אנו מודים סמואל וורד, דיאן ג שייקים גרגורי נלסון עבור חלוצי הטכניקה הזו. אנו מודים Pavan Kadandale ובריאן Geldziler עבור קטעי וידאו המציג זרע מופעל, חברי המעבדה Singson לדיונים מועיל; CGC עבור זנים ו-NIH על תמיכתם בנו באמצעות מענק (R01HD054681).

1) העשרה של האוכלוסייה הגברית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בהתאם לצורך הניסוי, מספר גדול של זכרים ניתן להשיג על ידי העסקת אחת האסטרטגיות הבאות: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אוכלוסייה גדולה של גברים סוג בר ניתן להשיג על ידי המעבר 5 זכרים סוג בר 1 אנדרוגינוס על הדשא קטן של OP50 seeded במרכז צלחת NGM. בערך 50% של בני הדור שלאחר יהיה סוג הזכרים בטבע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אותו-5 (e1490) או אותו-8 (e1489) הרמפרודיטים לזרוק מספר רב של גברים. אותו-5 ו-8 לו זכרים פוריים ואין פגם ברור במורפולוגיה הזרע ותפקודו. לכן, אותו-5-8 או אותו הזכרים יכולים לשמש במקום הזכרים סוג בר ניסויים רבים. </li></ol></li></ol> 2) זיהוי ובידוד של זכרים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את המורפולוגיה הזנב של תולעים, תולעת הזנב של הזכר הוא מעוגל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פיק L4 הזכרים הבמה ולהעבירם seeded צלחת NGM עם E. coli OP50 ולתת להם לגדול במשך יום או יומיים. הזכרים מתנזר גידול בהעדר הרמפרודיטים למנוע אובדן של זרע ולכן מספר גדול של spermatids יהיה זמין במהלך הליך ניסיוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביום לנתיחה, להעביר את הזכרים מתנזר על צלחת NGM ללא חיידקים ולתת להם לזחול בשביל כמה דקות. פעולה זו מסייעת להסיר שכבה קטנה של E. החיידק דבק על פני השטח של תולעים. לחלופין, נפח פיפטה קטנה של M9 חיץ (6 גרם Na 2 HPO 4, 3G KH 2 PO 4, 5 גרם NaCl, 0.25g MgSO 4 0.7 H 2 O לליטר) בכוס לצפות הזכרים להעביר לתוך המאגר. </li></ol> 3) Dissection של הזכרים והן הפעלה חוץ גופית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח שקופיות הזכוכית לסמן עיגול קטן באמצעות עט פאפ. פיפטה 30-50 μl של זרע בינוני 1X (HEPES 50mm, 25mm KCl, NaCl 45mm, 1mm MgSO 4, 5 מ&quot;מ CaCl 2, 10mm דקסטרוז, pH 7.8) בתוך מעגל. המעגל הידרופובי עוזר לשמר את הזרע בינוני בתוך הגבול שלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העברת הזכרים 50-10 על המדיום הזרע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצגת שקופיות תחת מיקרוסקופ, להחזיק שני מזרקים מחוברים עם 27 מחטים מד על שתי הידיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש באחת המחט &quot;להחזיק&quot; את התולעת ולהשתמש מחט אחרים לחתוך את הקצה האחורי של הזכרים לשחרר spermatids. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חיתוך התולעת בדרך כלל מגרש מספר עצום של spermatids מיידי. Spermatids נראים כמו דקה &quot;גרגרי&quot; תחת מיקרוסקופ הסטריאו. עם זאת, לפעמים חלק או רוב spermatids עשוי להישמר בתוך הפגר. במקרה כזה, בעדינות &quot;גרירת&quot; פגר על שקופיות הזכוכית עשויה להקל על שחרורו של spermatids מן השלד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להפעיל את spermatids, לנתח את התולעים בינוני זרע המכיל E 1X Pronase (20μg/ml) ולתת להם לשבת במשך 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תאפשר השקופיות להיות יבש בכל נקודת זמן הניסוי. הוסף בינוני זרע 1X יותר במידת הצורך. </li></ol> 4) ויזואליזציה של spermtids ו זרע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות למקום coverslip על פני השטח של מדגם גזור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מצא את תחום spermatids בהגדלה נמוכה (10X) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרטים הקטנים של spermatids או זרע ניתן לראות על ידי מעבר ההגדלה גבוה יותר - בדרך כלל טבילה שמן 100x. </li></ol> 5) נציג תוצאות דוגמה תמונה של DIC spermatids מבודד זכר C. elegans מוצג באיור 1. Spermatids הם כדוריים בצורת גרעינים בולטים. הופעל בשנת זרע במבחנה מוצגות באיור 2. <img src="/files/ftp_upload/2336/2336fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. DIC תמונה של ג elegans spermatids. <img src="/files/ftp_upload/2336/2336fig2.jpg" alt="איור 2" /> איור 2. DIC תמונה של במבחנה מופעל C. elegans זרע.

<ol>
	<li>Kimble, J., Crittenden, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controls+of+germline+stem+cells,+entry+into+meiosis,+and+the+Sperm/Oocyte+decision+in+Caenorhabditis+elegans.">Controls of germline stem cells, entry into meiosis, and the Sperm/Oocyte decision in Caenorhabditis elegans.</a> Annual Review of Cell and Developmental Biology. 23, 405-433 (2007).</li><li>Lhernault, S. W., Roberts, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods in Cell Biology. , 273-301 (1995).</li><li>Hodgkin, J., Horvitz, H., Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nondisjunction+Mutants+of+the+Nematode+Caenorhabditis+elegans.">Nondisjunction Mutants of the Nematode Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 91, 67-94 (1979).</li><li>Altun, Z. F., Hall, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introduction+to+male+C.+elegans+anatomy.">Introduction to male C. elegans anatomy.</a> WormAtlas. , (2008).</li><li>Shakes, D., Ward, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initiation+of+spermiogenesis+in+C.+elegans:+a+pharmacological+and+genetic+analysis.">Initiation of spermiogenesis in C. elegans: a pharmacological and genetic analysis.</a> Dev Biol. 134, 189-200 (1989).</li><li>Nelson, G. A., Ward, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vesicle+fusion,+pseudopod+extension+and+amoeboid+motility+are+induced+in+nematode+spermatids+by+the+ionophore+monensin.">Vesicle fusion, pseudopod extension and amoeboid motility are induced in nematode spermatids by the ionophore monensin.</a> Cell. 19, 457-464 (1980).</li><li>L'Hernault, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+and+cell+biology+of+spermatogenesis+in+the+nematode+C.+elegans.">The genetics and cell biology of spermatogenesis in the nematode C. elegans.</a> Molecular and Cellular Endocrinology. 306, 59-65 (2009).</li><li>Chatterjee, I., Richmond, A., Putiri, E., Shakes, D., Singson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Caenorhabditis+elegans+spe-38+gene+encodes+a+novel+four-pass+integral+membrane+protein+required+for+sperm+function+at+fertilization.">The Caenorhabditis elegans spe-38 gene encodes a novel four-pass integral membrane protein required for sperm function at fertilization.</a> Development. 132, 2795-2808 (2005).</li><li>Xu, X., Sternberg, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+C.+elegans+sperm+TRP+protein+required+for+sperm-egg+interactions+during+fertilization.">A C. elegans sperm TRP protein required for sperm-egg interactions during fertilization.</a> Cell. 114, 285-297 (2003).</li><li>Nelson, G., Roberts, T., Ward, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caenorhabditis+elegans+spermatozoan+locomotion:+amoeboid+movement+with+almost+no+actin.">Caenorhabditis elegans spermatozoan locomotion: amoeboid movement with almost no actin.</a> J Cell Biol. 92, 121-131 (1982).</li><li>Machaca, K., DeFelice, L. J., L'Hernault, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+chloride+channel+localizes+to+Caenorhabditis+elegans+spermatids+and+chloride+channel+blockers+induce+spermatid+differentiation.">A novel chloride channel localizes to Caenorhabditis elegans spermatids and chloride channel blockers induce spermatid differentiation.</a> Dev Biol. 176, 1-16 (1996).</li><li>LaMunyon, C., Ward, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+the+viability+of+mutant+and+manipulated+sperm+by+artificial+insemination+of+Caenorhabditis+elegans.">Assessing the viability of mutant and manipulated sperm by artificial insemination of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 138, 689-692 (1994).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

בנוסף לניתוח מוטנטים SPE, פרוטוקול זה יש יישומים חשובים אחרים, כגון ניתוח מורפולוגיה הזרע עם ההזדקנות. Spermatids ו זרע בודד בפרוטוקול זה יכול לשמש בניסויים במורד אחרים כגון, immunostaining מסוג בר זרע מוטנטי 8, 9, תנועתיות הזרע על 10 שקופיות, מדידות פיזיולוגיות 9, 11,...

<table><tbody><tr><td>Tuberculin syringe</td><td>BD Biosciences</td><td>309623</td><td>Syringe: 1 ml, needle:&lt;br/&gt;27G X &amp;#189; in</td></tr><tr><td>Pap pen</td><td>Zymed Laboratories, Inc.</td><td>00-8888</td><td></td></tr><tr><td>VWR VistaVision HistoBond Microscope Slides</td><td>VWR international</td><td>16004-406</td><td>Dimension:&lt;br/&gt;75X25X1mm</td></tr><tr><td>Cover glass</td><td>VWR international</td><td>48366045</td><td></td></tr><tr><td>Protease</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-6911</td><td></td></tr></tbody></table>

isolation and in vitro activation of caenorhabditis elegans sperm

זכרים הרמפרודיטים הם שתי צורות המינית נמצא באופן טבעי נמטודות C. elegans. זרע amoeboid מיוצרים על ידי שני גברים הרמפרודיטים. בשלב מוקדם יותר של gametogenesis, בתאי הנבט של הרמפרודיטים להתמיין מספר מוגבל של הזרע - בערך 300 - ו מאוחסנים &quot;תיק&quot; קטן שנקרא spermatheca. מאוחר יותר, הרמפרודיטים הרף לייצר ביציות 1. לעומת זאת, הזכרים מייצרים זרע רק לאורך הבגרות שלהם. הזכרים מייצרים זרע כל כך הרבה חשבונות עבור 50%&gt; של תאים הכולל 2 מבוגרים אופיינית תולעת. לכן, בידוד זרע מהזכרים קל יותר מזה של הרמפרודיטים. רק אחוז קטן של גברים נוצרות באופן טבעי, בשל הפער הלא ספונטני של כרומוזום X 3. מעבר הרמפרודיטים עם זכרים או בצורה נוחה יותר, את ההקדמה של מוטציות כדי להצמיח אותו (שכיחות גבוהה של זכרים) פנוטיפ כמה אסטרטגיות דרכו ניתן להעשיר את אוכלוסיית הגברים 3. זכרים ניתן להבחין בקלות על ידי התבוננות 4 מורפולוגיה הזנב הרמפרודיטים. הזנב של הרמפרודיט הוא הצביע, ואילו זנבו של הזכר הוא מעוגל עם מבנים ההזדווגות. חיתוך הזנב משחרר מספר עצום של spermatids מאוחסן בתוך מערכת הרבייה של הגבר. Dissection מבוצע תחת מיקרוסקופ סטריאופוני באמצעות מחטים מד 27. מאז spermatids אינם מחוברים פיזית עם כל שאר התאים, הלחץ ההידראולי מגרשת תוכן פנימי של הגוף הגברי, כולל spermatids 2. הזכרים גזור ישירות על ירידה קטנה של &quot;בינוני זרע&quot;. Spermatids רגישים שינוי ב-pH. לפיכך, HEPES, מתחם עם קיבולת חציצה טוב משמש בתקשורת הזרע. גלוקוז ומלחים אחרים מציגים בתקשורת זרע לסייע בשמירה על הלחץ האוסמוטי כדי לשמור על שלמות של הזרע. פוסט meiotic בידול של spermatids לתוך זרע נקרא spermiogenesis או הפעלה הזרע. מנענע 5, ונלסון 6 בעבר הראו כי spermatids עגול יכול להיגרם להתמיין זרע על ידי הוספת מרכיבים שונים, כולל הפעלת Pronase E. כאן אנו מדגימים במבחנה spermiogenesis של C. elegans spermatids באמצעות Pronase E. Spermiogenesis מוצלח הוא מראש הנדרשים לצורך פוריות ומכאן מוטנטים פגום spermiogenesis הם עקרים. מספר מוטציות עד כה הוכחו פגום במיוחד בתהליך spermiogenesis 7. חריגות שנמצאו במהלך בהפעלת במבחנה של הרומן SPE (spermatogenesis פגום) מוטנטים יעזור לנו לגלות שחקנים נוספים שהשתתפו באירוע.

Watch this Scientific Journal Video about Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm at JoVE.com

Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

פרוטוקול עבור בידוד והפעלת spermatids מן הזכר<em&gt; ג elegans</em&gt; מתוארת כאן. חיתוך הקצה האחורי של spermatids משחרר זכר. Spermatids יכול להיות מופעל על ידי תוספת של פרוטאז.

בידוד במבחנה הפעלת Caenorhabditis elegans זרע

Males and hermaphrodites are the two naturally found sexual forms in the nematode C. elegans. The amoeboid sperm are produced by both males and ...

isolation-and-in-vitro-activation-of-caenorhabditis-elegans-sperm

Research

JoVE Journal

Biology

Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

16.2K Views.  Rutgers University. פרוטוקול עבור בידוד והפעלת spermatids מן הזכר ג elegans מתוארת כאן. חיתוך הקצה האחורי של spermatids משחרר זכר. Spermatids יכול להיות מופעל על ידי תוספת של פרוטאז.

Video: Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

Measuring Embryonic Viability and Brood Size in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is an excellent model organism for the study of meiosis, fertilization, and embryonic development. C. elegans exist as self-fertilizing hermaphrodites, which produce large broods of progeny-when males are present, they can produce even larger broods of cross progeny. Errors in meiosis, fertilization, and embryogenesis can be rapidly assessed as phenotypes of sterility, reduced fertility, or embryonic lethality. This article describes a method to determine embryonic viability and brood size in C. elegans. We demonstrate how to set up this assay by picking a worm onto an individual Modified Youngren's, Only Bacto-peptone (MYOB) plate, establish the appropriate timeframe to count viable progeny and non-viable embryos, and explain how to accurately count live worm specimens. This technique can be used to determine viability in self-fertilizing hermaphrodites as well as cross-fertilization by mating pairs. These relatively simple experiments are easily adoptable for new researchers, such as undergraduate students and first-year graduate students.

Measuring Embryonic Viability and Brood Size in Caenorhabditis elegans

Here, we present a general method to determine the embryonic viability and total number of embryos produced (brood) using the model organism C. elegans.

מדידת כדאיות עוברית וגודל הברוד ב- Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is an excellent model organism for the study of meiosis, fertilization, and embryonic development. C. elegans exist as ...

Genetics

Measuring Sperm Guidance and Motility within the Caenorhabditis elegans Hermaphrodite Reproductive Tract

Successful fertilization is fundamental to sexual reproduction, yet little is known about the mechanisms that guide sperm to oocytes within the female reproductive tract. While in vitro studies suggest that sperm of internally fertilizing animals can respond to various cues from their surroundings, the inability to visualize their behavior inside the female reproductive tract creates a challenge for understanding sperm migration and mobility in its native environment. Here, we describe a method using C. elegans that overcomes this limitation and takes advantage of their transparent epidermis. C. elegans males stained with a mitochondrial&#160; dye are mated with adult hermaphrodites, which act as modified females, and deposit fluorescently labeled sperm into the hermaphrodite uterus. The migration and motility of the labeled sperm can then be directly tracked using an epi-fluorescence microscope in a live hermaphrodite. In wild-type animals, approximately 90% of the labeled sperm crawl through the uterus and reach the fertilization site, or spermatheca. Images of the uterus can be taken 1 h after mating to assess the distribution of the sperm within the uterus and the percentage of sperm that have reached the spermatheca. Alternatively, time-lapse images can be taken immediately after mating to assess sperm speed, directional velocity and reversal frequency. This method can be combined with other genetic and molecular tools available for the C.elegans to identify novel genetic and molecular mechanisms that are important in regulating sperm guidance and motility within the female reproductive tract.

Measuring Sperm Guidance and Motility within the Caenorhabditis elegans Hermaphrodite Reproductive Tract

Sperm must successfully navigate through the oviduct to fertilize an oocyte. Here, we describe an assay for measuring sperm migration within the C. elegans hermaphrodite uterus. This assay can provide quantitative data on sperm distribution within the uterus after mating, as well as on speed, directional velocity, and reversal frequency.

מדידת הדרכה זרע ותנועתיות בתוך האלגיה של מערכת הרבייה של האנדרוגינוס

Successful fertilization is fundamental to sexual reproduction, yet little is known about the mechanisms that guide sperm to oocytes within the female ...

Developmental Biology

Isolation of Active Caenorhabditis elegans Nuclear Extract and Reconstitution for In Vitro Transcription

Caenorhabditis elegans has been an important model system for biological research since it was introduced in 1963. However, C. elegans has not been fully utilized in the biochemical study of biological reactions using its nuclear extracts such as in vitro transcription and DNA replication. A significant hurdle for using C. elegans in biochemical studies is disrupting the nematode&#39;s thick outer cuticle without sacrificing the activity of the nuclear extract. While several methods are used to break the cuticle, such as Dounce homogenization or sonication, they often lead to protein instability. There are no established protocols for isolating active nuclear proteins from larva or adult C. elegans for in vitro reactions. Here, the protocol describes in detail the homogenization of larval stage 4 C. elegans using a Balch homogenizer. The Balch homogenizer uses pressure to slowly force the animals through a narrow gap breaking the cuticle in the process. The uniform design and precise machining of the Balch homogenizer allow for consistent grinding of animals between experiments. Fractionating the homogenate obtained from the Balch homogenizer yields functionally active nuclear extract that can be used in an in vitro method for assaying transcription activity of C. elegans.

Isolation of Active Caenorhabditis elegans Nuclear Extract and Reconstitution for In Vitro Transcription

Here, we describe a detailed protocol for isolating active nuclear extract from larval stage 4 C. elegans and visualizing transcription activity in an in vitro system.

בידוד של תמצית גרעינית פעילה של Caenorhabditis elegans ו reconstitution עבור תמלול במבחנה

Caenorhabditis elegans has been an important model system for biological research since it was introduced in 1963. However, C. elegans has not been fully ...

Biochemistry

Isolation of Specific Neuron Populations from Roundworm Caenorhabditis elegans

During the aging process, many cells accumulate high levels of damage leading to cellular dysfunction, which underlies many geriatric and pathological conditions. Post-mitotic neurons represent a major cell type affected by aging. Although multiple mammalian models of neuronal aging exist, they are challenging and expensive to establish. The roundworm Caenorhabditis elegans is a powerful model to study neuronal aging, as these animals have short lifespan, an available robust genetic toolbox, and well-cataloged nervous system. The method presented herein allows for seamless isolation of specific cells based on the expression of a transgenic green fluorescent protein (GFP). Transgenic animal lines expressing GFP under distinct, cell type-specific promoters are digested to remove the outer cuticle and gently mechanically disrupted to produce slurry containing various cell types. The cells of interest are then separated from non-target cells through fluorescence-activated cell sorting, or by anti-GFP-coupled magnetic beads. The isolated cells can then be cultured for a limited time or immediately used for cell-specific ex vivo analyses such as transcriptional analysis by real time quantitative PCR. Thus, this protocol allows for rapid and robust analysis of cell-specific responses within different neuronal populations in C. elegans.

Isolation of Specific Neuron Populations from Roundworm Caenorhabditis elegans

Here, we present a protocol for simple isolation of specific groups of live neuronal cells expressing green fluorescent protein from transgenic Caenorhabditis elegans lines. This method enables a variety of ex vivo studies focused on specific neurons and has the capacity to isolate cells for further short-term culturing.

בידוד אוכלוסיות מסוימות של תא העצב מתוך האלאנים

During the aging process, many cells accumulate high levels of damage leading to cellular dysfunction, which underlies many geriatric and pathological ...

In Vitro Reconstitution of Spatial Cell Contact Patterns with Isolated Caenorhabditis elegans Embryo Blastomeres and Adhesive Polystyrene Beads

In multicellular systems, individual cells are surrounded by the various physical and chemical cues coming from neighboring cells and the environment. This tissue complexity confounds the identification of causal link between extrinsic cues and cellular dynamics. A synthetically reconstituted multicellular system overcomes this problem by enabling researchers to test for a specific cue while eliminating others. Here, we present a method to reconstitute cell contact patterns with isolated Caenorhabditis elegans blastomere and adhesive polystyrene beads. The procedures involve eggshell removal, blastomere isolation by disrupting cell-cell adhesion, preparation of adhesive polystyrene beads, and reconstitution of cell-cell or cell-bead contact. Finally, we present the application of this method to investigate the orientation of cellular division axes that contributes to the regulation of spatial cellular patterning and cell fate specification in developing embryos. This robust, reproducible, and versatile in vitro method enables the study of direct relationships between spatial cell contact patterns and cellular responses.

In Vitro Reconstitution of Spatial Cell Contact Patterns with Isolated Caenorhabditis elegans Embryo Blastomeres and Adhesive Polystyrene Beads

Tissue complexities of multicellular systems confound the identification of causal relationship between extracellular cues and individual cellular behaviors. Here, we present a method to study the direct link between contact-dependent cues and division axes using C. elegans embryo blastomeres and adhesive polystyrene beads.

בחוקת חוץ גופית דפוסי יצירת קשר מרחבי המרחב עם מבודדים העובר בלייסטומרים וחרוזי קלקר

In multicellular systems, individual cells are surrounded by the various physical and chemical cues coming from neighboring cells and the environment. ...

<meta charset="utf8"></head><body>מיצוי וכימות של תגובות פרומון מין נדיפות ב- C. elegans

Volatile Sex Pheromone Extraction and Chemoattraction Assay in Caenorhabditis elegans

Chemical communication is vital in organismal health, reproduction, and overall well-being. Understanding the molecular pathways, neural processes, and computations governing these signals remains an active area of research. The nematode Caenorhabditis elegans provides a powerful model for studying these processes as it produces a volatile sex pheromone. This pheromone is synthesized by virgin females or sperm-depleted hermaphrodites and serves as an attractant for males.
This protocol describes a detailed method for isolating the volatile sex pheromone from several C. elegans strains (WT strain N2, daf-22, and fog-2) and C. remanei. We also provide a protocol for quantifying the male chemotaxis response to the volatile sex pheromone. Our analysis utilizes measurements such as chemotaxis index (C.I.), arrival time (A.T.), and a trajectory plot to compare male responses under various conditions accurately. This method allows for robust comparisons between males of different genetic backgrounds or developmental stages. Furthermore, the experimental setup outlined here is adaptable to investigating other chemoattraction chemicals.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר זרקור: בחינת השפעת פרומון המין הנדיף על התנהגות גברי C. elegans

This protocol establishes methods for extracting and quantifying responses to the volatile sex pheromone in C. elegans, providing tools to study chemical communication and navigation trajectory.

מיצוי פרומון מין נדיף ובדיקת כימותרפיה ב- Caenorhabditis elegans

Chemical communication is vital in organismal health, reproduction, and overall well-being. Understanding the molecular pathways, neural processes, and ...

Behavior

Tracking Calcium in the Early Developmental Phases of C. elegans

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode Caenorhabditis elegans provides several unique advantages for the study of the OET as it is transparent and has an ordered gonad that produces one mature oocyte every ~23 min at 20 &#176;C. We have modified the genetically encoded calcium indicator jGCaMP7s to fluorescently indicate the moment of fertilization within a living organism. We have termed this reporter &#34;CaFE&#34; for Calcium during Fertilization in C. elegans. The CaFE reporter was&#160;engineered into a safe harbor locus in single copy, has no significant impact on physiology or fecundity, and produces a robust signal upon fertilization. Here, a series of protocols is presented for utilizing the CaFE reporter as an in vivo tool for dissecting the OET and embryogenesis. We include methods to synchronize worms, examine the effects of RNAi knockdown, mount worms for imaging, and to visualize calcium in oocytes and embryos. Additionally, we present the generation of additional worm strains to aid in this type of analysis. Demonstrating the utility of the CaFE reporter to visualize the timing of fertilization, we report that double ovulation occurs when ipp-5 is targeted by RNAi and that only the first oocyte undergoes immediate fertilization. Furthermore, the discovery of single-cell calcium transients during early embryogenesis is reported here, demonstrating that the CaFE reporter persists into early development. Importantly, the CaFE reporter in worms is simple enough to use for incorporation into course-based undergraduate research (CURE) laboratory classes. The CaFE reporter, coupled with the ordered gonad and ease of RNAi in worms, facilitates inquiry into the cell-cell dynamics required to regulate internal fertilization and early embryogenesis.

Here, we present protocols and tools for visualizing calcium during fertilization and early embryogenesis using a genetically encoded calcium reporter expressed in the germline of the model nematode C. elegans.

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode ...

Vampiric Isolation of Extracellular Fluid from Caenorhabditis elegans

The genetically tractable model organism C. elegans has provided insights into a myriad of biological questions, enabled by its short generation time, ease of growth and small size. This small size, though, has disallowed a number of technical approaches found in other model systems. For example, blood transfusions in mammalian systems and grafting techniques in plants enable asking questions of circulatory system composition and signaling. The circulatory system of the worm, the pseudocoelom, has until recently been impossible to assay directly. To answer questions of intercellular signaling and circulatory system composition C. elegans researchers have traditionally turned to genetic analysis, cell/tissue specific rescue, and mosaic analysis. These techniques provide a means to infer what is happening between cells, but are not universally applicable in identification and characterization of extracellular molecules. Here we present a newly developed technique to directly assay the pseudocoelomic fluid of C. elegans. The technique begins with either genetic or physical manipulation to increase the volume of extracellular fluid. Afterward the animals are subjected to a vampiric reverse microinjection technique using a microinjection rig that allows fine balance pressure control. After isolation of extracellular fluid, the collected fluid can be assayed by transfer into other animals or by molecular means. To demonstrate the effectiveness of this technique we present a detailed approach to assay a specific example of extracellular signaling molecules, long dsRNA during a systemic RNAi response. Although characterization of systemic RNAi is a proof of principle example, we see this technique as being adaptable to answer a variety of questions of circulatory system composition and signaling.

Vampiric Isolation of Extracellular Fluid from Caenorhabditis elegans

The model organism C. elegans uses pseudocoelomic fluid as a passive circulatory system. Direct assay of this fluid has not been previously possible. Here we present a novel technique to directly assay the extracellular space, and use systemic silencing signals during an RNAi response as a proof of principle example.

בידוד ערפדים של נוזלים מתאיים<em&gt; Elegans Caenorhabditis</em

The genetically tractable model organism C. elegans has provided insights into a myriad of biological questions, enabled by its short generation time, ...

בידוד במבחנה הפעלת Caenorhabditis elegans זרע

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

מדידת כדאיות עוברית וגודל הברוד ב- Caenorhabditis elegans

מדידת הדרכה זרע ותנועתיות בתוך האלגיה של מערכת הרבייה של האנדרוגינוס

בידוד של תמצית גרעינית פעילה של Caenorhabditis elegans ו reconstitution עבור תמלול במבחנה

בידוד אוכלוסיות מסוימות של תא העצב מתוך האלאנים

בחוקת חוץ גופית דפוסי יצירת קשר מרחבי המרחב עם מבודדים העובר בלייסטומרים וחרוזי קלקר

מיצוי פרומון מין נדיף ובדיקת כימותרפיה ב- Caenorhabditis elegans

מיצוי פרומון מין נדיף ובדיקת כימותרפיה ב- Caenorhabditis elegans

מיצוי פרומון מין נדיף ובדיקת כימותרפיה ב- Caenorhabditis elegans

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

בידוד ערפדים של נוזלים מתאיים