין, להשתמש נגד ארנב 488 ואנטי עכבר 594. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף שקופיות שלוש פעמים PBS במשך 5 דקות כל אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופציונאלי: לבצע מכתים גרעיני. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום בHoechst (או כתם גרעיני אחר) בריכוז של 0.03 מיקרוגרם / מיליליטר בH מזוקק פעמיים 2 0 בדיוק 60 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף שקופיות שלוש פעמים PBS במשך 5 דקות כל אחד. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף בDDH 2 0. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Coverslipping <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שקופיות coverslip עם הרכבה בינונית מימית, כגון פלואורידomount-G או ProlongGold. דואג להסיר את כל הבועות באמצעות מוליך כותנה שקצה. הערה: ניתן להשתמש בסוכני הרכבה אחרים, גבוה עם זאת לדמם דרך בין הצבעים שצוין על ידי כמה בימים של coverslipping. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש ברור לק כדי לאטום את הקצוות, מניעת החלקים מהתייבשות בשל התאדות. לאפשר לק להתייבש במכל אור חזק בעוד שקופיות להישאר שטוחות ובטמפרטורת חדר, ולאחר מכן לאחסן במכל אור חזק העטוף בנייר כסף על 4 מעלות צלזיוס. </li></ol></li></ol> 3. הדמיה הרקמה הצבעונית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיקרוסקופית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר לק להתייבש במשך שעה אחת לפחות לפני תחילת מיקרוסקופיה, שאמור להתקיים בחדר חשוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכוש photomicrographs באמצעות confocal או מיקרוסקופ מחקר עם מקור אור ניאון וקובץ מצורף מצלמה דיגיטלית. שימוש בתוכנה הנלווית, להגדיר את החשיפה לכל אורך גל - 405, 488, ו -594 - בנפרד. הערה: במעמיק הוראות הדמיה צריכה להיות זמין באינטרנט מיצרן מיקרוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכוש photomicrographs בכל ערוץ מבלי להזיז את החלקים או התאמת המוקד. קח תמונות בצבע, או לחלופין בגוונים אפורים ולהמיר לצבע אחר. הערה: צבע או תמונות בגווני אפור מכל ערוץ יכול להיות אסוף שבלאחר עיבוד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא סעיפי רקמות שאינם חשופים לאור הסביבה או אור מיקרוסקופי לפרקי זמן ארוכים, כמו צילום הלבנת של החלקים תתרחש. כדי להימנע מכך, להגדיל את זמן חשיפה ולא עוצמת אור / לייזר הגדלת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תכבו את מקור אור הניאון בתוך 30 דקות של להיות מופעל. הערה: החלפת המקור לסירוגין ברצף מהיר עלולה להפחית את תוחלת החיים של הנורה הניאון. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Marrack, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemistry+of+antigens+and+antibodies.">Chemistry of antigens and antibodies.</a> Nature. 134, 468-469 (1934).</li><li>Coons, A. H., Creech, H. J., Jones, R. N., Berliner, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+demonstration+of+pneumococcal+antigen+in+tissues+by+the+use+of+fluorescent+antibody.">The demonstration of pneumococcal antigen in tissues by the use of fluorescent antibody.</a> J Immunol. 45, 159-170 (1942).</li><li>Marshall, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Localization+of+adrenocorticotropic+hormone+by+histochemical+and+immunochemical+methods.">Localization of adrenocorticotropic hormone by histochemical and immunochemical methods.</a> The Journal of experimental medicine. 94, 21-30 (1951).</li><li>Mellors, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histochemical+demonstration+of+the+in+vivo+localization+of+antibodies:+antigenic+components+of+the+kidney+and+the+pathogenesis+of+glomerulonephritis.">Histochemical demonstration of the in vivo localization of antibodies: antigenic components of the kidney and the pathogenesis of glomerulonephritis.</a> The journal of histochemistry and cytochemistry : official journal of the Histochemistry Society. 3, 284-289 (1955).</li><li>Nakane, P. K., Pierce, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-labeled+antibodies:+preparation+and+application+for+the+localization+of+antigens.">Enzyme-labeled antibodies: preparation and application for the localization of antigens.</a> The journal of histochemistry and cytochemistry : official journal of the Histochemistry Society. 14, 929-931 (1966).</li><li>Avrameas, S., Uriel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+of+antigen+and+antibody+labelling+with+enzymes+and+its+immunodiffusion+application.">Method of antigen and antibody labelling with enzymes and its immunodiffusion application.</a> Comptes rendus hebdomadaires des seances de l'Academie des sciences. Serie D: Sciences naturelles. 262, 2543-2545 (1966).</li><li>Cuello, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Immunohistochemistry. , (1983).</li><li>Junqueira, L. C. U., Mescher, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Junqueira's basic histology : text and atlas. , (2013).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).</li><li>Christensen, N. K., Winther, L., Kumar, G. L., Rudbeck, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Education Guide: Immunohistochemical (IHC) staining methods. , 103-108 (2009).</li><li>Wang, G., Achim, C. L., Hamilton, R. L., Wiley, C. A., Soontornniyomkij, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tyramide+signal+amplification+method+in+multiple-label+immunofluorescence+confocal+microscopy).">Tyramide signal amplification method in multiple-label immunofluorescence confocal microscopy).</a> Methods. 18, 459-464 (1999).</li><li>Feldengut, S., Del Tredici, K., Braak, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paraffin+sections+of+70-100+mum:+a+novel+technique+and+its+benefits+for+studying+the+nervous+system.">Paraffin sections of 70-100 mum: a novel technique and its benefits for studying the nervous system.</a> Journal of neuroscience methods. 215, 241-244 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

המטרה הכללית של תקשורת זו הייתה להציג נהלי אימונוהיסטוכימיה לקורא. לשם כך, את הדוגמא של דו-תיוג עם Iba1 ואנטיגנים פאן-עצביים להתבונן מיקרוגלים ונוירונים בparaformaldehyde perfused, שימש מוח החולדה cryoprotected, cryosectioned סוכרוז. טכניקה זו יכולה להיות ...

<html> אימונוהיסטוכימיה היא תהליך לאיתור אנטיגנים (כלומר חלבונים) בסעיפים רקמות באמצעות נוגדנים עיקריים שלהיקשר באופן ספציפי לאנטיגנים של עניין. אימונוהיסטוכימיה הייתה חלוץ ידי JR Marrack בשנת 1934 כאשר הוא קבע כי נוגדנים יכולים למקם אנטיגנים עם סגוליות גדולות 1. החל בשנת 1942, חלק בראשון מבחנה באמצעות נוגדני ניאון לדמיין אימונוהיסטוכימיה פורסם 2,3, לאחר שלראשונה במחקר histochemical vivo פורסם 4. במהלך 1960, שלושה עשורים לאחר הקמתה של שיטות immunohistochemical, נוגדני אנזים מצומדות- החלו לשמש כחומרים כימיים משניים. שיטות אלה בו-זמנית ובאופן עצמאי פותחו בצרפת ובארה&quot;ב 5,6. היום, במגוון רחב של נוגדנים מספק אינספור אפשרויות ללימודי אימונוהיסטוכימיה 7. &quot;&gt; המטרה הכללית של התכתבות זו היא לספק הקדמה קצרה למכתים immunohistochemical, זה לא אמור להיות סקירה מקיפה וממצה של טכניקה זו בשיטה שתוארה, טכניקות immunohistochemical לשני אנטיגנים מוצגות (סמנים למיקרוגלים ו. הנוירונים) להכתמה של paraformaldehyde perfused, מוח סוכרוז cryoprotected, cryosectioned חולדה. המכתים immunohistochemical מתחיל עם חסימת אנטיגן ספציפי מחייב להפחית מכתים רקע. בשלב הבא, דגירה עם נוגדן ראשוני מאפשרת לכריכה לאנטיגן ספציפי ברקמות. בעקבות הנוגדן הראשוני, נוגדן אחר, המכונה נוגדנים משני, מוחל על קישור הנוגדן הראשוני לאות הדמיה מצומדות 8. הנוגדנים משני מטרות אימונוגלובולין G תחום (IgG) הספציפי למין שבו הנוגדן הראשוני הועלה. הנוגדנים משני מגבירים את האות של הנוגדן הראשוני מאז אזורי Fab של tהוא לאגד נוגדנים משני לאתרים מרובים בתחום IgG של הנוגדן הראשוני. כך או אנזימים או מולקולות ניאון מצומדת לאזורי ג &#39;לנוגדנים משני תאפשר להדמיה. לדוגמא, נוגדן ראשוני אנטי-Iba1 ארנב הוא מולקולת IgG ארנב ספציפית לIba1. כאשר IgG נגד ארנב החמור מיושם כנוגדנים משני, זה יהיה לזהות ולהיקשר לאזורים המרובים של אנטי-Iba1 IgG הארנב (ראה איור 1). הנוגדן החמור ניתן דמיין בשיטות שונות. התכתבות זו מתמקדת בזיהוי של fluorophore מצומדת לנוגדנים משני, שמזהה את הנוגדן הראשוני, להדמיה על ידי מיקרוסקופ פלואורסצנטי. באימונוהיסטוכימיה ניאון, כתם גרעיני כגון Hoechst או DAPI יכול לשמש כדי לחזות את כל הגרעינים. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52293/52293fig1highres.jpg" /> איור 1: Schייצוג ematic של טכניקות תיוג נוגדן עקיף מול ישיר. נוגדנים נקשרים לאנטיגן של עניין ויכולים להיות מוגבר על ידי נוגדנים משני הועלו נגד המינים של הנוגדנים הראשוניים. טכניקה זו יכולה להתבצע באמצעות מורכבת avidin ביוטין (ABC) להגברה וDAB להדמיה (), או נוגדנים מצומדות ישירות ניאון משניים (B). לחלופין, נוגדנים ראשוניים ניתן מצומדות ישירות עם תגים רבים ושונים, ובכלל זה ביוטין או fluorophore (C). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52293/52293fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> שיטה חלופית להדמיה של מכתים immunohistochemical משתמשת 3,3&#39;-diaminobenzidine tetrahydrochloride (DAB; ראה איורים 1 ו -2). זה שונה מקרינה באמצעות biotinylated אוperoxidase סוס-צנון (HRP) נוגדנים משני מצומדות, המספק אנזים להמיר DAB למשקע שנראה תחת מיקרוסקופ שדה הבהיר. במקרים שבם אנטיגן יחיד הוא של ריבית או הכתמה נדרשה להיות ארוך טווח, DAB יכול להיות יותר מתאים מאשר צביעת ניאון. עם זאת, מכתים DAB אינו מתאים היטב לבידול בין סמנים מרובים, במיוחד אם שני אנטיגנים גרעיניים הם עניין. לקבלת מידע על חומרי DAB ושינויי פרוטוקול, להתייעץ טבלת 1. לחלופין, כלוריד tetrazolium הכחול ניטרו / 5-Bromo-4-כלורו-3-indolyl פוספט (NBT / BCIP) יכול לשמש כדי לחזות phosphatase אלקליין (AP) מצומדות המשני נוגדן. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52293/52293fig2highres.jpg" /> איור 2:. נציג תמונות של חלקים משופרים ניקל DAB שכותרת יחיד חולדה רקמת מוח מוח החולדה sections שכותרתו עם DAB משופר ניקל לIba1 () ופאן-עצבי (ב &#39;) לאפשר לניתוח של מיקרוגליה או נוירונים לבד לטווח ארוך. בר סולם 20 מיקרומטר. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52293/52293fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> יש לקחת בחשבון את השפע המשוער של אנטיגן של עניין בתוך הרקמה מנותחת. שיטות עקיפות (כמתואר לעיל) הן שימושיות למטרות עם שפע נמוך. כאשר אנטיגן של עניין הוא בשפע גבוה, יכולות להיות מיושמות שיטות ישירות. שיטות ישירים כרוכות נוגדן ראשוני שמצומדות ישירות לאות הדמיה, ובכך אין צורך בנוגדנים משני. שיטה זו מפשטת את תהליך הצביעה, אך מבטלת את ההגברה הושגה על ידי שיטות עקיפות. באמצעות נוגדן ראשוני מצומדות ישירות גם מבטל תגובה צולבת של נוגדנים משניכאשר כפול תיוג. תקשורת זה מפרטת את הפרוטוקול לתיוג כפול עם Iba1 ו( פרטים בטבלה 1) פאן-עצביים. Iba1 כתמי מיקרוגלים במדינות הפעלה רבות, כוללים מסועף, היפר-מסועף, מופעל, אמבואידית, ומוט. כתמים פאן-עצביים האקסונים, דנדריטים, וסומה עצביות. מאז Iba1 מכתים ביותר המיקרוגלים ומטרות פאן-עצביות נוירון, זה שילוב של כתמים הוא שימושי בהשגת הבנה רחבה של אינטראקציות מיקרוגלים-נוירון. לסיכום, מכתים immunohistochemical מסתמך על הבחירה זהירה של נוגדנים. כמו שאלת המחקר הופכת להיות יותר ספציפית, נוגדנים העלו לאנטיגנים חלופיים עשויים להיות רצויים. כדי למקד את מצב הפעלת microglial ספציפי, אחד יכול לבחור להשתמש נוגדני CD45 או CD68, ולא Iba1. יתר על כן, בעבודה עם עכברים, F4 / 80 עשוי לספק תוצאות הדרושות. כמו כן, גורמים עצביים יכולים להיות ממוקדים במיוחד עם דלקת מפרקים שגרונית נוגדניםised נגד הגרעין, סינפסה (מראש או שלאחר), האקסון, וחרוט צמיחה. בנוסף, יש סמנים אחרים שמבדילים גיל נוירון (פעמיים cortin, NeuN), והתחדשות עצבית (GAP-43).

<table><tbody><tr><td>Fisherbrand Superfrost Plus Glass Slides&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-034-979</td><td>Used for tissue mounting (1.2.2)</td></tr><tr><td>Oven</td><td>Thermo Scientific</td><td>51028112</td><td>Used for tissue drying (2.1.1)</td></tr><tr><td>Mini Pap pen</td><td>Life Technologies</td><td>00-8877</td><td>Used in step 2.2.2</td></tr><tr><td>Andwin Scientific Tissue-tek Slide Staining Dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-149-429</td><td>Used for all washes during staining (2.2), as well as the Hoechst step (2.2.8)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666-A</td><td>Used for drying slides (2.2)</td></tr><tr><td>Black Staining Box</td><td>Ted Pella</td><td>21050</td><td>Used for blocking and staining steps (2.2)</td></tr><tr><td>Normal Donkey Serum</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-413-253</td><td>Used for block and antibody incubation (2.2)</td></tr><tr><td>Mouse &amp;alpha;-Pan-neuronal</td><td>Millipore</td><td>MAB2300</td><td>Used for primary antibody (2.2.4)</td></tr><tr><td>Rabbit &amp;alpha;-Iba1</td><td>Wako Chemical</td><td>019-19741</td><td>Used for primary antibody (2.2.4)</td></tr><tr><td>Donkey &amp;alpha;-rabbit 594</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>711-585-152</td><td>Used for secondary antibody (2.2.6)</td></tr><tr><td>Donkey &amp;alpha;-mouse 488</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>715-545-150</td><td>Used for secondary antibody (2.2.6)</td></tr><tr><td>Caterer&#039;s foil</td><td>Any</td><td>N/A</td><td>Used in steps 1.2.2 and 2.3.2</td></tr><tr><td>Fluoromount-G</td><td>Southern Biotech</td><td>0100-01</td><td>Used for coverslipping (2.2.8)</td></tr><tr><td>Coverslips</td><td>Fisher Scientific</td><td>12544E</td><td>Used for coverslipping (2.2.8)</td></tr><tr><td>Clear Nail Polish&amp;nbsp;</td><td>Any</td><td>N/A</td><td>Used for coverslipping (2.2.8)</td></tr><tr><td>Axio Observer.Z1 and LSM 710 (laser scanning, confocal)</td><td>Carl Zeiss</td><td>N/A</td><td>Used for imaging (3)</td></tr><tr><td>Axioskop A2</td><td>Carl Zeiss</td><td>N/A</td><td>Used for imaging (3)</td></tr><tr><td>CitriSolv&amp;nbsp;</td><td>FisherScientific</td><td></td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>ABC</td><td>Vector Laboratories</td><td>PK-6100</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>DAB Peroxidase kit</td><td>Vector Laboratories</td><td>SK-4100</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>Biotinylated horse &amp;alpha;-rabbit IgG</td><td>Vector Laboratories</td><td>BA-1100</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>Biotinylated horse &amp;alpha;-mouse IgG</td><td>Vector Laboratories</td><td>BA-2001</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>30% Hydrogen Peroxide</td><td>FisherScientific</td><td>H325-500</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>Wheaton slide racks and staining dishes</td><td>TedPella</td><td>21043</td><td>For DAB protocol</td></tr><tr><td>Masterflex perfusion pump and tubing</td><td>Cole-Parmer</td><td></td><td>Used for perfusion (1.1.1 and 1.1.2)</td></tr><tr><td>Andwin scientific tissue-tek CRYO-OCT compound (case of 12)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-373-65</td><td>Used for tissue freezing (1.2.1)</td></tr><tr><td>Thermometer (-50 to 50 C)&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-059-228</td><td>Used for tissue freezing (1.2.1)</td></tr><tr><td>Cryostat</td><td>Leica&amp;nbsp;</td><td>CM3500S</td><td>Used for tissue sectioning (1.2.2)</td></tr><tr><td>Staining Dish, Plastic with 2 Lids</td><td>Grale Scientific</td><td>353</td><td>For antigen retrival</td></tr><tr><td>20 Place Staining Rack, Slides Horizontal</td><td>Grale Scientific</td><td>354</td><td>For antigen retrival</td></tr><tr><td>Microwave</td><td>Any</td><td>N/A</td><td>For antigen retrival</td></tr></tbody></table>

primer for immunohistochemistry on cryosectioned rat brain tissue: example staining for microglia and neurons

אימונוהיסטוכימיה היא טכניקה נפוצה לגילוי הנוכחות, המיקום, והשפע היחסי של אנטיגנים באתר. פרוטוקול ברמת מבוא זה מתאר את חומרים כימיים, ציוד, וטכניקות הנדרשות להשלמת מכתים immunohistochemical של רקמת המוח המכרסם, באמצעות סמנים למיקרוגלים ואלמנטים עצביים כדוגמא. באופן ספציפי, מאמר זה הוא פרוטוקול צעד-אחר-צעד להדמיה ניאון של מיקרוגליה ונוירונים באמצעות אימונוהיסטוכימיה לIba1 ופאן-עצבי, בהתאמה. הקרינה כפול תיוג הוא שימושי במיוחד עבור הלוקליזציה של חלבונים רבים בתוך המדגם זהה, מתן ההזדמנות להתבונן בצורה מדויקת יחסי גומלין בין סוגי תאים, הקולטנים, ligands, ו / או מטריקס ביחס ל, כמו גם אחד אחר שיתוף חלבון לוקליזציה בתוך תא בודד. שלא כמו טכניקות הדמיה אחרות, עוצמת מכתימה אימונוהיסטוכימיה הקרינה עלולה לגרום לירידה בהשבועות לחודשים הבאים מכתים, אלא אם אמצעי זהירות מתאימה נלקח. למרות מגבלה זו, ביישומים רבים הקרינה כפול תיוג עדיף על פני חלופות כגון tetrahydrochloride 3,3&#39;-diaminobenzidine (DAB) או phosphatase אלקליין (AP), כקרינה היא יותר זמן יעיל ומאפשרת לבידול מדויק יותר בין שתיים או יותר סמנים. הדיון כולל עצות לפתרון בעיות וייעוץ לקידום הצלחה.

תוצאות זה פרוטוקול מכתים בסעיפים רקמות מוח חולדה שכותרתו fluorescently מיקרוגלים בערוץ 594 (אדום) ותאי עצב שהכותרת בערוץ 488 (הירוק; ראו איור 4). אם כתם גרעיני נעשה, זה ייראה בערוץ 405 (הכחול). ניתן לצלם תמונות בערוצים שונים ומעולף להשוואה ישירה של שלושה ערוצים, או בין כל ש...

Watch this Scientific Journal Video about Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons at JoVE.com

Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example.

פריימר לאימונוהיסטוכימיה על רקמות Cryosectioned מוח חולדה: דוגמא להכתמת Microglia ונוירונים

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level ...

primer-for-immunohistochemistry-on-cryosectioned-rat-brain-tissue

Research

JoVE Journal

Neuroscience

32.0K Views.  University of Arizona College of Medicine - Phoenix. This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example. 

Video: Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

Preparation of Mouse Brain Tissue for Immunoelectron Microscopy

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments (dendrite, dendritic spine, axon, axon terminal, perikaryon), as well as their intracellular organelles and cytoskeleton, in the central nervous system at high spatial resolution. Combined with TEM, pre-embedding immunocytochemistry allows the discrimination of cellular elements with few distinctive features and identification criteria (e.g., microglial perikarya and processes, when using an antibody against the microglia-specific marker Iba1 (ionized calcium binding adaptor molecule 1; as presented here)), identifying the neurotransmitter contents of cellular elements (e.g., serotonergic) and their ultrastructural localization of soluble or membrane-bound proteins (e.g., 5 HT1A and EphA4 receptors). Here, we describe a protocol for transcardiac perfusion of mice with acrolein fixative, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase-diaminobenzidine (DAB) staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with TEM. When rigorously performed, this technique provides an excellent compromise between optimal ultrastructural preservation and immunocytochemical detection.

We describe a protocol for transcardiac perfusion of mice, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with transmission electron microscopy.

הכנת רקמות מוח עכבר מיקרוסקופית Immunoelectron

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments ...

Three-dimensional Confocal Analysis of Microglia/macrophage Markers of Polarization in Experimental Brain Injury

After brain stroke microglia/macrophages (M/M) undergo rapid activation with dramatic morphological and phenotypic changes that include expression of novel surface antigens and production of mediators that build up and maintain the inflammatory response. Emerging evidence indicates that M/M are highly plastic cells that can assume classic pro-inflammatory (M1) or alternative anti-inflammatory (M2) activation after acute brain injury. However a complete characterization of M/M phenotype marker expression, their colocalization and temporal evolution in the injured brain is still missing.	
	Immunofluorescence protocols specifically staining relevant markers of M/M activation can be performed in the ischemic brain. Here we present immunofluorescence-based protocols followed by three-dimensional confocal analysis as a powerful approach to investigate the pattern of localization and co-expression of M/M phenotype markers such as CD11b, CD68, Ym1, in mouse model of focal ischemia induced by permanent occlusion of the middle cerebral artery (pMCAO). Two-dimensional analysis of the stained area reveals that each marker is associated to a defined M/M morphology and has a given localization in the ischemic lesion. Patterns of M/M phenotype marker co-expression can be assessed by three-dimensional confocal imaging in the ischemic area. Images can be acquired over a defined volume (10 &mu;m z-axis and a 0.23 &mu;m step size, corresponding to a 180 x 135 x 10 &mu;m volume) with a sequential scanning mode to minimize bleed-through effects and avoid wavelength overlapping. Images are then processed to obtain three-dimensional renderings by means of Imaris software. Solid view of three dimensional renderings allows the definition of marker expression in clusters of cells. We show that M/M have the ability to differentiate towards a multitude of phenotypes, depending on the location in the lesion site and time after injury.

A way to gain new insights into the complexity of the brain inflammatory response is presented. We describe immunofluorescence-based protocols followed by three-dimensional confocal analysis to investigate the pattern of co-expression of microglia/macrophage phenotype markers in a mouse model of focal ischemia.

ניתוח Confocal תלת ממדי של מרקרי Microglia / מקרופאג של קיטוב בניסויי פגיעה מוחית

After brain stroke microglia/macrophages (M/M) undergo  rapid activation with dramatic morphological and phenotypic changes that  include expression of ...

Simultaneous Cryosectioning of Multiple Rodent Brains

Histology and immunohistochemistry are routine methods of analysis to visualize microscopic anatomy and localize proteins within biological tissue. In neuroscience, as well as a plethora of other scientific fields, these techniques are used. Immunohistochemistry can be done on slide mounted tissue or free-floating sections. Preparing slide-mounted samples is a time intensive process. The following protocol for a technique, called the Megabrain, reduced the time taken to cryosection and mount brain tissue by up to 90% by combining multiple brains into a single frozen block. Furthermore, this technique reduced variability seen between staining rounds, in a large histochemical study. The current technique has been optimized for using rodent brain tissue in downstream immunohistochemical analyses; however, it can be applied to different scientific fields that use cryosectioning.

Here, we present a protocol to freeze and section brain tissue from multiple animals as a timesaving alternative to processing single brains. This reduces staining variability during immunohistochemistry and reduces time cryosectioning and imaging.

Cryosectioning בו זמנית של המוח מכרסמים מרובים

Histology and immunohistochemistry are routine methods of analysis to visualize microscopic anatomy and localize proteins within biological tissue. In ...

Immunofluorescence Staining Using IBA1 and TMEM119 for Microglial Density, Morphology and Peripheral Myeloid Cell Infiltration Analysis in Mouse Brain

This is a protocol for the dual visualization of microglia and infiltrating macrophages in mouse brain tissue. TMEM119 (which labels microglia selectively), when combined with IBA1 (which provides an exceptional visualization of their morphology), allows investigation of changes in density, distribution, and morphology. Quantifying these parameters is important in providing insights into the roles exerted by microglia, the resident macrophages of the brain. Under normal physiological conditions, microglia are regularly distributed in a mosaic-like pattern and present a small soma with ramified processes. Nevertheless, as a response to environmental factors (i.e., trauma, infection, disease, or injury), microglial density, distribution, and morphology are altered in various manners, depending on the insult. Additionally, the described double-staining method allows visualization of infiltrating macrophages in the brain based on their expression of IBA1 and without colocalization with TMEM119. This approach thus allows discrimination between microglia and infiltrating macrophages, which is required to provide functional insights into their distinct involvement in brain homeostasis across various contexts of health and disease. This protocol integrates the latest findings in neuroimmunology that pertain to the identification of selective markers. It also serves as a useful tool for both experienced neuroimmunologists and researchers seeking to integrate neuroimmunology into projects.

This protocol describes a step-by-step workflow for immunofluorescent costaining of IBA1 and TMEM119, in addition to analysis of microglial density, distribution, and morphology, as well as peripheral myeloid cell infiltration in mouse brain tissue.

Immunofluorescence צביעת באמצעות IBA1 ו TMEM119 עבור צפיפות Microglial, מורפולוגיה וניתוח הסתננות מיאלואידית תא היקפית במוח העכבר

This is a protocol for the dual visualization of microglia and infiltrating macrophages in mouse brain tissue. TMEM119 (which labels microglia ...

Immunology and Infection

Using Near-infrared Fluorescence and High-resolution Scanning to Measure Protein Expression in the Rodent Brain

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study of neuroscience as cellular function is determined by the composition and activity of cellular proteins. In this article, we describe how immunocytochemistry can be combined with near-infrared high-resolution scanning to provide a semi-quantitative measure of protein expression in distinct brain regions. This technique can be used for single or double protein expression in the same brain region. Measuring proteins in this fashion can be used to obtain a relative change in protein expression with an experimental manipulation, molecular signature of learning and memory, activity in molecular pathways, and neural activity in multiple brain regions. Using the correct proteins and statistical analysis, functional connectivity among brain regions can be determined as well. Given the ease of implementing immunocytochemistry in a laboratory, using immunocytochemistry with near-infrared high-resolution scanning can expand the ability of the neuroscientist to examine neurobiological processes at a systems level.

Here, we present a protocol that uses near-infrared dyes in conjunction with immunohistochemistry and high-resolution scanning to assay proteins in brain regions.

שימוש בקרוב-אינפרא אדום פלואורסצנטית ברזולוציה גבוהה סריקה למדוד חלבון הביטוי במוח מכרסם

Neuroscience is the study of how cells in the brain mediate various functions. Measuring protein expression in neurons and glia is critical for the study ...

Free-floating Immunostaining of Mouse Brains

Immunohistochemical staining of mouse brains is a routine technique commonly used in neuroscience to investigate central mechanisms underlying the regulation of energy metabolism and other neurobiological processes. However, the quality, reliability, and reproducibility of brain histology results may vary among laboratories. For each staining experiment, it is necessary to optimize the key procedures based on differences in species, tissues, targeted proteins, and the working conditions of the reagents. This paper demonstrates a reliable workflow in detail, including intra-aortic perfusion, brain sectioning, free-floating immunostaining, tissue mounting, and imaging, which can be followed easily by researchers in this field.
Also discussed are how to modify these procedures to satisfy the individual needs of researchers. To illustrate the reliability and efficiency of this protocol, perineuronal nets were stained with biotin-labeled Wisteria florbunda agglutinin (WFA) and arginine vasopressin (AVP) with an anti-AVP antibody in the mouse brain. Finally, the critical details for the entire procedure have been addressed, and the advantages of this protocol compared to those of other protocols. Taken together, this paper presents an optimized protocol for free-floating immunostaining of mouse brain tissue. Following this protocol makes this process easier for both junior and senior scientists to improve the quality, reliability, and reproducibility of immunostaining studies.

This protocol describes an efficient and reproducible approach for mouse brain histological studies, including perfusion, brain sectioning, free-floating immunostaining, tissue mounting, and imaging.

חיסון חופשי של מוחות עכבר

Immunohistochemical staining of mouse brains is a routine technique commonly used in neuroscience to investigate central mechanisms underlying the ...

Performing Immunohistochemistry on a Non-Human Primate Brain Tissue

<a href='https://app.jove.com/v/55397/preparation-non-human-primate-brain-tissue-for-pre-embedding'>Source: Eid, L. &amp; Parent, M. Preparation of Non-human Primate Brain Tissue for Pre-embedding Immunohistochemistry and Electron Microscopy.&#160;J. Vis. Exp. (2017).</a>This video demonstrates the preparation of aldehyde-fixed non-human primate brain tissue using pre-embedding immunohistochemistry for electron microscopy. It outlines the steps for immunolabeling a specific neuronal protein, followed by a peroxidase reaction that produces a colored precipitate, enabling visualization of the target protein in electron microscopy.

Source: Eid, L. &amp; Parent, M. Preparation of Non-human Primate Brain Tissue for Pre-embedding Immunohistochemistry and Electron Microscopy.&#160;J. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuropathology

Neurodegenerative Diseases

Immunohistochemical Staining of Rat Coronal Tissue Cryosections for Microglia and Neurons

<a href='https://app.jove.com/v/52293/primer-for-immunohistochemistry-on-cryosectioned-rat-brain-tissue'>Source: Evilsizor, M. N., et. al., Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons. J. Vis. Exp. (2015)</a>This video demonstrates a step-by-step immunohistochemistry staining procedure on cryosectioned rat brain tissue to visualize the spatial arrangement of microglia and neurons.

Source: Evilsizor, M. N., et. al., Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons. J. Vis. ...

Immunostaining of Fluorescently Labeled Astrocytes in a Mouse Brain Tissue Section

Source: Eaker, A. R., et al. <a href="https://app.jove.com/v/63804">Analysis of Astrocyte Territory Volume and Tiling in Thick Free-Floating Tissue Sections.</a> J. Vis. Exp. (2022)
This video demonstrates the procedure for immunostaining a fixed mouse brain tissue section with fluorescently labeled astrocytes using primary and secondary antibodies and capture the images of the stained astrocytes through confocal microscopy.

Source: Eaker, A. R., et al. Analysis of Astrocyte Territory Volume and Tiling in Thick Free-Floating Tissue Sections. J. Vis. Exp. (2022)
This video ...

Immunostaining of Interneurons in a Rat Hippocampal Section

Lock the tissues with 10% blocking serum for one hour at room temperature. Subsequently, incubate the sections in primary antibody CB1R at room temperature overnight, to identify cannabinoid receptor type one expression. Then, wash the brain sections three times for 10 minutes each in 0.1 molar PBS. Streptavidin and secondary antibody to first primary antibody, are both added to the well plate and kept overnight at four degrees Celsius.
Subsequently, incubate the sections in streptavidin red dye conjugate at four degrees Celsius overnight in the dark to reveal the biocytin. After that, wash the brain sections three times for 10 minutes each in 0.1 molar PBS. To protect the fluorescence and to facilitate restaining in the future, mount the sections in an aqueous-based mounting medium, and seal the edges of the coverslips with clear nail polish.