המחברים רוצים להודות למר ריי לי, מר HC ליונג ומר וואלאס אז על עזרתם האדיבה בהפיכת מקור האור ואבקת insufflator; ומתקן הליבה של הפקולטה לסיוע בהדמיה של בעלי חיים. העבודה נתמכה על ידי מועצת מענק המחקר, הונג קונג (17300319).

הניסויים שנערכו במחקר זה אושרו על ידי הוועדה לשימוש בבעלי חיים להוראה ומחקר (CULATR), אוניברסיטת הונג קונג. ניסוחים אבקה יבשה שהוכנו על ידי ייבוש הקפאת ספריי (SFD) המכיל 0.5% של RNA שליח לוציפראז (mRNA), 5% פפטיד סינתטי PEG12KL4 ו 94.5% של מניטול (w / w) משמשים במחקר זה כדי להדגים ביטוי mRNA בריאה16. הקוטר האווירודינמי החציוני ההמוני (MMAD) של אבקת SFD הוא 2.4 מיקרומטר. אבקת מניטול מיובשת ספריי (SD) משמשים כדי לחקור את ההשפעה של נפח האוויר המשמש פיזור אבקה16. MMAD של אבקת SD הוא 1.5 מיקרומטר.
1. ייצור של אבקה יבשה אינזלטור והעמסה של אבקה יבשה
<ol><li>(אופציונלי) לחצו על הלחצן 'קביעות' לנטרל את הטעינה הסטטית של אבקה יבשה (בבקבוקון) ואת קצה פיפטה עגול 200 μL ללא מסנן. השתמש באקדח אנטי סטטי או איזון עם פונקציית deionizing על פי הוראות היצרן.</li>
	<li>מכינים נייר שקילה בגודל של כ 4 ס"מ x 4 ס"מ. מקפלים את הנייר לחצי באלכסון ולאחר מכן לפתוח אותו.</li>
	<li>שוקלים 1-2 מ"ג אבקה יבשה על נייר השקילה.</li>
	<li>מלאו טיפ פיפטה לטעינת ג'ל באבקה דרך הפתח הרחב יותר של הקצה. הקש בעדינות כדי לארוז את האבקה עד שהאבקה תסתובב בחופשיות ליד הקצה הצר של הקצה (איור 1A). הימנע אריזת האבקה חזק מדי כפי שהוא עלול לעכב את פיזור אבקה.</li>
	<li>חברו את הקצה הטעון באבקה למזרק של 1 מ"ל באמצעות עצירה משולשת(איור 1B). ניתן לשנות את גודל המזרק בהתאם לנפח האוויר המשמש לפיזור האבקה. החזק את הקצה ומזרק אנכית במהלך החיבור כדי למנוע שפיכה של אבקה. אם הניהול אינו מבוצע באופן מיידי, השתמש בפרפילם כדי לאטום את פתחי הקצה ולאחסן אותו באופן זמני בתנאים מתאימים עד להנהלה.</li>
</ol>2. ייצור של מכשיר אינטובציה
<ol><li>מקור אור (איור 2)<ol>
<li>הכינו מקור אור בהתאמה אישית עם לפיד דיודה פולט אור (LED) וסיבים אופטיים גמישים בקוטר של 0.8-1 מ"מ.</li>
		<li>הפוך פתח ממורכז על העדשה הברורה של לפיד LED עם מקדחה ביד או קצת מקדחה, כך הסיב האופטי בקושי יכול לעבור.</li>
		<li>הכנס את הסיב האופטי דרך הפתח. הפעל את לפיד ה- LED כדי לכוונן את המיקום ואת עומק ההכנסה לקבלת בהירות מרבית בקצה השני של הסיב האופטי.</li>
		<li>הדבק את הסיב האופטי במיקום עם דבק אפוקסי ברור.</li>
	</ol>
</li>
	<li>קנולה מנחה (איור 3)<ol>
<li>קחו פיפט פסטר מפלסטיק 1 מ"ל(איור 3A)והחזיקו את הפיפט בשני קצותיו.</li>
		<li>השתמש במנורת אלכוהול (או במקורות חום אחרים במעבדה כגון מבער בונזן) כדי לחמם את אמצע הפיפטה על ידי הצבתה בגובה 5-10 ס"מ מעל הלהבה(איור 3B). סובב את הפיפט כדי לוודא שהוא מחומם באופן שווה.</li>
		<li>כאשר הפלסטיק הופך רך ומעוות, להזיז את פיפטה מן הלהבה למתוח את פיפטה בעדינות.</li>
		<li>חותכים את הפיפט המתוח באמצע עם זוג מספריים לחלק א' ולחלק ב'(איור 3C-E). השתמשו בחלק א' כטיפ יפה ובחלק ב' כקנולה מנחה. כדי להגדיל את הסיכוי לצנרור מוצלח עם הצינור המנחה, בצע מסגרת משופעת (לא חדה מדי שעלולה להגביר את הסיכון לפגיעה בבעל החיים) בסוף חלק ב'(איור 3F). כאשר קצה פיפטה 200 μL טעינת ג'ל (עבור טעינת אבקה) מוכנס לתוך הצינור המנחה, זה צריך לבלוט את הצינורית על ידי 1-2 מ"מ. הערה: קנולה מנחה (חלק B) עם הממד המתאים (קוטר פנימי וחיצוני) עבור אינטובציה יכול להיות 21 מד מחט להתאים בתוכו בזמן שהוא יכול גם להתאים בתוך מחט 17 מד. ייתכן שיהיה צורך בניסיונות מרובים למתוח את הפיפטות כדי להשיג את הממד המתאים.</li>
		<li>(אופציונלי): חותכים פתח קטן בקצה הרחב יותר של הצינורית המנחה כדי להפוך אותו לגמיש יותר כך שיהיה קל יותר להחזיק את הסיב האופטי(איור 3F). פתח זה מאפשר גם התאמה של microsprayer לניהול תרסיס נוזלי.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. אינטובציה
<ol><li>הרדמה של העכבר (BALB/c, 7-9 שבועות) עם קטמין (100 מ"ג/ק"ג) ו xylazine (10 מ"ג / קילוגרם) על ידי הזרקה תוך אישית.</li>
	<li>הכינו פלטפורמה העשויה פרספקס והרכיבו אותה לדוכן עם מהדק(איור 4A). מניחים את העכבר המרדים על הרציף (בסביבות 60° נטייה) בתנוחה סופית. הגובה והזווית של הנטייה של הפלטפורמה יכול להיות מותאם על ידי המיקום של מהדק על הדוכן.</li>
	<li>להשעות את העכבר על ידי חיבור החותכות שלו על חוט ניילון (איור 4B). לאבטח את המיקום של העכבר על ידי פיסת קלטת או גומייה.</li>
	<li>הכנס את הסיב האופטי לתוך הצינורית המנחה לפני הצנרור עם קצה רמת הסיבים עם פתיחת הצינורית המנחה. הפעל את לפיד ה-LED כדי להאיר.</li>
	<li>בעדינות לבליט את הלשון של העכבר עם זוג מלקחיים כדי לחשוף את קנה הנשימה שלה.</li>
	<li>השתמש ביד השנייה כדי להחזיק את הצינורית המנחה עם סיבים אופטיים בפנים. הכנס אותם דרך חלל הפה. עם התאורה מהסיבים האופטיים, ניתן לדמיין את פתיחת קנה הנשימה כפתח בין מיתרי הקול.</li>
	<li>יישרו את מסגרת השופעת של הצינורית המנחה לכיוון קו האמצע של הפתח (איור 5A). צנררו בעדינות את הצינורית המנחה עם סיבים אופטיים לקנה הנשימה על ידי כיוון לקצה הטוב ביותר של הצינורית בפתח קנה הנשימה.</li>
	<li>לאחר הצנרור, הסירו במהירות את הסיב האופטי והשאירו את הצינורית המנחה בתוך קנה הנשימה (איור 5B). נשימה נורמלית צריכה להיות נצפית.</li>
	<li>החזק את פיפטה קצה דק (חלק A) בפתיחת הצינור המנחה ואת האינטולט נשיפה קטנה של אוויר (כ 0.2 מ"ל) לתוך הריאה של העכבר. אינפלציה קלה בחזה העכבר מצביעה על אינטובציה נאותה. הסר את פיפטה טיפ דק לפני ניהול אבקה.</li>
</ol>4. ניהול אבקה
<ol><li>החזק את האבקה טעונה קצה המחובר המזרק כמתואר בשלב 1.5. ודא שזרימת האוויר בין המזרק לקצה מנותקת.</li>
	<li>משוך את בוכנה מזרק לאחור כדי למשוך 0.6 מ"ל של אוויר. הערה: נפח האוויר המשמש לפיזור האבקה תלוי במאפייני האבקה ובכמות האבקה הטעונה. הדבר מתואר עוד יותר בסעיף התוצאות.</li>
	<li>סובבו את השסתום של העצירה המשולשת כדי לחבר את זרימת האוויר בין המזרק לקצה הטעון באבקה.</li>
	<li>הכנס את הקצה הטעון באבקה לקנולה המנחה שכבר הונחה בקנה הנשימה של העכבר (איור 5C). החזק את הצינורית המנחה ולדחוף את הבוכנה מזרק בכוח בפעולה רציפה אחת כדי לפזר את האבקה כמו אירוסולים לתוך הריאה. הערה: יש למזער כל תנועה קדימה של המכשיר כדי למנוע פגיעה בבעל החיים.</li>
	<li>הסר את הקצה ובדוק אם האבקה בתוך הקצה התרוקנה. אם לא, חזור על שלב 4.1 עד 4.4. הערה: אם האבקה ארוזה חזק מדי עקב הקשה מוגזמת, ייתכן שהיא לא תתפזר כראוי.</li>
	<li>לאחר השלמת הממשל, הסר את הצינורית המנחה מקנה הנשימה.</li>
	<li>אפשר לעכבר להתאושש על ידי הצבתו אופקית בתנוחה על-חושית עם לשונו בולטת למחצה כדי למנוע את המצור על דרכי הנשימה.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Newman, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+delivery+to+the+lungs:+challenges+and+opportunities.">Drug delivery to the lungs: challenges and opportunities.</a> Therapeutic Delivery. 8 (8), 647-661 (2017).</li><li>Setter, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhaled+dry+powder+insulin+for+the+treatment+of+diabetes+mellitus.">Inhaled dry powder insulin for the treatment of diabetes mellitus.</a> Clinical Therapeutics. 29 (5), 795-813 (2007).</li><li>Muralidharan, P., Hayes, D., Mansour, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+powder+inhalers+in+COPD,+lung+inflammation+and+pulmonary+infections.">Dry powder inhalers in COPD, lung inflammation and pulmonary infections.</a> Expert Opinion on Drug Delivery. 12 (6), 947-962 (2015).</li><li>de Boer, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+powder+inhalation:+past,+present+and+future.">Dry powder inhalation: past, present and future.</a> Expert Opinion on Drug Delivery. 14 (4), 499-512 (2017).</li><li>Das, S., Tucker, I., Stewart, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhaled+dry+powder+formulations+for+treating+tuberculosis.">Inhaled dry powder formulations for treating tuberculosis.</a> Current Drug Delivery. 12 (1), 26-39 (2015).</li><li>Okamoto, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+chitosan-pDNA+complex+powder+prepared+by+supercritical+carbon+dioxide+process.">Stability of chitosan-pDNA complex powder prepared by supercritical carbon dioxide process.</a> International Journal of Pharmaceutics. 290 (1-2), 73-81 (2005).</li><li>He, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+inhaled+recombinant+human+insulin+dry+powders:+pharmacokinetics,+pharmacodynamics+and+14-day+inhalation.">Evaluation of inhaled recombinant human insulin dry powders: pharmacokinetics, pharmacodynamics and 14-day inhalation.</a> Journal of Pharmacy and Pharmacology. 71 (2), 176-184 (2019).</li><li>Durham, P. G., Young, E. F., Braunstein, M. S., Welch, J. T., Hickey, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dry+powder+combination+of+pyrazinoic+acid+and+its+n-propyl+ester+for+aerosol+administration+to+animals.">A dry powder combination of pyrazinoic acid and its n-propyl ester for aerosol administration to animals.</a> International Journal of Pharmaceutics. 514 (2), 384-391 (2016).</li><li>Phillips, J. E., Zhang, X., Johnston, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+powder+and+nebulized+aerosol+inhalation+of+pharmaceuticals+delivered+to+mice+using+a+nose-only+exposure+system.">Dry powder and nebulized aerosol inhalation of pharmaceuticals delivered to mice using a nose-only exposure system.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (122), e55454 (2017).</li><li>Nahar, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro,+in+vivo+and+ex+vivo+models+for+studying+particle+deposition+and+drug+absorption+of+inhaled+pharmaceuticals).">In vitro, in vivo and ex vivo models for studying particle deposition and drug absorption of inhaled pharmaceuticals).</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 49 (5), 805-818 (2013).</li><li>Price, D. N., Muttil, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+Therapeutics+to+the+Lung.">Delivery of Therapeutics to the Lung.</a> Methods in Molecular Biology. 1809, 415-429 (2018).</li><li>Chang, R. Y. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proof-of-Principle+Study+in+a+Murine+Lung+Infection+Model+of+Antipseudomonal+Activity+of+Phage+PEV20+in+a+Dry-Powder+Formulation.">Proof-of-Principle Study in a Murine Lung Infection Model of Antipseudomonal Activity of Phage PEV20 in a Dry-Powder Formulation.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (2), (2018).</li><li>Ito, T., Okuda, T., Takayama, R., Okamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+an+Evaluation+Method+for+Gene+Silencing+by+Serial+Pulmonary+Administration+of+siRNA+and+pDNA+Powders:+Naked+siRNA+Inhalation+Powder+Suppresses+Luciferase+Gene+Expression+in+the+Lung.">Establishment of an Evaluation Method for Gene Silencing by Serial Pulmonary Administration of siRNA and pDNA Powders: Naked siRNA Inhalation Powder Suppresses Luciferase Gene Expression in the Lung.</a> Journal of pharmaceutical sciences. 108 (8), 2661-2667 (2019).</li><li>Patil, J. S., Sarasija, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+drug+delivery+strategies:+A+concise,+systematic+review.">Pulmonary drug delivery strategies: A concise, systematic review.</a> Lung India. 29 (1), 44-49 (2012).</li><li>Ihara, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histological+Quantification+of+Gene+Silencing+by+Intratracheal+Administration+of+Dry+Powdered+Small-Interfering+RNA/Chitosan+Complexes+in+the+Murine+Lung.">Histological Quantification of Gene Silencing by Intratracheal Administration of Dry Powdered Small-Interfering RNA/Chitosan Complexes in the Murine Lung.</a> Pharmaceutical Research. 32 (12), 3877-3885 (2015).</li><li>Qiu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+mRNA+pulmonary+delivery+by+dry+powder+formulation+of+PEGylated+synthetic+KL4+peptide.">Effective mRNA pulmonary delivery by dry powder formulation of PEGylated synthetic KL4 peptide.</a> Journal of Controlled Release. 314, 102-115 (2019).</li><li>Pfeifer, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+powder+aerosols+of+polyethylenimine+(PEI)-based+gene+vectors+mediate+efficient+gene+delivery+to+the+lung.">Dry powder aerosols of polyethylenimine (PEI)-based gene vectors mediate efficient gene delivery to the lung.</a> Journal of Controlled Release. 154 (1), 69-76 (2011).</li><li>Kim, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Doxorubicin-loaded+highly+porous+large+PLGA+microparticles+as+a+sustained-+release+inhalation+system+for+the+treatment+of+metastatic+lung+cancer.">Doxorubicin-loaded highly porous large PLGA microparticles as a sustained- release inhalation system for the treatment of metastatic lung cancer.</a> Biomaterials. 33 (22), 5574-5583 (2012).</li><li>Tonnis, W. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+aerosol+generator+for+homogenous+distribution+of+powder+over+the+lungs+after+pulmonary+administration+to+small+laboratory+animals.">A novel aerosol generator for homogenous distribution of powder over the lungs after pulmonary administration to small laboratory animals.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (3), 1056-1063 (2014).</li><li>Hoppentocht, M., Hoste, C., Hagedoorn, P., Frijlink, H. W., de Boer, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+evaluation+of+the+DP-4M+PennCentury+insufflator.">In vitro evaluation of the DP-4M PennCentury insufflator.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (1), 153-159 (2014).</li><li>Liao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Porous+and+highly+dispersible+voriconazole+dry+powders+produced+by+spray+freeze+drying+for+pulmonary+delivery+with+efficient+lung+deposition.">Porous and highly dispersible voriconazole dry powders produced by spray freeze drying for pulmonary delivery with efficient lung deposition.</a> International Journal of Pharmaceutics. 560, 144-154 (2019).</li><li>Ito, T., Okuda, T., Takashima, Y., Okamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naked+pDNA+Inhalation+Powder+Composed+of+Hyaluronic+Acid+Exhibits+High+Gene+Expression+in+the+Lungs.">Naked pDNA Inhalation Powder Composed of Hyaluronic Acid Exhibits High Gene Expression in the Lungs.</a> Molecular Pharmaceutics. 16 (2), 489-497 (2019).</li><li>Chaurasiya, B., Zhou, M., Tu, J., Sun, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+and+validation+of+a+simple+device+for+insufflation+of+dry+powders+in+a+mice+model.">Design and validation of a simple device for insufflation of dry powders in a mice model.</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 123, 495-501 (2018).</li></ol>

המחברים אין ניגודי אינטרסים לחשוף.

בנייר זה, מכשירים בהתאמה אישית עבור זלוף אבקה יבשה אינטובציה תוך-צ'יאלי מוצגים. בשלב טעינת האבקה, אבקה יבשה נטענת לקצה פיפטה 200 μL טעינת ג'ל. חשוב להקיש בעדינות על הקצה כדי לאפשר אריזה רופפת של אבקה בקצה הצר של הקצה. עם זאת, אם האבקה ארוזה חזק מדי, הם ייתקעו בקצה ולא ניתן לפזר כראוי. מומלץ לנטרל ...

מסלול הריאות של הממשל מציע יתרונות שונים באספקת טיפולים הן לפעולות מקומיות והן לפעולות מערכתיות. לטיפול במחלות ריאה, ריכוז תרופות מקומי גבוה יכול להיות מושגת על ידי משלוח ריאתי, ובכך להפחית את המינון הנדרש ולהוריד את השכיחות של תופעות לוואי מערכתיות. יתר על כן, פעילות אנזימטית נמוכה יחסית בריאה יכולה להפחית את חילוף החומרים של תרופות מוקדמות. הריאות יעילות גם לספיגת תרופות לפעולה מערכתית בשל שטח הפנים הגדול והחדור היטב, שכבת תאי האפיתל הדקה ביותר ונפח הדם הגבוה בנימים ריאתי1.
פורמולציות אבקה יבשה בשאיפה נחקרו בהרחבה למניעה וטיפול במחלות שונות כגון אסטמה, מחלת ריאות חסימתית כרונית, סוכרת וחיסון ריאתי2,3,4. תרופות במצב מוצק הם בדרך כלל יציבים יותר מאשר בצורה נוזלית, משאפי אבקה יבשה הם ניידים יותר וידידותי למשתמש מאשר nebulizers5,6. בהתפתחות של ניסוחים אבקה יבשה בשאיפה, הבטיחות, הפרופיל הפרמקוקינטי ואת היעילות הטיפולית צריך להיות מוערך במודלים פרה-קוליניים בעלי חיים לאחר מתן ריאתי7. שלא כמו בני אדם שיכולים לשאוף אבקה יבשה באופן פעיל, משלוח ריאתי של אבקה יבשה לבעלי חיים קטנים הוא מאתגר. יש צורך לקבוע פרוטוקול יעיל של אספקת אבקה יבשה לריאות של בעלי חיים.
עכברים נמצאים בשימוש נרחב כמודלים של בעלי חיים מחקר כי הם חסכוניים והם מתרבים היטב. הם גם קלים לטיפול ומודלים רבים של מחלות מבוססים היטב. ישנן שתי גישות עיקריות לניהול אבקה יבשה לריאה של העכבר: שאיפה וניהול תוך-כיווני. לשאיפה, העכבר ממוקם בתא גוף שלם או אף בלבד שבו אבקה יבשה הוא אירוסול ובעלי החיים לנשום בתרסיס ללא סם8,9. ציוד יקר נדרש ויעילות אספקת הסמים נמוכה. בעוד תא כל הגוף עשוי להיות מבחינה טכנית פחות מאתגר, תא החשיפה לאף בלבד יכול למזער את החשיפה של תרופות לפני השטח של הגוף. ללא קשר, עדיין קשה לשלוט במדויק ולקבוע את המינון המועבר לריאות. האבקה היבשה מופקדת בעיקר באזור nasopharynx שבו סיווג רירי בולט10. יתר על כן, עכברים בתוך התא נמצאים תחת לחץ משמעותי במהלך תהליך הממשל כי הם מוגבלים מקופחים של אספקת מזון ומים11. עבור ניהול תוך-סחיר, זה בדרך כלל מתייחס המבוא של החומר ישירות לתוך קנה הנשימה. ישנן שתי טכניקות שונות כדי להשיג זאת: קנה הנשימה ו אינטובציה orotracheal. הראשון דורש הליך כירורגי שעושה חתך בקנה הנשימה, שהוא פולשני ולעתים רחוקות משמש לניהול אבקה. רק הטכניקה השנייה מתוארת כאן. בהשוואה לשיטת השאיפה, ניהול תוך-סחווי הוא השיטה הנפוצה יותר לאספקה ריאתי בעכבר בגלל יעילות המסירה הגבוהה שלו עם אובדן סמים מינימלי12,13. זוהי שיטה פשוטה ומהירה כדי לספק בדיוק כמות קטנה של אבקה בתוך כמה מיליגרם לעכבר. למרות שהעכבר נבדל אנטומית ופיזיולוגית לבני אדם וההרדמה נדרשת במהלך תהליך הצנרור, ניהול תוך-סחווי עוקף את דרכי הנשימה העליונות ומציע דרך יעילה יותר להעריך את הפעילות הביולוגית של ניסוח האבקה היבשה כגון ספיגת הריאות, הזמינות הביולוגית והאפקטים הטיפוליים14,15.
כדי לנהל אבקה יבשה תוך-אופן, העכבר צריך להיות צנרור, אשר יכול להיות מאתגר. בנייר זה מתואר ייצור של אבקה יבשה בהזמנה אישית ומכשיר אינטובציה. ההליכים של אינטובציה ו insufflation של אבקה יבשה בריאה של העכבר הם הפגינו.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>BALB/c mouse</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Female; 7-9 weeks old; Body weight 20-25 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CleanCap Firefly Luciferase mRNA</td>
			<td>TriLink Biotechnology</td>
			<td>L-7602</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Powder Insufflator</td>
			<td>PennCentury</td>
			<td>Model DP-4M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine 10%</td>
			<td>Alfasan International B.V.</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light emitting diode (LED) torch</td>
			<td>Unilite Internation</td>
			<td>PS-K1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mannitol (Pearlitol 160C)</td>
			<td>Roquette</td>
			<td>450001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-filter round gel loading pipette tip (200 &#181;L)</td>
			<td>Labcon</td>
			<td>1034-800-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon floss</td>
			<td>Reach</td>
			<td>30017050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>One milliliter syringe without needle</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>SS-01T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical fibre</td>
			<td>Fibre Data</td>
			<td>OMPF1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PEG12KL4 peptide</td>
			<td>EZ Biolab</td>
			<td></td>
			<td>(PEG12)-KLLLLKLLLLKLLLLKLLLLK-NH2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Pasteur fine tip pipette</td>
			<td>Alpha Labotatories</td>
			<td>LW4061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Three-way stopcock</td>
			<td>Braun</td>
			<td>D201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine 2%</td>
			<td>Alfasan International B.V.</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zerostat 3 anti-static gun</td>
			<td>MILTY</td>
			<td>5036694022153</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intratracheal administration of dry powder formulation in mice

בהתפתחות של ניסוחים אבקה יבשה שאיפה, חיוני להעריך את הפעילות הביולוגית שלהם במודלים פרה-קוליניים של בעלי חיים. נייר זה מציג שיטה לא פולשנית של אספקה תוך-צדדית של ניסוח אבקה יבשה בעכברים. מוצג התקן טעינת אבקה יבשה המורכב מקצה פיפט לטעינת ג'ל 200 μL המחובר למזרק של 1 מ"ל באמצעות עצירה משולשת. כמות קטנה של אבקה יבשה (1-2 מ"ג) נטענת לתוך קצה פיפטה ומפוזר על ידי 0.6 מ"ל של אוויר במזרק. בגלל טיפים פיפטה הם חד פעמיים וזולים, ניסוחים אבקה יבשה שונים ניתן לטעון לתוך טיפים שונים מראש. ניסוחים שונים ניתן להעריך באותו ניסוי בעלי חיים ללא ניקוי המכשיר ומילוי מינון, ובכך לחסוך זמן ומבטל את הסיכון של זיהום צולב מאבקה שיורית. ניתן לבדוק את היקף פיזור האבקה על ידי כמות האבקה שנותרה בקצה פיפטה. פרוטוקול של אינטובציה בעכבר עם מקור אור בהתאמה אישית וקנולה מנחה כלול. אינטובציה נכונה היא אחד הגורמים העיקריים המשפיעים על האספקה התוך-סטרית של ניסוח אבקה יבשה לאזור הריאות העמוקות של העכבר.

כאשר אבקה יבשה insufflator משמש כדי לספק תרסיס אבקה לריאה של בעל חיים, נפח האוויר בשימוש הוא קריטי כפי שהוא משפיע על הבטיחות, כמו גם את יעילות פיזור האבקה. כדי לייעל את השיטה, כמויות שונות של אוויר (0.3 מ"ל, 0.6 מ"ל ו 1.0 מ"ל) שימשו כדי לפזר את האבקה היבשה (1 מ"ג של מניטול מיובש ספריי) ומשקל העכברים היה במעק?...

Watch this Scientific Journal Video about Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice at JoVE.com

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

ניסוחים אבקה יבשה לשאיפה יש פוטנציאל גדול בטיפול במחלות בדרכי הנשימה. לפני הכניסה למחקרים בבני אדם, יש צורך להעריך את היעילות של ניסוח אבקה יבשה במחקרים פרה-קוליניים. מוצגת שיטה פשוטה ולא פולשנית לניהול אבקה יבשה בעכברים דרך המסלול התוך-מסלולי.

ניהול תוך-סחיר של ניסוח אבקה יבשה בעכברים

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

intratracheal-administration-of-dry-powder-formulation-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

9.8K Views.  The University of Hong Kong. ניסוחים אבקה יבשה לשאיפה יש פוטנציאל גדול בטיפול במחלות בדרכי הנשימה. לפני הכניסה למחקרים בבני אדם, יש צורך להעריך את היעילות של ניסוח אבקה יבשה במחקרים פרה-קוליניים. מוצגת שיטה פשוטה ולא פולשנית לניהול אבקה יבשה בעכברים דרך המסלול התוך-מסלולי.

Video: Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Improving IV Insulin Administration in a Community Hospital

Diabetes mellitus is a major independent risk factor for increased morbidity and mortality in the hospitalized patient, and elevated blood glucose concentrations, even in non-diabetic patients, predicts poor outcomes.1-4 The 2008 consensus statement by the American Association of Clinical Endocrinologists (AACE) and the American Diabetes Association (ADA) states that "hyperglycemia in hospitalized patients, irrespective of its cause, is unequivocally associated with adverse outcomes."5 It is important to recognize that hyperglycemia occurs in patients with known or undiagnosed diabetes as well as during acute illness in those with previously normal glucose tolerance.
The Normoglycemia in Intensive Care Evaluation-Survival Using Glucose Algorithm Regulation (NICE-SUGAR) study involved over six thousand adult intensive care unit (ICU) patients who were randomized to intensive glucose control or conventional glucose control.6 Surprisingly, this trial found that intensive glucose control increased the risk of mortality by 14% (odds ratio, 1.14; p=0.02). In addition, there was an increased prevalence of severe hypoglycemia in the intensive control group compared with the conventional control group (6.8% vs. 0.5%, respectively; p&lt;0.001). From this pivotal trial and two others,7,8 Wyoming Medical Center (WMC) realized the importance of controlling hyperglycemia in the hospitalized patient while avoiding the negative impact of resultant hypoglycemia. 
Despite multiple revisions of an IV insulin paper protocol, analysis of data from usage of the paper protocol at WMC shows that in terms of achieving normoglycemia while minimizing hypoglycemia, results were suboptimal. Therefore, through a systematical implementation plan, monitoring of patient blood glucose levels was switched from using a paper IV insulin protocol to a computerized glucose management system. By comparing blood glucose levels using the paper protocol to that of the computerized system, it was determined, that overall, the computerized glucose management system resulted in more rapid and tighter glucose control than the traditional paper protocol. Specifically, a substantial increase in the time spent within the target blood glucose concentration range, as well as a decrease in the prevalence of severe hypoglycemia (BG &lt; 40 mg/dL), clinical hypoglycemia (BG &lt; 70 mg/dL), and hyperglycemia (BG &gt; 180 mg/dL), was witnessed in the first five months after implementation of the computerized glucose management system. The computerized system achieved target concentrations in greater than 75% of all readings while minimizing the risk of hypoglycemia. The prevalence of hypoglycemia (BG &lt; 70 mg/dL) with the use of the computer glucose management system was well under 1%.

When compared to the previous paper protocol, implementation of a computerized glucose management system results in a substantial increase in blood glucose concentration measurements within the target range. Using a computerized glucose management system to monitor blood glucose levels, decreases in severe hypoglycemia (&lt;40 mg/dL), clinical hypoglycemia (&lt;70 mg/dL), and hyperglycemia (&gt;180 mg/dL) also can be observed.

שיפור ניהול IV אינסולין בבית חולים קהילתי

Diabetes mellitus is a major independent risk factor for increased morbidity and mortality in the hospitalized patient, and elevated blood glucose ...

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

גישה ניתוחית חדשנית למנהל Intratracheal של סוכני יו במודל של עכברים עוברי

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Intranasal administration is a method of delivering therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is non-invasive and allows large molecules that do not cross the blood-brain barrier access to the CNS. Drugs are directly targeted to the CNS with intranasal delivery, reducing systemic exposure and thus unwanted systemic side effects1. Delivery from the nose to the CNS occurs within minutes along both the olfactory and trigeminal neural pathways via an extracellular route and does not require drug to bind to any receptor or axonal transport2. Intranasal delivery is a widely publicized method and is currently being used in human clinical trials3.
Intranasal delivery of drugs in animal models allows for initial evaluation of pharmacokinetic distribution and efficacy. With mice, it is possible to administer drugs to awake (non-anesthetized) animals on a regular basis using a specialized intranasal grip. Awake delivery is beneficial because it allows for long-term chronic dosing without anesthesia, it takes less time than with anesthesia, and can be learned and done by many people so that teams of technicians can dose large numbers of mice in short periods. Efficacy of therapeutics administered intranasally in this way to mice has been demonstrated in a number of studies including insulin in diabetic mouse models 4-6 and deferoxamine in Alzheimer's mouse models. 7,8
The intranasal grip for mice can be learned, but is not easy and requires practice, skill, and a precise grip to effectively deliver drug to the brain and avoid drainage to the lung and stomach. Mice are restrained by hand using a modified scruff in the non-dominant hand with the neck held parallel to the floor, while drug is delivered with a pipettor using the dominant hand. It usually takes 3-4 weeks of acclimating to handling before mice can be held with this grip without a stress response. We have prepared this JoVE video to make this intranasal delivery technique more accessible.

A method to intranasally administer drugs to awake mice for the purpose of targeting the brain is described. This method allows for repeat dosing over long periods using intranasal administration of drug without anesthesia, and nose-to-brain delivery with minimal systemic exposure.

מנהל אפי של Therapeutics CNS לעכברי Awake

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

חליטות עורק הראשי לpharmacokinetic וpharmacodynamic ניתוח של taxanes בעכברים

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

Intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT): מערכת לא פולשני, ריאות ספציפי משלוח

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Transarterial Administration of Oncolytic Viruses for Locoregional Therapy of Orthotopic HCC in Rats

Hepatocellular carcinoma (HCC) is a disease with limited treatment options and poor prognosis. In recent years, oncolytic virotherapies have proven themselves to be potentially powerful tools to fight malignancy. Due to the unique dual blood supply in the liver, it is possible to apply therapies locally to orthotopic liver tumors, which are predominantly fed by arterial blood flow. We have previously demonstrated that hepatic arterial delivery of oncolytic viruses results in safe and efficient transduction efficiency of multifocal HCC lesions, resulting in significant prolongation of survival in immune competent rats. This procedure closely mimics the application of transarterial embolization in patients, which is the standard palliative care provided to many HCC patients. The ability to administer tumor therapies through the hepatic artery in rats allows for a highly sophisticated preclinical model for evaluating novel viral vectors under development. Here we describe the detailed protocol for microdissection of the hepatic artery for infusion of oncolytic virus vectors to treat orthotopic HCC.

Oncolytic virotherapies are under development as novel therapeutics for the treatment of hepatocellular carcinoma (HCC). Here we describe a method for locoregional therapy of HCC via hepatic arterial administration of oncolytic virus.

Transarterial מינהל oncolytic וירוסים לטיפול Locoregional של Orthotopic HCC אצל חולדות

Hepatocellular carcinoma (HCC) is a disease with limited treatment options and poor prognosis.  In recent years, oncolytic virotherapies have proven ...

Dry Powder and Nebulized Aerosol Inhalation of Pharmaceuticals Delivered to Mice Using a Nose-only Exposure System

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and bronchodilator drugs. Despite the availability of multiple treatments, both diseases are growing public health concerns. The majority of asthma patients are well controlled on current inhaled therapies but a substantial number of patients with severe asthma are not. Asthma affects an estimated 300 million people worldwide and approximately 20 percent have a severe form of the disease. In contrast to asthma, there are few effective therapies for COPD. An estimated 10% of the population has COPD and the trend in death rates is increasing for COPD while decreasing for other major diseases. Although developing drugs for inhaled delivery is challenging, the nose-only inhalation unit enables direct delivery of novel drugs to the lung of rodents for pre-clinical efficacy and safety/toxicology studies. Inhaled drug delivery has multiple advantages for respiratory diseases, where high concentration in the lung improves efficacy and minimizes systemic side effects. Inhaled corticosteroids and bronchodilators benefit from these advantages and inhaled delivery may also hold potential for future biologic therapies. The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs of rodents, key data required before initiating clinical development.

The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs; key data enabling clinical inhaled drug development.

אבקת ניקוי ו nebulized תרסיס שאיפת תרופות ביצוע עכברים באמצעות מערכת חשיפת אף בלבד

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and ...

A Pleural Effusion Model in Rats by Intratracheal Instillation of Polyacrylate/Nanosilica

Pleural effusion is a prevalent clinical finding of many pulmonary diseases. Having a useful animal pleural effusion model is very important to study these pulmonary diseases. Previous pleural effusion models paid more attention to biological factors rather than nanoparticles in the environment. Here, we introduce a model to make pleural effusion in rats by intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica, and a method of nanoparticle isolation in the pleural effusion. By intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica with concentrations of 3.125, 6.25 and 12.5 mg/kg&#8729;mL, the pleural effusion in rats presented on day 3, peaked at days 7-10 in 6.25 and 12.5 mg/kg&#8729;mL groups, then slowly decreased and disappeared on day 14. When the concentration of polyacrylate/nanosilica increased, the pleural effusion is produced more and faster. This pleural fluid was detected by ultrasound examination or CT chest scanning and confirmed by dissection of rats. Silica nanoparticles were observed in the rats' pleural effusion by transmission electron microscope. These results showed that the exposure to polyacrylate/nanosilica leads to the induction of pleural effusion, which was consistent with our previous report in humans. Additionally, this model is beneficial for the further study of nanotoxicology and the pleural effusion diseases.

Here, we present a protocol to construct a pleural effusion model in rats by intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica.

מודל תפליט פלאורלי בחולדות על ידי החדרה Intratracheal של Polyacrylate/Nanosilica

Pleural effusion is a prevalent clinical finding of many pulmonary diseases. Having a useful animal pleural effusion model is very important to study ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

גרימת פציעה חריפה של הריאה בעכברים על ידי הישירה ליפופוליסכראסטיליאלגרלציה

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Establishment of a Severe Dry Eye Model Using Complete Dacryoadenectomy in Rabbits

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic step. Despite advances in our understanding of DED, significant knowledge gaps remain. Advances are limited in part due to the lack of informative animal models. The authors recently reported on a method of DED induced by injecting all orbital lacrimal gland (LG) tissues with the lectin concanavalin A. Here, we report a novel model of aqueous-deficient DED based on the surgical resection of all orbital LG (dacryoadenectomy) tissues. Both methods use rabbits because of their similarity to human eyes in terms of the size and structure of the ocular surface. One week after removal of the nictitating membrane, the orbital superior LG was surgically removed under anesthesia, followed by removal of the palpebral superior LG, and finally removal of the inferior LG. Dacryoadenectomy induced severe DED, evidenced by a marked reduction in the tear break up time test and the Schirmer&#39;s tear test, and significantly increased tear osmolarity and rose bengal staining. Dacryoadenectomy-induced DED lasted at least eight weeks. There were no complications and animals tolerated the procedure well. The technique can be mastered relatively easily by those with adequate surgical experience and appreciation of the relevant rabbit anatomy. Since this model recapitulates the features of human aqueous-deficient DED, it is suitable for studies of ocular surface homeostasis, DED, and candidate therapeutics.

A novel approach is presented to induce chronic dry eye disease in rabbits by surgically removing all orbital lacrimal glands. This method, distinct from those previously reported, produces a stable, reproducible model of aqueous deficient dry eye well suited to study tear physiology and pathophysiology and ocular therapeutics.

הקמת מודל העין יבש קשה באמצעות השלמת דקרייוקטומיה בארנבונים

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic ...