Name: intratracheal administration of dry powder formulation in mice
Uploaded: 2020-07-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
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Die Autoren danken Herrn Ray Lee, Herrn HC Leung und Mr. Wallace So für ihre freundliche Unterstützung bei der Herstellung der Lichtquelle und des Pulverinsufflators; und die Fakultät senkernde Einrichtung für die Unterstützung bei der Tierbildgebung. Die Arbeit wurde vom Research Grant Council, Hong Kong (17300319) unterstützt.

Die in dieser Studie durchgeführten Experimente wurden vom Committee on the Use of Live Animals for Teaching and Research (CULATR), der University of Hong Kong, genehmigt. Trockenpulverformulierungen, die durch Sprühgefriertrocknung (SFD) hergestellt werden und 0,5% der Luziferase-Boten-RNA (mRNA), 5% synthetisches Peptid PEG12KL4 und 94,5% Mannitol (w/w) enthalten, werden in dieser Studie verwendet, um die mRNA-Expression in der Lunge zu demonstrieren16. Der mittlere Aerodynamikdurchmesser (MMAD) des SFD-Pulvers beträgt 2,4 m. Sprühgetrocknetes (SD) Mannitolpulver wird verwendet, um die Wirkung des Luftvolumens in pulverdispersion16zu untersuchen. Der MMAD aus SD-Pulver ist 1,5 m.
1. Herstellung von Trockenpulver-Insufflator und Beladung von trockenem Pulver
<ol><li>(Optional) Neutralisieren Sie die statischen Ladungen von trockenem Pulver (in einer Durchstechflasche) und der 200 L Non-Filter-Rund-Gel-Ladepipettenspitze. Verwenden Sie eine antistatische Pistole oder ein Gleichgewicht mit Deionisierungsfunktion gemäß der Anweisung des Herstellers.</li>
	<li>Bereiten Sie ein Wägepapier mit einer Größe von ca. 4 cm x 4 cm vor. Falten Sie das Papier in der Hälfte diagonal und dann entfalten.</li>
	<li>Wiegen Sie 1-2 mg trockenes Pulver auf dem Wägepapier.</li>
	<li>Füllen Sie eine Gel-Lade-Pipettenspitze mit Pulver durch die breitere Öffnung der Spitze. Tippen Sie vorsichtig, um das Pulver zu verpacken, bis das Pulver lose Agglomerate in der Nähe des schmalen Endes der Spitze bildet (Abbildung 1A). Vermeiden Sie das Verpacken des Pulvers zu eng, da es die Pulverdispersion behindern kann.</li>
	<li>Schließen Sie die pulverbelastete Spitze über einen Dreiwege-Stoppcock an eine 1 ml Spritze an (Abbildung 1B). Die Größe der Spritze kann entsprechend dem Volumen der Luft geändert werden, die verwendet wird, um das Pulver zu dispergieren. Halten Sie die Spitze und Spritze während des Anschlusses vertikal, um das Auslaufen von Pulver zu verhindern. Wenn die Verabreichung nicht sofort durchgeführt wird, verwenden Sie Parafilm, um die Öffnungen der Spitze zu versiegeln und vorübergehend unter geeigneten Bedingungen bis zur Verabreichung aufzubewahren.</li>
</ol>2. Herstellung von Intubationsvorrichtung
<ol><li>Lichtquelle (Abbildung 2)<ol>
<li>Bereiten Sie eine maßgeschneiderte Lichtquelle mit einem Leuchtdiodenbrenner (LED) und einer flexiblen Optischen Faser mit einem Durchmesser von 0,8-1 mm vor.</li>
		<li>Machen Sie eine zentrierte Öffnung auf der klaren Linse des LED-Brenners mit einem Handbohrer oder einem Bohrer, so dass die Glasfaser kaum passieren kann.</li>
		<li>Legen Sie die Glasfaser durch die Öffnung. Schalten Sie den LED-Brenner ein, um die Position und die Einfügetiefe für maximale Helligkeit am anderen Ende der Glasfaser einzustellen.</li>
		<li>Befestigen Sie die Glasfaser in Position mit klarem Epoxidkleber.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Führungskanüle (Abbildung 3)<ol>
<li>Nehmen Sie eine 1 ml Kunststoff Pasteur Pipette (Abbildung 3A) und halten Sie die Pipette an beiden Enden.</li>
		<li>Verwenden Sie eine Alkohollampe (oder andere Wärmequellen im Labor wie einen Bunsenbrenner), um die Mitte der Pipette zu erhitzen, indem Sie sie bei 5-10 cm über der Flamme platzieren(Abbildung 3B). Drehen Sie die Pipette, um sicherzustellen, dass sie gleichmäßig erhitzt wird.</li>
		<li>Wenn der Kunststoff weich und verformbar wird, bewegen Sie die Pipette von der Flamme weg und dehnen Sie die Pipette sanft.</li>
		<li>Schneiden Sie die gestreckte Pipette in der Mitte mit einer Schere in Teil A und Teil B (Abbildung 3C-E). Verwenden Sie Teil A als Feinspitzenpipette und Teil B als Führungskanüle. Um die Wahrscheinlichkeit einer erfolgreichen Intubation mit der Führungskanüle zu erhöhen, machen Sie eine Abschrägung (nicht zu scharf, die das Risiko der Verletzung des Tieres erhöhen kann) am Ende von Teil B (Abbildung 3F). Wenn eine 200 L L Gel-Ladepipettenspitze (für Pulverbelastung) in die Führungskanüle eingesetzt wird, sollte sie um 1-2 mm in die Kanüle ragen. HINWEIS: Eine Führungskanüle (Teil B) mit der entsprechenden Dimension (Innen- und Außendurchmesser) für die Intubation könnte eine 21-Spur-Nadel in sie passen, während sie auch in eine 17-Spur-Nadel passen kann. Es können mehrere Versuche erforderlich sein, um die Pipetten zu dehnen, um die entsprechende Dimension zu erreichen.</li>
		<li>(Optional): Schneiden Sie eine kleine Öffnung am breiteren Ende der Führungskanüle, um sie flexibler zu machen, so dass es einfacher ist, die Glasfaser zu halten (Abbildung 3F). Diese Öffnung ermöglicht auch den Einbau eines Mikrosprühers für die Verabreichung von flüssigem Aerosol.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Intubation
<ol><li>Anästhesisieren Sie die Maus (BALB/c, 7-9 Wochen) mit Ketamin (100 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) durch intraperitoneale Injektion.</li>
	<li>Bereiten Sie eine Plattform aus Plexiglas vor und montieren Sie sie mit einer Klemme an einen Ständer (Abbildung 4A). Platzieren Sie die anästhesierte Maus auf der Plattform (bei etwa 60° Neigung) in einer Supine-Position. Die Höhe und der Neigungswinkel der Plattform konnten durch die Position der Klemme auf dem Ständer eingestellt werden.</li>
	<li>Halten Sie die Maus an, indem Sie ihre Schneidezähne an eine Nylonseide hängen (Abbildung 4B). Sichern Sie die Position der Maus durch ein Stück Klebeband oder ein Gummiband.</li>
	<li>Setzen Sie die optische Faser vor der Intubation mit der Spitze des Faserniveaus mit der Öffnung der Führungskanüle in die Führungskanüle ein. Schalten Sie den LED-Brenner ein, um zu leuchten.</li>
	<li>Schieben Sie die Zunge der Maus vorsichtig mit einem Paar Zangen hervor, um ihre Luftröhre freizulegen.</li>
	<li>Verwenden Sie die andere Hand, um die Führungskanüle mit Glasfaser innen zu halten. Legen Sie sie durch die Mundhöhle. Mit der Beleuchtung aus der Optischen Faser kann die Öffnung der Luftröhre als Öffnung zwischen den Stimmbändern visualisiert werden.</li>
	<li>Richten Sie die Abschrägung der Führungskanüle auf die Mittellinie der Öffnung aus (Abbildung 5A). Intubieren Sie die Führungskanüle mit Glasfaser sanft in die Luftröhre, indem Sie die feinste Spitze der Kanüle auf die Luftröhreeinltenöffnung zielen.</li>
	<li>Bei der Intubation die optische Faser schnell entfernen und die Führungskanüle in der Luftröhre lassen (Abbildung 5B). Eine normale Atmung sollte beobachtet werden.</li>
	<li>Halten Sie die feine Spitzenpipette (Teil A) beim Öffnen der Führungskanüle und insuffieren Sie einen kleinen Luftwirbel (ca. 0,2 ml) in die Lunge der Maus. Eine leichte Inflation in der Brust der Maus weist auf eine richtige Intubation hin. Entfernen Sie die Feinspitze Pipette vor der Pulververabreichung.</li>
</ol>4. Pulververwaltung
<ol><li>Halten Sie die pulverbelastete Spitze, die mit der Spritze verbunden ist, wie in Schritt 1.5 beschrieben. Stellen Sie sicher, dass der Luftstrom zwischen der Spritze und der Spitze getrennt ist.</li>
	<li>Ziehen Sie den Spritzenkolben nach hinten, um 0,6 ml Luft zurückzuziehen. HINWEIS: Das Volumen der Luft, die verwendet wird, um das Pulver zu dispergieren, hängt von den Eigenschaften des Pulvers und der Menge des geladenen Pulvers ab. Dies wird im Ergebnisabschnitt weiter beschrieben.</li>
	<li>Drehen Sie das Ventil des Drei-Wege-Stopphahns, um den Luftstrom zwischen der Spritze und der pulverbelasteten Spitze zu verbinden.</li>
	<li>Setzen Sie die pulverbelastete Spitze in die Führungskanüle ein, die bereits in die Luftröhre der Maus gelegt wurde (Abbildung 5C). Halten Sie die Führungskanüle und drücken Sie den Spritzenkolben in einer kontinuierlichen Aktion, um das Pulver als Aerosole in die Lunge zu zerstreuen. HINWEIS: Jede Vorwärtsbewegung des Geräts sollte minimiert werden, um eine Verletzung des Tieres zu vermeiden.</li>
	<li>Entfernen Sie die Spitze und überprüfen Sie, ob das Pulver in der Spitze geleert wurde. Wenn dies nicht der Fall ist, wiederholen Sie Schritt 4.1 bis 4.4. HINWEIS: Wenn das Pulver aufgrund übermäßigen Abklopfens zu fest verpackt ist, wird es möglicherweise nicht richtig dispergiert.</li>
	<li>Sobald die Verabreichung abgeschlossen ist, entfernen Sie die Führungskanüle aus der Luftröhre.</li>
	<li>Lassen Sie die Maus sich erholen, indem Sie sie horizontal in einer Supine-Position positionieren, wobei die Zunge halb hervorsteht, um die Blockade der Atemwege zu vermeiden.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Newman, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drug+delivery+to+the+lungs:+challenges+and+opportunities.">Drug delivery to the lungs: challenges and opportunities.</a> Therapeutic Delivery. 8 (8), 647-661 (2017).</li><li>Setter, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhaled+dry+powder+insulin+for+the+treatment+of+diabetes+mellitus.">Inhaled dry powder insulin for the treatment of diabetes mellitus.</a> Clinical Therapeutics. 29 (5), 795-813 (2007).</li><li>Muralidharan, P., Hayes, D., Mansour, H. 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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

In diesem Papier werden maßgeschneiderte Geräte zur Trockenpulverinsufflation und intratrachealen Intubation vorgestellt. Im Pulverladeschritt wird Trockenpulver in eine 200-L-Gel-Ladepipettenspitze geladen. Es ist wichtig, vorsichtig auf die Spitze zu tippen, um die lose Verpackung von Pulver am schmalen Ende der Spitze zu ermöglichen. Wenn das Pulver jedoch zu fest verpackt ist, bleiben sie in der Spitze stecken und können nicht richtig dispergiert werden. Es wird empfohlen, die statischen Aufladungen des Pulvers u...

Der lungene Verabreichungsweg bietet verschiedene Vorteile bei der Bereitstellung von Therapeutika für lokale und systemische Maßnahmen. Für die Behandlung von Lungenerkrankungen kann eine hohe lokale Medikamentenkonzentration durch Lungenabgabe erreicht werden, wodurch die erforderliche Dosis reduziert und die Inzidenz systemischer Nebenwirkungen verringert wird. Darüber hinaus können die relativ geringen enzymatischen Aktivitäten in der Lunge den vorzeitigen Arzneimittelstoffwechsel reduzieren. Die Lunge ist auch effizient für die Arzneimittelabsorption für systemische Wirkung aufgrund der großen und gut durchfundierten Oberfläche, der extrem dünnen Epithelzellschicht und des hohen Blutvolumens in Lungenkapillaren1.
Inhalierte Trockenpulverformulierungen wurden umfassend für die Prävention und Behandlung von verschiedenen Krankheiten wie Asthma, chronisch obstruktiver Lungenerkrankung, Diabetes mellitus und Lungenimpfung2,3,4untersucht. Medikamente im festen Zustand sind in der Regel stabiler als in der flüssigen Form, und trockene Pulverinhalatoren sind tragbarer und benutzerfreundlicher als Vernebler5,6. Bei der Entwicklung von inhalierten Trockenpulverformulierungen müssen die Sicherheit, das pharmakokinetische Profil und die therapeutische Wirksamkeit in präklinischen Tiermodellen nach lungenerVerabreichung7 bewertet werden. Im Gegensatz zu Menschen, die trockenes Pulver aktiv einatmen können, ist die Lungenabgabe von trockenem Pulver an Kleintiere eine Herausforderung. Es ist notwendig, ein effizientes Protokoll für die Lieferung von trockenem Pulver an die Lunge von Tieren zu erstellen.
Mäuse sind weit verbreitet als Forschungstiermodelle verwendet, weil sie wirtschaftlich sind und sie gut brüten. Sie sind auch einfach zu handhaben und viele Krankheitsmodelle sind gut etabliert. Es gibt zwei Hauptansätze, um trockenes Pulver an die Lunge der Maus zu verabreichen: Inhalation und intratracheale Verabreichung. Zum Einatmen wird die Maus in eine Ganzkörper- oder Nasenkammer gelegt, in der trockenes Pulver aerosolisiert wird und die Tiere das Aerosol ohne Sedierung8,9einatmen. Teure Ausrüstung ist erforderlich und die Wirksamkeit der Medikamentenabgabe ist gering. Während die Ganzkörperkammer technisch weniger anspruchsvoll sein kann, könnte die Nasen-Expositionskammer die Exposition von Medikamenten an der Körperoberfläche minimieren. Unabhängig davon ist es immer noch schwierig, die an die Lunge abgegebene Dosis genau zu kontrollieren und zu bestimmen. Das trockene Pulver wird hauptsächlich in der Nasopharynx-Region abgelagert, wo die Mukociliaary Clearance prominentist 10. Darüber hinaus sind Mäuse in der Kammer während des Verabreichungsprozesses unter erheblichem Stress, weil sie eingeschränkt und der Nahrungs- und Wasserversorgung beraubt sind11. Für die intratracheale Verabreichung bezieht es sich in der Regel auf die Einführung des Stoffes direkt in die Luftröhre. Es gibt zwei verschiedene Techniken, um dies zu erreichen: Tracheotomie und orotracheale Intubation. Ersteres erfordert einen chirurgischen Eingriff, der einen Schnitt in der Luftröhre macht, die invasiv ist und selten für die Pulververabreichung verwendet wird. Hier wird nur die zweite Technik beschrieben. Im Vergleich zur Inhalationsmethode ist die intratracheale Verabreichung die am häufigsten verwendete Methode zur Lungenabgabe in der Maus wegen ihrer hohen Liefereffizienz bei minimalem Medikamentenverlust12,13. Es ist eine einfache und schnelle Methode, um eine kleine Menge Pulver innerhalb weniger Milligramm genau an die Maus zu liefern. Obwohl die Maus anatomisch und physiologisch für den Menschen unterscheidet und während des Intubationsprozesses eine Anästhesisierung erforderlich ist, umgeht die intratracheale Verabreichung die oberen Atemwege und bietet eine effektivere Möglichkeit, die biologischen Aktivitäten der Trockenpulverformulierung wie Lungenabsorption, Bioverfügbarkeit und therapeutische Wirkungen14,15zu bewerten.
Um trockenes Pulver intratracheal zu verabreichen, muss die Maus intubiert werden, was eine Herausforderung sein könnte. In diesem Papier wird die Herstellung eines maßgeschneiderten Trockenpulverinsufflators und einer Intubationsvorrichtung beschrieben. Die Verfahren der Intubation und Insufflation von trockenem Pulver in der Lunge der Maus werden demonstriert.

<table><tbody><tr><td>BALB/c mouse</td><td></td><td></td><td>Female; 7-9 weeks old; Body weight 20-25 g</td></tr><tr><td>CleanCap Firefly Luciferase mRNA</td><td>TriLink Biotechnology</td><td>L-7602</td><td></td></tr><tr><td>Dry Powder Insufflator</td><td>PennCentury</td><td>Model DP-4M</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine 10%</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Light emitting diode (LED) torch</td><td>Unilite Internation</td><td>PS-K1</td><td></td></tr><tr><td>Mannitol (Pearlitol 160C)</td><td>Roquette</td><td>450001</td><td></td></tr><tr><td>Non-filter round gel loading pipette tip (200 &amp;micro;L)</td><td>Labcon</td><td>1034-800-000</td><td></td></tr><tr><td>Nylon floss</td><td>Reach</td><td>30017050</td><td></td></tr><tr><td>One milliliter syringe without needle</td><td>Terumo</td><td>SS-01T</td><td></td></tr><tr><td>Optical fibre</td><td>Fibre Data</td><td>OMPF1000</td><td></td></tr><tr><td>PEG12KL4 peptide</td><td>EZ Biolab</td><td></td><td>(PEG12)-KLLLLKLLLLKLLLLKLLLLK-NH2</td></tr><tr><td>Plastic Pasteur fine tip pipette</td><td>Alpha Labotatories</td><td>LW4061</td><td></td></tr><tr><td>Three-way stopcock</td><td>Braun</td><td>D201</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine 2%</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Zerostat 3 anti-static gun</td><td>MILTY</td><td>5036694022153</td><td></td></tr></tbody></table>

intratracheal administration of dry powder formulation in mice

Bei der Entwicklung von inhalierbaren Trockenpulverformulierungen ist es wichtig, ihre biologischen Aktivitäten in präklinischen Tiermodellen zu bewerten. Dieses Papier führt eine nichtinvasive Methode der intratrachealen Abgabe von Trockenpulverformulierung bei Mäusen ein. Präsentiert wird eine trockene Pulverladevorrichtung, die aus einer 200 l L Gel-Ladepipettenspitze besteht, die über einen Dreiwege-Stopphahn mit einer 1 ml Spritze verbunden ist. Eine kleine Menge Trockenpulver (1-2 mg) wird in die Pipettenspitze geladen und mit 0,6 ml Luft in der Spritze dispergiert. Da Pipettenspitzen Einweg- und Preisprodukte sind, können verschiedene Trockenpulverformulierungen im Voraus in verschiedene Spitzen geladen werden. Verschiedene Formulierungen können im selben Tierexperiment ohne Gerätereinigung und Dosisnachfüllen bewertet werden, wodurch Zeit gespart und das Risiko einer Kreuzkontamination durch Restpulver vermieden wird. Das Ausmaß der Pulverdispersion kann anhand der Inderintauchmenge in der Pipettenspitze untersucht werden. Ein Protokoll der Intubation in der Maus mit einer maßgeschneiderten Lichtquelle und einer Führungskanüle ist enthalten. Die richtige Intubation ist einer der Schlüsselfaktoren, die die intratracheale Abgabe von Trockenpulverformulierung entoltal entherin in den tiefen Lungenbereich der Maus beeinflussen.

Wenn ein Trockenpulver-Insufflator verwendet wird, um Pulveraerosol in die Lunge eines Tieres zu liefern, ist das verwendete Luftvolumen entscheidend, da es sowohl die Sicherheit als auch die Pulverdispersionseffizienz beeinflusst. Zur Optimierung der Methode wurden verschiedene Luftmengen (0,3 ml, 0,6 ml und 1,0 ml) verwendet, um das Trockenepulver (1 mg sprühgetrocknetes Mannitol) zu dispergieren, und das Gewicht von Mäusen wurde 48 Stunden nach der Verabreichung überwacht(Abbildung 6)....

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Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Trockenpulverformulierungen zur Inhalation haben ein großes Potenzial bei der Behandlung von Atemwegserkrankungen. Vor dem Eintritt in Studien am Menschen ist es notwendig, die Wirksamkeit der Trockenpulverformulierung in präklinischen Studien zu bewerten. Eine einfache und nichtinvasive Methode zur Verabreichung von Trockenpulver bei Mäusen über den intratrachealen Weg wird vorgestellt.

Intratrachealadministration der Trockenpulverformulierung bei Mäusen

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

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JoVE Journal

Medicine

9.9K Aufrufe.  The University of Hong Kong. Trockenpulverformulierungen zur Inhalation haben ein großes Potenzial bei der Behandlung von Atemwegserkrankungen. Vor dem Eintritt in Studien am Menschen ist es notwendig, die Wirksamkeit der Trockenpulverformulierung in präklinischen Studien zu bewerten. Eine einfache und nichtinvasive Methode zur Verabreichung von Trockenpulver bei Mäusen über den intratrachealen Weg wird vorgestellt.

Serie: Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

Nicht-chirurgische Intratrachealbiopersistenztest von Mäusen mit Analyse der Lungen-und Lungenforschung Lymphknoten mittels Durchflusszytometrie

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

Direkte Instillation von gelösten Stoffen in Mauslunge

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

Biologie

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

Intubation vermittelte Intratracheale (IMIT) Instillation: eine nichtinvasive, lungenspezifischen Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Medizin

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Dry Powder and Nebulized Aerosol Inhalation of Pharmaceuticals Delivered to Mice Using a Nose-only Exposure System

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and bronchodilator drugs. Despite the availability of multiple treatments, both diseases are growing public health concerns. The majority of asthma patients are well controlled on current inhaled therapies but a substantial number of patients with severe asthma are not. Asthma affects an estimated 300 million people worldwide and approximately 20 percent have a severe form of the disease. In contrast to asthma, there are few effective therapies for COPD. An estimated 10% of the population has COPD and the trend in death rates is increasing for COPD while decreasing for other major diseases. Although developing drugs for inhaled delivery is challenging, the nose-only inhalation unit enables direct delivery of novel drugs to the lung of rodents for pre-clinical efficacy and safety/toxicology studies. Inhaled drug delivery has multiple advantages for respiratory diseases, where high concentration in the lung improves efficacy and minimizes systemic side effects. Inhaled corticosteroids and bronchodilators benefit from these advantages and inhaled delivery may also hold potential for future biologic therapies. The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs of rodents, key data required before initiating clinical development.

The inhalation unit described herein can generate, sample for characterization, and uniformly deposit a drug aerosol in the lungs of rodents. This enables the pre-clinical determination of the efficacy and safety of drug doses deposited in the lungs; key data enabling clinical inhaled drug development.

Trockenpulver und Vernebelte Aerosol Inhalation von Arzneimitteln geliefert an Mäusen Mit einem Nose-only Belichtungssystem

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Direkte intrabronchiale Verabreichung zur Verbesserung der selektiven Agentenablagerung innerhalb der Mauslunge

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered drug. This has direct translational impact because surfactant and drugs are administered locally into the lungs. Though the literature has many publications describing minimally invasive transoral intubation of adult mice and rats in therapeutic experiments, this approach in neonatal rat pups is lacking. The small size of orotracheal region/pharynx in the pups makes visualization of laryngeal lumen (vocal cords) difficult, contributing to the variable success rate of intratracheal drug delivery. We hereby demonstrate effective oral intubation of neonatal rat pup - a technique that is non-traumatic and minimally-invasive, so that it can be used for serial administration of drugs. We used an operating otoscope with an illumination system and a magnifying lens to visualize the tracheal opening of the rat neonates. The drug is then instilled using a 1 mL syringe connected to a pipette tip. The accuracy of the delivery method was demonstrated using Evans blue dye administration. This method is easy to get trained in and could serve as an effective way to instill drugs into trachea. This method could also be used for administration of inoculum or agents to simulate disease conditions in animals and, also, for cell-based treatment strategies for various lung diseases.

This technique of instilling drugs directly into the trachea of neonatal rodents is important in studying the impact of locally administered drugs or biologicals on neonatal lung diseases. Additionally, this method can also be used for inducing lung injury in animal models.

Eine minimal-invasive Methode zur intratrachealen Instillation von Medikamenten bei neonatalen Nagetieren zur Behandlung von Lungenerkrankungen

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered ...

Anpassbare Einwegdosatoren zur Verabreichung von Trockenpulver-Aerosolmedikamenten an Mäuse

Disposable Dosators Intended for Dry Powder Delivery to Mice

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus metering and dosing, and a propellant-free dispersal mechanism. To develop pharmaceutical dry powder aerosol products, robust in vivo testing is essential. Typically, initial studies involve using a murine model for preliminary evaluation before conducting formal studies in larger animal species. However, a significant limitation in this approach is the lack of suitable device technology to accurately and reproducibly deliver dry powders to small animals, hindering such models&#39; utility. To address these challenges, disposable syringe dosators were developed specifically for intrapulmonary delivery of dry powders in doses appropriate for mice. These dosators load and deliver a predetermined amount of powder obtained from a uniform bulk density powder bed. This discrete control is achieved by inserting a blunt needle to a fixed depth (tamping) into the powder bed, removing a fixed quantity each time. Notably, this dosing pattern has proven effective for a range of spray-dried powders. In experiments involving four different model spray-dried powders, the dosators demonstrated the ability to achieve doses within the range of 30 to 1100 &#181;g. The achieved dose was influenced by factors such as the number of tamps, the size of the dosator needle, and the specific formulation used. One of the key benefits of these dosators is their ease of manufacturing, making them accessible and cost-effective for delivering dry powders to mice during initial proof-of-concept studies. The disposable nature of the dosators facilitates use in animal procedure rooms, where cleaning and refilling reusable systems and weighing materials is inconvenient. Thus, developing disposable syringe dosators has addressed a significant hurdle in murine dry powder delivery for proof-of-concept studies, enabling researchers to conduct more accurate and reproducible preliminary studies in small animal models for pulmonary drug delivery.

Autor im Rampenlicht: Entwicklung eines Einwegdosators für die präklinische Prüfung von Trockenpulverinhalatoren in Kleintiermodellen 

Pharmaceutical dry powder development necessitates reliable in vivo testing, often using a murine model. Device technology for accurately and reproducibly delivering dry powder aerosols to mice is restricted. This study presents disposable dosators for pulmonary drug delivery at mouse-relevant doses, aiding initial proof-of-concept research.

Einweg-Dosierer für die Verabreichung von Trockenpulver an Mäuse

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus ...

Intratrachealadministration der Trockenpulverformulierung bei Mäusen

Zusammenfassung

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Nicht-chirurgische Intratrachealbiopersistenztest von Mäusen mit Analyse der Lungen-und Lungenforschung Lymphknoten mittels Durchflusszytometrie

Direkte Instillation von gelösten Stoffen in Mauslunge

Intubation vermittelte Intratracheale (IMIT) Instillation: eine nichtinvasive, lungenspezifischen Delivery System

Ein verbessertes Verfahren zur schnellen Intubation der Luftröhre in Mice

Trockenpulver und Vernebelte Aerosol Inhalation von Arzneimitteln geliefert an Mäusen Mit einem Nose-only Belichtungssystem

Direkte intrabronchiale Verabreichung zur Verbesserung der selektiven Agentenablagerung innerhalb der Mauslunge

Eine minimal-invasive Methode zur intratrachealen Instillation von Medikamenten bei neonatalen Nagetieren zur Behandlung von Lungenerkrankungen

Einweg-Dosierer für die Verabreichung von Trockenpulver an Mäuse

Einweg-Dosierer für die Verabreichung von Trockenpulver an Mäuse

Einweg-Dosierer für die Verabreichung von Trockenpulver an Mäuse