Name: intratracheal administration of dry powder formulation in mice
Uploaded: 2020-07-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice at JoVE.com

Yazarlar, bay Ray Lee, Bay HC Leung ve Bay Wallace So'ya ışık kaynağı ve toz oytucusu yapma konusundaki nazik yardımları için teşekkür etmek istiyor; ve hayvan görüntüleme yardımı için Fakülte Çekirdek Tesisi. Çalışma, Hong Kong Araştırma Hibe Konseyi (17300319) tarafından desteklendi.

Bu çalışmada yapılan deneyler, Hong Kong Üniversitesi Öğretim ve Araştırma için Canlı Hayvanların Kullanımı Komitesi (CULATR) tarafından onaylanmıştır. Luciferaz messenger RNA'nın (mRNA), %5 sentetik peptit PEG12KL4'ünü ve mannitolün %94,5'ini (w/w) içeren sprey dondurma kurutma (SFD) ile hazırlanan kuru toz formülasyonları akciğerde mRNA ekspresyonunun16. SFD tozunun kütle ortanca aerodinamik çapı (MMAD) 2,4 μm'dir. Sprey kurutulmuş (SD) mannitol tozu, toz dağılımında kullanılan hava hacminin etkisini araştırmak için kullanılır16. SD tozunun MMAD'si 1,5 μm'dir.
1. Kuru toz insufflator imalatı ve kuru tozun yüklenmesi
<ol><li>(İsteğe bağlı) Kuru tozun statik yüklerini (bir şişede) ve 200 μL filtresiz yuvarlak jel yükleme pipet ucunu nötralize edin. Üreticinin talimatına göre anti-statik bir top veya deiyonizasyon işlevine sahip bir terazi kullanın.</li>
	<li>Yaklaşık 4 cm x 4 cm büyüklüğünde bir tartım kağıdı hazırlayın. Kağıdı çapraz olarak ikiye katlayın ve açın.</li>
	<li>Tartım kağıdında 1-2 mg kuru toz ağırlığındadır.</li>
	<li>Jel yükleme pipet ucunu ucun daha geniş açıklığı boyunca tozla doldurun. Toz, ucun dar ucuna yakın gevşek aglomeralar oluşturana kadar tozu paketlemek için hafifçe dokunun (Şekil 1A). Toz dağılımını engelleyebileceğinden tozu çok sıkı paketlemekten kaçının.</li>
	<li>Toz yüklü ucu üç yönlü bir stopcock aracılığıyla 1 mL şırındıya bağlayın (Şekil 1B). Şırındın boyutu tozu dağıtmak için kullanılan hava hacmine göre değiştirilebilir. Tozun dökülmesini önlemek için bağlantı sırasında ucu ve şırınnayı dikey olarak tutun. Uygulama hemen yapılmazsa, ucun açıklıklarını kapatmak için parafilm kullanın ve idareye kadar geçici olarak uygun durumda saklayın.</li>
</ol>2. Entübasyon cihazının imalatı
<ol><li>Işık kaynağı (Şekil 2)<ol>
<li>Işık yayan diyot (LED) torcu ve 0,8-1 mm çapında esnek bir optik fiber ile özel yapım bir ışık kaynağı hazırlayın.</li>
		<li>Led torcunun net lensine bir el matkabı veya matkap ucu ile ortalanmış bir delik yapın, böylece optik fiber zar zor geçebilir.</li>
		<li>Optik fiberi delikten geçirin. Optik fiberin diğer ucundaki maksimum parlaklık için yerleştirmenin konumunu ve derinliğini ayarlamak için LED torcu kapatın.</li>
		<li>Optik fiberi net epoksi tutkal ile yerine yapıştırın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Kılavuzak canül (Şekil 3)<ol>
<li>1 mL plastik Pasteur pipet (Şekil 3A) alın ve pipeti her iki ucunda tutun.</li>
		<li>Pipet ortasını alevin 5-10 cm üzerine yerleştirerek ısıtmak için bir alkol lambası (veya Bunsen brülörü gibi laboratuvardaki diğer ısı kaynakları) kullanın (Şekil 3B). Pipetleri eşit şekilde ısıtıldığından emin olmak için döndürün.</li>
		<li>Plastik yumuşak ve deforme olduğunda, pipeti alevden uzaklaştırın ve pipeti hafifçe uzatın.</li>
		<li>Ortadaki gerilmiş pipetleri bir çift makasla A ve Bölüm B'ye kesin (Şekil 3C-E). Bölüm A'yı ince uç pipet, Bölüm B'yi ise yol gösterici bir kaval kemiği olarak kullanın. Kılavuz ampul ile başarılı entübasyon şansını artırmak için, Bölüm B'nin sonunda(Şekil 3F)bir eğim yapın (hayvanın yaralanma riskini artırabilecek çok keskin değil). Kılavuz kanüle 200 μL jel yükleme pipet ucu (toz yükleme için) yerleştirildiğinde, kanülü 1-2 mm çıkıntı yapmalıdır. NOT: Entübasyon için uygun boyuta (iç ve dış çap) sahip kılavuz bir kanül (Bölüm B), içine 21 kalibrelik bir iğne sığabilirken, 17 kalibrelik bir iğnenin içine de sığabilir. Uygun boyuta ulaşmak için pipetlerin gerilmesinde birden fazla girişim gerekebilir.</li>
		<li>(İsteğe bağlı): Optik fiberi tutmanın daha kolay olması için daha esnek hale getirmek için kılavuz kolayın geniş ucunda küçük bir açıklık kesin (Şekil 3F). Bu açıklık ayrıca sıvı aerosolun yönetimi için bir mikrosprayer takılmasına izin verir.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Entübasyon
<ol><li>Fareyi (BALB/c, 7-9 hafta) ketamin (100 mg/kg) ve ksilazin (10 mg/kg) ile intraperitoneal enjeksiyonla uyuşturun.</li>
	<li>Pleksiglastan yapılmış bir platform hazırlayın ve bir kelepçe ile bir standa monte etmenin (Şekil 4A). Anestezi edilmiş fareyi platforma (yaklaşık 60° eğimde) bir destek pozisyonunda yerleştirin. Platformun eğim yüksekliği ve açısı, standın üzerindeki kelepçenin konumuna göre ayarlanabilir.</li>
	<li>Kesici dişlerini naylon bir diş ipi üzerine bağlayarak fareyi askıya alın (Şekil 4B). Farenin konumunu bir bant parçası veya lastik bantla sabitleyin.</li>
	<li>Optik fiberi, kılavuz kanülün açılmasıyla fiber seviyesinin ucuyla entübasyondan önce kılavuz kanüle yerleştirin. Aydınlatmak için LED torcu açın.</li>
	<li>Nefes nefese bırakmak için farenin dilini bir çift asa ile hafifçe çıkıntılayın.</li>
	<li>Diğer yandan, içinde optik fiber olan kılavuzlu canülleri tutmak için kullanın. Ağız boşluğundan yerleştirin. Optik fiberden gelen aydınlatma ile nefes borusunun açılması ses telleri arasında bir delik olarak görselleştirilebilir.</li>
	<li>Kılavuz canüllerin eğimini açıklığın orta çizgisine doğru hizalayın (Şekil 5A). Trakeal açıklığındaki canülün en iyi ucunu hedef alarak kılavuzlu kanolü optik fiberle nefes borusuna hafifçe entübe edin.</li>
	<li>Entübasyon üzerine, optik fiberi hızla çıkarın ve kılavuz damarı nefes borusunun içinde bırakın (Şekil 5B). Normal bir solunum gözlenmelidir.</li>
	<li>Kılavuzlu kaval kemiğinin (Bölüm A) açılışında ince uç pipetini (Bölüm A) tutun ve farenin akciğerine küçük bir hava kabarcığım (yaklaşık 0,2 mL) insufflate edin. Farenin göğsünde hafif bir enflasyon uygun entübasyonu gösterir. İnce uç pipetini toz uygulamadan önce çıkarın.</li>
</ol>4. Toz yönetimi
<ol><li>Şırınna bağlı toz yüklü ucu adım 1.5'te açıklandığı gibi tutun. Şırınd ile uç arasındaki hava akışının kesildiğini sağlayın.</li>
	<li>Şırınd pistonu geriye doğru çekerek 0,6 mL havayı geri çekin. NOT: Tozu dağıtmak için kullanılan hava hacmi tozun özelliklerine ve yüklenen toz miktarına bağlıdır. Bu, sonuç bölümünde daha ayrıntılı olarak açıklanmıştır.</li>
	<li>Şırıngam ile toz yüklü uç arasındaki hava akışını bağlamak için üç yönlü stopcock'un vanasını çevirin.</li>
	<li>Toz yüklü ucu farenin nefes borusuna yerleştirilmiş kılavuz kanüle yerleştirin (Şekil 5C). Kılavuz kanül tutun ve tozu aerosol olarak akciğere dağıtmak için şırıngan pistonu tek bir sürekli eylemde zorla itin. NOT: Hayvanın yaralanmasını önlemek için cihazın ileriye doğru hareketi en aza indirilmelidir.</li>
	<li>Ucu çıkarın ve ucun içindeki tozun boşaltılıp boşaltıldığını kontrol edin. Değilse, 4.1 ile 4.4 arasında olan adımı yineleyin. NOT: Toz aşırı dokunma nedeniyle çok sıkı paketlenmişse, düzgün dağıtılamayabilir.</li>
	<li>Yönetim tamamlandıktan sonra, kılavuzlu mayayı nefes borusundan çıkarın.</li>
	<li>Farenin, hava yollarının tıkanmasını önlemek için dilinin yarısı çıkıntılı bir şekilde yatay olarak konumlandırarak iyileşmesine izin verin.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Newman, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+delivery+to+the+lungs:+challenges+and+opportunities.">Drug delivery to the lungs: challenges and opportunities.</a> Therapeutic Delivery. 8 (8), 647-661 (2017).</li><li>Setter, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhaled+dry+powder+insulin+for+the+treatment+of+diabetes+mellitus.">Inhaled dry powder insulin for the treatment of diabetes mellitus.</a> Clinical Therapeutics. 29 (5), 795-813 (2007).</li><li>Muralidharan, P., Hayes, D., Mansour, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+powder+inhalers+in+COPD,+lung+inflammation+and+pulmonary+infections.">Dry powder inhalers in COPD, lung inflammation and pulmonary infections.</a> Expert Opinion on Drug Delivery. 12 (6), 947-962 (2015).</li><li>de Boer, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+powder+inhalation:+past,+present+and+future.">Dry powder inhalation: past, present and future.</a> Expert Opinion on Drug Delivery. 14 (4), 499-512 (2017).</li><li>Das, S., Tucker, I., Stewart, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhaled+dry+powder+formulations+for+treating+tuberculosis.">Inhaled dry powder formulations for treating tuberculosis.</a> Current Drug Delivery. 12 (1), 26-39 (2015).</li><li>Okamoto, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+chitosan-pDNA+complex+powder+prepared+by+supercritical+carbon+dioxide+process.">Stability of chitosan-pDNA complex powder prepared by supercritical carbon dioxide process.</a> International Journal of Pharmaceutics. 290 (1-2), 73-81 (2005).</li><li>He, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+inhaled+recombinant+human+insulin+dry+powders:+pharmacokinetics,+pharmacodynamics+and+14-day+inhalation.">Evaluation of inhaled recombinant human insulin dry powders: pharmacokinetics, pharmacodynamics and 14-day inhalation.</a> Journal of Pharmacy and Pharmacology. 71 (2), 176-184 (2019).</li><li>Durham, P. G., Young, E. F., Braunstein, M. S., Welch, J. T., Hickey, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+dry+powder+combination+of+pyrazinoic+acid+and+its+n-propyl+ester+for+aerosol+administration+to+animals.">A dry powder combination of pyrazinoic acid and its n-propyl ester for aerosol administration to animals.</a> International Journal of Pharmaceutics. 514 (2), 384-391 (2016).</li><li>Phillips, J. E., Zhang, X., Johnston, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+powder+and+nebulized+aerosol+inhalation+of+pharmaceuticals+delivered+to+mice+using+a+nose-only+exposure+system.">Dry powder and nebulized aerosol inhalation of pharmaceuticals delivered to mice using a nose-only exposure system.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (122), e55454 (2017).</li><li>Nahar, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro,+in+vivo+and+ex+vivo+models+for+studying+particle+deposition+and+drug+absorption+of+inhaled+pharmaceuticals).">In vitro, in vivo and ex vivo models for studying particle deposition and drug absorption of inhaled pharmaceuticals).</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 49 (5), 805-818 (2013).</li><li>Price, D. N., Muttil, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+Therapeutics+to+the+Lung.">Delivery of Therapeutics to the Lung.</a> Methods in Molecular Biology. 1809, 415-429 (2018).</li><li>Chang, R. Y. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proof-of-Principle+Study+in+a+Murine+Lung+Infection+Model+of+Antipseudomonal+Activity+of+Phage+PEV20+in+a+Dry-Powder+Formulation.">Proof-of-Principle Study in a Murine Lung Infection Model of Antipseudomonal Activity of Phage PEV20 in a Dry-Powder Formulation.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (2), (2018).</li><li>Ito, T., Okuda, T., Takayama, R., Okamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+an+Evaluation+Method+for+Gene+Silencing+by+Serial+Pulmonary+Administration+of+siRNA+and+pDNA+Powders:+Naked+siRNA+Inhalation+Powder+Suppresses+Luciferase+Gene+Expression+in+the+Lung.">Establishment of an Evaluation Method for Gene Silencing by Serial Pulmonary Administration of siRNA and pDNA Powders: Naked siRNA Inhalation Powder Suppresses Luciferase Gene Expression in the Lung.</a> Journal of pharmaceutical sciences. 108 (8), 2661-2667 (2019).</li><li>Patil, J. S., Sarasija, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+drug+delivery+strategies:+A+concise,+systematic+review.">Pulmonary drug delivery strategies: A concise, systematic review.</a> Lung India. 29 (1), 44-49 (2012).</li><li>Ihara, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histological+Quantification+of+Gene+Silencing+by+Intratracheal+Administration+of+Dry+Powdered+Small-Interfering+RNA/Chitosan+Complexes+in+the+Murine+Lung.">Histological Quantification of Gene Silencing by Intratracheal Administration of Dry Powdered Small-Interfering RNA/Chitosan Complexes in the Murine Lung.</a> Pharmaceutical Research. 32 (12), 3877-3885 (2015).</li><li>Qiu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+mRNA+pulmonary+delivery+by+dry+powder+formulation+of+PEGylated+synthetic+KL4+peptide.">Effective mRNA pulmonary delivery by dry powder formulation of PEGylated synthetic KL4 peptide.</a> Journal of Controlled Release. 314, 102-115 (2019).</li><li>Pfeifer, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+powder+aerosols+of+polyethylenimine+(PEI)-based+gene+vectors+mediate+efficient+gene+delivery+to+the+lung.">Dry powder aerosols of polyethylenimine (PEI)-based gene vectors mediate efficient gene delivery to the lung.</a> Journal of Controlled Release. 154 (1), 69-76 (2011).</li><li>Kim, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Doxorubicin-loaded+highly+porous+large+PLGA+microparticles+as+a+sustained-+release+inhalation+system+for+the+treatment+of+metastatic+lung+cancer.">Doxorubicin-loaded highly porous large PLGA microparticles as a sustained- release inhalation system for the treatment of metastatic lung cancer.</a> Biomaterials. 33 (22), 5574-5583 (2012).</li><li>Tonnis, W. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+aerosol+generator+for+homogenous+distribution+of+powder+over+the+lungs+after+pulmonary+administration+to+small+laboratory+animals.">A novel aerosol generator for homogenous distribution of powder over the lungs after pulmonary administration to small laboratory animals.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (3), 1056-1063 (2014).</li><li>Hoppentocht, M., Hoste, C., Hagedoorn, P., Frijlink, H. W., de Boer, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+evaluation+of+the+DP-4M+PennCentury+insufflator.">In vitro evaluation of the DP-4M PennCentury insufflator.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (1), 153-159 (2014).</li><li>Liao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Porous+and+highly+dispersible+voriconazole+dry+powders+produced+by+spray+freeze+drying+for+pulmonary+delivery+with+efficient+lung+deposition.">Porous and highly dispersible voriconazole dry powders produced by spray freeze drying for pulmonary delivery with efficient lung deposition.</a> International Journal of Pharmaceutics. 560, 144-154 (2019).</li><li>Ito, T., Okuda, T., Takashima, Y., Okamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naked+pDNA+Inhalation+Powder+Composed+of+Hyaluronic+Acid+Exhibits+High+Gene+Expression+in+the+Lungs.">Naked pDNA Inhalation Powder Composed of Hyaluronic Acid Exhibits High Gene Expression in the Lungs.</a> Molecular Pharmaceutics. 16 (2), 489-497 (2019).</li><li>Chaurasiya, B., Zhou, M., Tu, J., Sun, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+and+validation+of+a+simple+device+for+insufflation+of+dry+powders+in+a+mice+model.">Design and validation of a simple device for insufflation of dry powders in a mice model.</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 123, 495-501 (2018).</li></ol>

Yazarların açıklayacak çıkar çatışmaları yoktur.

Bu yazıda kuru toz insufflation ve intratrakial entübasyon için özel yapım cihazlar sunulmuştur. Toz yükleme adımında, kuru toz 200 μL jel yükleme pipet ucuna yüklenir. Ucun dar ucunda gevşek toz paketlemeye izin vermek için uca hafifçe dokunmak önemlidir. Bununla birlikte, toz çok sıkı paketlenirse, ucuna sıkışırlar ve düzgün bir şekilde dağılamazlar. Özellikle düşük yoğunluklu ve düşük bağıl nemde toz yüklemesini kolaylaştırmak için tozun ve pipet ucunun statik yüklerinin nötralize etmesi önerilir. Kılavuzlu canül, cihazın kritik bir bileşenidir. Toz yüklü pipet ucunun farenin nefes borusuna entübasyonunu kolaylaştırmak için kullanılır. Kılavuzlu canül çapı çok geniş olmamalıdır; aksi takdirde nefes borusuna takmak zor olacaktır ve fareye yara verebilir. Kılavuz kanül çapı optik fibere ve toz yüklü pipet ucuna uyacak kadar geniş olmalı ve pipet ucu kılavuz kanüle yaklaşık 1-2 mm çıkıntı yapmalıdır.
Trakeanın açılmasını görselleştirme yeteneği entübasyon sürecinde çok önemlidir ve kılavuz damarın doğru yerleştirilmesini sağlar. Trakeal açıklık, boğazın arkasında düzenli açma ve kapama hareketi olan beyaz arytenoid kıkırdaktan oluşur. Fiber optik aydınlatma ile trakeanın açılması kolayca görselleştirilebiliyor. İnce uçlu plastik pipetten küçük bir hava hacmini şişirerek, göğüsteki bir şişirme uygun bir entübasyonu gösterir. Göğüste enflasyon gözlenmezse veya yerleştirme sırasında direnç hissedilirse, kılavuzluğu hızla geri çekin ve adımları tekrarlayın.
Piyasada yaygın olarak kullanılan12 , 17,18(Malzeme Masası; bu cihaz artık durdurulmuştur) yaygın olarak kullanılan bir kuru toz insufflatoru vardı. Kuru toz cihazın numune haznesine yüklenir ve 3 mL plastik hava şırıncığı veya bir hava pompasından hava ile dağılır. Yayılan dozu ölçmek için, cihazın toz uygulamadan önce ve sonra tartılması gerekir, bu da toz dozunun genellikle çok küçük olduğu göz önüne alındığında yanlışlığa yol açar (cihazın kütlesine göre). Ticari insufflator ile karşılaştırıldığında, özel yapım cihazın en büyük avantajı, toz dağılımının başarısının şeffaf jel yükleme pipet uçlarında toz bulunmaması ile gözlemlenebiliyor olmasıdır. Pipet ucu hafif olduğundan, yayılan dozu ölçmek için uygulamadan önce ve sonra doğru bir şekilde tartılabilir. Pipet ucu, hayvanın nefes borusuna maruz kalmak yerine kılavuz kalıbın içine yerleştirilir. Ucun nefes borusundaki nem veya salgı ile kontamine etme riski minimumdur (bu da yayılan doz ölçümünün doğruluğunu etkileyebilir). Pipet uçları tek kullanımlık ve ucuz olduğundan, farklı kuru toz formülasyonları önceden farklı uçlara yüklenebilir. Çeşitli formülasyonlar, cihaz temizliğine ve doz doldurmaya gerek kalmadan aynı hayvan deneyinde değerlendirilebilir, böylece zamandan tasarruf edilir ve artık tozdan çapraz bulaşma riski ortadan kalkar. Ayrıca, ticari insufflator tarafından oluşturulan toz dispersiyon deseni farklı formülasyonlar arasında değişmektedir. Bir dizi çalışma, ticari insufflator tarafından dağılan kuru tozun kolayca aglomeralandığını ve19,20. Buna karşılık, bizimkine benzer cihazlar tarafından dağılan diğer formülasyonların akciğer birikiminin yüksek olduğu bildirilmektedir15,21,22.
Toz aerosollerin hayvanın akciğerine verilmesi için literatürde bildirilen diğer benzer özel yapım cihazlar vardır. Örneğin, Chaurasiya ve arkadaşları, toz dağılımı için entübasyondan sonra kanül tüpüne bağlı bir şırıng ile entübasyon için bir kanül tüpünün kullanımını ve toz yüklemesini tanımladı23. Yaklaşımları daha az özelleştirme ile standart ekipman ve malzeme (örneğin otoskop, kanül ve şırıngar) kullanırken, buradaki yöntem bazı farklı avantajlar sunmaktadır. İlk olarak, ilaç uygulamadan önce doğru entübasyonun onaylanmasına izin verir. Bu adım özellikle daha az deneyimli kullanıcı için yararlıdır. İkincisi, kılavuz kanül, nefes borusundaki herhangi bir salgı veya nemin jel yükleme pipet ucunu kirletmesini önlemek için bir koruma kalkanı görevi görerek tartılarak daha doğru yayılan bir doz ölçümü sağlar. Son olarak, optik fiber ile birlikte daha esnek kılavuzluk kolaylaşma entübasyon sağlayabilir.
Özetle, ucuz, tek kullanımlık, tekrarlanabilir ve az miktarda tozun tam olarak dağıtılmasında verimli olan özel yapım kuru toz altlık bu makalede tanıtılmıştır. Bahsedilen entübasyon işlemi noninvaziv, hızlıdır ve farelere güvenli ve doğru bir şekilde toz formülasyonları sağlayabilir. Pulmoner doğum için sıvı formülasyonunun uygulanması için de benimsenebilir.

Pulmoner uygulama yolu, hem lokal hem de sistemik eylemler için terapötiklerin sağlanmasında çeşitli faydalar sunmaktadır. Akciğer hastalıklarının tedavisi için, pulmoner doğumla yüksek lokal ilaç konsantrasyonu elde edilebilir, böylece gerekli doz azaltılabilir ve sistemik yan etkilerin insidansı düşürülebilir. Ayrıca, akciğerdeki nispeten düşük enzimamatik aktiviteler erken ilaç metabolizmasını azaltabilir. Akciğerler ayrıca büyük ve iyi perfüzyonlu yüzey alanı, son derece ince epitel hücre tabakası ve pulmoner kılcal damarlardaki yüksek kan hacmi nedeniyle sistemik etki için ilaç emilimi için de etkilidir1.
Solunan kuru toz formülasyonları astım, kronik obstrüktif akciğer hastalığı, diabetes mellitus ve pulmoner aşılama 2,3 ,4gibi çeşitli hastalıkların önlenmesi ve tedavisi için yaygın olarak araştırılmıştır. Katı durumdaki ilaçlar genellikle sıvı formda olduğundan daha kararlıdır ve kuru toz inhalatörleri nebülizörlerden daha taşınabilir ve kullanıcı dostudur5,6. Solunan kuru toz formülasyonlarının geliştirilmesinde, pulmoner uygulamadan sonra preklinik hayvan modellerinde güvenlik, farmakokinetik profil ve terapötik etkinliğin değerlendirilmesi gerekir7. Kuru tozu aktif olarak soluyabilen insanların aksine, kuru tozun küçük hayvanlara pulmoner teslimatı zordur. Hayvanların akciğerlerine kuru toz teslim etmek için verimli bir protokol oluşturmak gerekir.
Fareler, ekonomik oldukları ve iyi üredikleri için araştırma hayvanı modelleri olarak yaygın olarak kullanılmaktadır. Ayrıca kullanımı kolaydır ve birçok hastalık modeli iyi kurulmuştur. Kuru tozu farenin akciğerine uygulamak için iki ana yaklaşım vardır: soluma ve intratrakiyeal uygulama. Soluma için, fare kuru tozun aerosolleştirildiği ve hayvanların sakinleştirilmeden aerosolde nefes aldığı tüm vücut veya sadece burun odasına yerleştirilir8,9. Pahalı ekipman gereklidir ve ilaç dağıtım verimliliği düşüktür. Tüm vücut odası teknik olarak daha az zorlu olsa da, sadece burun maruziyet odası ilaçların vücut yüzeyine maruz kalmasını en aza indirebilir. Ne olursa olsun, akciğerlere teslim edilen dozu hassas bir şekilde kontrol etmek ve belirlemek hala zordur. Kuru toz esas olarak mukozal boşluğun belirgin olduğu nazofarenks bölgesinde biriktirilir10. Ayrıca, odanın içindeki fareler yönetim sürecinde önemli bir stres altındadır, çünkü kısıtlanmış ve yiyecek ve su temininden mahrumdurlar11. Intratraseral uygulama için, genellikle maddenin doğrudan nefes borusuna girmesini ifade eder. Bunu başarmak için iki farklı teknik vardır: trakeotomi ve orotrakeal entübasyon. Birincisi, trakeada bir kesi yapan cerrahi bir prosedür gerektirir, bu da invazivdir ve nadiren toz uygulama için kullanılır. Burada sadece ikinci teknik açıklanmıştır. Soluma yöntemi ile karşılaştırıldığında, intratrakiel uygulama, minimum ilaç kaybı ile yüksek teslimat verimliliği nedeniyle farede pulmoner doğum için daha yaygın kullanılan yöntemdir12,13. Fareye birkaç miligram içinde az miktarda toz teslim etmek basit ve hızlı bir yöntemdir. Fare anatomik ve fizyolojik olarak insanlara farklı olmasına ve entübasyon işlemi sırasında anestezi yapılması gerekmesine rağmen, intratrakimyasal uygulama üst solunum yollarını atlar ve pulmoner emilim, biyoyararlanım ve terapötik etkiler gibi kuru toz formülasyonunun biyolojik aktivitelerini değerlendirmek için daha etkili bir yol sunar14,15.
Kuru tozu intratrakisel olarak uygulamak için, farenin entübe edilmesi gerekir, bu da zor olabilir. Bu yazıda, özel yapım kuru toz insufflator ve entübasyon cihazının imalatı açıklanmıştır. Farenin akciğerinde kuru tozun entübasyon ve insufflation işlemleri gösterilmiştir.

<table><tbody><tr><td>BALB/c mouse</td><td></td><td></td><td>Female; 7-9 weeks old; Body weight 20-25 g</td></tr><tr><td>CleanCap Firefly Luciferase mRNA</td><td>TriLink Biotechnology</td><td>L-7602</td><td></td></tr><tr><td>Dry Powder Insufflator</td><td>PennCentury</td><td>Model DP-4M</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine 10%</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Light emitting diode (LED) torch</td><td>Unilite Internation</td><td>PS-K1</td><td></td></tr><tr><td>Mannitol (Pearlitol 160C)</td><td>Roquette</td><td>450001</td><td></td></tr><tr><td>Non-filter round gel loading pipette tip (200 &amp;micro;L)</td><td>Labcon</td><td>1034-800-000</td><td></td></tr><tr><td>Nylon floss</td><td>Reach</td><td>30017050</td><td></td></tr><tr><td>One milliliter syringe without needle</td><td>Terumo</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>Optical fibre</td><td>Fibre Data</td><td>OMPF1000</td><td></td></tr><tr><td>PEG12KL4 peptide</td><td>EZ Biolab</td><td></td><td>(PEG12)-KLLLLKLLLLKLLLLKLLLLK-NH2</td></tr><tr><td>Plastic Pasteur fine tip pipette</td><td>Alpha Labotatories</td><td>LW4061</td><td></td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>Braun</td><td>D201</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine 2%</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Zerostat 3 anti-static gun</td><td>MILTY</td><td>5036694022153</td><td></td></tr></tbody></table>

intratracheal administration of dry powder formulation in mice

Solunabilir kuru toz formülasyonlarının geliştirilmesinde, biyolojik faaliyetlerini preklinik hayvan modellerinde değerlendirmek esastır. Bu makale, farelerde kuru toz formülasyonunun intratraskial teslimatının noninvaziv bir yöntemini tanıtmaktadır. Üç yönlü bir stopcock aracılığıyla 1 mL şırındıya bağlı 200 μL jel yükleme pipet ucundan oluşan kuru toz yükleme cihazı sunulur. Pipet ucuna az miktarda kuru toz (1-2 mg) yüklenir ve şırınnada 0,6 mL hava ile dağılır. Pipet uçları tek kullanımlık ve ucuz olduğundan, farklı kuru toz formülasyonları önceden farklı uçlara yüklenebilir. Çeşitli formülasyonlar, cihaz temizliği ve doz doldurma olmadan aynı hayvan deneyinde değerlendirilebilir, böylece zamandan tasarruf edilir ve artık tozdan çapraz bulaşma riski ortadan kalkar. Toz dağılımının kapsamı pipet ucunda kalan toz miktarına göre incelenebilir. Farede özel yapım ışık kaynağı ve yol gösterici bir canül içeren bir entübasyon protokolü dahildir. Uygun entübasyon, kuru toz formülasyonunun farenin derin akciğer bölgesine intratrakial olarak teslimini etkileyen önemli faktörlerden biridir.

Bir hayvanın akciğerine toz aerosol sağlamak için kuru bir toz oyucu kullanıldığında, kullanılan hava hacmi, toz dağılımı verimliliğinin yanı sıra güvenliği de etkilediği için kritik öneme sahiptir. Yöntemi optimize etmek için, kuru tozu dağıtmak için farklı hava hacimleri (0,3 mL, 0,6 mL ve 1,0 mL) kullanıldı (1 mg sprey kurutulmuş mannitol) ve farelerin ağırlığı uygulamadan sonra 48 saat boyunca izlendi(Şekil 6). 0.3 mL ve 0.6 mL hava kullanımı, farelerin uygulama sonrası 48 saate kadar kilo kaybına neden olmadı. Tozun 1 mL hava ile dağıtılması, 24 saat içinde kilo kaybının% 5'inden fazlasına neden oldu ve bu da 48 saat sonra tam olarak kurtarılamadı. Bu protokolde 7-9 haftalık BALB/c fareleri kullanılmıştır. Türlere, hayvanın suşuna ve yaşına, toz özelliklerine (örneğin, parçacık boyutu dağılımı, yapışkanlık ve yoğunluk) ve uygulanacak toz kütlesine bağlı olarak, verimli toz dağılımı ve hayvan toleransı için kullanılacak hava hacmi, farklı hayvan modelleri için araştırmacılar tarafından optimizasyon gerektirebilir.
Sprey dondurma kurutma (SFD) ile hazırlanan kuru toz formülasyonu yukarıda açıklanan yöntem kullanılarak farelere teslim edildi. SFD formülasyonu, luciferaz proteinini ifade eden mRNA'nın% 0.5'ini, doğum vektörü olarak sentetik peptitin% 5'ini ve mannitol16'nın%94.5'ini içeriyordu. BALB/c fareleri intratrakisel olarak 5 μg mRNA içeren 1 mg SFD tozu ile uygulandı ve akciğerlerdeki luciferaz ekspresyolü in vivo görüntüleme sistemi (IVIS) kullanılarak uygulama sonrası 24 saat olarak değerlendirildi (Şekil 7). SFD tozu derin akciğere dağılmış ve luciferaz ekspresyali gözlenmiştir. Bir karşılaştırma olarak, SFD tozu PBS'de (75 μL'lik son bir hacme kadar) yeniden oluşturulmuş ve farelere aynı entübasyon prosedürüne sahip sıvı olarak uygulanmıştır, ancak bunun yerine sıvı aerosol16üretmek için bir mikrosprayer kullanılmıştır. Yeniden oluşturulan formülasyonun luciferaz ekspresyolu, toz çözünmesi sorunu veya toz ve sıvı form arasındaki farklı farmakokinetik profilden kaynaklanabilecek kuru toz formülasyonundan önemli ölçüde daha yüksekti. mRNA kuru toz aerosol ile tedavi edilen akciğerlerin histolojik özellikleri tedavi edilmeyen kontrol ve lipopolisakkarit (LPS) tedavi grupları ile karşılaştırıldı(Şekil 8). Herhangi bir tedavisi olmayan akciğerler sağlıklı bir sunum gösterirken, 10 μg LPS intratracheally ile tedavi edilen akciğer, interstisyel ve alveolar alanlara düzensiz hava alanı dağılımı ve enflamatuar hücre infiltrasyonunu gösterdi. SFD tozu ile tedavi edilen akciğerlerde herhangi bir iltihap belirtisi görülmedi.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61469/61469fig01.jpg"> Şekil 1: Özel yapım kuru toz insufflator. (A) Toz ucun dar ucuna yakın bir yerde paketlenir. (B) Jel yüklemeli pipet ucu, üç yönlü bir stopcock aracılığıyla 1 mL şırındıya bağlanır. Şekil Liao ve ark.21'denuyarlanmıştır. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61469/61469fig01large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61469/61469fig02.jpg"> Şekil 2: Entübasyon için özel yapım ışık kaynağı. Lenste küçük bir delik oluşturarak bir LED torcuna esnek bir optik fiber bağlanır. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61469/61469fig02large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61469/61469fig03.jpg"> Şekil 3: Yol gösterici cannula. (A) Kılavuz bir kavun yapmak için 1 mL plastik Pasteur pipet kullanılır. (B) Pipet ısıtılarak yumuşatılır. (C) Isıtılan pipet gerilir ve kesilir. (D) Pipet A kısmı ince uçlu pipet olarak kullanılır. (E&F) Pipet B kısmı yol gösterici bir kavun olarak kullanılır. Entübasyon prosedürünü kolaylaştırmak için bir eğim oluşturulur. Canül esnekliğini artırmak için küçük bir açıklık (isteğe bağlı) yapılabilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61469/61469fig03large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61469/61469fig04.jpg"> Şekil 4: Entübasyon platformu. (A) Entübasyon platformu, bir standa monte edilmiş pleksiglas plakadan oluşur. (B) Anestezi edilmiş bir fare, kesici dişlerini naylon diş ipi ile bağlayarak askıya alınmış, supine pozisyonda platforma yerleştirilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61469/61469fig04large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61469/61469fig05.jpg"> Şekil 5: Entübasyon prosedürünü gösteren şematik diyagram. (A) Kılavuzlu canül eğimi trakeal açıklığın orta çizgisi ile hizalanır. (B) Kılavuz kanül nefes borusuna yerleştirilir ve toz işlemine hazırdır. (C) Toz yüklü uç (şırınna üç yönlü bir stopcock ile bağlanır) farenin nefes borusuna yerleştirilmiş olan kılavuz kanüle yerleştirilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61469/61469fig05large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61469/61469fig06.jpg"> Şekil 6: Kuru tozun farklı hacimli hava ile intratraksal uygulaması. BALB/c fareleri intratrakisel olarak 0.3 mL, 0.6 mL ve 1.0 mL hava ile dağılmış sprey kurutulmuş (SD) mannitol tozu ile uygulandı. Farelerin vücut ağırlığı uygulamadan önce ve uygulama sonrası 18 saat, 24 saat ve 48 saat olarak izlendi. Veriler, ağırlık değişim yüzdesinin ortalama değeri olarak sunuldu (n=2). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61469/61469fig06large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61469/61469fig07.jpg"> Şekil 7: mRNA formülasyonunun kuru toz ve yeniden oluşturulmuş sıvı aerosol olarak intratraskiyal olarak yönetilmesi. BALB/c fareleri, sprey dondurularak kurutulmuş (SFD) %0,5 mRNA (lucifeze) formülasyonu ile özel yapım kuru toz insufflator veya mikrosprayer kullanılarak yeniden oluşturulmuş sıvı aerosol (75 μLS'de 1 mg) kullanılarak toz aerosol (1 mg) olarak intratrakisel olarak uygulandı. Her fare 5 μg mRNA dozu aldı. Kontrol olarak PBS (75 μL) kullanılmıştır. Uygulama sonrası (A) 24 saatte akciğerler biyolüminesans görüntüleme için izole edildi; (B) akciğer dokularının luciferaz protein ekspresy kullanımı ölçüldü. Veriler, protein mg'ı başına bağıl ışık biriminin (RLU) ortalama değeri olarak ifade edildi, tek yönlü ANOVA tarafından analiz edildi ve ardından Tukey'in geçici sonrası testi, ***p < 0.001 (n=4). Şekil Qiu ve ark.16'dan uyarlanmıştır. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61469/61469fig07large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61469/61469fig08.jpg"> Şekil 8: mRNA kuru toz formülasyonunun intratrakial yönetimini takiben farelerin akciğerlerinin histolojisi. (A)işlenmemiş kontrol; fareler intratrakisel olarak (B) LPS (25 μL PBS'de 10 mg) ve (C) sprey dondurma kurutulmuş mRNA tozu (1 mg) ile uygulandı. Slaytlar 20x büyütmede (ölçek çubuğu = 100 mm) dik mikroskop kullanılarak izlendi. Şekil Qiu ve ark.16'dan uyarlanmıştır. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61469/61469fig08large.jpg" target="_blank">Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice at JoVE.com

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Soluma için kuru toz formülasyonları solunum yolu hastalıklarının tedavisinde büyük potansiyele sahiptir. İnsan çalışmalarına girmeden önce, preklinik çalışmalarda kuru toz formülasyonunun etkinliğini değerlendirmek gerekir. Farelerde intratrakiel yoldan kuru tozun yönetiminin basit ve invaziv bir yöntemi sunulmuştur.

Farelerde Kuru Toz Formülasyonunun Intratrakial Yönetimi

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

intratracheal-administration-of-dry-powder-formulation-in-mice

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

9.9K Görüntüleme.  The University of Hong Kong. Soluma için kuru toz formülasyonları solunum yolu hastalıklarının tedavisinde büyük potansiyele sahiptir. İnsan çalışmalarına girmeden önce, preklinik çalışmalarda kuru toz formülasyonunun etkinliğini değerlendirmek gerekir. Farelerde intratrakiel yoldan kuru tozun yönetiminin basit ve invaziv bir yöntemi sunulmuştur.

Video: Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

Akış Sitometri Akciğerler ve Akciğer Boşaltma lenf düğümleri Analizi fareler cerrahi olmayan intratrakeal damlatma

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

Fare Akciğer içine çözünenlerin Doğrudan Trakeal damlatma

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

Biyoloji

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

Entübasyon-aracılı intratrakeal (IMIT) damlatma: A Noninvaziv, Lung-özel Dağıtım Sistemi

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Tıp

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Farelerde Trakea hızlı intübasyon için geliştirilmiş bir yöntem

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Dry Powder and Nebulized Aerosol Inhalation of Pharmaceuticals Delivered to Mice Using a Nose-only Exposure System

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and bronchodilator drugs. Despite the availability of multiple treatments, both diseases are growing public health concerns. The majority of asthma patients are well controlled on current inhaled therapies but a substantial number of patients with severe asthma are not. Asthma affects an estimated 300 million people worldwide and approximately 20 percent have a severe form of the disease. In contrast to asthma, there are few effective therapies for COPD. An estimated 10% of the population has COPD and the trend in death rates is increasing for COPD while decreasing for other major diseases. Although developing drugs for inhaled delivery is challenging, the nose-only inhalation unit enables direct delivery of novel drugs to the lung of rodents for pre-clinical efficacy and safety/toxicology studies. Inhaled drug delivery has multiple advantages for respiratory diseases, where high concentration in the lung improves efficacy and minimizes systemic side effects. Inhaled corticosteroids and bronchodilators benefit from these advantages and inhaled delivery may also hold potential for future biologic therapies. The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs of rodents, key data required before initiating clinical development.

The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs; key data enabling clinical inhaled drug development.

Kuru Toz ve Eczacılık Nebulize Aerosol Soluma bir Burun sadece Pozlama Sistemi Kullanarak Fare teslim

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Fare akciğer Içinde seçici Ajan biriktirme geliştirmek için doğrudan Intrabronchial yönetim

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered drug. This has direct translational impact because surfactant and drugs are administered locally into the lungs. Though the literature has many publications describing minimally invasive transoral intubation of adult mice and rats in therapeutic experiments, this approach in neonatal rat pups is lacking. The small size of orotracheal region/pharynx in the pups makes visualization of laryngeal lumen (vocal cords) difficult, contributing to the variable success rate of intratracheal drug delivery. We hereby demonstrate effective oral intubation of neonatal rat pup - a technique that is non-traumatic and minimally-invasive, so that it can be used for serial administration of drugs. We used an operating otoscope with an illumination system and a magnifying lens to visualize the tracheal opening of the rat neonates. The drug is then instilled using a 1 mL syringe connected to a pipette tip. The accuracy of the delivery method was demonstrated using Evans blue dye administration. This method is easy to get trained in and could serve as an effective way to instill drugs into trachea. This method could also be used for administration of inoculum or agents to simulate disease conditions in animals and, also, for cell-based treatment strategies for various lung diseases.

This technique of instilling drugs directly into the trachea of neonatal rodents is important in studying the impact of locally administered drugs or biologicals on neonatal lung diseases. Additionally, this method can also be used for inducing lung injury in animal models.

Yenidoğan Kemirgenlerinde Akciğer Hastalığını Tedavi Etmek İçin İlaçların İntratrakeal İnstilasyonu İçin Minimal İnvaziv Bir Yöntem

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered ...

Farelere kuru toz aerosol ilaçları iletmek için özelleştirilebilir tek kullanımlık dozlayıcılar

Disposable Dosators Intended for Dry Powder Delivery to Mice

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus metering and dosing, and a propellant-free dispersal mechanism. To develop pharmaceutical dry powder aerosol products, robust in vivo testing is essential. Typically, initial studies involve using a murine model for preliminary evaluation before conducting formal studies in larger animal species. However, a significant limitation in this approach is the lack of suitable device technology to accurately and reproducibly deliver dry powders to small animals, hindering such models&#39; utility. To address these challenges, disposable syringe dosators were developed specifically for intrapulmonary delivery of dry powders in doses appropriate for mice. These dosators load and deliver a predetermined amount of powder obtained from a uniform bulk density powder bed. This discrete control is achieved by inserting a blunt needle to a fixed depth (tamping) into the powder bed, removing a fixed quantity each time. Notably, this dosing pattern has proven effective for a range of spray-dried powders. In experiments involving four different model spray-dried powders, the dosators demonstrated the ability to achieve doses within the range of 30 to 1100 &#181;g. The achieved dose was influenced by factors such as the number of tamps, the size of the dosator needle, and the specific formulation used. One of the key benefits of these dosators is their ease of manufacturing, making them accessible and cost-effective for delivering dry powders to mice during initial proof-of-concept studies. The disposable nature of the dosators facilitates use in animal procedure rooms, where cleaning and refilling reusable systems and weighing materials is inconvenient. Thus, developing disposable syringe dosators has addressed a significant hurdle in murine dry powder delivery for proof-of-concept studies, enabling researchers to conduct more accurate and reproducible preliminary studies in small animal models for pulmonary drug delivery.

Yazar Spotlight: Küçük Hayvan Modellerinde Kuru Toz İnhalerlerinin Klinik Öncesi Testi için Tek Kullanımlık Bir Dozatör Geliştirme 

Pharmaceutical dry powder development necessitates reliable in vivo testing, often using a murine model. Device technology for accurately and reproducibly delivering dry powder aerosols to mice is restricted. This study presents disposable dosators for pulmonary drug delivery at mouse-relevant doses, aiding initial proof-of-concept research.

Farelere kuru toz verilmesi için tasarlanmış tek kullanımlık dozlayıcılar

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus ...

Farelerde Kuru Toz Formülasyonunun Intratrakial Yönetimi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Akış Sitometri Akciğerler ve Akciğer Boşaltma lenf düğümleri Analizi fareler cerrahi olmayan intratrakeal damlatma

Fare Akciğer içine çözünenlerin Doğrudan Trakeal damlatma

Entübasyon-aracılı intratrakeal (IMIT) damlatma: A Noninvaziv, Lung-özel Dağıtım Sistemi

Farelerde Trakea hızlı intübasyon için geliştirilmiş bir yöntem

Kuru Toz ve Eczacılık Nebulize Aerosol Soluma bir Burun sadece Pozlama Sistemi Kullanarak Fare teslim

Fare akciğer Içinde seçici Ajan biriktirme geliştirmek için doğrudan Intrabronchial yönetim

Yenidoğan Kemirgenlerinde Akciğer Hastalığını Tedavi Etmek İçin İlaçların İntratrakeal İnstilasyonu İçin Minimal İnvaziv Bir Yöntem

Farelere kuru toz verilmesi için tasarlanmış tek kullanımlık dozlayıcılar

Farelere kuru toz verilmesi için tasarlanmış tek kullanımlık dozlayıcılar

Farelere kuru toz verilmesi için tasarlanmış tek kullanımlık dozlayıcılar