Name: avian semen collection by cloacal massage and isolation of dna from sperm
Uploaded: 2018-02-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Avian Semen Collection by Cloacal Massage and Isolation of DNA from Sperm at JoVE.com

אנו מודים חוזה Noguera לקבלת סיוע מוקדם עם עיסוי cloacal, ותמיכה ג'פרי Kittilson עבור המעבדה. עבודה זו נתמכה על ידי פרס ND EPSCoR FAR0022429 כדי BJH. עלויות הפרסום בנדיבות נתמכו על ידי NDSU במחלקה למדעי הביולוגיה.

פרוטוקול זה כרוך נושאים בעלי חוליות, אושרה על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים ועל שימוש הוועדה (IACUC) באוניברסיטת המדינה של צפון דקוטה.
1. זרע מהאוסף ציפור שיר באמצעות עיסוי cloacal
הערה: עיסוי Cloacal שיטת איסוף זרע יעיל על ציפורים reproductively פעילים בלבד, אך ניתן לבצע בהצלחה מחוץ לעונת הקינון במצבים המתאימים בשבי. פעילות הרבייה צריך להיקבע עבור היעד מינים לפני באמצעות עיסוי cloacal. ניתן להשתמש בטכניקה זו על ציפורי בר על לכידת או על ציפורים מוחזק בשבי.
<ol><li>החל זכר ציפור, (גידול בתנאי) לאחיזה של סיטרה ביד האחרת, להעביר את הציפור אל היד הדומיננטית עם הצד הגחון שלו נוגע כף היד (איור 1).<ol>
<li>ודא כי הראש של העוף הקרוב קצה לרוחב של כף היד. בקלילות לאבטח ראש וגוף באמצעות פינקי, טבעת, באצבעות. זה משאיר פתח וזנב של העוף חשוף.</li>
		<li>להשאיר את הרגליים של העוף רופף או בקלילות מאופקת באמצעות כף היד.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55324/55324fig1.jpg"> איור 1 : גריפ עבור עיסוי cloacal. הציפור מאובטח בקלילות ביד הדומיננטית עם הצד הגחון שלו נוגע את דקל ובראש מאובטח על ידי אצבע הזרת. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55324/55324fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<ol start="2"><li>למקם את דומיננטי האצבע והאגודל משני צדי בסוף נעלה קלואקה וצבטתי קלות את האצבעות יחד תוך הפעלת לחץ קל מאוד לכיוון הזנב ( איור 2). קלואקה אוורט, חשיפת רירית cloacal (ורוד פנימי). הערה: אם הציפור לא כיום לייצר זרע, בליטה cloacal יכול להיות קטן, קלואקה, קשה, אוורט. עם ניסיון, קל להבחין בין cloacas של הזכרים reproductively פעיל, לא פעיל5,11.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55324/55324fig2.jpg"> איור 2 : אצבע המיקום ואת בליטה cloacal. אוורט קלואקה על ידי הפעלת לחץ קל עד הסוף מעולה (א). ב זכר ציפורי שיר reproductively פעיל, ברור בליטה cloacal המשרד (B). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55324/55324fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>
<ol start="3"><li>עם היד הלא דומיננטית, במקום משטח של האצבע המורה על הצד הגבי של בסיס הזנב לייצב את היד, ולאחר מכן מקם קצה האגודל מתחת קלואקה everted. הערה: תמונה ממוזערת קצרה וחלקה הוא יתרון לביצוע עיסוי cloacal, מגן על הציפור מהפציעה.</li>
	<li>להזיז את האגודל-הדומיננטי עמוק, cranially עם לחץ בינוני, להישאר מתחת קלואקה קרבנותיו. המשך עד גומר הציפור. תלוי הפרט, זה בדרך כלל לוקח בין קווים 1 ו מספר עשרות.</li>
	<li>ברגע שהציפור גומר, לאסוף את הזרע צינור microhematocrit. חזור על עיסוי cloacal להשיג שופך מרובים. הערה: ציפורי שיר מ חום בהיר של זרע בדרך כלל יש עקביות עבה במקצת. חומרים בהיר או כהה הוצאת from קלואקה הן לא זרע, עשויים לזהם את דגימת הזרע. המראה של כמות קטנה של דם על קלואקה או מעורבת עם הזרע נגרמת בדרך כלל על ידי לחץ רב מדי בעיסוי.</li>
	<li>להפקת DNA, מקם את הזרע לתוך צינור microcentrifuge עם µL 20 ל- x 1 PBS (pH 7.4). הערה: זרע המאוחסן ב- 1 x PBS אינו מתאים הפריה מלאכותית, אך יכול לשמש להפקת DNA במועד מאוחר יותר כאשר הוא מאוחסן ב- 80 ° C טוב, מגניב יכול להיות בטמפרטורת החדר או מקורר, אבל צריך להיות במצב נוזלי כאשר דגימת הזרע הוא מופקד.<ol>
<li>לאשר הנוכחות של הזרע בדגימה על-ידי הצגת כמות קטנה של המדגם מדולל תחת מיקרוסקופ תרכובת (איור 3).</li>
	</ol>
</li>
	<li>לאחסן הזרע מדולל ב-80 מעלות צלזיוס עד מיצוי.</li>
</ol>2. הפקת דנ א בזרע ציפור
הערה: פרוטוקול זה נבדק עם מספר ערכות חילוץ מסחרי של DNA, אך עברו רק מוצלח בעת שימוש ב- DNA אחד ערכת12. צעדים שעברו שינויים בפרוטוקול ערכת מסומנים באמצעות *.
<ol><li>להכין פתרון 1 מ' של dithiothreitol (DTT) במים ולערבב באמצעות vortex.*<ol>
<li>Aliquot הפתרון DTT ואחסן אותו ב-20 ° C עד מיד לפני השימוש. כל דגימה לצורך פריסה מדחיסה דורש 10 µL של 1 מ' DTT solution.*</li>
	</ol>
</li>
	<li>הכנת מאגר המכיל 20 מ מ טריס-קלרנית, pH 8.0; 20 מ מ EDTA; 200 מ"מ NaCL; 4% מרחביות. כל דגימה לצורך פריסה מדחיסה דורש µL 90 של buffer.* הזה<ol>
<li>אחסן את המאגר בטמפרטורת החדר. אם זה יש זירז, לחמם את זה עד 56 ° C כדי dissolve.*</li>
	</ol>
</li>
	<li>מחממים אינקובטור המכיל של רוקר או שאכר כ- 65 ° C.*</li>
	<li>מיד לפני תחילת החילוץ, מערבבים 10 פתרון DTT µL עם µL 90 המאגר מוכן בשלב 2.2 עבור כל הדגימה כדי לחלץ, למשל 900 µL מאגר בתוספת 100 µL DTT פתרון אם חילוץ 10 דוגמאות. תערובת זו ייקרא DTT-buffer.*</li>
	<li>להוסיף 70 µL 1 x PBS המדגם כולו זרע מדולל, לערבב היטב באמצעות vortex.*</li>
	<li>להוסיף 100 µL DTT-buffer וכדי לפתור proteinase K µL 10 המדגם. מערבולת במשך 20 שניות, ואז דגירה בחממה preheated למשך שעה על הנדנדה או shaker.*</li>
	<li>להוסיף 200 µL מאגר AL ו- 200 µL EtOH טרי (100%) ו מערבולת עבור 20 seconds.*</li>
	<li>להעביר את הדגימה כל עמודה ספין, centrifuge 1 דקה-g 6,000 x. להשליך את הצינור אוסף.</li>
	<li>במקום העמודה על צינור חדש ולהוסיף µL הכין 500 מאגר AW1. Centrifuge 1 דקה-g 6,000 x. להשליך את הצינור אוסף.</li>
	<li>במקום העמודה על צינור חדש ולהוסיף µL הכין 500 מאגר AW2. צנטריפוגה במשך דקה אחת ב 6,000 x ג למחוק את זרימה דרך ומקום העמודה חזרה ברכבת התחתית.</li>
	<li>Centrifuge 3 דקות ב- 20,000 g x. להשליך את הצינור אוסף ומניחים את העמודה על צינור microcentrifuge 1.5 mL.</li>
	<li>Pipet 35 µL של AE מאגר ישירות על גבי קרום עמודה, דגירה בטמפרטורת החדר במשך 5 minutes.*</li>
	<li>Centrifuge 1 דקה-g 14,000 x. להשליך את העמודה ספין ולאחסן דגימות שחולצו ב-80 מעלות צלזיוס.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Briskie, J. V., Montgomerie, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sperm+size+and+sperm+competition+in+birds.">Sperm size and sperm competition in birds.</a> Proc. R. Soc. B. 247, 89-95 (1992).</li><li>Monaghan, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Telomeres+and+life+histories:+the+long+and+the+short+of+it.">Telomeres and life histories: the long and the short of it.</a> Ann. N.Y. Acad. Sci. 1206, 130-142 (2010).</li><li>Carrell, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epigenetics+of+the+male+gamete.">Epigenetics of the male gamete.</a> Fertility and Sterility. 97 (2), 267-274 (2012).</li><li>Burrows, W. H., Quinn, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+collection+of+spermatozoa+from+the+domestic+fowl+and+turkey.">The collection of spermatozoa from the domestic fowl and turkey.</a> Poultry Science. 16 (1), 19-24 (1937).</li><li>Wolfson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+cloacal+protuberance:+a+means+for+determining+breeding+condition+in+live+male+birds.">The cloacal protuberance: a means for determining breeding condition in live male birds.</a> Bird-Banding. 23 (4), 159-165 (1952).</li><li>Kast, T. L., Ketterson, E. D., Nolan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variation+in+ejaculate+quality+in+dark-eyed+juncos+according+to+season,+stage+of+reproduction,+and+testosterone+treatment.">Variation in ejaculate quality in dark-eyed juncos according to season, stage of reproduction, and testosterone treatment.</a> The Auk. 115 (3), 684-693 (1998).</li><li>Helfenstein, F., Podevin, M., Richner, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sperm+morphology,+swimming+velocity,+and+longevity+in+the+house+sparrow+Passer+domesticus.">Sperm morphology, swimming velocity, and longevity in the house sparrow Passer domesticus.</a> Behav. Ecol. Sociobiol. 64, 557-565 (2010).</li><li>Purchase, C. F., Earle, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modifications+to+the+IMAGEJ+computer+assisted+sperm+analysis+plugin+greatly+improve+efficiency+and+fundamentally+alter+the+scope+of+attainable+data.">Modifications to the IMAGEJ computer assisted sperm analysis plugin greatly improve efficiency and fundamentally alter the scope of attainable data.</a> J. Appl. Icthyol. 28, 1013-1016 (2012).</li><li>Gill, P., Jeffreys, A. J., Werrett, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Forensic+application+of+DNA+'fingerprints'.">Forensic application of DNA 'fingerprints'.</a> Nature. 318 (12), 577-579 (1985).</li><li>Criscuolo, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+quantitative+PCR+assay+for+measurement+of+avian+telomeres.">Real-time quantitative PCR assay for measurement of avian telomeres.</a> J. Avian Biol. 40, 342-347 (2009).</li><li>Lovette, I. J., Fitzpatrick, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cornell Lab of Ornithology Handbook of Bird Biology, 3rd Edition. , (2016).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> QIAamp DNA Micro Handbook. , (2014).</li><li>Carter, K. L., Robertson, B. C., Kempenaers, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+differential+DNA+extraction+method+for+sperm+on+the+perivitelline+membrane+of+avian+eggs.">A differential DNA extraction method for sperm on the perivitelline membrane of avian eggs.</a> Mol. Ecol. 9, 2149-2154 (2000).</li><li>Birkhead, T. R., Buchanan, K. L., Devoogd, T. J., Pellatt, E. J., Catchpole, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Song,+sperm+quality+and+testes+asymmetry+in+the+sedge+warbler.">Song, sperm quality and testes asymmetry in the sedge warbler.</a> Anim. Behav. 53, 965-971 (1997).</li><li>L&#252;pold, S., Calhim, S., Immler, S., Birkhead, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sperm+morphology+and+sperm+velocity+in+passerine+birds.">Sperm morphology and sperm velocity in passerine birds.</a> Proc. R. Soc. B. 276, 1175-1181 (2009).</li><li>Samour, J. H., Smith, C. A., Moore, H. D., Markham, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Semen+collection+and+spermatozoa+characteristics+in+budgerigars+(Melopsittacus+undulates).">Semen collection and spermatozoa characteristics in budgerigars (Melopsittacus undulates).</a> Vet. Rec. 118, 397-399 (1986).</li><li>Stelzer, G., Crosta, L., B&#252;rkle, M., Krautwalt-Junghanns, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Attempted+semen+collection+using+the+massage+technique+and+semen+analysis+in+various+psittacine+species.">Attempted semen collection using the massage technique and semen analysis in various psittacine species.</a> J. Avian Med. Surg. 19 (1), 7-13 (2005).</li></ol>

המחברים מצהירים כי יש להם אינטרסים כלכליים אין מתחרים.

אנו מתארים שיטה פשוטה ואמינה איסוף זרע מעופות קטנים ובינוניים במצב פעיל reproductively, חילוץ DNA של הזרע העופות.
פרוטוקול מיצוי DNA זרע מתואר שינוי ערכה של פשטות, אבל היה מעודן לשימוש על זרע העופות. הזרע הם עמידים בפני פירוק על ידי מיצוי סטנדרטי כימיקלים9,...

ציפורים הן נושאים אידיאלי עבור מחקרים שכללו איכות הזרע, תחרות1, זרע טלומר dynamics2, אפיגנטיקה3ונושאים דומים, הם נמצאים בשימוש נרחב המחקר הביולוגי, זרע ניתן בקלות לטעום באמצעות cloacal עיסוי. עיסוי cloacal היא טכניקה ידני עדין, לא פולשנית עבור איסוף זרע מן הציפורים-4,-5,-6. דוגמאות חוזרות ניתן להשיג בקלות, אין כלים מיוחדים נדרשים, עושה את זה פשוט לבצע בשדה או מעבדה. למרות עיסוי cloacal כבר בשימוש במשך עשרות שנים, קשה ללמוד לכתוב תיאורים זמינים. פרסום זה מיועד להפחית את הזמן ואת אי הוודאות מעורב לימוד עיסוי cloacal.
הזרע שנאסף ציפורים באמצעות עיסוי cloacal שניתן להשתמש מיד תנועתיות-הערכת-4,-7 או הזרעה מלאכותית8או קפוא לשימושים אחרים כגון הדמיה מתקדמות והפקת דנ א. דגימות זרע מציפורי שיר מ הם קטנים, אך מכיל זרע בצפיפות. ה-DNA מופק באמצעות ערכת חילוץ מסחרי עבור פשטות, עם שינויים כדי להתגבר על התכונות מגן מיוחדות של זרע9. לאחר החילוץ, טלומרים זרע ניתן למדוד באמצעות qPCR10.

<table><tbody><tr><td>Microhematocrit capillary tubes</td><td>Fisherbrand</td><td>22-362566</td><td>Any supplier can be used. Smaller tubes may be more effective for collection of small semen samples, such as from very small passerine birds like chipping sparrow.</td></tr><tr><td>Microcentrifuge tubes</td><td>Any</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x PBS</td><td>Any</td><td></td><td>Used for storing semen samples prior to DNA extraction.</td></tr><tr><td>DL-Dithiothreitol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D0632</td><td></td></tr><tr><td>Tris base</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10708976001</td><td>Any supplier can be used.</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>1233508</td><td>Any supplier can be used.</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>793566</td><td>Any supplier can be used.</td></tr><tr><td>SDS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>1614363</td><td>Any supplier can be used.</td></tr><tr><td>QIAamp DNA micro kit</td><td>Qiagen</td><td>56304</td><td>Qiagen QIAamp DNA micro kit is recommended specifically. This DNA extraction protocol has been attempted with other commercial kits but with little success. The reasons for this are unknown to us.&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

avian semen collection by cloacal massage and isolation of dna from sperm

איסוף זרע עשויה להיות שימושית עבור מגוון רחב של יישומים כולל מחקרים שכללו איכות זרע, זרע טלומר dynamics, אפיגנטיקה. ציפורים נמצאים בשימוש נרחב הנבדקים במחקר ביולוגי והם אידיאליים עבור מחקרים שכללו דגימות זרע חוזרות ונשנות. עם זאת, מעט משאבים זמינים כעת עבור אלה המעוניינים ללמוד כיצד לאסוף לחלץ את ה-DNA של הזרע העופות. כאן נתאר עיסוי cloacal, טכניקה ידני עדין, לא פולשנית עבור איסוף זרע העופות. למרות טכניקה זו נוצר בספרות, זה יכול להיות קשה ללמוד מן התיאורים זמינים. כמו כן, אנו מספקים מידע עבור חילוץ דנ א בזרע העופות באמצעות ערכת חילוץ מסחרי עם שינויים. עיסוי cloacal יכול לשמש בקלות על ציפור זכר קטן-בינוני במצב הרבייה. בעקבות אוסף, הזרע שניתן להשתמש באופן מיידי עבור מבחני תנועתיות או קפוא להפקת DNA בעקבות הפרוטוקול כפי שיתואר בהמשך. פרוטוקול החילוץ זה היה מעודן לזרע העופות, נעשה בהצלחה על דגימות שנאסף מספר מינים ציפורי שיר מ (פאסר דומסטיקוס Spizella passerina, Haemorhous mexicanus, migratorius ציור ), אחד columbid (ליוויה יונה).

עיסוי cloacal, ה-DNA חילוץ באמצעות שהפרוטוקול המתואר בוצע מספר מינים ציפורי שיר מ, אחד columbid (טבלה 1). הנוכחות של זרע זרע הדגימות שנאספו על ידי עיסוי cloacal אושר על-ידי הצגת כמות קטנה של הדגימות מדולל תחת מיקרוסקופ מתחם בהגדלה X 400 (איור 3). לאחר חילוץ DNA דגימות...

Watch this Scientific Journal Video about Avian Semen Collection by Cloacal Massage and Isolation of DNA from Sperm at JoVE.com

Avian Semen Collection by Cloacal Massage and Isolation of DNA from Sperm

פרוטוקול זה מתאר עיסוי cloacal, טכניקה ידני פולשני עבור איסוף זרע מן הציפורים, והפקת DNA מן העופות הזרע באמצעות ערכת חילוץ מסחרי עם שינויים.

אוסף העופות זרע על ידי עיסוי Cloacal ובידוד של ה-DNA של הזרע

Collection of semen may be useful for a wide range of applications including studies involving sperm quality, sperm telomere dynamics, and epigenetics. ...

avian-semen-collection-cloacal-massage-isolation-dna-from

Research

JoVE Journal

Biology

15.9K Views.  North Dakota State University. פרוטוקול זה מתאר עיסוי cloacal, טכניקה ידני פולשני עבור איסוף זרע מן הציפורים, והפקת DNA מן העופות הזרע באמצעות ערכת חילוץ מסחרי עם שינויים.

Video: Avian Semen Collection by Cloacal Massage and Isolation of DNA from Sperm

Collection of Post-mating Semen from the Female Reproductive Tract and Measurement of Semen Liquefaction in Mice

In mice, ejaculated semen is deposited in the uterus. After ejaculation, the semen changes consistency from gel-like to watery, a process called liquefaction. In this study, we show how to collect the post-ejaculated semen from the female reproductive tract in a mouse model. First, adult female mice in the estrus stage were housed in a male&#39;s cage overnight. The next morning, copulation was confirmed by the presence of copulatory plug at the vaginal opening. Female mice with copulatory plugs were euthanized, and each reproductive tract was collected as a whole (vagina, uterus, oviducts, ovaries), ensuring a closed system to contain the semen. The reproductive tract was placed in a 1.5 mL microcentrifuge tube, and the vagina was cut off to release the semen into the tube. To ensure maximum semen volume for analysis, toothless forceps were used to squeeze the uterine horns from ovarian end to vaginal end expelling remaining semen. The whole reproductive tract was then discarded. The semen-containing tube was briefly spun down. A 25 &#956;L capillary pipette was placed into the tube at a 180&#176; angle (parallel to the tube wall). The amount of time used to fill the capillary tube to the 25 &#956;L line was recorded. Semen from a proven male breeder usually takes approximately 60-180 s to fill a 25 &#956;L capillary tube. This semen collection technique can also be used in other downstream applications such as sperm imaging and motility analysis.

Semen liquefaction is required for sperm to be liberated from the seminal gel. This study provides the procedures for collecting semen from the female reproductive tract post-coitus, and measuring semen liquefaction time.

אוסף של שלאחר ההזדווגות זרע באיברי הרבייה הנקביים, מדידה של זרע ניזול בעכברים

In mice, ejaculated semen is deposited in the uterus. After ejaculation, the semen changes consistency from gel-like to watery, a process called ...

Developmental Biology

Handling and Treatment of Male European Eels (Anguilla anguilla) for Hormonal Maturation and Sperm Cryopreservation

During the last years, several research groups have been working on the development and improvement of new protocols for the European eel handling and maturation. As of yet, weekly injections of human chorionic gonadotropin (hCG) have proved to maturate males after just 5-6 weeks of treatment, producing high volumes of high-quality sperm during several weeks. In addition, sperm cryopreservation protocols using different extenders, cryoprotectants and cooling and thawing times have been previously described for European eel. Here, we show that Tanaka&#180;s extender solution can be directly used for fertilization or for cryopreservation, making unnecessary the usage of different types of solutions and dilutions. Furthermore, the use of methanol as a cryoprotectant makes this protocol easy to use as methanol has low toxicity and does not activate the sperm. The sperm does not need to be cryopreserved immediately after the addition of the cryoprotectant, and it can be used long after being thawed. Moreover, sperm motility is still high after thawing although it is lower than that of fresh sperm. The aim of this work is to show the best available protocol for European eel handling, maturation, and sperm cryopreservation.

Handling and Treatment of Male European Eels Anguilla anguilla for Hormonal Maturation and Sperm Cryopreservation

Protocols for European eel maturation and sperm cryopreservation have been improved over the last years. This article describes the best protocol available using human chorionic gonadotropin (hCG) for inducing maturation and methanol as cryoprotectant.

טיפול וצלופחים טיפול של זכר האירופית (אנגווילה אנגווילה) התבגרות הורמונלית, הקפאה קריוגנית זרע

During the last years, several research groups have been working on the development and improvement of new protocols for the European eel handling and ...

Enrichment of Pachytene Spermatocytes and Spermatids from Mouse Testes Using Standard Laboratory Equipment

To characterize each step of spermatogenesis, researchers must separate different subpopulations of germ cells from testes. However, isolating discrete populations is challenging, because the adult testis contains a complex mix of germ cells from all steps of spermatogenesis along with certain populations of somatic cells. Over the past few decades, different techniques such as centrifugal elutriation, fluorescence-activated cell sorting (FACS), and STA-PUT have been successfully applied to the isolation of germ cells. A drawback is that they all require dedicated devices and specialized training. Following principles underlying the STA-PUT method, a simple protocol has been developed for the isolation of pachytene spermatocytes, round spermatids, and elongating spermatids from mouse testes. After preparing a single cell suspension of testicular cells, specific cell populations are enriched by gravity sedimentation through a discontinuous bovine serum albumin (BSA) density gradient. The cell fractions are then manually collected and microscopically analysed. This modified density gradient for round spermatids (MDR) sedimentation protocol can be widely applied, because it requires only standard laboratory equipment. Furthermore, the protocol requires minimal starting materials, reducing its cost and use of laboratory animals.

Presented here is a protocol for enriching pachytene spermatocytes, round spermatids, and elongating spermatids from adult mouse testes using a discontinuous bovine serum albumin density gradient with standard laboratory equipment.

העשרה של פכיטנא ספרציטים וספרטידים מאשכים עכבר באמצעות ציוד מעבדה סטנדרטית

To characterize each step of spermatogenesis, researchers must separate different subpopulations of germ cells from testes. However, isolating discrete ...

Isolation of Murine Spermatogenic Cells using a Violet-Excited Cell-Permeable DNA Binding Dye

Isolation of meiotic spermatocytes is essential to investigate molecular mechanisms underlying meiosis and spermatogenesis. Although there are established cell isolation protocols using Hoechst 33342 staining in combination with fluorescence-activated cell sorting, it requires cell sorters equipped with an ultraviolet laser. Here we describe a cell isolation protocol using the DyeCycle Violet (DCV) stain, a low cytotoxicity DNA binding dye structurally similar to Hoechst 33342. DCV can be excited by both ultraviolet and violet lasers, which improves the flexibility of equipment choice, including a cell sorter not equipped with an ultraviolet laser. Using this protocol, one can isolate three live-cell subpopulations in meiotic prophase I, including leptotene/zygotene, pachytene, and diplotene spermatocytes, as well as post-meiotic round spermatids. We also describe a protocol to prepare single-cell suspension from mouse testes. Overall, the procedure requires a short time to complete (4-5 hours depending on the number of needed cells), which facilitates many downstream applications.

Here we present a simple and efficient method to isolate live meiotic and post-meiotic germ cells from adult mouse testes. Using a low-cytotoxicity, violet-excited DNA binding dye and fluorescence-activated cell sorting, one can isolate highly enriched spermatogenic cell populations for many downstream applications.

בידוד של תאי זרע מורין באמצעות צבע מחייב DNA סגול-נרגש תא חרוש

Isolation of meiotic spermatocytes is essential to investigate molecular mechanisms underlying meiosis and spermatogenesis. Although there are established ...

Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

Males and hermaphrodites are the two naturally found sexual forms in the nematode C. elegans. The amoeboid sperm are produced by both males and hermaphrodites. In the earlier phase of gametogenesis, the germ cells of hermaphrodites differentiate into limited number of sperm - around 300 - and are stored in a small 'bag' called the spermatheca. Later on, hermaphrodites continually produce oocytes1. In contrast, males produce exclusively sperm throughout their adulthood. The males produce so much sperm that it accounts for &gt;50% of the total cells in a typical adult worm2. Therefore, isolating sperm from males is easier than from that of hermaphrodites.
Only a small proportion of males are naturally generated due to spontaneous non-disjunction of X chromosome3. Crossing hermaphrodites with males or more conveniently, the introduction of mutations to give rise to Him (High Incidence of Males) phenotype are some of strategies through which one can enrich the male population3.
Males can be easily distinguished from hermaphrodites by observing the tail morphology4. Hermaphrodite's tail is pointed, whereas male tail is rounded with mating structures.
Cutting the tail releases vast number of spermatids stored inside the male reproductive tract. Dissection is performed under a stereo microscope using 27 gauge needles. Since spermatids are not physically connected with any other cells, hydraulic pressure expels internal contents of male body, including spermatids2.
Males are directly dissected on a small drop of 'Sperm Medium'. Spermatids are sensitive to alteration in the pH. Hence, HEPES, a compound with good buffering capacity is used in sperm media. Glucose and other salts present in sperm media help maintain osmotic pressure to maintain the integrity of sperm.
Post-meiotic differentiation of spermatids into spermatozoa is termed spermiogenesis or sperm activation. Shakes5, and Nelson6 previously showed that round spermatids can be induced to differentiate into spermatozoa by adding various activating compounds including Pronase E. Here we demonstrate in vitro spermiogenesis of C. elegans spermatids using Pronase E.
Successful spermiogenesis is pre-requisite for fertility and hence the mutants defective in spermiogenesis are sterile. Hitherto several mutants have been shown to be defective specifically in spermiogenesis process7. Abnormality found during in vitro activation of novel Spe (Spermatogenesis defective) mutants would help us discover additional players participating in this event.

Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

A protocol for isolating and activating spermatids from male C. elegans is described here. Cutting the posterior end of male releases spermatids. The spermatids can be activated by addition of protease.

בידוד במבחנה הפעלת Caenorhabditis elegans זרע

Males and hermaphrodites are the two naturally found sexual forms in the nematode C. elegans. The amoeboid sperm are produced by both males and ...

Transgenic Rodent Assay for Quantifying Male Germ Cell Mutant Frequency

De novo mutations arise mostly in the male germline and may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Traditional methods for assessing the induction of germ cell mutations require the use of large numbers of animals, making them impractical. As such, germ cell mutagenicity is rarely assessed during chemical testing and risk assessment. Herein, we describe an in vivo male germ cell mutation assay using a transgenic rodent model that is based on a recently approved Organisation for Economic Co-operation and Development (OECD) test guideline. This method uses an in vitro positive selection assay to measure in vivo mutations induced in a transgenic &#955;gt10 vector bearing a reporter gene directly in the germ cells of exposed males. We further describe how the detection of mutations in the transgene recovered from germ cells can be used to characterize the stage-specific sensitivity of the various spermatogenic cell types to mutagen exposure by controlling three experimental parameters: the duration of exposure (administration time), the time between exposure and sample collection (sampling time), and the cell population collected for analysis. Because a large number of germ cells can be assayed from a single male, this method has superior sensitivity compared with traditional methods, requires fewer animals and therefore much less time and resources.

De novo mutations in the male germline may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Here we describe a protocol for the use of a transgenic rodent model for quantifying mutations in male germ cells induced by environmental agents.

המהונדס מכרסמים Assay עבור תדר Mutant תאי ניבט זכר כימות

De novo mutations arise mostly in the male germline and may contribute to adverse health outcomes in subsequent generations. Traditional methods for ...

Sperm Collection of Differential Quality Using Density Gradient Centrifugation

In sexual reproduction, a male gamete or sperm cell fuses with a female gamete to bring about fertilization. However, a large number of sperm cells with fertilizing ability are required to interact with a female gamete to ensure fertilization. As such, the fertilizing ability of individual sperm cells is critical for successful reproduction. Density gradient centrifugation has been utilized for several decades as a reproducible, fast, efficient, effective and extremely adaptable method to collect only high-quality sperm to be used in assisted reproductive technology. The protocols we described herein focus on the utilization of the discontinuous Percoll density gradient centrifugation (PDGC) technique to isolate three distinct populations of rooster sperm by their quality. We were able to collect low-, medium- and high-quality sperm. We also describe reproducible protocols that entail determining fertility potential of sperm by assessing their viability, mobility and penetrability. Collection of sperm by their quality using PDGC technique would be useful to accurately and thoroughly characterize sperm with differential fertility potential.

In this paper, we aim to describe the performance of the density gradient centrifugation technique and its application in sperm physiology research.

אוסף זרע באיכות דיפרנציאלית בעזרת צנטריפוגה הדרגתיות צפיפות

In sexual reproduction, a male gamete or sperm cell fuses with a female gamete to bring about fertilization. However, a large number of sperm cells with ...

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish species is that it possesses interfertile cave and river-dwelling populations. This enables the genetic mapping of heritable traits that were fixed during adaptation to the different environments of these populations. While this species can be maintained and bred in the lab, it is challenging to both obtain embryos during the daytime and create hybrid embryos between strains. In vitro fertilization (IVF) has been used with a variety of different model organisms to successfully and repeatedly breed animals in the lab. In this protocol, we show how, by acclimatizing A. mexicanus to different light cycles coupled with changes in water temperature, we can shift breeding cycles to a chosen time of the day. Subsequently, we show how to identify suitable parental fish, collect healthy gametes from males and females, and produce viable offspring using IVF. This enables related procedures such as the injection of genetic constructs or developmental analysis to occur during normal working hours. Furthermore, this technique can be used to create hybrids between the cave and surface-dwelling populations, and thereby enable the study of the genetic basis of phenotypic adaptations to different environments.

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

In vitro fertilization is a commonly used technique with a variety of model organisms to maintain lab populations and produce synchronized embryos for downstream applications. Here, we present a protocol that implements this technique for different populations of the Mexican tetra fish, Astyanax mexicanus.

אוסף המשחק ו הפריה חוץ גופית של Astyanax מקסיאנוס

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish ...

Recording Electrical Currents across the Plasma Membrane of Mammalian Sperm Cells

Recording of the electrical activity from one of the smallest cells of a mammalian organism- a sperm cell- has been a challenging task for electrophysiologists for many decades. The method known as "spermatozoan patch clamp" was introduced in 2006. It has enabled the direct recording of ion channel activity in whole-cell and cell-attached configurations and has been instrumental in describing sperm cell physiology and the molecular identity of various calcium, potassium, sodium, chloride, and proton ion channels. However, recording from single spermatozoa requires advanced skills and training in electrophysiology. This detailed protocol summarizes the step-by-step procedure and highlights several 'tricks-of-the-trade' in order to make it available to anyone who wishes to explore the fascinating physiology of the sperm cell. Specifically, the protocol describes recording from human and murine sperm cells but can be adapted to essentially any mammalian sperm cell of any species. The protocol covers important details of the application of this technique, such as isolation of sperm cells, selection of reagents and equipment, immobilization of the highly motile cells, formation of the tight (Gigaohm) seal between a recording electrode and the plasma membrane of the sperm cells, transition into the whole-spermatozoan mode (also known as break-in), and exemplary recordings of the sperm cell calcium ion channel, CatSper, from six mammalian species. The advantages and limitations of the sperm patch clamp method, as well as the most critical steps, are discussed.

This protocol describes how to perform electrical recordings from mammalian sperm cells in a whole-cell configuration, with the goal of directly recording ion channel activity. The method has been instrumental in describing the electrophysiological profiles of several sperm ion channels and helped to reveal their molecular identity and regulation.

Recording of the electrical activity from one of the smallest cells of a mammalian organism- a sperm cell- has been a challenging task for ...

U-Shaped Horizontal Swimming Technique for Preparing High-Quality Sperm with Low DNA Fragmentation Index

Human semen is a complex mixture comprising progressively motile spermatozoa, non-progressively motile spermatozoa, immotile spermatozoa, cell debris, and viscous seminal plasma. High-quality sperm refers to progressively motile spermatozoa with normal morphology, which often exhibit a lower DNA fragmentation index (DFI) and higher fertilization potential. Preparing high-quality sperm is a critical step in human-assisted reproductive technology. The traditional sperm preparation method, discontinuous density gradient centrifugation (DGC), is time-consuming and labor-intensive. Repeated centrifugation can damage sperm DNA, thereby affecting subsequent fertilization and embryo development. This study introduces a U-shaped horizontal swimming (UHS) method for preparing intracytoplasmic sperm injection (ICSI) sperm, which significantly eliminates the detrimental effects of&#160;centrifugation on sperm DNA.&#160;The UHS method involves creating a UHS lane using a fertilization medium within an ICSI operating dish. A 10 &#181;L fertilization medium microdroplet is placed at the starting point on the left side of the UHS lane to hold the semen. Two additional 10 &#181;L fertilization medium buffer droplets are positioned at intervals along the left middle section of the lane, with all droplets connected by fertilization medium. The dish is then covered with culture oil and incubated overnight at 37 &#176;C with 6% CO2 to equilibrate. Subsequently, 3 &#181;L of semen is added to the microdroplet at the starting point. High-quality spermatozoa swim to the right side of the UHS lane, facilitating their suction into the ICSI injection needle. Dead sperm, cell debris, and other viscous impurities largely remain at the initial point or in the buffer droplets. We simultaneously processed 21 semen samples using both UHS and DGC techniques and compared their DFI. The results demonstrated that the DFI in the DGC group was 5.5% &#177; 3.2%, whereas the DFI in the UHS group was 1.7% &#177; 1.1%. The difference between the two groups was statistically significant (P &#60; 0.05).

This protocol describes a method for screening high-quality sperm with a low DNA fragmentation index by utilizing sperm motility characteristics and thigmotaxis. The method employs a U-shaped horizontal swimming lane, enabling high-quality sperm to reach the opposite side through buffer droplets, while dead sperm, cell debris, and impurities are excluded.

טכניקת שחייה אופקית בצורת U להכנת זרע איכותי עם אינדקס פיצול DNA נמוך

Human semen is a complex mixture comprising progressively motile spermatozoa, non-progressively motile spermatozoa, immotile spermatozoa, cell debris, and ...