This work was supported by NIH P20GM103643 to I. Meng.

1. Herstellung der Larven <ol><li> Um zu analysieren, eine gewünschte Larve zur Beförderung oder Wunschposition, wachsen Larven unter Standardbedingungen auf die gewünschte Alters mit Standard-fly Essen 11 bis 10 zu testen. </li><li> Machen Sie eine Sieb-Filter durch Strecken Siebdruck Nylon-Mesh über einen Trichter. Sichern Sie die Mesh an der Trichterhals mit Gummiband. Setzen Sie den Trichter in ein Becherglas. </li><li> Larven zur Analyse zu sammeln, Schaufel Spachtel-voller Lebensmittel, die Futtersuche Larven aus der Kulturflasche und wäscht mit RT Leitungswasser über die Mesh-Filter, das Sammeln einzelnen Larven direkt aus dem Netz mit einem Pinsel 10. </li></ol> 2. Herstellung von Teströhrchen <ol><li> Zur Vorbereitung auf die Teströhrchen stecken, vorsichtig kochen eine 4% Agar-Gel vermischen und in eine Petrischale bis zu einer Tiefe von 1,5 cm. Dadurch wird ein Stecker für jede Seite des Rohrs zu liefern, wenn Tier eingeschlossen ist. Die 4% ige Lösung ist ausreichend dicht, um Larven von p zu verhindernenetrating die Stecker. </li><li> Stellen Sie sicher, dass Schläuche sauber und klar vor dem Einsetzen der Larven sind. Wenn sie nicht sind, kann diese Bewegungen aufgezeichnet blockieren. </li><li> Um sicherzustellen, Larven genügend Feuchtigkeit für die Bewegung, bereiten Sie einen Squeeze-Flasche mit einer kleinen Menge an heißem Wasser. Kehren Sie die Flasche vorsichtig orientieren den Ausgang in Richtung einer Spüle und vorsichtig drücken, um Wasser aus dem Aufnahmeröhre zu vertreiben. </li><li> Legen Sie die Flasche Auslass in die Teströhrchen. Drücken Sie die Flasche um Wasserdampf in die Teströhrchen zu liefern, bis eine dünne Schicht von Kondenswasser an der Wand der Röhre erscheint. Video 1 zeigt eine Larve bewegen in einer Röhre mit einer geeigneten Menge an Feuchtigkeit. </li><li> Um die Larve in der Röhre abzudichten, entfernen die 1,5 cm dicke Agargel aus der Petrischale und legen über eine Netzoberfläche um den Luftstrom unter dem Agar zu ermöglichen, so dass ein Agar-Pfropfen in das Rohr eingeführt werden kann. Drücken eine Ende des Teströhrchen in das Gel zweimal zwei Steckern von Gel in ein Ende einzufügen. </li><li> Mit einem paintbeilen, legen Sie eine Larve in das Rohr etwa 1,5 Zoll tief und verschließen den Schlauch durch Drücken der Ende nächsten Larve in das Agar-Gel. Der resultierende Druck wird von dem gegenüberliegenden Ende herauszudrücken des zweiten Plugs Agargel und Abdichtung des Tieres, das innerhalb der Röhre. </li><li> Die Röhrchen in den MB5 Multi-Beam-Drosophila Activity Monitor (DAM) Gerät, und stellen Sie die Rohre Positionen, so dass die Tiere nicht über den Bereich der Sensoren bewegen. </li><li> Um dieses Teströhrchen müssen beim Transport nicht aus der Infrarot-Leserahmen des Geräts schieben zu gewährleisten, halten Sie das Rohr an Ort und Stelle durch die Befestigung einen Ring von Kitt um jedes Rohr, wo es in Kontakt mit dem Aufnahmegerät. </li></ol> 3. Mess Aktivität <ol><li> Datensatz-Aktivität in einem Inkubator zu ungenauen Ablesungen aufgrund Schatten, Leuchtstoffröhren oder Temperaturschwankungen in dem Labor auftreten kann. Siehe Figur 5 für eine vorgeschlagene Anordnung des Systems. </li><li> Stellen Sie einen Inkubator auf 20 ° C (siehe Abbildung 1). Um falsche Aufnahmen aufgrund von Störungen durch glühende Lichtquellen während der Aufnahme zu vermeiden, schalten Sie fluoreszierenden Inkubator Lichter und eine separate LED-Lichtquelle während der Aufnahme im Inkubator. Führen Sie eine Testversion ohne Tiere zu gewährleisten, dass Lichtverhältnisse nicht aberrant auslösen Sensoren. Es sollte keine aufgezeichneten Bewegungsdaten nach diesem Test. </li><li> Erlauben Larven an die 20 ° C-Inkubator Einstellungen für 5 min vor der Test beginnen akklimatisieren. </li><li> Um das DAM-System, um die gewünschte Aufzeichnungsintervalle (zB 1 min) eingestellt ist, sicherzustellen, DAM-System-Recording-Software heruntergeladen, um Rechner 12 und öffnen Sie die DAM-System-Datei, bevor Sie das Aufnahmekammer in die psiu Schnittstelle. </li><li> Um den gewünschten Aufnahmefrequenz, bei der Daten gespeichert werden, wählen Sie Einstellungen fest und klicken Sie dann auf über oder unter dem Leseintervall Möglichkeit, verschiedenen Zeitrahmen zu wählen, in der Datengespeichert werden. Wählen Sie beispielsweise das Lesen Intervallzeiten von 1 s bis 1 h. </li><li> In unterschiedlichem Parameter zur Aufzeichnung von Daten auszuwählen, wählen Sie Einstellungen und wählen Sie dann die entsprechenden Felder unter Ausgabedatentyp (zählt, bewegt, Positionen und zu wohnen, siehe Tabelle 1). Jeder Parameter bietet eine einzigartige Analyse der Larvenaktivität innerhalb der Röhre. </li><li> Um die Aufnahme zu starten, schließen Sie den Monitor an die Stromversorgung Schnittstelleneinheit (psiu) mit CAB6 Telefonkabel. Schließen Sie das psiu an eine Steckdose an. Ein grünes Licht zeigt an, geeignete Verbindung. </li><li> Schließen Sie das psiu durch ein Universal Serial Bus (USB) Kabel an einen Macintosh oder Windows-PC für die Datenaufzeichnung. Öffnen Sie das DAM SystemMB1v6x Programm auf dem Computer, um die Datenaufzeichnung automatisch gestartet. </li><li> Nachdem der gewünschte Abholzeit ist, wählen Sie Beenden, und beenden Sie jetzt auf der DAM-Aktivität-Bildschirm; Daten werden dann automatisch unter DAM-Systemdaten gespeichert werden. Nehmen Sie diese Datendatei (zB Monitor 1) und ziehen<html> in einen separaten Ordner. Dadurch werden die Rohdaten von der DAM-Software zu speichern, damit sie später verarbeitet werden kann. </li></ol> 4. Vorbereiten von Daten für Processing (DAM Filescan) <ol><li> Um die Rohdaten in einem verständlichen Format zu bearbeiten öffnen Sie das DAM Filescan-Anwendung und wählen Sie Select Input Data Ordner. Dann wählen Sie den Data-Ordner und die gewünschte Datei und wählen Sie die Scan-Option. Schließlich wählen Sie die bin Länge auf die gewünschte Leseperiode. Dadurch werden die Rohdaten in Parameter durch den Operator gesetzt zu organisieren und das Programm wird die in dem betreffenden Bereich gesammelten Daten zu melden. </li><li> Wählen Sie das Ausgabedatentyp, um die gewünschte Bewegung zu analysieren Einstellung (Monitor zählt, bewegt, wohnen). Unter dem Menü zusätzliche Messwerte, wählen Sie in Summe bin (das ist, wenn der Behälter Länge größer als das ausgewählte System Leseintervall). </li><li> Benennen Sie die Datei in geeigneter Weise und zu speichern. Die Datei wird in der gleichen Position wie der Ordner aus Schritt 3.9 gespeichert werden. </li></ol>_title &quot;&gt; 5. Zugriff auf Daten für die Analyse <ol><li> Um Durchschnitt bewegt, verarbeiten die Rohdaten aus Schritt 4 erzeugt, um eine Tabelle in einem Tabellenkalkulationsprogramm zu erzeugen, sammeln, öffnen Sie die Datei, die zuvor gespeichert wurde (Schritt 4.3), und wenn der Import-Wizard-Fenster Text erscheint, wählen Sie Finish zum Öffnen die Daten-Dateien in einem Tabellenformat. Hinweis: Je nach dem Datentyp analysiert, wird der Tabellen anders lesen. Typischerweise bewegt sich auf Monitor oder zählt die Zeitdauer der Studie werden numerisch erfasst werden zu messen, während jede individuelle Leserohr wird eine bestimmte Brief zu erhalten. Beim Anzeigen der Daten in der Tabelle, KZ Spalten die Steckplätze für Teströhrchen 1-16 repräsentieren jeweils. Die Zeilen die Datenpunkte gesammelt. </li><li> Wenn beispielsweise bewegt wurden für 20 min in 1 min-Intervallen gesammelt, der Mittelwert der 20 Zeilen, um eine durchschnittliche Anzahl von Bewegungen / Minute und andere Messungen zu berechnen. </li></ol>

<ol>
	<li>Tracey, W. D., Wilson, R. I., Laurent, G., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=painless,+a+Drosophila.gene+essential+for+nociception.">painless, a Drosophila.gene essential for nociception.</a> Cell. 113, 261-273 (2003).</li><li>Ainsley, J. A., Kim, M. J., Wegman, L. J., Pettus, J. M., Johnson, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensory+mechanisms+controlling+the+timing+of+larval+developmental+and+behavioral+transitions+require+the+Drosophila.DEG/ENaC+subunit.">Sensory mechanisms controlling the timing of larval developmental and behavioral transitions require the Drosophila.DEG/ENaC subunit.</a> Pickpocket1. Dev. Biol. 322 (1), 46-55 (2008).</li><li>Pandey, U. B., Nichols, C. 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(61), (2012).</li><li>Godoy-Herrera, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+genetics+of+digging+behavior+in+Drosophila.+arvae.">The development and genetics of digging behavior in Drosophila. arvae.</a> Heredity. 56, 33-41 (1986).</li><li>Sinadinos, C., Cowan, C. M., Wyttenbach, A., Mudher, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+throughput+assays+of+locomotor+dysfunction+in+Drosophila.+larvae.">Increased throughput assays of locomotor dysfunction in Drosophila. larvae.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203 (2), 325-334 (2012).</li><li>Homyk, T., Sheppard, D. 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Science Education Database Available from: <a target="_blank" href="https://www.jove.com/science-education-database/3/essentials-of-biology-1-yeast-drosophila-and-c-elegans">https://www.jove.com/science-education-database/3/essentials-of-biology-1-yeast-drosophila-and-c-elegans</a> (2015)</li><li>Woods, J. K., Kowalski, S., Rogina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+the+spontaneous+locomotor+activity+in+Drosophila+melanogaster.">Determination of the spontaneous locomotor activity in Drosophila melanogaster.</a> J. Vis. Exp. (86), e51449 (2014).</li><li>Troncoso, B., Godoy-Herrera, R., Waldo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+larval+movement+patterns+in+Drosophila).">The development of larval movement patterns in Drosophila).</a> Heredity. 58 (1), 321-329 (1987).</li><li>Helfrich, C., Engelmann, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+rhythm+of+the+locomotor+activity+in+Drosophila.+melanogaster.and+its+mutants+&#8216;sine+oculis&#8217;+and+&#8216;small+optic+lobes.">Circadian rhythm of the locomotor activity in Drosophila. melanogaster.and its mutants &#8216;sine oculis&#8217; and &#8216;small optic lobes.</a> Physiological Entomology. 8 (3), 257-272 (1983).</li><li>Johnson, A. W., Carder, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila,+ociceptors+mediate+larval+aversion+to+dry+surface+environments+utilizing+both+the+painless+TRP+channel+and+the+DEG/ENaC+subunit,+PPK1.">Drosophila, ociceptors mediate larval aversion to dry surface environments utilizing both the painless TRP channel and the DEG/ENaC subunit, PPK1.</a> PLoS ONE. 7 (3), (2012).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Aktivität von Drosophila-Larven wird von einer Vielzahl von Faktoren, einschließlich Genotyp 8, 13 Jahre alt und Umgebungstemperatur 2 beeinflusst. Obwohl leistungsfähige videographische Verfahren in der Lage, sehr detaillierte Analyse wurden von denen, die Fortbewegung 5 studieren entwickelt worden, kann diese Detailebene überflüssig für diejenigen, die grundlegenden Parameter der Aktivität zu bestimmen wollen. Das hier beschriebene Verfahren verwendet eine Vorrichtung, ...

The use of Drosophila as a genetic tool has transformed scientific knowledge of biological systems. Drosophila larvae have been used in a variety of studies including nociception1, development2 and as a model for the study of human disease genes3. Drosophila activity encompasses a range of behaviors that vary under different conditions including temperatures2, exposure to drugs4 and amongst different genotypes. Yet, despite the significant use of the larva as a model organism, a simple, standardized method to analyze larval activity has not been available. Presently, many larval locomotion studies employ sophisticated video analysis software5. While powerful, the complexity of such automated tools may discourage labs that are not already equipped to study locomotion from including analysis of informative activity parameters in their studies. In other current non-automated methods, such as the grid crawling analysis, motion is scored by a human observer, which introduces the possibility of subjectivity and limits throughput to one animal at a time6-7. A similar study used a 5-lane crawling assay, which measured the time it took larvae to travel a certain linear distance8. In such non-automated assays, displacement is measured but this does not account for non-linear travel between the start and end points. As discussed below, the method described here accounts for more of the actual larval movement, is objective, easy to operate, and offers robust throughput.
To easily study larval activity behavior without the compromise of accuracy, efficiency, or cost, this method employs the TriKinetics Drosophila Activity Monitor (DAM), a device often used to study adult activity. Using one device to study both adult and larval activity is cost-effective, and allows direct comparison of motion by animals at these two life stages. The system, featuring the manufacturer&#8217;s highest level of resolution, makes use of 17 infrared detection beams per assay tube, which record larval activity when sensor beams are broken within the 16 individual tubes. The system then automatically saves recorded information to a computer, making it available for manipulation with basic graphing software. The data obtained represents the beams that were broken by individual larvae (which can be converted into a rate), movement when a larva stays within a detector beam and the position of the animals within the assay chambers during a recording period (allowing one to calculate position preference). The system is efficient and relatively simple to operate, and brings highly reproducible basic activity analysis within the reach of any laboratory studying Drosophila larvae.
To demonstrate the power of this assay, data are presented that show its use to verify differences in activity resulting from varying ambient temperatures, as well as through the comparison of a mutant previously described as hypoactive (iav1)9 with a widely analyzed control (w1118).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Drosophila Activity Monitor, Multibeam, 16 tubes, including wires</td>
			<td>TriKinetics Inc.&#160;</td>
			<td>MB5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply Interface for Activity Monitor&#160;</td>
			<td>TriKinetics Inc.&#160;</td>
			<td>PSIU24</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass 80 x 5 mm tubes for Activity Monitor (100)</td>
			<td>TriKinetics Inc.&#160;</td>
			<td>PGT 5x80</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMsystemMB1v6x Data Acquisitions Software for Macintonsh OSX (Intel)</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/">www.trikinetics.com</a></td>
			<td></td>
			<td>free download</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan 108x software for Macintosh</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/">www.trikinetics.com</a></td>
			<td></td>
			<td>free download</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip).</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/">www.trikinetics.com</a></td>
			<td></td>
			<td>free download</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/">www.trikinetics.com</a></td>
			<td></td>
			<td>free download</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zeiss Stemi 2000C- Stereo Microscope</td>
			<td>Spectra Services</td>
			<td>SP-STEMI2000C-BS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon Dioxide</td>
			<td>Maine Oxy</td>
			<td></td>
			<td>anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly Pad</td>
			<td>Genesee</td>
			<td>59-114</td>
			<td>surface for sorting anaesthetized flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush&#160;</td>
			<td>Winsor &#38; Newton</td>
			<td>#2 ROUND</td>
			<td>or similar, used for sorting anaesthetized flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk Screen Printing Mesh (160)</td>
			<td>msj-gallery.com</td>
			<td>SM160W63-3YD</td>
			<td>pore sized used in this protocol was ~ 0.1 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tegosept</td>
			<td>Genesee</td>
			<td>20-258</td>
			<td>preservative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol (190proof)</td>
			<td>Pharmco</td>
			<td>111000190</td>
			<td>used to dissolve Tegosept</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 oz Square Bottom Bottle (PP)</td>
			<td>Genesee</td>
			<td>32-130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Flugs&#34; for Plastic Fly bottles</td>
			<td>Genesee</td>
			<td>49-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Vials, Wide (PS)</td>
			<td>Genesee</td>
			<td>32-117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flugs for wide plastic vials</td>
			<td>Genesee</td>
			<td>49-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yellow Degerminated Corn Meal</td>
			<td>Gold Medal</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila agar</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>FLY 8020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baker&#39;s Yeast - Red Star</td>
			<td>King Arthur Flour</td>
			<td>1270</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Granulated Sugar - Extra Fine</td>
			<td>Domino</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measurement of larval activity in the drosophila activity monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

Abbildung 1 zeigt die Ergebnisse einer Untersuchung der Temperaturantwortsteuer dritten Larvenstadium, w 1118, mit der Überwachungsvorrichtung, um Unterschiede in Larvenfortbewegung bei sieben verschiedenen Temperaturen ermitteln. Larven wurden gewaschen und in der DAM-Aktivität Vorrichtung platziert, wie oben beschrieben, und in einem Inkubator auf die gewünschte Temperatur eingestellt war. Die Vorrichtung wurde dann auf die Umwelt für 5 Minuten akklimatisieren, bevor die Aufnahme beginn...

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Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

Die Messung der Aktivität in der Larven<em&gt; Drosophila</em&gt; Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

9.2K Aufrufe.  University of New England. This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.