Name: a standardized method for measuring internal lung surface area via mouse pneumonectomy and prosthesis implantation
Uploaded: 2017-07-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation at JoVE.com

המחברים מבקשים להודות המכון הלאומי למדעי הביולוגיה, בייג &#39;ין על הסיוע. עבודה זו נתמכה על ידי הקרן הלאומית למדעי הטבע של בייג&#39;ינג (מס &#39;Z17110200040000).

כל הנהלים המשמשים בפרוטוקול זה בוצעו בהתאם להמלצות הקווים המנחים לטיפול ושימוש בחיות מעבדה של המכון הלאומי למדעי הביולוגיה בבייג&#39;ינג. 8 שבועות בן CD-1 עכברים זכר שוכנו מתקן פתוגן ללא תשלום (SPF) חינם עד הניסויים נערכו. ניתוחים בוצעו באמצעות עכברים מורדמים לחלוטין ( כלומר , ללא תגובות קמצוץ הבוהן). לאחר הניתוח, עכברים נשמרו בחדר חם ולח, עם מספיק מזון ומים מתוקים. עכברים הוקרב באמצעות מנת יתר של הרדמה נמסר על ידי הזרקה intraperitoneal. 1. עכבר PNX כירורגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים לחלוטין את העכברים עם נתרן phenobarbital (120 מ&quot;ג / ק&quot;ג משקל גוף) ו buprenorphine (0.1 מ&quot;ג / ק&quot;ג משקל גוף) באמצעות הזרקת intraperitoneal (IP). בצע ניתוח כאשר עכברים לא מגיבים עוד צביטה הבוהן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את השיער על החזה השמאלי של העכברים עם dep כימי(3 × 3 ס&quot;מ שטח 2 ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מאובטח כל עכבר על פלטפורמת אינטובציה עם הצד הגחון שלה מול המפעיל ( איור 1 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשלוף את הלשון העכבר להאיר את מיתרי הקול עם laryngoscope חיה קטנה המכילה חריץ להנחיית קטטרים 18 ( איור 1 א ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להבדיל את מיתרי הקול על ידי התבוננות תנועות של מיתרי הקול במהלך הנשימה. הכנס בעדינות 20 אינפוזיה צינורית תוך וריידית לתוך קנה הנשימה בזווית הקדמית 19 . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום עכברים בתנוחה ישרה לרוחב ימין לחבר את הצינורית למכונת הנשמה מכני ( למשל, לחץ מבוקרת, לראות את לוח החומרים ). בדוק את הכניסה של הצינור לתוך קנה הנשימה על ידי התבוננות בתנועות נשימה של החזה העכבר ( איור 1 ב ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את הלחץ ההשראה oF המאוורר עד 12 ס&quot;מ H 2 O ולהגדיר את קצב הנשימה עד 120 נשימות לדקה ( איור 1 ב ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטהר את העור באזור כירורגי עם betadine ו 70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך 2 - חתך בית החזה 3 ס&quot;מ posterolateral במרחב בחלל 5 th צלעי, לחתוך דרך העור והשרירים עם נויס האביב מספריים (חיתוך קצה: 14 מ&quot;מ; קצה בקוטר: 0.275 מ&quot;מ) (איור 2B, C). כירורגי מכשירים המשמשים הליך thoracotomy הם מעוקרים לפני השימוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע חתך 1.5 ס&quot;מ על שטח צלעי 5 th לחשוף את הריאה השמאלית (איור 2 ד, ה). במהלך הניתוח, יש להשתמש בקוטריזר בטמפרטורה גבוהה כדי להפסיק את הדימום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרם שליש מהאונה הריאה השמאלית מהחזה עם מלקחיים קצה קהה ( איור 2F ), ולאחר מכן להשתמש במקלון צמר גפן כדי למשוך את כל שמאלריאות ( איור 2G ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזהות את העורק הריאתי ואת ברונכי של האונה הריאות השמאלית ( איור 2G ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזק לקשור את הסמפונות ואת כלי בשעה הילום עם תפר משי כירורגי לחתוך את האונה הריאות השמאלית ב 3-4 מ&quot;מ מן קשירת ( איור 2H , I ). הערה: היזהר לא לנתק את הקשרים תפר על הילום השמאלי, אשר יכול לגרום pneumothorax ( כלומר , אוויר או גז בחלל של בית החזה) . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סגור את קיר החזה עם תפר 1, ולאחר מכן לתפור את שכבת השרירים ואת שכבת העור ברצף, באמצעות 5 - 6 התפרים קטע. השאירו 3 - 4 מ&quot;מ הפער בין כל תפר ( איור 2M , 2N ). הערה: לשמור על מחט תפר כירורגי הרחק מהלב; ניקוב לב לא מכוון עלול לגרום למוות מיידי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את האזור כירורגית עם יוד פובידון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר מכןR המבצע כירורגי, מניחים את העכבר על כרית תרמית 38 ° C ולחבר את העכבר למכונת ההנשמה עד תנועות נשימה ספונטניות להתחיל ( איור 2O ). </li></ol> 2. השתלת תותב <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את השלבים 1.1 - 1.13 של הליך PNX (כלומר, עד לנקודה שבה האונה הריאה השמאלית של העכבר מוסר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מהדק את מרכז סיליקון פרוטזה (הלקוח עשה, 12 מ&quot;מ אורך, עובי 3 מ&quot;מ, 7 מ&quot;מ רוחב, 0.2 גרם, אליפסואידים צורה) באמצעות מלקחיים קהה ( איור 2J ). לעקר פרוטזה סיליקון לפני הכניסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק את הצלע עם מלקחיים ביד אחת לחשוף את חלל החזה, ולאחר מכן להכניס את הפרתזה לתוך חלל בית החזה ריק עם יד אחרת. הערה: זווית ההכנסה הוא כ 45 מעלות בין המטוס הקדמי של תותבת לבין משטח החזה ( איור 2K ,L). להיות עדין מאוד בעת הכנסת תותבת. כוח מופרז יגרום לקרע pleural. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את הכיוון של תותבת עם מלקחיים קהה על מנת להבטיח כי תותבת תופסת את חלל בית החזה ריק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע את שלבים 1.14 - 1.16 של הליך PNX העכבר. </li></ol> 3. מדידת ILV <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן התקן מותאם אישית (&quot;צינור אינפלציה&quot;) המורכב מבוכנה שהוסרה מ פיפטה סרולוגית חד פעמית (10 מ&quot;ל), צינור 40 ס&quot;מ גמיש ארוך עם מתאם מחט, שסתום בקרת קצב הזרימה, 18 מחט G. לאחר הרכבה, לאבטח את פיפטה על לוח עם קלטת ( איור 3 א ). המרחק בין החלק העליון של פיפטה הספסל הניסוי חייב להיות לפחות 30 ס&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן טריים 4% paraformaldehyde (PFA) פתרון קיבוע על ידי המסת 20 גרם PFA ב 500 מ&quot;ל מראש מחומם 1x פוספט שנאגרו מלוחים (PBS) ב 55 מעלות צלזיוס אמבטיה, רועדת ידנית עלCe כל 10 דקות עד הפתרון ברור. לאחר הקירור לטמפרטורת החדר, לסנן את הפתרון עם מסנן 0.45 מיקרומטר. זהירות: ללבוש ציוד מגן אישי מתאים (PPE) בעת טיפול ב- PFA. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקריב עכברים עם הזרקה מנת יתר של הרדמה (0.8% phenobarbital נתרן, 1,000 U / mL הפרין). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מאובטח כל עכבר על צלחת לנתיחה פוליסטירן לרסס אותו עם אלכוהול 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בזהירות לפתוח את החזה העכבר לחתוך את עצם החזה באמצעות מספריים כדי לחשוף ביסודיות את אונות הריאות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר רקמות מוגזמות באמצעות מספריים לחשוף את קנה הנשימה. הקפד להפריד את קנה הנשימה מן הוושט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את אבי העורקים הבטן ומוסיפים מחט 25-מד לתוך החדר הימני של הלב; לחבר את המחט מזרק 20 מ&quot;ל לפני הכניסה זו. לאט לאט לדחוף 1x PBS לתוך הלב כדי להסיר את תאי הדם עד הריאות להפוך לבן. בדרך כלל, 5-10 מ&quot;ל PBS נדרש לנקות את כלי הדם הריאתיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא את הדואר מותאם אישית צינור אינפלציה עם 4% טריים PFA ולהסיר את כל הבועות מן צינור האינפלציה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את המחט 18-מד של צינור האינפלציה לתוך קנה הנשימה ואת קליפ קנה הנשימה עם קליפים כלי כדי למנוע דליפת נוזל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנפח ריאות עם PFA 4% בלחץ transpulmonary קבוע של 25 ס&quot;מ / H 2 O 2 , 20 . דגירה את הריאות בטמפרטורת החדר למשך 2 שעות כדי להשיג ריאות מורחבת באופן מלא. זה &quot;מראש לתקן&quot; צעד קריטי לשימור מורפולוגיה ריאות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על ידי ניטור צינור האינפלציה, לרשום את הערך של נפח PFA 4% הראשונית ולהקליט את נפח הסופי. נפח הריאות הפנימי שווה נפח PFA 4% הראשונית פחות נפח PFA הסופי 4%. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקשור את קנה הנשימה באמצעות מספריים, בעדינות לנתח את הריאות (שמירה על הריאות שלם) מן הרקמות החיבור הסובבים. להיות עדין מאוד כדי למנוע נזק לריאות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אינקולהכות את הריאות בצינור חרוטי 50 מ&quot;ל מלא PFA 4% עבור 12 שעות ב 4 ° C עם רעד עדין על שייקר (50 סל&quot;ד). המשך לעיבוד רקמות וכתמים (ראה סעיף 4). </li></ol> 4. רקמה Embedding, חתך, ו Hematoxylin &amp; Eosin (H &amp; E) מכתים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר קיבוע, השתמש Noyes האביב מספריים כדי לקצץ את הלב ואת רקמת החיבור מוגזם מן הריאות. בעדינות להפריד את אונות הריאה הפרט על ידי ניתוק הסמפונות שמחבר את אונות הריאות אל קנה הנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את אונות הריאה באופן נרחב 3 - 4 פעמים 50 מ&quot;ל 1x PBS (30 דקות / לשטוף) על שייקר מסלולית (50 סל&quot;ד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר לשטוף הסופי, cryoprotect את אונות הריאה על ידי טבילה אותם פתרון סוכרוז 30% (ב 1x PBS) ב 4 ° C עד הכיור רקמות לתחתית צינורות 50 מ&quot;ל חרוטי (כ 12 שעות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני הטבעה cryosectioning הרקמות, להסיר את דגימות אונה הריאות מן הצינורות עם מלקחיים, לשמור על accesסורי אונות לניתוח היסטולוגית, dab הפתרון הנותר סוכרוז מפני השטח של דגימות האונה אביזר, ולאחר מכן לטבול ביסודיות את המדגם לתוך צלחת פטרי המכיל אופטימלית טמפרטורת חיתוך (OCT) המתחם במשך כ 30 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקפיא את OCT- מוטבע אביזר דגימות האונה חנקן נוזלי באמצעות cryomolds. מקם את פני השטח הגדול ביותר של האונה במקביל לתחתית של התבנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן סך של שלושה 10 מיקרומטר עבה חלקים עבור כל מדגם במהלך cryosectioning לניתוח היסטולוגית. מחק הראשון 1 מ&quot;מ של רקמות, לאסוף סעיף 10 מיקרומטר עבה, למחוק 0.5 מ&quot;מ של רקמות, לאסוף קטע אחר, להשליך 0.5 מ&quot;מ של רקמות, ולאסוף את החלק השלישי (הסופי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האוויר יבש את הסעיפים עבור 1 שעות לפני ביצוע מכתים H &amp; E. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע מכתים H &amp; E <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את הסעיפים 3-4 שינויים של מי ברז ולאחר מכן הכתם את הסעיפים hematoxylin טריים במשך 2 דקות; שוטפים את החלק מתחת למים זורמים; לטבול את הקטע שתי פעמים ב 1% HCl-70% פתרון אתנול להסיר hematoxylin עודף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכתם בסעיף eosin טריים במשך 3 דקות; לייבש את הסעיפים עם שני רצופים 30 s שוטף באתנול 95% ושני 30 s שוטף עם 100% אתנול; לנקות את החלקים ב xylene עבור 30 s, לחזור על שלב ניקוי פעם קסילן טרי; הר שקופיות עם המדיום גובר באמצעות coverslips זכוכית. </li></ol></li></ol> 5. כימות של MLI <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכוש תמונות דיגיטליות של H &amp; E כתמים אביזר קטעים (הגדלה 20X) באמצעות מיקרוסקופ שדה בהיר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לכמת את MLI, בחר סך של 15 תצוגות לא חופפות (1,000 מיקרומטר x 1000 מיקרומטר) באופן אקראי מן האזורים המתאימים (ללא עורקים וורידים, דרכי הנשימה הגדולות, צינוריות alveolar) של 3 חלקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים רשת עם 10 שורות אנכיות מבוזרות באופן שווה ו -10 קווי אופקי מופצים באופן שווה של len מוגדרGth (1000 מיקרומטר) על האזורים הנבחרים של תצוגה באמצעות כלי סרגל; כל שורה הוא ובכך רווח 100 מיקרומטר בנפרד ( איור 4 ב ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את הערך של אחד ליירט כמו אורך ליניארי בין שני epithelia alvolar סמוך. למדוד את הערכים של כל מיירט לאורך כל קו אורך 1000 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור כל רשת, לכמת את הערכים של כל intercepts בין 10 אופקית 1000 שורות אורך מיקרומטר 10 אנכי 1000 מיקרומטר שורות אורך. הערה: ה- MLI הוא הערך הממוצע של אורכי היורט מתוך סך של 15 רשתות המנותחות מתוך שלושת החלקים שהוכנו עבור כל אחת מאונות האביזרים. </li></ol> 6. חישוב הרשות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חישוב השב&quot;כ באמצעות משוואה 1 (ראה מבוא ). ראו סעיף 3 למדידת ILV, והתייחסו לסעיף 5 לכימות של מכון מנדל למנהיגות. </li></ol>

<ol>
	<li>Liu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MAPK-Mediated+YAP+Activation+Controls+Mechanical-Tension-Induced+Pulmonary+Alveolar+Regeneration.">MAPK-Mediated YAP Activation Controls Mechanical-Tension-Induced Pulmonary Alveolar Regeneration.</a> Cell Rep. 16 (7), 1810-1819 (2016).</li><li>Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internal+surface+area+and+other+measurements+in+emphysema.">Internal surface area and other measurements in emphysema.</a> Thorax. 22 (6), 483-496 (1967).</li><li>Knudsen, L., Weibel, E. R., Gundersen, H. J. G., Weinstein, F. V., Ochs, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+air+space+size+characteristics+by+intercept+(chord)+measurement:+an+accurate+and+efficient+stereological+approach.">Assessment of air space size characteristics by intercept (chord) measurement: an accurate and efficient stereological approach.</a> J Appl Physiol. 108 (2), 412-421 (2010).</li><li>Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Morphometry of the Human Lung. , (1963).</li><li>Duguid, J. B., Young, A., Cauna, D., Lambert, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+surface+area+of+the+lung+in+emphysema.">The internal surface area of the lung in emphysema.</a> J Pathol Bacteriol. 88, 405-421 (1964).</li><li>Branchfield, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+neuroendocrine+cells+function+as+airway+sensors+to+control+lung+immune+response.">Pulmonary neuroendocrine cells function as airway sensors to control lung immune response.</a> Science. 351 (6274), 707-710 (2016).</li><li>Ding, B. -. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial-derived+angiocrine+signals+induce+and+sustain+regenerative+lung+alveolarization.">Endothelial-derived angiocrine signals induce and sustain regenerative lung alveolarization.</a> Cell. 147 (3), 539-553 (2011).</li><li>Dunnill, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+methods+in+the+study+of+pulmonary+pathology.">Quantitative methods in the study of pulmonary pathology.</a> Thorax. 17 (4), 320-328 (1962).</li><li>Weibel, E. R., Gomez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Architecture+of+the+human+lung.+Use+of+quantitative+methods+establishes+fundamental+relations+between+size+and+number+of+lung+structures.">Architecture of the human lung. Use of quantitative methods establishes fundamental relations between size and number of lung structures.</a> Science. 137 (3530), 577-585 (1962).</li><li>Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+surface+area+of+nonemphysematous+lungs.">The internal surface area of nonemphysematous lungs.</a> Am Rev Respir Dis. 95 (5), 765-773 (1967).</li><li>Butler, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+adult+lung+growth+in+humans.">Evidence for adult lung growth in humans.</a> N Engl J Med. 367 (16), 244-247 (2012).</li><li>Hsia, C. C. W., Herazo, L. F., Fryder-Doffey, F., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compensatory+lung+growth+occurs+in+adult+dogs+after+right+pneumonectomy.">Compensatory lung growth occurs in adult dogs after right pneumonectomy.</a> J Clin Invest. 94 (1), 405-412 (1994).</li><li>Thurlbeck, S. W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pneumonectomy+in+Rats+at+Various+Ages.">Pneumonectomy in Rats at Various Ages.</a> Am Rev Respir Dis. 120 (5), 1125-1136 (1979).</li><li>Cagle, P. T., Langston, C., Thurlbeck, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Effect+of+Age+on+Postpneumonectomy+Growth+in+Rabbits.">The Effect of Age on Postpneumonectomy Growth in Rabbits.</a> Pediatr Pulmonol. 5 (2), 92-95 (1988).</li><li>Langston, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alveolar+multiplication+in+the+contralateral+lung+after+unilateral+pneumonectomy+in+the+rabbit.">Alveolar multiplication in the contralateral lung after unilateral pneumonectomy in the rabbit.</a> Am Rev Respir Dis. 115 (1), 7-13 (1977).</li><li>Cohn, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+Affecting+The+Postnatal+Growth+of+The+Lung.">Factors Affecting The Postnatal Growth of The Lung.</a> Anatomical Record. 75 (2), 195-205 (1939).</li><li>Hsia, C. C., Wu, E. Y., Wagner, E., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preventing+mediastinal+shift+after+pneumonectomy+impairs+regenerative+alveolar+tissue+growth.">Preventing mediastinal shift after pneumonectomy impairs regenerative alveolar tissue growth.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 281 (5), L1279-L1287 (2001).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. -. Y. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">A simple method of mouse lung intubation.</a> J Vis Exp. (73), e50318 (2013).</li><li>Liu, S., Cimprich, J., Varisco, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+pneumonectomy+model+of+compensatory+lung+growth.">Mouse pneumonectomy model of compensatory lung growth.</a> J Vis Exp. (94), (2014).</li><li>Silva, M. F. R., Zin, W. A., Saldiva, P. H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airspace+configuration+at+different+transpulmonary+pressures+in+normal+and+paraquat-induced+lung+injury+in+rats.">Airspace configuration at different transpulmonary pressures in normal and paraquat-induced lung injury in rats.</a> Am J Respir Crit Care Med. 158 (4), 1230-1234 (1998).</li><li>Yilmaz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+quantification+of+heterogeneous+lung+growth+following+extensive+lung+resection+by+high-resolution+computed+tomography.">Noninvasive quantification of heterogeneous lung growth following extensive lung resection by high-resolution computed tomography.</a> J Appl Physiol. 107 (5), 1569-1578 (2009).</li><li>Voswinckel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterisation+of+post-pneumonectomy+lung+growth+in+adult+mice.">Characterisation of post-pneumonectomy lung growth in adult mice.</a> Eur Respir J. 24 (4), 524-532 (2004).</li><li>Ravikumar, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+Lung+Growth+and+Repair+Regional+lung+growth+following+pneumonectomy+assessed+by+computed+tomography.">Regional Lung Growth and Repair Regional lung growth following pneumonectomy assessed by computed tomography.</a> J Appl Physiol. 97, 1567-1574 (2004).</li><li>Gibney, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+murine+post-pneumonectomy+lung+regeneration+by+18FDG+PET+imaging.">Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging.</a> EJNMMI Res. 2 (1), (2012).</li><li>Mu&#241;oz-Barrutia, A., Ceresa, M., Artaechevarria, X., Montuenga, L. M., Ortiz-De-Solorzano, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+lung+damage+in+an+elastase-induced+mouse+model+of+emphysema.">Quantification of lung damage in an elastase-induced mouse model of emphysema.</a> Int J Biomed Imaging. 2012, (2012).</li></ol>

למחברים אין מה לחשוף.

בפרוטוקול זה, אנו מספקים תיאורים מפורטים על המדידה של פרמטרים ריאתיים לאחר העכבר השמאלי PNX ריאות השתלת תותבת. השב&quot;כ נחשב כיום כמדד מרכזי להערכת תפקוד הנשימה במחלות ריאות רבות ובשיקום התחדשות השחלות המושרה. עם זאת, אף על פי שקהילת המחקר הריאתי מסכימה על תועלתה של הר?...

הפונקציה הבסיסית של הריאה היא החלפת חמצן דו תחמוצת הפחמן בין כלי הדם לבין האווירה. מחלות ריאות כגון bronchopulmonary dysplasia (BPD), מחלת ריאות חסימתית כרונית (COPD) ודלקות בדרכי הנשימה חריפות, גורמות לירידת ערך 2 . חוקרים שחקרו מחלת ריאה פיתחו מספר שיטות כמותיות להערכת שינויים מורפולוגיים בריאות, כולל MLI, ILV, מספר יחידות חילופי גז, השב&quot;כ, תאימות רקמות ריאה 2 , 3 . מחקרים חלוציים על ידי Weibel et al. 4 ו Duguid et al. 5 יחד נקבע כי ISA יכול לשמש כמדד ישיר של קיבולת גז ריאות החליפין בריאות האדם יכול לשמש כקריטריון כדי לקבוע חומרת נפחת. מספר מחקרים שפורסמו בחמש השנים האחרונות השתמשו בפרמטרים מורפולוגיים בריאה ( למשל, </eמ &#39;&gt; ISA ו MLI) כדי להעריך שינויים מורפולוגיים ופונקציונליים הריאות של עכברים במהלך הפיתוח 6 במהלך ההתאוששות מן הפציעה PNX 1 , 7 . ISA מחושב באמצעות משוואה 1 8 , 9 : <img alt="משוואה" src="/files/ftp_upload/56114/56114eq1.jpg" /> , כאשר ILV הוא נפח הריאות הפנימי ו- MLI הוא פרמטר ביניים המייצג את מרחב המרחב האווירי הריאתי 10 . PNX, הסרה כירורגית של אונות ריאה אחת או יותר, דווחה באופן נרחב על חידוש התחדשות של מינים רבים, כולל בני אדם 11 , עכברים 1 , כלבים 12 , חולדות 13 , וארנבות 14 , 15 . חתיךY של עכברים הריאות ב ארבעה עשר ימים לאחר PNX הראו כי הן התרחבות של הקיים מראש alveoli ואת היווצרות דה נובו של alveoli לתרום לשיקום של השב&quot;כ, ILV, ומספר alveoli ברקמות הריאה הנותרים 1 . אנחנו ואחרים הראו כי החדרת חומרים כגון ספוג, שעווה, או בצורת תותבת מותאמת אישית לתוך חלל החזה ריק הבא PNX ( כלומר , השתלת תותבת) פוגעת התחדשות אבולרית. עכשיו הוא הקים היטב כי כוח מכני פונקציות כאחד הגורמים החשובים ביותר ליזום התחדשות בשן 1 , 16 , 17 . מחקרים אלה הדגישו את האפקטיביות של השימוש בערכים של ISA מ ריאות שטופלו ב- PNX ו-מושתלים-ריאות כקריטריון להערכה כמותית של התחדשות אלואולרית. הטיה משקיף ידוע להשפיע באופן משמעותי vaLues עבור פרמטרים מורפולוגיים ריאה ( למשל , MIL ו ILV). פרוטוקולים סטנדרטיים יכולים לשמש כדי למנוע הטיה זו בקביעת ILV ו- MLI, שהם שני הפרמטרים המשמשים בחישוב השב&quot;כ. כאן, אנו מספקים פרוטוקולים מאוד מפורט, סטנדרטי למדידת פרמטרים אלה הריאה. חשוב לציין, היכולת לכמת במדויק את השב&quot;כ מבטיח לשפר את האמינות ואת שחזור של מחקרים על תפקוד הריאות במודלים התחדשות פציעה שנגרמו על ידי פציעה צריך להקל על גילויי מכני במחלות ריאה מרובים.

<table><tbody><tr><td>Low cost cautery kit</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Noyes scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15012-12</td><td></td></tr><tr><td>Standard pattern forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holders</td><td>Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Vessel clips</td><td>Fine Science Tools</td><td>18374-44</td><td></td></tr><tr><td>I. V. Cannula-20 gauge</td><td>Jinhuan Medical Product Co., LTD.</td><td>29P0601</td><td></td></tr><tr><td>Surgical suture</td><td>Jinhuan Medical Product Co., LTD.</td><td>F602</td><td></td></tr><tr><td>Mouse intubation platform</td><td>Penn-Century, Inc</td><td>Model MIP</td><td></td></tr><tr><td>Small Animal Laryngoscope</td><td>Penn-Century, Inc</td><td>Model LS-2-M</td><td></td></tr><tr><td>TOPO Small Animal Ventilator</td><td>Kent Scientific</td><td>RSP1006-05L</td><td></td></tr><tr><td>Thermal pad</td><td>Stuart equipment</td><td>SBH130D</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodium salt</td><td>Sigma</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>Heparin sodium salt</td><td>Sigma</td><td>H3393</td><td></td></tr><tr><td>Hematoxylin Solution</td><td>Sigma</td><td>GHS132</td><td></td></tr><tr><td>Eosin Y solution, alcoholic</td><td>Sigma</td><td>HT110116</td><td></td></tr><tr><td>10 mL Pipette</td><td>Thermo Scientific</td><td>170356</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>O.C.T Compound</td><td>Tissue-Tek</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>cryosection machine</td><td>Leica</td><td>CM1950</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Base Molds</td><td>Fisher HealthCare</td><td>22-363-553</td><td></td></tr><tr><td>18 gauge needle</td><td>Becton Dickinson</td><td>305199</td><td></td></tr><tr><td>Povidone iodine</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td></td></tr><tr><td>70% ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP82011</td><td></td></tr><tr><td>Infusion sets for single use</td><td>Weigao</td><td>SFDA 2012 3661704</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffered saline</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Tapes</td><td>3M Scotch</td><td>8915</td><td></td></tr><tr><td>Cotton pad</td><td>Vinda</td><td>Dr.P</td><td></td></tr><tr><td>Silicone prosthesis</td><td>Custom made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Brightfield microscope</td><td>Olympus</td><td>VS120</td><td></td></tr><tr><td>Ruler tool</td><td>Adobe Photoshop</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a standardized method for measuring internal lung surface area via mouse pneumonectomy and prosthesis implantation

Pulmonary morphology, physiology, and respiratory functions change in both physiological and pathological conditions. Internal lung surface area (ISA), representing the gas-exchange capacity of the lung, is a critical criterion to assess respiratory function. However, observer bias can significantly influence measured values for lung morphological parameters. The protocol that we describe here minimizes variations during measurements of two morphological parameters used for ISA calculation: internal lung volume (ILV) and mean linear intercept (MLI). Using ISA as a morphometric and functional parameter to determine the outcome of alveolar regeneration in both pneumonectomy (PNX) and prosthesis implantation mouse models, we found that the increased ISA following PNX treatment was significantly blocked by implantation of a prosthesis into the thoracic cavity1. The ability to accurately quantify ISA is not only expected to improve the reliability and reproducibility of lung function studies in injured-induced alveolar regeneration models, but also to promote mechanistic discoveries of multiple pulmonary diseases.

<html> ביצענו כאן ניסוי עם PNX שטופלו הקבוצה השתלת תותבת (Prosthesis-implanted) קבוצה. קבוצות אלה זהות לקבוצות ששימשו במחקר שפורסם בעבר מקבוצת המחקר 14 שלנו. PENX העכבר ואת פרוצדזה ההשתלה נהלים מוצג...

Watch this Scientific Journal Video about A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation at JoVE.com

A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation

אזור פני השטח הפנימי של הריאות (ISA) הוא קריטריון קריטי להערכת מורפולוגיה ריאות ופיזיולוגיה במחלות ריאה ו-התחדשות שנגרם על ידי פציעה. אנו מתארים כאן שיטה סטנדרטית שיכולה למזער את הטיה המדידה עבור השב&quot;כ הן ריאות pneumonectomy ריאות מודלים השתלת עכבר פרוטה.

שיטה מתוקננת למדידת שטח הפנים של הריאות הפנימיות באמצעות דלקת ריאות של עכבר והשתלת תותב

Pulmonary morphology, physiology, and respiratory functions change in both physiological and pathological conditions. Internal lung surface area (ISA), ...

a-standardized-method-for-measuring-internal-lung-surface-area-via

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

13.1K Views.  Peking University.  אזור פני השטח הפנימי של הריאות (ISA) הוא קריטריון קריטי להערכת מורפולוגיה ריאות ופיזיולוגיה במחלות ריאה ו-התחדשות שנגרם על ידי פציעה. אנו מתארים כאן שיטה סטנדרטית שיכולה למזער את הטיה המדידה עבור השב"כ הן ריאות pneumonectomy ריאות מודלים השתלת ע...

Video: A Standardized Method for Measuring Internal Lung Surface Area via Mouse Pneumonectomy and Prosthesis Implantation

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

שיטה פשוטה של ​​אינטובציה ריאות המאוסות

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Medicine

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly hydrated, forming a substantial endothelial surface layer (ESL) that contributes to the maintenance of endothelial function. As the endothelial glycocalyx is often aberrant in vitro and is lost during standard tissue fixation techniques, study of the ESL requires use of intravital microscopy. To best approximate the complex physiology of the alveolar microvasculature, pulmonary intravital imaging is ideally performed on a freely-moving lung. These preparations, however, typically suffer from extensive motion artifact. We demonstrate how closed-chest intravital microscopy of a freely-moving mouse lung can be used to measure glycocalyx integrity via ESL exclusion of fluorescently-labeled high molecular weight dextrans from the endothelial surface. This non-recovery surgical technique, which requires simultaneous brightfield and fluorescent imaging of the mouse lung, allows for longitudinal observation of the subpleural microvasculature without evidence of inducing confounding lung injury.

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

The endothelial glycocalyx/endothelial surface layer is ideally studied using intravital microscopy. Intravital microscopy is technically challenging in a moving organ such as the lung. We demonstrate how simultaneous brightfield and fluorescent microscopy may be used to estimate endothelial surface layer thickness in a freely-moving in vivo mouse lung.

במדידת vivo של שכבת פני שטח האנדותל ריאתי המאוסה

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly ...

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as the bone, brain, and lung. Although extensively studied, the mechanistic details of this process remain poorly understood. While common imaging modalities, including computed tomography (CT), positron emission tomography (PET), and magnetic resonance imaging (MRI), offer varying degrees of gross visualization, each lacks the temporal and spatial resolution necessary to detect the dynamics of individual tumor cells. To address this, numerous techniques have been described for intravital imaging of common metastatic sites. Of these sites, the lung has proven especially challenging to access for intravital imaging owing to its delicacy and critical role in sustaining life. Although several approaches have previously been described for single-cell intravital imaging of the intact lung, all involve highly invasive and terminal procedures, limiting the maximum possible imaging duration to 6-12 h. Described here is an improved technique for the permanent implantation of a minimally invasive thoracic optical Window for High-Resolution Imaging of the Lung (WHRIL). Combined with an adapted approach to microcartography, the innovative optical window facilitates serial intravital imaging of the intact lung at single-cell resolution across multiple imaging sessions and spanning multiple weeks. Given the unprecedented duration of time over which imaging data can be gathered, the WHRIL can facilitate the accelerated discovery of the dynamic mechanisms underlying metastatic progression and numerous additional biologic processes within the lung.

Here, we present a protocol for the surgical implantation of a permanently indwelling optical window for the murine thorax, which enables high-resolution, intravital imaging of the lung. The permanence of the window makes it well-suited to the study of dynamic cellular processes in the lung, especially those that are slowly evolving, such as metastatic progression of disseminated tumor cells.

חלון קבוע לחקירת גרורות סרטן לריאה

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Cancer Research

Automated Measurement of Pulmonary Emphysema and Small Airway Remodeling in Cigarette Smoke-exposed Mice

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1). Animal models of COPD are used to identify molecules that contribute to the disease process and to test the efficacy of novel therapies for COPD. Researchers use a number of models of COPD employing different species including rodents, guinea-pigs, rabbits, and dogs(2). However, the most widely-used model is that in which mice are exposed to cigarette smoke. Mice are an especially useful species in which to model COPD because their genome can readily be manipulated to generate animals that are either deficient in, or over-express individual proteins. Studies of gene-targeted mice that have been exposed to cigarette smoke have provided valuable information about the contributions of individual molecules to different lung pathologies in COPD(3-5). Most studies have focused on pathways involved in emphysema development which contributes to the airflow obstruction that is characteristic of COPD. However, small airway fibrosis also contributes significantly to airflow obstruction in human COPD patients(6), but much less is known about the pathogenesis of this lesion in smoke-exposed animals. To address this knowledge gap, this protocol quantifies both emphysema development and small airway fibrosis in smoke-exposed mice. This protocol exposes mice to CS using a whole-body exposure technique, then measures respiratory mechanics in the mice, inflates the lungs of mice to a standard pressure, and fixes the lungs in formalin. The researcher then stains the lung sections with either Gill&#8217;s stain to measure the mean alveolar chord length (as a readout of emphysema severity) or Masson&#8217;s trichrome stain to measure deposition of extracellular matrix (ECM) proteins around small airways (as a readout of small airway fibrosis). Studies of the effects of molecular pathways on both of these lung pathologies will lead to a better understanding of the pathogenesis of COPD.

The goal of this protocol is to provide automated methods to quantify chronic lung pathologies in a murine model of COPD. The protocol includes exposing mice to cigarette smoke (CS), measuring pulmonary function, inflating the lungs, and using morphometry methods to measure emphysema and small airway remodeling in mice.

מדידה אוטומטית של הריאות נפחתו וקטן Airway Remodeling בעכברים שנחשפו לעשן סיגריות

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1).  Animal models of COPD are used to identify molecules that ...

Mouse Pneumonectomy Model of Compensatory Lung Growth

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to disability or death. Injury-based animal models of lung repair and regeneration are limited by injury-specific responses making it difficult to differentiate changes related to the injury response and injury resolution from changes related to lung repair and lung regeneration. However, use of animal models to identify these repair and regeneration signaling pathways is critical to the development of new therapies aimed at improving pulmonary function following lung injury. The mouse pneumonectomy model utilizes compensatory lung growth to isolate those repair and regeneration signals in order to more clearly define mechanisms of alveolar re-septation. Here, we describe our technique for performing mouse pneumonectomy and sham pneumonectomy. This technique may be utilized in conjunction with lineage tracing or other transgenic mouse models to define molecular and cellular mechanism of lung repair and regeneration.

Mouse pneumonectomy is a commonly employed model of compensatory lung growth. This procedure can be used in conjunction with lineage tracing or transgenic mouse models to elucidate underlying mechanisms.

עכבר דגם ריאה של פיצוי ריאות צמיחה

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to ...

Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

מדידה של עקומת לחץ-נפח ריאות עכבר

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

שיטות החדרה וקיבוע שימושיות בחקר סרטן ריאות עכבר

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese individuals worldwide by 2030, thus representing a growing socioeconomic burden. Simultaneously, obesity-related comorbidities, including diabetes as well as heart and chronic lung diseases, are continuously on the rise. Although obesity has been associated with increased risk for asthma exacerbations, worsening of respiratory symptoms, and poor control, the functional role of obesity and perturbed metabolism in the pathogenesis of chronic lung disease is often underestimated, and underlying molecular mechanisms remain elusive. This article aims to present methods to assess the effect of obesity on metabolism, as well as lung structure and function. Here, we describe three techniques for mice studies: (1) assessment of intraperitoneal glucose tolerance (ipGTT) to analyze the effect of obesity on glucose metabolism; (2) measurement of airway resistance (Res) and respiratory system compliance (Cdyn) to analyze the effect of obesity on lung function; and (3) preparation and fixation of the lung for subsequent quantitative histological assessment. Obesity-related lung diseases are probably multifactorial, stemming from systemic inflammatory and metabolic dysregulation that potentially adversely influence lung function and the response to therapy. Therefore, a standardized methodology to study molecular mechanisms and the effect of novel treatments is essential.

The incidence of obesity is rising and increases the risk of chronic lung diseases. To establish the underlying mechanisms and preventive strategies, well-defined animal models are needed. Here, we provide three methods (glucose-tolerance-test, body plethysmography, and lung fixation) to study the effect of obesity on pulmonary outcomes in mice.

בדיקת עמידות הגלוקוז בקרום הבטן, מדידה של תפקודי ריאה של קיבעון של הריאה לחקור את ההשפעה של השמנת יתר, חילוף חומרים לקוי על תוצאות ריאתי

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese ...

Immunology and Infection

Pre-Conditioning the Airways of Mice with Bleomycin Increases the Efficiency of Orthotopic Lung Cancer Cell Engraftment

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of thoracic malignancies, additional animal models that can recapitulate diverse human lung cancer subtypes and stages are needed. Allograft or xenograft models are versatile and enable the quantification of tumorigenic capacity in vivo, using malignant cells of either murine or human origin. However, previously described methods of lung cancer cell engraftment have been performed in non-physiological sites, such as the flank of mice, due to the inefficiency of orthotopic transplantation of cells into the lungs. In this study, we describe a method to enhance orthotopic lung cancer cell engraftment by pre-conditioning the airways of mice with the fibrosis inducing agent bleomycin. As a proof-of-concept experiment, we applied this approach to engraft tumor cells of the lung adenocarcinoma subtype, obtained from either mouse or human sources, into various strains of mice. We demonstrate that injuring the airways with bleomycin prior to tumor cell injection increases the engraftment of tumor cells from 0-17% to 71-100%. Significantly, this method enhanced lung tumor incidence and subsequent outgrowth using different models and mouse strains. In addition, engrafted lung cancer cells disseminate from the lungs into relevant distant organs. Thus, we provide a protocol that can be used to establish and maintain new orthotopic models of lung cancer with limiting amounts of cells or biospecimen and to quantitatively assess the tumorigenic capacity of lung cancer cells in physiologically relevant settings.

We describe a method to significantly enhance orthotopic engraftment of lung cancer cells into the murine lungs by pre-conditioning the airways with injury. This approach may also be applied to study stromal interactions within the lung microenvironment, metastatic dissemination, lung cancer co-morbidities, and to more efficiently generate patient derived xenografts.

מיזוג מראש את דרכי הנשימה של עכברים עם Bleomycin מגדיל את היעילות של Orthotopic ריאות סרטן תא Engraftment

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of ...

<meta charset="utf8"></head><body>ניטור בזמן אמת של דינמיקה תאית בהשתלת ריאות עכבר

Intravital Two-Photon Microscopy of the Transplanted Mouse Lung

Complications after lung transplantation are largely related to the host immune system responding to the graft. Such immune responses are regulated by crosstalk between donor and recipient cells. A better understanding of these processes relies on the use of preclinical animal models and is aided by an ability to study intra-graft immune cell trafficking in real-time. Intravital two-photon microscopy can be used to image tissues and organs for depths up to several hundred microns with minimal photodamage, which affords a great advantage over single-photon confocal microscopy. Selective use of transgenic mice with promoter-specific fluorescent protein expression and/or adoptive transfer of fluorescent dye-labeled cells during intravital two-photon microscopy allows for the dynamic study of single cells within their physiologic environment. Our group has developed a technique to stabilize mouse lungs, which has enabled us to image cellular dynamics in na&#239;ve lungs and orthotopically transplanted pulmonary grafts. This technique allows for detailed assessment of cellular behavior within the vasculature and in the interstitium, as well as for examination of interactions between various cell populations. This procedure can be readily learned and adapted to study immune mechanisms that regulate inflammatory and tolerogenic responses after lung transplantation. It can also be expanded to the study of other pathogenic pulmonary conditions.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר זרקור: קידום אימונולוגיה של השתלות ריאה באמצעות הדמיה תוך חיונית

Here, we present a protocol to intravitally image the transplanted mouse left lung using two-photon microscopy. This represents a valuable tool for studying cellular dynamics and interactions in real-time following murine lung transplantation.

מיקרוסקופ תוך-ויטלי דו-פוטוני של ריאת העכבר המושתל

Complications after lung transplantation are largely related to the host immune system responding to the graft. Such immune responses are regulated by ...

שיטה מתוקננת למדידת שטח הפנים של הריאות הפנימיות באמצעות דלקת ריאות של עכבר והשתלת תותב

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

שיטה פשוטה של אינטובציה ריאות המאוסות

במדידת vivo של שכבת פני שטח האנדותל ריאתי המאוסה

חלון קבוע לחקירת גרורות סרטן לריאה

מדידה אוטומטית של הריאות נפחתו וקטן Airway Remodeling בעכברים שנחשפו לעשן סיגריות

עכבר דגם ריאה של פיצוי ריאות צמיחה

מדידה של עקומת לחץ-נפח ריאות עכבר

שיטות החדרה וקיבוע שימושיות בחקר סרטן ריאות עכבר

בדיקת עמידות הגלוקוז בקרום הבטן, מדידה של תפקודי ריאה של קיבעון של הריאה לחקור את ההשפעה של השמנת יתר, חילוף חומרים לקוי על תוצאות ריאתי

מיזוג מראש את דרכי הנשימה של עכברים עם Bleomycin מגדיל את היעילות של Orthotopic ריאות סרטן תא Engraftment

מיקרוסקופ תוך-ויטלי דו-פוטוני של ריאת העכבר המושתל

שיטה מתוקננת למדידת שטח הפנים של הריאות הפנימיות באמצעות דלקת ריאות של עכבר והשתלת תותב

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

שיטה פשוטה של ​​אינטובציה ריאות המאוסות

במדידת vivo של שכבת פני שטח האנדותל ריאתי המאוסה

חלון קבוע לחקירת גרורות סרטן לריאה

מדידה אוטומטית של הריאות נפחתו וקטן Airway Remodeling בעכברים שנחשפו לעשן סיגריות

עכבר דגם ריאה של פיצוי ריאות צמיחה

מדידה של עקומת לחץ-נפח ריאות עכבר

שיטות החדרה וקיבוע שימושיות בחקר סרטן ריאות עכבר

בדיקת עמידות הגלוקוז בקרום הבטן, מדידה של תפקודי ריאה של קיבעון של הריאה לחקור את ההשפעה של השמנת יתר, חילוף חומרים לקוי על תוצאות ריאתי

מיזוג מראש את דרכי הנשימה של עכברים עם Bleomycin מגדיל את היעילות של Orthotopic ריאות סרטן תא Engraftment

מיקרוסקופ תוך-ויטלי דו-פוטוני של ריאת העכבר המושתל

שיטה פשוטה של אינטובציה ריאות המאוסות