המחברים מבקשים להודות הקומדי Ligue contre l&#39;épilepsie (כדי MA-L), Institut National de la Santé et de la משוכלל ונדיר Medicale גרנט Avenir R12087FS (כדי FJ), להעניק מהאוניברסיטה של ​​מונפלייה (כדי FJ) ומענק מהפדרציה לשפוך Cerveau le sur la משוכלל ונדיר (כדי NM). אנו מכירים את העזרה הטכנית של Chrystel Lafont בבית IPAM במתקן פלטפורמת הליבה הדמיה vivo של מונפלייה. אנו מודים גם מרי Vernov (Weill Cornell Medical College) להגהה את כתב היד.

עכברים מותר גישה כרצונך למזון, מים, ומתוחזק על מחזור אור כהה 12-hr. כל הנהלים הקשורים בחיות מעבדה תאמו לאומי וחוקים אירופיים אושרו על ידי משרד צרפתית לחינוך ולמחקר מדעי (CEEA-LR-00,651-01). בסך הכל מהונדס 6 5xFAD ו wildtype להמלטה 4 (WT) עכברים שליטים שמש לצורך הליך זה. 1. הכנה טרום ניתוחית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Intraperitoneally (IP) להזריק methoxy-X04 (10 מ&quot;ג / ק&quot;ג) 48 שעות לפני הניתוח לתייג פיקדונות Aβ 11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן מלאכותי הנוזל השדרתי סטרילי (aCSF) (120 mM NaCl, 26.2 מ&quot;מ 3 NaHCO, 2.5 KCl מ&quot;מ, 1 מ&quot;מ לאא 2 4 PO, 1.3 מ&quot;מ MgCl 2, 10 גלוקוז מ&quot;מ; בועה עם 95% O 2/5% CO 2 לפני הוספת 2.5 מ&quot;מ CaCl 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר כלים כירורגיים (מספריים, מלקחיים, סכין גילוח מקדח), באמצעות חיטוי או מעקר חרוז חם לפני ספטיתכִּירוּרגִיָה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את צלחת ספסל מיקרוסקופ כירורגי עם 70% אתנול ו מכסה במגבת סופגת נקיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק קטמין / xylazine (75 מ&quot;ג / ק&quot;ג ו -10 מ&quot;ג / ק&quot;ג, בהתאמה) ואת ketoprofen כאבים IP (2.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את הרמה המתאימה של הרדמה בצביטות כפה או זנב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משחת עיניים סטריליות לעיניים לגלח את הפרווה (אף לאוזניים) תוך הימנעות השפם. קרם מקריח יכול לשמש עוד הוא ואחריו שטיפה בזהירות במים על מנת למנוע גירוי בעור. לגלח את הפרווה הנותרים עם סכין גילוח. לעקר את העור עם פתרון חיטוי-יוד povidone. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר תחת מיקרוסקופ המשקפת ולעשות חתך בעור מהאוזניים אל האף. משוך את העור לצדדים לחשוף את הגולגולת. לחתוך את periosteum שוב ושוב לשטוף את הגולגולת עם aCSF סטרילי לעצור דימום אפשרי. </li></ol> 2. תיוג כלי הדם ואת דליל גולגולתהכנת חלונות (40 דקות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את משחת עיניים עם קצה כותנה. החל ירידה של הרדמת עיניים אקטואלית (tetracaine 1%) בעדינות ללחוץ על העור סביב ארובת העין כדי להשיג בליטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק isothiocyanate והעמסת (FITC) מצומדות עם Dextran (70 KDA) (100 מ&quot;ג / ק&quot;ג או 50 μl של פתרון 50 מ&quot;ג / מ&quot;ל; מחט אינסולין תת עורי) בסינוס רטרו מסלולית הנוהל המתואר על ידי ירדני ועמיתיו 12. החל משחת עיניים סטריליות לעיניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא כי העור הוא חזר בו הגולגולת היא נקיה ויבשה מסביב לאזור ההדמיה שנבחר. למרוח כמות קטנה של דבק cyanoacrylic סביב החלון של ראש מכשיר הר (מורכב להבים כתער מוערם, ראה איור 1), ודבק סביב אזור היעד הפעלה לחץ עדין במשך כמה שניות 10. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משוך את הקצוות של העור אל קצה החלון של ראש מכשיר הר, מוודא את האזוריָבֵשׁ. אבטח את העור ואת קצה החלון עם כמות קטנה של דבק cyanoacrylic כיתת וטרינרים ולחכות עד יבש (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Secure חיה בשלב השימוש בהתקן ראש ההר. לשטוף עם aCSF סטרילי ולהבטיח כי גם בין העור לבין התקן ראש ההר אטום לחלוטין. עוטף את העכבר בשמיכת הישרדות לשמור טמפרטורה נורמלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע דליל של הגולגולת בתמיסת aCSF כפי שתוארו לעיל 10. ראוי לציין, כי הקרקפת לא הוסרה לחלוטין. באופן קבוע לשנות את aCSF כדי לנקות פסולת עצם כדי למנוע התחממות יתר של רקמות. כל פסולת עצם נותרת ניתן להסיר עם פחזניות אוויר קצרות. פתרון aCSF גם פוחת ויברציות שנוצרו על ידי קידוח. הערה: עכבר גולגולת העובי משתנה בין 80 ל 150 מיקרומטר בהתאם לגיל של החיה ואת האזור של עניין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מקדח שיניים (במהירות בינונית וכן בר 0.7 מ&quot;מ) להתחיל לדלל את פני הגולגולת באזור 1.0 מ&quot;מ קוטר באמצעות במקביל תנועה אנכי קבוע לגולגולת ולהסיר את רוב העצם הספוגי (ראשון 40 - 70 מיקרומטר). לזכור להחליף aCSF כל 20-30 שניות ולהגביל קידוח רצוף 3-4 שניות. שימו לב תפרי העצם קרוב vascularized מאוד. החל aCSF presoaked gelfoam לעצור דימום הסופי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש סכין microsurgical עיני הפנויה חד להמשיך עם הדילול של הגולגולת, נזהר שלא להפעיל לחץ מוגזם. האזור האחרון הוא של כ -0.5 מ&quot;מ בקוטר בעובי של 20 - 35 מיקרומטר. הערה: בשל עצם לצמיחה מחודש וצלקות, יש צורך עוד דקת החלון בכל פגישת הדמיה. </li></ol> שני פוטונים 3. מיקרוסקופי (45 דקות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת הצורך, להזריק עם קטמין 19 מ&quot;ג / ק&quot;ג לשמור הרדמה נאותה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את העכבר (מקובע בשלב headmount) תחת מיקרוסקופ לייזר שני פוטונים. באמצעות obj טבילה במים 20Xective עם צמצם מספרי של 1.0, לאתר את חלון גולגולתי הדליל במרכז השדה האופטי באמצעות מנורת EPI-ניאון. ודא כי המטרה היא שקועה תמיד aCSF. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל סריקת לייזר עם לייזר פעמו נעול במצב (680-1040nm Ti-ספיר). גדר גל עירור ב 750 ננומטר לזהות את הקרינה הנפלטת של methoxy-XO4 ו FITC-dextran באפיקים הכחולים וירוקים בהתאמה. הערה: יש המיקרוסקופ שני מפצלי קרן ב 506 ננומטר ו 555 ננומטר. אור כחול הוא נתפס על ידי גלאי NDD המצוידת במסנן ננומטר 470 ± 12. אור ירוק הוא נתפס על ידי גלאי Gaasp רגישות גבוהה המצוידת במסנן ננומטר 525 ± 25. כוח הליזר המקסימאלי נפלט המטרה לא יעלה על 10 mW כדי למנוע ניזק לרקמות נגרם ליזר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רוכש ערימה בהגדלה נמוכה (500 מיקרומטר x 500 מיקרומטר, 512 x 512 פיקסלים; 2 מיקרומטר צעד) בשעת זום מספרי 0.7x ליצור מפת 3D עבור relocalization המדויק של ROIב מאוחר יותר נקודות זמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רוכש פסיפס של 4 תמונות בהגדלה גבוהות דיגיטליות עם זום מספרי 2X (200 מיקרומטר x 200 מיקרומטר, 512 x 512 פיקסלים; 1 מיקרומטר צעד). השימוש בתוכנת ההדמיה להזיז את החלון 200 מיקרומטר צעדים כדי ללכוד כל האזורים. עומק הערימות הוא בדרך כלל 250 מיקרומטר, החל משטח pial בכל תמונה של הפסיפס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני הסרת העכבר המיקרוסקופ, לצלם תמונה או לעשות מפה 2D מצוירת ביד של כלי הדם pial עבור relocalization העתיד של בתחום ההדמיה. </li></ol> שחזור 4. מחדש הדמיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את ההתקן הר הראש ידי החלת גרירה תוך כדי לחיצה על הגולגולת מתחת. אם כל דבק נשאר מחובר הגולגולת או העור, לגרד אותו בזהירות עם מלקחיים בסדר. לתפור את הקרקפת ומניח את העכבר בכלוב מחומם לפקח התאוששות מן ההרדמה לפני החזרתו לכלוב בבית. החל משחה אנטיביוטית אקטואלי תפר ולהזריק ketoprofen (2.5 מ&quot;ג / ק&quot;ג) אניP הבאה 2 ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבי 1.1 כדי 2.5 עבור הפעלות הדמיה חוזרות ונשנות. במידת הצורך, לגלח את העצם עם להב microsurgical על מנת להבטיח איכות אופטימלית של התמונה. הערה: דילול נוסף עם מקדח השיניים עשויה להיות נחוצה כאשר המרווח בין פגישות הדמיה הוא יותר מחודש אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקם את העכבר מתחת למיקרוסקופ באמצעות אור epifluorescent לפי מפת 2D של כלי הדם pial שנלקחו במפגש הקודם (שלב 3.6). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל סריקת ליזר שני פוטונים ולהתאים במת מיקרוסקופ כדי להשיג יישור בקנה המידה מיקרומטר באמצעות מפת 3D שהושגה בשלב 3.4. המשך הדמיה מפורטת כמתואר בשלב 3.5. </li></ol> 5. לאחר רכישת ניתוח לשיקום תמונה תלת ממדי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השג שחזורים תלת ממדי של כלי הדם ואת תצהירים עמילואיד באמצעות תוכנת ניתוח תמונת 3D כגון Imaris (גרסה בשימוש 8.0 ו 7.7.2). </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש תוסף Layer לנרמל בתפריט עיבוד תמונת משנה שינוי בניגוד להשיג ניגודיות אידיאלי של שני הערוצים בעומק כולו ערימת התמונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את התמונות מאותו האזור בכל נקודות הזמן בו זמנית תמיד לעבד אותם במקביל על מנת להשוות את בנקודות הזמן השונות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כלי מעקב באמצעות מודול נותב נימה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקש על סמל הנימה ליצור נימה חדשה, לדלג על נותב האוטומטי לבחור את השיטה האוטומטית הנתיב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הקפד הערוץ הנבחר תואם את תמונת כלי דם באמצעות הפונקציה הנבחרת של המצביע, לחץ על הסתעפות כלי שיט נשמרת ברחבי הפעלות ההדמיה תוך כדי הלחיצה על מקשי shift + בקרה כדי לקבוע נקודת התחלה. השתמש בפונקציה הנבחרת של המצביע ולחץ תוך החזקת מקש Shift כדי לבחור את נקודות הקצה של החוטים. הערה: השוואת obtaiשלדים נדים יציגו שינויים מבניים של כלי הדם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע מטוס על ידי ניתוח מטוס כדי לעקוב אחר לוחות חדשים. החל מודול משטח לערוץ הכחול למעקב אחר את היווצרות הפלאק Aβ. הקש על סמל השטח כדי ליצור משטח חדש להמשיך ביצירת המשטח האוטומטית. השתמש בשיטת thresholding להגדיר ולחסר את אות הרקע. בתפריט הנתונים הסטטיסטיים מספק ביחס נתונים על פני השטח של פיקדונות עמילואיד הפרט. </li></ol>

<ol>
	<li>Harb, R., Whiteus, C., Freitas, C., Grutzendler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+cerebral+microvascular+plasticity+from+birth+to+death.">In vivo imaging of cerebral microvascular plasticity from birth to death.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 33 (1), 146-156 (2013).</li><li>Whiteus, C., Freitas, C., Grutzendler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perturbed+neural+activity+disrupts+cerebral+angiogenesis+during+a+postnatal+critical+period.">Perturbed neural activity disrupts cerebral angiogenesis during a postnatal critical period.</a> Nature. 505 (7483), 407-411 (2014).</li><li>Masamoto, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microvascular+sprouting,+extension,+and+creation+of+new+capillary+connections+with+adaptation+of+the+neighboring+astrocytes+in+adult+mouse+cortex+under+chronic+hypoxia.">Microvascular sprouting, extension, and creation of new capillary connections with adaptation of the neighboring astrocytes in adult mouse cortex under chronic hypoxia.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 34 (2), 325-331 (2014).</li><li>Marchi, N., Lerner-Natoli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebrovascular+remodeling+and+epilepsy.">Cerebrovascular remodeling and epilepsy.</a> Neuroscientist. 19 (3), 304-312 (2013).</li><li>Giannoni, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebrovascular+pathology+during+the+progression+of+experimental+Alzheimer's+disease.">Cerebrovascular pathology during the progression of experimental Alzheimer's disease.</a> Neurobiol Dis. 88, 107-117 (2016).</li><li>Kimbrough, I. F., Robel, S., Roberson, E. D., Sontheimer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+amyloidosis+impairs+the+gliovascular+unit+in+a+mouse+model+of+Alzheimer's+disease.">Vascular amyloidosis impairs the gliovascular unit in a mouse model of Alzheimer's disease.</a> Brain. 138 (Pt 12), 3716-3733 (2015).</li><li>Herzig, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abeta+is+targeted+to+the+vasculature+in+a+mouse+model+of+hereditary+cerebral+hemorrhage+with+amyloidosis.">Abeta is targeted to the vasculature in a mouse model of hereditary cerebral hemorrhage with amyloidosis.</a> Nat Neurosci. 7 (9), 954-960 (2004).</li><li>Oakley, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraneuronal+beta-amyloid+aggregates,+neurodegeneration,+and+neuron+loss+in+transgenic+mice+with+five+familial+Alzheimer's+disease+mutations:+potential+factors+in+amyloid+plaque+formation.">Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation.</a> J Neurosci. 26 (40), 10129-10140 (2006).</li><li>Liston, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+glucocorticoid+oscillations+promote+learning-dependent+synapse+formation+and+maintenance.">Circadian glucocorticoid oscillations promote learning-dependent synapse formation and maintenance.</a> Nat Neurosci. 16 (6), 698-705 (2013).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nat Protoc. 5 (2), 201-208 (2010).</li><li>Klunk, W. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Abeta+plaques+in+living+transgenic+mice+with+multiphoton+microscopy+and+methoxy-X04,+a+systemically+administered+Congo+red+derivative.">Imaging Abeta plaques in living transgenic mice with multiphoton microscopy and methoxy-X04, a systemically administered Congo red derivative.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 61 (9), 797-805 (2002).</li><li>Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retro-orbital+injections+in+mice.">Retro-orbital injections in mice.</a> Lab Anim (NY). 40 (5), 155-160 (2011).</li><li>Cao, V. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+two-photon+imaging+of+experience-dependent+molecular+changes+in+cortical+neurons.">In vivo two-photon imaging of experience-dependent molecular changes in cortical neurons.</a> J Vis Exp. (71), (2013).</li><li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+term,+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window.">Long term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nat Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li><li>Heppner, F. L., Ransohoff, R. M., Becher, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immune+attack:+the+role+of+inflammation+in+Alzheimer+disease.">Immune attack: the role of inflammation in Alzheimer disease.</a> Nat Rev Neurosci. 16 (6), 358-372 (2015).</li><li>Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+thin-skull+window+technique+for+chronic+two-photon+in+vivo+imaging+of+murine+microglia+in+models+of+neuroinflammation.">A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation.</a> J Vis Exp. (43), (2010).</li><li>Joseph-Mathurin, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amyloid+beta+immunization+worsens+iron+deposits+in+the+choroid+plexus+and+cerebral+microbleeds.">Amyloid beta immunization worsens iron deposits in the choroid plexus and cerebral microbleeds.</a> Neurobiol Aging. 34 (11), 2613-2622 (2013).</li><li>Sadowski, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+prion+amyloid+deposits+in+vivo.">Targeting prion amyloid deposits in vivo.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 63 (7), 775-784 (2004).</li></ol>

אין מחברים אינטרסים כלכליים מתחרים.

הטכניקה פתוחה הגולגולת עבור in vivo שני פוטונים במיקרוסקופ מציעה את היתרון של הפעלות הדמיה בלתי מוגבלות של שדות הדמיה גדולים 13,14. עם זאת, הטכניקה הזו גם מייצרת דלקת באזור של עניין 14, לעתים קרובות לא תואם או להשפיע נוירו-וסקולרית לקריאה פסקי 15. תהפוך...

בכלי הדם במוח הוא מבנה רב תאי, אשר מבחינה אנטומית והן מבחינה תפקודית מצמיד את הנוירונים. שיפוץ דינמי של כלי מתרחש לאורך התפתחות המוח במהלך ההתקדמות של פתולוגיות של מערכת העצבים המרכזית (CNS) 1,2. מקובל כי נזק מוחי הוא סימן ההיכר של כמה מחלות של מערכת העצבים המרכזית, כולל אפילפסיה, מחלת אלצהיימר (AD), פגיעה מוחית טראומטית דלקת המוח 3,4. לכן, מעקב אחר שינויי דם במוח in vivo הופך משמעותי כאשר דוגמנות מחלות מערכת עצבים מרכזיות, מהופעה ולתוך שלבים כרוניים. כמו שינויים דם במוח לעיתים קרובות להתקיים בו זמנית עם נזק עצבי או פלסטיות, הדמיה של כלי הדם-נוירו מייצג נקודת כניסה המפתח לפענח פתופיזיולוגיה מחלה של מערכת העצבים המרכזית. פרוטוקול זה מתאר הליך שני פוטונים אורכי מבוסס לעקוב אחר השיפוץ של cerebrovasculature במודל של עכברים שללספירה, פתולוגיה מתקדמת בסימן פגמים כלי דם במוח על כלי קליבר גדולים וקטנים בשל בתצהיר פלאק amyloidogenic 5-7. הליך זה מאפשר הדמיה של פיקדונות עמילואיד ומעקב על המצב וצמיחה שלהם ביחס שיפוץ העצבים וכלי הדם לאורך מהלך המחלה. צבעי ניאון ויטל מוזרקים לפני כל פגישה הדמיה הדמיה של הפלאק cerebrovasculature ו עמילואיד בעכברים לספירה מהונדס 8. פגישות הדמיה חוזרות של ROI דרך חלון transcranial הגולגולת דליל אינן פולשני ואת שיטת הבחירה להעריך שיפוץ עצבים וכלי דם במוח עכבר חיים 2,5,9,10. ההליך שלהלן מתאר את הפרוטוקול כירורגית, רכישת תמונה ועיבוד. ההתקדמות מוקדם של angiopathy עמילואיד מוחות (CAA) בעיקר leptomeningeal הגדול arterioles חודר מאופיינת.

<table><tbody><tr><td>methoxy-X04</td><td>tocris</td><td>4920</td><td>use 10 mg/kg</td></tr><tr><td>FITC-Dextran 70 Kda</td><td>sigma</td><td>46945</td><td>use 100 mg/kg</td></tr><tr><td>gelfoam/Bloxang</td><td>Bausch and Lomb</td><td></td><td></td></tr><tr><td>micorsurgical blade</td><td>surgistar</td><td>6900</td><td>must be sharp and not dented</td></tr><tr><td>povidone-iodine</td><td>betadine</td><td></td><td>antisceptic solution</td></tr><tr><td>binocular stereomicroscope</td><td>olympus</td><td>SX10</td><td>optimal image contrast is crucial for this procedure</td></tr><tr><td>2-photon microscope</td><td>zeiss</td><td></td><td>Zeiss LSM 710mp</td></tr><tr><td>fine scissors-toughcut</td><td>Fine science tools</td><td>14058-09</td><td>this scissors are optimized for cutting skin and soft tissue</td></tr></tbody></table>

longitudinal in vivo imaging of the cerebrovasculature: relevance to cns diseases

שיפוץ של כלי הדם במוח הוא תכונה נפוצה של פתולוגיות במוח. בשנת vivo טכניקות הדמיה הן יסוד לזהות פלסטיות כלי דם במוח או קר ניזק שעות נוספות ביחס פעילות עצבית או זרימת דם. במיקרוסקופיה שני הפוטונים vivo מאפשר לימוד של פלסטיות מבנית ותפקודית של יחידות סלולר גדולה המוח החי. בפרט, הכנת חלון הגולגולת הדלילה מאפשרת ההדמיה של אזורים בקליפת המוח של עניין (ROI) ללא גרימת דלקת מוח משמעותית. פגישות הדמיה חוזרות ונשנות של ROI קליפת המוח הן ריאליות, מתן האפיון של סימני היכר מחלה לאורך הזמן במהלך ההתקדמות של מחלות מערכת עצבים מרכזיות רבות. טכניקה זו גישת מבני pial בתוך 250 מיקרומטר של המוח מסתמכת על זיהוי של בדיקות ניאון המקודדים על ידי סמנים תאיים גנטיים ו / או צבעים חיוניים. האחרון (למשל, dextrans הניאון) משמש כדי למפות את לומיןתא אל מבני כלי דם במוח. רלוונטי הפרוטוקול המתואר במסמך זה שימוש סמן in vivo של פיקדונות עמילואיד, methoxy-O4, להעריך מחלת אלצהיימר התקדמות (AD). כמו כן, אנו מתארים את עיבוד תמונה שלאחר הרכישה להשתמש כדי לעקוב אחר שינויים בכלי דם תצהירים עמילואיד. תוך התמקדות כיום על מודל של מחלת אלצהיימר, פרוטוקול המתואר רלוונטי הפרעות CNS אחרים בהם שינויים מוחי פתולוגי להתרחש.

פרוטוקול זה מתאר שיטה לדמיין את השעות הנוספות cerebrovasculature ופיקדונות עמילואיד. צבעי ניאון הוזרקו לתייג תצהירים עמילואיד (methoxy-XO4) 11 וכדי למלא את לומן כלי דם במוח (FITC-dextran) 1. מודולי תוכנה לניתוח תמונת 3D שמש כדי ליצור תמונות 3D של שדה קבוע מבט שנת...

Watch this Scientific Journal Video about Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases at JoVE.com

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

כתב יד זה מתאר הליך לעקוב אחר השיפוץ של cerebrovasculature במהלך הצטברות פלאק עמילואיד in vivo באמצעות שני פוטונים במיקרוסקופ אורך. הכנה הגולגולת דליל מאפשר הדמיה של צבעי ניאון כדי להעריך את התקדמות הנזק כלי דם במוח במודל של עכברים של מחלת אלצהיימר.

אֹרכִּי<em&gt; In vivo</em&gt; הדמיה של Cerebrovasculature: רלוונטיות למחלות של מערכת העצבים המרכזית

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

longitudinal-vivo-imaging-cerebrovasculature-relevance-to-cns

Research

JoVE Journal

Medicine

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

7.1K Views.  Institute of Functional Genomics.  כתב יד זה מתאר הליך לעקוב אחר השיפוץ של cerebrovasculature במהלך הצטברות פלאק עמילואיד in vivo באמצעות שני פוטונים במיקרוסקופ אורך. הכנה הגולגולת דליל מאפשר הדמיה של צבעי ניאון כדי להעריך את התקדמות הנזק כלי דם במוח במודל של עכברים של מחלת אלצהיי?...

Video: Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Non-invasive Parenchymal, Vascular and Metabolic High-frequency Ultrasound and Photoacoustic Rat Deep Brain Imaging

Photoacoustics and high frequency ultrasound stands out as powerful tools for neurobiological applications enabling high-resolution imaging on the central nervous system of small animals. However, transdermal and transcranial neuroimaging is frequently affected by low sensitivity, image aberrations and loss of space resolution, requiring scalp or even skull removal before imaging. To overcome this challenge, a new protocol is presented to gain significant insights in brain hemodynamics by photoacoustic and high-frequency ultrasounds imaging with the animal skin and skull intact. The procedure relies on the passage of ultrasound (US) waves and laser directly through the fissures that are naturally present on the animal cranium. By juxtaposing the imaging transducer device exactly in correspondence to these selected areas where the skull has a reduced thickness or is totally absent, one can acquire high quality deep images and explore internal brain regions that are usually difficult to anatomically or functionally describe without an invasive approach. By applying this experimental procedure, significant data can be collected in both sonic and optoacoustic modalities, enabling to image the parenchymal and the vascular anatomy far below the head surface. Deep brain features such as parenchymal convolutions and fissures separating the lobes were clearly visible. Moreover, the configuration of large and small blood vessels was imaged at several millimeters of depth, and precise information were collected about blood fluxes, vascular stream velocities and the hemoglobin chemical state. This repertoire of data could be crucial in several research contests, ranging from brain vascular disease studies to experimental techniques involving the systemic administration of exogenous chemicals or other objects endowed with imaging contrast enhancement properties. In conclusion, thanks to the presented protocol, the US and PA techniques become an attractive noninvasive performance-competitive means for cortical and internal brain imaging, retaining a significant potential in many neurologic fields.

The present work describes a new protocol to perform non-invasive high-frequency ultrasound and photoacoustic based imaging on rat brain, to efficiently visualize deep subcortical regions and their vascular patterns by directing signals on skull foramina naturally present on animal cranium.

רקמת ריאה, כלי דם וחילוף חומרים בתדר גבוהים לא פולשני אולטראסאונד וphotoacoustic עכברוש Deep Brain Imaging

Photoacoustics and high frequency ultrasound stands out as powerful tools for neurobiological applications enabling high-resolution imaging on the central ...

Neuroscience

Quantification of Cerebral Vascular Architecture using Two-photon Microscopy in a Mouse Model of HIV-induced Neuroinflammation

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic neuroinflammatory state within the central nervous system (CNS), thought to be driven principally by virally-mediated activation of microglia and brain resident macrophages. HIV-1 infection is also accompanied by changes in cerebrovascular blood flow (CBF), raising the possibility that HIV-associated chronic neuroinflammation may lead to changes in CBF and/or in cerebral vascular architecture. To address this question, we have used a mouse model for HIV-induced neuroinflammation, and we have tested whether long-term exposure to this inflammatory environment may damage brain vasculature and result in rarefaction of capillary networks. In this paper we describe a method to quantify changes in cortical capillary density in a mouse model of neuroinflammatory disease (HIV-1 Tat transgenic mice). This generalizable approach employs in vivo two-photon imaging of cortical capillaries through a thin-skull cortical window, as well as ex vivo two-photon imaging of cortical capillaries in mouse brain sections. These procedures produce images and z-stack files of capillary networks, respectively, which can be then subjected to quantitative analysis in order to assess changes in cerebral vascular architecture.

This paper describes a method by which the vascular architecture in the brain can be quantified using in vivo and ex vivo two-photon microscopy.

כימות של מוחין ארכיטקטורת כלי דם באמצעות מיקרוסקופ שני פוטונים במודל עכבר של neuroinflammation המושרה HIV

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic ...

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of motor and cognitive disabilities. Its high prevalence poses a serious health burden, as stroke is among the principal causes of long-term disability and death worldwide1. Recovery of neuronal function is, in most cases, only partial. So far, treatment options are very limited, in particular due to the narrow time window for thrombolysis2,3. Determining methods to accelerate recovery from stroke remains a prime medical goal; however, this has been hampered by insufficient mechanistic insights into the recovery process. Experimental stroke researchers frequently employ rodent models of focal cerebral ischemia. Beyond the acute phase, stroke research is increasingly focused on the sub-acute and chronic phase following cerebral ischemia. Most stroke researchers apply permanent or transient occlusion of the MCA in mice or rats. In patients, occlusions of the MCA are among the most frequent causes of ischemic stroke4. Besides proximal occlusion of the MCA using the filament model, surgical occlusion of the distal MCA is probably the most frequently used model in experimental stroke research5. Occlusion of a distal (to the branching of the lenticulo-striate arteries) MCA branch typically spares the striatum and primarily affects the neocortex. Vessel occlusion can be permanent or transient. High reproducibility of lesion volume and very low mortality rates with respect to the long-term outcome are the main advantages of this model. Here, we demonstrate how to perform a chronic cranial window (CW) preparation lateral to the sagittal sinus, and afterwards how to surgically induce a distal stroke underneath the window using a craniotomy approach. This approach can be applied for sequential imaging of acute and chronic changes following ischemia via epi-illuminating, confocal laser scanning, and two-photon intravital microscopy.

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Surgical occlusion of a distal middle cerebral artery branch (MCAo) is a frequently used model in experimental stroke research. This manuscript describes the basic technique of permanent MCAo, combined with the insertion of a lateral cranial window, which offers the opportunity for longitudinal intravital microscopy in mice.

הכנת חלון גולגולת כרוני לרוחב מאפשרת<em&gt; In vivo</em&gt; תצפית בעקבות העורקים התיכון ספיגה מוחין דיסטלי של עכברים

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of ...

Simultaneous Evaluation of Cerebral Hemodynamics and Light Scattering Properties of the In Vivo Rat Brain Using Multispectral Diffuse Reflectance Imaging

The simultaneous evaluation of cerebral hemodynamics and the light scattering properties of in vivo rat brain tissue is demonstrated using a conventional multispectral diffuse reflectance imaging system. This system is constructed from a broadband white light source, a motorized filter wheel with a set of narrowband interference filters, a light guide, a collecting lens, a video zoom lens, and a monochromatic charged-coupled device (CCD) camera. An ellipsoidal cranial window is made in the skull bone of a rat under isoflurane anesthesia to capture in vivo multispectral diffuse reflectance images of the cortical surface. Regulation of the fraction of inspired oxygen using a gas mixture device enables the induction of different respiratory states such as normoxia, hyperoxia, and anoxia. A Monte Carlo simulation-based multiple regression analysis for the measured multispectral diffuse reflectance images at nine wavelengths (500, 520, 540, 560, 570, 580, 600, 730, and 760 nm) is then performed to visualize the two-dimensional maps of hemodynamics and the light scattering properties of the in vivo rat brain.

Simultaneous Evaluation of Cerebral Hemodynamics and Light Scattering Properties of the In Vivo Rat Brain Using Multispectral Diffuse Reflectance Imaging

The simultaneous evaluation of cerebral hemodynamics and the light scattering properties of in vivo rat brain tissue is demonstrated using a conventional multispectral diffuse reflectance imaging system.

הערכה סימולטנית של המודינמיקה מוחית ופיזור תכונות אור של<em&gt; In vivo</em&gt; מוח עכברוש באמצעות הדמית החזרה המפוזרת Multispectral

The simultaneous evaluation of cerebral hemodynamics and the light scattering properties of in vivo rat brain tissue is demonstrated using a conventional ...

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues throughout the acute injury phase. In fact, endothelial cells appear to be the first to die after a contusive SCI. The early vascular events, including increased permeability of the blood-spinal cord barrier (BSCB), induce vasogenic edema and contribute to detrimental secondary injury events caused by complex injury mechanisms. Targeting the vascular disruption, therefore, could be a key strategy to reduce secondary injury cascades that contribute to histological and functional impairments after SCI. Previous studies were mostly performed on postmortem samples and were unable to capture the dynamic changes of the vascular network. In this study, we have developed an in vivo duo-color two-photon imaging method to monitor acute vascular dynamic changes following contusive SCI. This approach allows detecting blood flow, vessel diameter, and other vascular pathologies at various sites of the same rat pre- and post-injury. Overall, this method provides an excellent venue for investigating vascular dynamics.

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

We introduce an in vivo imaging method using two different fluorescent dyes to track dynamic spinal vascular changes following a contusive spinal cord injury in adult Sprague-Dawley rats.

Vivo דואו-צבע שיטת הדמיה Dynamics כלי הדם בעקבות פגיעה בחוט השדרה Contusive

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues ...

Precise Brain Mapping to Perform Repetitive In Vivo Imaging of Neuro-Immune Dynamics in Mice

The central nervous system (CNS) is regulated by a complex interplay of neuronal, glial, stromal, and vascular cells that facilitate its proper function. Although studying these cells in isolation in vitro or together ex vivo provides useful physiological information; salient features of neural cell physiology will be missed in such contexts. Therefore, there is a need for studying neural cells in their native in vivo environment. The protocol detailed here describes repetitive in vivo two-photon imaging of neural cells in the rodent cortex as a tool to visualize and study specific cells over extended periods of time from hours to months. We describe in detail the use of the grossly stable brain vasculature as a coarse map or fluorescently labeled dendrites as a fine map of select brain regions of interest. Using these maps as a visual key, we show how neural cells can be precisely relocated for subsequent repetitive in vivo imaging. Using examples of in vivo imaging of fluorescently-labeled microglia, neurons, and NG2+ cells, this protocol demonstrates the ability of this technique to allow repetitive visualization of cellular dynamics in the same brain location over extended time periods, that can further aid in understanding the structural and functional responses of these cells in normal physiology or following pathological insults. Where necessary, this approach can be coupled to functional imaging of neural cells, e.g., with calcium imaging. This approach is especially a powerful technique to visualize the physical interaction between different cell types of the CNS in vivo when genetic mouse models or specific dyes with distinct fluorescent tags to label the cells of interest are available.

This protocol describes a chronic cranial window implantation technique that can be used for longitudinal imaging of neuro-glio-vascular structures, interactions, and function in both healthy and diseased conditions. It serves as a complementary alternative to the transcranial imaging approach that, while often preferred, possesses some critical limitations.

מיפוי המוח מדויק לבצע חוזרות ונשנות של הדמיה Vivo של נוירודינמיקה החיסונית בעכברים

The central nervous system (CNS) is regulated by a complex interplay of neuronal, glial, stromal, and vascular cells that facilitate its proper function. ...

Immunology and Infection

In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy

Cerebrospinal fluid (CSF) flow in rodents has largely been studied using ex vivo quantification of tracers. Techniques such as two-photon microscopy and magnetic resonance imaging (MRI) have enabled in vivo quantification of CSF flow but they are limited by reduced imaging volumes and low spatial resolution, respectively. Recent work has found that CSF enters the brain parenchyma through a network of perivascular spaces surrounding the pial and penetrating arteries of the rodent cortex. This perivascular entry of CSF is a primary driver of the glymphatic system, a pathway implicated in the clearance of toxic metabolic solutes (e.g., amyloid-&#946;). Here, we illustrate a new macroscopic imaging technique that allows real-time, mesoscopic imaging of fluorescent CSF tracers through the intact skull of live mice. This minimally-invasive method facilitates a multitude of experimental designs and enables single or repeated testing of CSF dynamics. Macroscopes have high spatial and temporal resolution and their large gantry and working distance allow for imaging while performing tasks on behavioral devices. This imaging approach has been validated using two-photon imaging and fluorescence measurements obtained from this technique strongly correlate with ex vivo fluorescence and quantification of radio-labeled tracers. In this protocol, we describe how transcranial macroscopic imaging can be used to evaluate glymphatic transport in live mice, offering an accessible alternative to more costly imaging modalities.

Transcranial optical imaging allows wide-field imaging of cerebrospinal fluid transport in the cortex of live mice through an intact skull.

ב Vivo הדמיה של התחבורה נוזל שדרתי דרך הגולגולת העכבר ללא שינוי באמצעות זריחה מאקרוסקופיה

Cerebrospinal fluid (CSF) flow in rodents has largely been studied using ex vivo quantification of tracers. Techniques such as two-photon microscopy and ...

Ex Vivo Pressurized Hippocampal Capillary-Parenchymal Arteriole Preparation for Functional Study

From subtle behavioral alterations to late-stage dementia, vascular cognitive impairment typically develops following cerebral ischemia. Stroke and cardiac arrest are remarkably sexually dimorphic diseases, and both induce cerebral ischemia. However, progress in understanding the vascular cognitive impairment, and then developing sex-specific treatments, has been partly limited by challenges in investigating the brain microcirculation from mouse models in functional studies. Here, we present an approach to examine the capillary-to-arteriole signaling in an ex vivo hippocampal capillary-parenchymal arteriole (HiCaPA) preparation from mouse brain. We describe how to isolate, cannulate, and pressurize the microcirculation to measure arteriolar diameter in response to capillary stimulation. We show which appropriate functional controls can be used to validate the HiCaPA preparation integrity and display typical results, including testing potassium as a neurovascular coupling agent and the effect of the recently characterized inhibitor of the Kir2 inward rectifying potassium channel family, ML133. Further, we compare the responses in preparations obtained from male and female mice. While these data reflect functional investigations, our approach can also be used in molecular biology, immunochemistry, and electrophysiology studies.

The present manuscript details how to isolate hippocampal arterioles and capillaries from the mouse brain and how to pressurize them for pressure myography, immunofluorescence, biochemistry, and molecular studies.

Vivo לשעבר היפוקמאלקפיאל Arteriole הכנה למחקר פונקציונלי

From subtle behavioral alterations to late-stage dementia, vascular cognitive impairment typically develops following cerebral ischemia. Stroke and ...

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-scanning Endomicroscopy (pCLE) of Hippocampal Capillaries in Awake Mice

The goal of this protocol is to describe fiber-optic-bundle-coupled pre-clinical confocal laser-scanning endomicroscopy (pCLE) in its specific application to elucidate capillary blood flow effects during seizures, driven by mural cells. In vitro and in vivo cortical imaging have shown that capillary constrictions driven by pericytes can result from functional local neural activity, as well as from drug application, in healthy animals. Here, a protocol is presented on how to use pCLE to determine the role of microvascular dynamics in neural degeneration in epilepsy, at any tissue depth (specifically in the hippocampus). We describe a head restraint technique that has been adapted to record pCLE in awake animals, to address potential side-effects of anesthetics on neural activity. Using these methods, electrophysiological and imaging recordings can be conducted over several hours in deep neural structures of the brain.

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-scanning Endomicroscopy pCLE of Hippocampal Capillaries in Awake Mice

Whereas multiphoton imaging is only effective at limited depths from the tissue&#8217;s surface, it is possible to achieve 3 &#181;m resolution imaging at any depth via pCLE. Here, we present a protocol to conduct pCLE imaging to measure microvascular dynamics in the hippocampus of ictal and wild-type mice.

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-Scanning Endomicroscopy (pCLE) של נימי היפוקמפוס בעכברים ערים

The goal of this protocol is to describe fiber-optic-bundle-coupled pre-clinical confocal laser-scanning endomicroscopy (pCLE) in its specific application ...

<meta charset="utf8"></head><body>מודל מחט למחקרי ליקוי קוגניטיבי כלי דם בעכברים

A Mouse Model for Vascular Cognitive Impairment and Dementia Based on Needle-guided Asymmetric Bilateral Common Carotid Artery Stenosis

Vascular cognitive impairment and dementia (VCID) results from vascular brain injury. Given VCID&#39;s high incidence, which is expected to continue rising as the population ages, it is critical to establish a robust animal model for the disease. This paper presents a novel method of creating a mouse model of VCID that is based on asymmetric bilateral common carotid artery stenosis, which mimics human chronic cerebral hypoperfusion caused by carotid atherosclerosis.
Briefly, common carotid arteries (CCAs) are ligated to different gauge needles (32 G for the right CCA and 34 G for the left CCA) using 7-0 silk sutures followed by immediate needle removal. The remaining suture rings cause persistent blood flow reduction and long-term cognitive impairment associated with white matter injury, microinfarcts, and reactive gliosis, thus closely mimicking the pathogenesis of VCID. Importantly, in this needle model, the clinical representations do not revert with time, providing reliable long-term cognitive impairment. Moreover, the survival rate 24 weeks post surgery was 81.6%, which is higher compared to the other established models of VCID with a similar level of blood flow reduction.
Additional advantages include low material cost and compatibility with MRI to monitor brain injury in live animals since no metal is implanted. The main challenge in employing the needle model of VCID is the requirement for developing advanced surgical skills since mouse CCAs are less than 0.6 mm in diameter and are very fragile. High-quality visual representation of the surgery will thus help researchers to master this technique and advance our understanding of VCID, potentially leading to the development of novel therapeutic modalities to decrease the devastating cognitive decline associated with VCID.

<meta charset="utf8"></head><body>מודל עכבר לליקוי קוגניטיבי וסקולרי ודמנציה המבוסס על היצרות עורק צוואר משותף דו-צדדי אסימטרי מונחה מחט

The needle method of asymmetric bilateral common carotid artery stenosis is proposed to create a mouse model for vascular cognitive impairment and dementia. It results in longer-term outcomes compared to previously established models and is compatible with live MRI. Visual representation demonstrating the procedure provides guidance for mastering the surgery.

מודל עכבר לליקוי קוגניטיבי וסקולרי ודמנציה המבוסס על היצרות עורק צוואר משותף דו-צדדי אסימטרי מונחה מחט

Vascular cognitive impairment and dementia (VCID) results from vascular brain injury. Given VCID&#39;s high incidence, which is expected to continue ...

אֹרכִּי

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video