עבודה זו מומנה על ידי Shriners Children's Boston (B. E. U., K.U., C.L.C). L.C. ממומנת על ידי "La Bourse des Gueules Cassées", "La Bourse Année Recherche" ו-"La Bourse de l'Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris". י.ב. ממומן על ידי "La Bourse des Gueules Cassées". Y.B. ו- I.F.v.R ממומנים על ידי בתי החולים לילדים (מזהה המלגות הוא #84308-BOS-22 #84302-BOS-21 בהתאמה). חומר זה מבוסס בחלקו על עבודה הנתמכת על ידי הקרן הלאומית למדע תחת מענק מס '. EEC 1941543. תמיכה חלקית ממכוני הבריאות הלאומיים של ארה"ב (R01EB028782, R56AI171958 ו-R01DK114506) זוכה להכרת תודה. איור 1 נוצר באמצעות BioRender.com.

ההליכים בוצעו על חולדות לואיס זכרים בני 3 חודשים, שכל אחת מהן שוקלת 300-400 גרם. בסך הכל נכללו 24 בעלי חיים, עם שלושה מצבי ניקוב: 12 חולדות עברו ניקוב ורידי זנב ללא הרדמה (טלוויזיה קבוצתית ללא הרדמה), ועוד 12 חולדות הורדמו כדי לעבור ניקוב ורידים בזנב (טלוויזיה קבוצתית עם הרדמה) וניקוב ורידים בפין (PV קבוצתי עם הרדמה). כל הנהלים אושרו וכובדו על פי הנחיות הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC). כל בעלי החיים הומתו בסוף המחקר (לאחר מעקב של חודש) על ידי מנת יתר של פחמן דו חמצני. עיין בטבלת החומרים לקבלת פרטים הקשורים לכל החומרים והמכשירים המשמשים בפרוטוקול זה.
1. הנחיות כלליות
<ol><li>בהתאם להנחיות IACUC, יש לוודא כי נפח הדם המרבי שנמשך אינו עולה על 10% מנפח הדם הכולל כל שבועיים9. לדוגמה, חולדה של 300 גרם צריך להיות נפח דם כולל של כ 19.2 מ"ל. במקרה של פרוטוקול הדורש ארבע שאיבות דם בשבוע הראשון בלבד (יום 0, יום 1, יום 3, יום 7), יש להגביל את האיסוף למקסימום של 250 מיקרוליטר דם לדגימה.</li>
	<li>עבור הליכים המבוצעים בהרדמה, יש לתת איזופלורן באמצעות וופורייזר מדויק כדי להרדים את החיה. יש להשרות הרדמה בתא עם מינון של 3%-5% איזופלורן למשך 5 דקות, ולשמור על שימוש במינון של 1%-3% איזופלורן דרך חרוט אף במהלך ההליך. להתאים את רמת isoflurane מבוסס על ניטור רציף של קצב הנשימה. ודא אם סדציה מספיקה על ידי צביטת בוהן לפני תחילת ההליך.</li>
	<li>אין להשאיר את בעל החיים ללא השגחה במהלך ההליך או עד שהוא חזר להכרה מספקת כדי לשמור על עצם החזה.</li>
	<li>לאחר איסוף הדם, עקוב אחר בעל החיים עד להחלמה מלאה לפני החזרתו לכלוב שלו, ואל תציג אותו לחברתם של בעלי חיים אחרים עד להחלמה מלאה. הערה: בהסכמה עם השירותים הווטרינריים, לא היה צורך בתרופות נגד כאבים לאחר ניקוב וריד הזנב או וריד הפין.</li>
</ol>2. דם לשאוב מן וריד הפין
<ol><li>הכנה<ol><li>הכינו את הציוד הבא: גזה סטרילית, כפפות, מגבוני אלכוהול, צינור EDTA לאיסוף דם מיקרו-נימי (כובע סגול), ומזרק אינסולין 30 גרם (30 U או 50 U).</li>
		<li>הוציאו את החולדה מהכלוב שלה, והכניסו אותה לתא לזירוז עם איזופלורן באמצעות וופורייזר מדויק (מינון: 3%-5%). לאחר שבעל החיים מורדם, העבירו אותו לשולחן הפרוצדורות, והשכיבו את בעל החיים על גבו כשאפו מונח בחרוט האף כדי לשמור על ההרדמה. יש לעקוב אחר קצב הנשימה, ולהתאים את רמת האיזופלורן בהתאם (מינון תחזוקה: 1%-3%). ודא כי בעל החיים הוא מסומם מספיק על ידי צביטת הבוהן לפני תחילת ההליך.</li>
	</ol></li>
	<li>דגימת דם<ol><li>הזיזו את הבוכנה קדימה ואחורה במזרק מספר פעמים כדי להחליק את הנסיגה. צור לחץ שלילי במזרק על ידי משיכת הבוכנה כדי להסיר כמה מיקרוליטרים.</li>
		<li>בעזרת היד הלא דומיננטית, הסירו את העורלה מקצה הפין, והחזיקו את העטרה בין האינדקס לאגודל, מושכים בעדינות. וריד הפין הגבי יופיע כחוט כחול שטחי. ראו איור 1 ואיור 2.</li>
		<li>כאשר עין המחט מצביעה כלפי מעלה, הכנס את מזרק האינסולין לווריד בזווית של 35 מעלות. ברגע שהמחט נכנסה לווריד, הדם יזרום לתוך המזרק.</li>
		<li>לאט למשוך את הבוכנה של המזרק בקצב איטי ויציב כדי לאסוף את הנפח הרצוי. הערה: אין למשוך את הבוכנה מהר מדי, שכן זה יגרום לווריד להתמוטט ולעצור את זרימת הדם.</li>
		<li>אם זרימת הדם פוחתת, סובבו את המחט מעט בכיוון השעון או נגד כיוון השעון.</li>
		<li>מוציאים את המזרק. טיפת דם תיווצר באתר לנקב, ששאיפתו תאפשר איסוף של עוד כמה מיקרוליטרים של דם במקרה של הליך לא סטרילי.</li>
		<li>אם הנקב הראשון נכשל, הכנס מחדש את המחט קרוב יותר על הווריד. הערה: שלא כמו עבור דגימת ורידים זנב, ניקוב איטרטיבי של וריד הפין הגבי הוא בדרך כלל לא מוצלח.</li>
		<li>הפעילו לחץ קל על אזור הניקוב כדי לעצור את הדימום, ונגבו את האזור עם מגבון אלכוהול חדש.</li>
		<li>החזירו את הפין למקומו הניטרלי.</li>
		<li>כבו את האיזופלורן ועקבו אחר החולדה עד להחלמה מלאה. החזירו את החולדה לכלוב שלה.</li>
	</ol></li>
</ol>3. ניקוב ורידים בזנב
<ol><li>הכנה<ol><li>הכינו את הציוד הבא: מחזיק ריסון פלסטיק, גזה סטרילית, כפפות, מגבוני אלכוהול, צינור EDTA לאיסוף דם מיקרו-נימי (כובע סגול), ומזרק אינסולין 28 G 1/2 (30 U או 50 U).</li>
		<li>הוציאו את החולדה מהכלוב שלה, ואבטחו אותה במהירות בחרוט מרסן פלסטיק. סגור את הקצה הגדול של החרוט סביב בסיס הזנב. ודא כי בעל החיים נוח וכי הנשימה היא בלתי מוגבלת לאורך כל ההליך.</li>
		<li>טובלים את הזנב במים חמים (37°C) למשך כדקה כדי להרחיב את הווריד. יבש את הזנב עם מגבת נייר. הניחו את בעל החיים (בריסון שלו) עם הפנים כלפי מטה, כשהזנב שוכב על כרית חימום.</li>
		<li>בחר את וריד הזנב הימני או השמאלי (קו כחול) לדגימה על ידי סיבוב החיה כולה לכל צד (זה מונע את פיתול הזנב). השתמש בשליש הסופי של הזנב לניקוב כלי דם מכיוון שכלי הדם הופכים שטחיים יותר באזור זה. העורק הוא גחוני, ושני הוורידים הם לרוחב10.</li>
		<li>נגבו את הזנב במגבוני אתנול 70% באתר הניקוב.</li>
		<li>הניחו את הזנב על קצה כרית החימום כדי ליצור זווית בשליש הסופי של הזנב. זה מביא את הווריד אל פני השטח ויוצר יותר מקום ללקיחת הדגימה.</li>
	</ol></li>
	<li>דגימת דם<ol><li>הזיזו את הבוכנה קדימה ואחורה במזרק מספר פעמים כדי להחליק את הנסיגה. צור לחץ שלילי במזרק על ידי משיכת הבוכנה כדי להסיר כמה מיקרוליטרים.</li>
		<li>בעזרת האצבע המורה והאצבע האמצעית הלא דומיננטית, אבטחו את הזנב שטוח על כרית החימום. הניחו את האצבע האמצעית בסמיכות ואת האצבע המורה באופן דיסטלי, כאשר אתר הניקוב נמצא בין שתי אצבעות אלה. הפעל לחץ רב יותר על האצבע האמצעית מאשר על המורה כדי לאבטח את הזנב, תוך הסתרת כלי הדם רק בסמיכות ומאפשר לדם להצטבר. ראו איור 1 ואיור 3.</li>
		<li>כאשר עין המחט מופנית כלפי מעלה, החליקו את מזרק האינסולין כנגד האצבע המורה עד להחדרו לווריד (כך נוצרת זווית של 35 מעלות בין המחט לזנב). ברגע שהמחט נכנסה לווריד, הדם יזרום לתוך המזרק. בשלב זה, שחררו את הלחץ על האצבע המורה והאצבע האמצעית כדי להבטיח שזרימת הדם אינה חסומה.</li>
		<li>לאט למשוך את הבוכנה של מזרק בקצב קבוע כדי לאסוף את נפח הרצוי. הערה: אין למשוך את הבוכנה מהר מדי; זה יגרום לווריד להתמוטט ולעצור את זרימת הדם.</li>
		<li>אם זרימת הדם פוחתת, סובבו מעט את המחט לשני הכיוונים.</li>
		<li>מוציאים את המזרק מהזנב. טיפת דם תיווצר באתר הניקוב של הזנב. השאיפה של דם זה מאפשרת איסוף של עוד כמה מיקרוליטרים של דם במקרה של הליך לא סטרילי.</li>
		<li>אם הנקב הראשון נכשל, הכנס מחדש את המחט קרוב יותר על הווריד. הערה: הווריד הופך עמוק יותר ויותר ככל שהוא מתקרב לבסיס הזנב. אם אין זרימת דם במזרק, הגדילו את הזווית בין המזרק לזנב, או סובבו את המחט.</li>
		<li>הפעילו לחץ על אזור הניקוב כדי לעצור את הדימום, ונגבו את האזור עם מגבון אלכוהול חדש. הוציאו את החולדה מחרוט הפלסטיק, והחזירו אותה לכלוב שלה.</li>
	</ol></li>
	<li>ניקוב ורידים בזנב בהרדמה<ol><li>בצע את שלב 2.1.1 ואת שלב 2.1.2 לגרימת ושמירה על הרדמה.</li>
		<li>לבצע שלבים 3.1.3-3.2.7 לאיסוף דם; ראו איור 1.</li>
		<li>בצע את שלב 2.2.10 להתאוששות בעלי חיים.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65513/65513fig01.jpg"> איור 1: סכמות של שיטות הניקוב השונות בפרוטוקול זה. (A) ניקוב וריד זנב שונה בבעל חיים מודע ומאופק; (B) ניקוב וריד זנב שונה וניקוב ורידים בפין תחת הרדמה. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65513/65513fig01large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.</a>

מחקר השוואתי של טכניקות איסוף דם בחולדות

<ol>
	<li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).</li><li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drawing+blood+from+rats+through+the+saphenous+vein+and+by+cardiac+puncture.">Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture.</a> Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).</li><li>Luzzi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collecting+blood+from+rodents:+A+discussion+by+the+Laboratory+Animal+Refinement+and+Enrichment+Forum.">Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum.</a> Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sampling+from+the+retro-orbital+plexus,+the+saphenous+vein+and+the+tail+vein+in+rats:+Comparative+effects+on+selected+behavioural+and+blood+variables.">Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables.</a> Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li><li>Nightingale, C. H., Mouravieff, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+and+simple+method+of+intravenous+injection+into+the+laboratory+rat.">Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).</li><li>Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+A+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+isoflurane+anesthesia+on+the+cardiovascular+function+of+the+C57BL/6+mouse.">Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse.</a> ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).</li><li>Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+hemolysis+on+plasma+prothrombin+time+and+activated+partial+thromboplastin+time+tests+using+photo-optical+method.">The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method.</a> Medicine. 96 (38), 7976 (2017).</li><li>Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+haematological+and+clinical+pathology+effects+of+blood+microsampling+in+suckling+and+weaned+juvenile+rats.">Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).</li></ol>

לאף אחד מהכותבים אין ניגודי עניינים להצהיר.

ניקוב וריד הזנב הוא שיטה יעילה להשגת דם מחולדה מודעת. עם זאת, כאשר בעל חיים נמצא תחת הרדמה, ההשפעה של isoflurane יכול להוביל התכווצויות כלי ולהפוך לנקב ורידים זנב לא מתאים11. כפי שמוצג במחקר זה, חלופה במצב זה היא לאסוף דם מווריד הפין, אשר מוצלח יותר ומניב נפח גדול משמעותית של דם בפחות ?...

דגימת דם נחוצה לרוב המחקרים בבעלי חיים, הן in vivo והן in vitro. בחולדות, מכיוון שתדירות וכמות דגימת הדם יכולות להיות משמעותיות, כדאי שיהיו חלופות שונות לאיסוף. שיטות שונות תוארו במחקרים קודמים.
הטכניקות הנפוצות ביותר הן ניקוב ורידים בזנב ושאיבת דם של ורידים ספנוסיים. דגימת ורידי זנב מתאימה לכל זני החולדות. עם הכשרה נכונה, ההליך פשוט לביצוע וגורם מצוקה מינימלית לבעל החיים1. באופן דומה, שאיבת הדם של הווריד הספנוס, בתנאי שהיא נעשית כראוי, היא גם שיטת איסוף מהירה ופשוטה. אף אחת מהשיטות אינה דורשת הרדמה, ושתיהן מאפשרות שאיבה חוזרת ונשנית של כמויות קטנות של דם. עם זאת, ניקוב הווריד הספנוס מניב בדרך כלל נפח דם נמוך יותר1 ודורש נוכחות של שני אנשים כדי להשאיר גפה אחורית אחת חשופה לנקב2.
אם יש צורך לאסוף כמויות גדולות של דם מחיה אחת, ניתן להשתמש בניקוב לב או נקב של הווריד קאווה (ניתן לשאוב עד 10 מ"ל דם מחולדה של 150 גרם עם נקב לב2). טכניקות אלה דורשות הרדמה והן הליכים סופניים. יש להרדים את בעל החיים לאחר כל אחת משתי הטכניקות הללו2. מקל הצוואר הוא חלופה שניתן להשתמש בה אם יש צורך לאסוף כמויות גדולות של דם במחקר שעדיין לא הגיע לנקודת הסיום שלו. עם זאת, טכניקה זו דורשת גם מיומנויות טכניות משמעותיות כדי למנוע נזק לחיה; לפיכך, השימוש בו צריך להיות מוגבל3.
טכניקות אחרות, כגון שאיבת הדם של הוורידים התת-קלאביים, אינן דורשות שימוש בחומרי הרדמה לפני איסוף הדם ומאפשרות דגימה חוזרת ונשנית של כמויות קטנות של דם. עם זאת, טיפול מאופק וחתך מחט מתאים נדרשים לטכניקה זו. ניתוח לא תקין עלול לגרום לכאבים בבעלי חיים ואף לתמותה, והאימון בשיטה זו עשוי להיות קפדני4. 
הליכים אנקדוטליים אחרים כוללים את ניקוב האורביטלי ואת ניקוב הווריד התת-לשוני, שניהם דורשים הרדמה, ואינם מומלצים או בשימוש נרחב. למרות שמחקרים קודמים הראו איסוף דם מהיר יותר על ידי ניקוב אורביטלי מאשר על ידי ניקוב ורידים בזנב, נמצא כי ניקוב אורביטלי תחת הרדמה דיאתיל-אתר היה פחות נסבל מאשר השיטה האחרונה (בהתבסס על ציוני העירור של בעלי החיים וייצור השתן)5. יתר על כן, שיטה זו מושפעת מאוד מהמיומנות של האדם המבצע את ההליך ומבוצעת בעיקר על ידי וטרינרים מנוסים. לעומת זאת, ניקוב הוורידים התת-לשוני פחות מטריד ומומלץ לדגימת דם חוזרת6. עם זאת, טכניקה זו מציגה תופעות לוואי חמורות כגון צריכת מזון ומים מופחתת, אשר יכול להוביל למוות של החיה7. 
מחקר זה מתאר שתי שיטות המשמשות במעבדה שלנו לדגימות דם חוזרות. ניקוב ורידים בזנב יכול להתבצע על בעל חיים מודע, והנזק לרקמות ותופעות הלוואי הם מינימליים. השינוי של טכניקה זו במחקר זה כולל ייצוב הזנב עם האצבע המורה והאצבע האמצעית, המאפשר למפעיל יחיד לבצע את איסוף הדם. ניקוב ורידים הפין הגבי כבר תואר עבור זריקות תוך ורידי פשוט. טכניקה זו מבוצעת בהרדמה ומאפשרת מקור דם אמין במקרה של קשיים בשיטות אחרות (למשל, בתקופה המיידית שלאחר הניתוח, עם חיה קטנה, בעת ביצוע שאיבת דם פרי-ניתוחית בהרדמה). בדומה לדגימת ורידי זנב, לפגיעה באתר הניקוב תהיה השפעה כוללת מינורית על בעל החיים בהשוואה לטכניקות שהוזכרו לעיל8. מטרת מאמר שיטות זה היא להציע לחוקרים חסרי ניסיון חלופות פשוטות ואמינות לדגימת דם בהתאם להקשר (למשל, לפרוצדורות המבוצעות בהרדמה, למחקרים הכוללים חולדות זכרים, לבעלי חיים עם ורידי זנב דקים).

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 28 G &#189;&#160; Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>329424</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>320468</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 L&#160; Microtainer blood collection tubes with K2EDTA</td>
			<td>BD</td>
			<td>365974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Sponges</td>
			<td>Curity</td>
			<td>6939</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine</td>
			<td>E-Z Systems</td>
			<td>EZ-190F</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>1403-704-06</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nosecone for Anesthesia</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>EZ-112</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Restraint Cone</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>ST2 52-95-86</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Heated Operating Table (Adjustable)</td>
			<td>Peco Services Ltd</td>
			<td>69023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Webcol Alcohol prep pads</td>
			<td>Simply Medical</td>
			<td>5110</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model

דגימות דם נדרשות ברוב הניסויים בבעלי חיים כדי להעריך פרמטרים המטולוגיים שונים. מאמר זה מציג שני הליכים לאיסוף דם בחולדות: ניקוב וריד הזנב הצידי וניקוב וריד הפין הגבי, המציעים יתרונות משמעותיים על פני טכניקות אחרות שתוארו קודם לכן. מחקר זה מראה כי שני הליכים אלה מאפשרים דגימה מהירה (מתחת ל -10 דקות) ומניבים נפחי דם מספיקים עבור רוב הבדיקות (202 μL ± 67.7 μL). ניקוב וריד הפין הגבי חייב להיעשות תחת הרדמה, ואילו ניקוב וריד הזנב הצידי יכול להיעשות על בעל חיים מודע ומאופק.
החלפה בין שתי הטכניקות הללו, אם כן, מאפשרת שאיבת דם בכל מצב. בעוד שתמיד מומלץ למפעיל להיעזר במהלך הליך כדי להבטיח את רווחת בעלי החיים, טכניקות אלה דורשות מפעיל אחד בלבד, בניגוד לרוב שיטות דגימת הדם הדורשות שניים. יתר על כן, בעוד ששיטות אלה שתוארו קודם לכן (למשל, מקל ג'וגולרי, שאיבת דם של ורידים תת-קלאביים) דורשות הכשרה מוקדמת מקיפה כדי למנוע נזק או מוות של החיה, ניקוב וריד הפין הגבי הם לעתים רחוקות קטלניים. מכל הסיבות הללו, ובהתאם להקשר (למשל, עבור מחקרים הכוללים חולדות זכרים, במהלך התקופה הטרום ניתוחית או מיד לאחר הניתוח, עבור בעלי חיים עם ורידי זנב דקים), ניתן להשתמש בשתי הטכניקות לסירוגין כדי לאפשר שאיבת דם חוזרת.

Blood sampling is necessary for most animal studies, both in vivo and in vitro. In rats, as the frequency and amount of blood sampling can be significant, it is helpful to have different alternatives for collection. Various methods have been described in previous studies.
The most commonly used techniques are tail vein puncture and saphenous vein blood draw. Tail vein sampling is suitable for all rat strains. With proper training, the procedure is simple to perform and causes minimal distress to the animal1. Similarly, the saphenous vein blood draw, provided it is done properly, is also a quick and simple collection method. Neither method requires anesthesia, and both allow for repeated draws of small amounts of blood. However, the saphenous vein puncture usually yields a lower blood volume1 and requires the presence of two people to leave one hindlimb exposed for puncture2.
If large amounts of blood need to be collected from a single animal, cardiac puncture or puncture of the vena cava may be used (up to 10 mL of blood can be drawn from a 150 g rat with cardiac puncture2). These techniques require anesthesia and are terminal procedures. The animal must be euthanized after any of these two techniques2. The jugular stick is an alternative that can be used if large amounts of blood need to be collected in a study that has not yet reached its endpoint. However, this technique also requires significant technical skills to avoid harm to the animal; hence, its use should be limited3.
Other techniques, such as the subclavian vein blood draw, do not need the use of anesthetics before blood collection and allow for repeated sampling of small volumes of blood. However, restrained handling and appropriate needle incision are required for this technique. An improper operation may result in animal pain or even mortality, and the training for this method may be fastidious4. 
Other anecdotal procedures include the orbital puncture and the sublingual vein puncture, both of which require an anesthetic, and neither are recommended nor widely used. Though previous studies have shown faster blood collection by orbital puncture than by tail vein puncture, it was found that orbital puncture under diethyl-ether anesthesia was less well tolerated than the latter method (based on the animals' excitation scores and urine production)5. Moreover, this method is highly influenced by the skill of the person who performs the procedure and is mainly performed by experienced veterinarians. Comparably, the sublingual vein puncture is less distressing and is recommended for repeated blood sampling6. However, this technique presents severe adverse effects such as reduced food and water intake, which can lead to the animal's death7. 
This study describes two methods used in our laboratory for repeated blood sampling. Tail vein puncture can be performed on a conscious animal, and the tissue damage and adverse effects are minimal. The modification of this technique in this study includes stabilizing the tail with the index and middle finger, which allows a single operator to perform the blood collection. The dorsal penile vein puncture has already been described for simple intravenous injections. This technique is performed under anesthesia and allows for a reliable blood source in case of difficulties with other methods (e.g., during the immediate postoperative period, with a small animal, when performing perioperative blood draw under anesthesia). Similar to tail vein sampling, the injury at the puncture site will have a minor overall effect on the animal compared to the techniques mentioned above8. The aim of this methods paper is to offer inexperienced researchers simple and reliable blood sampling alternatives according to the context (e.g., for procedures done under anesthesia, for studies including male rats, for animals with thin tail veins).

מחבר זרקור: שיטות איסוף דם תלויות הקשר בחולדות 

וריד זנב שונה וניקוב ורידים פין לדגימת דם במודל החולדה

The issue of repeated blood collection methods needs to be addressed since the majority of studies on rats require them. It's important to take into account that a sampling method can be very efficient in a certain context, but become unsuitable for another study. This protocol aims to offer simple and reliable blood sampling alternatives to researchers.Both methods can be done by a single operator and require no extensive prior training, which allows for standardized procedure. When an animal is under anesthesia, the effect of isoflurane can lead to vessel spasm and make the tail vein puncture unsuitable for blood collection. Our protocol offers an alternative in this situation, the penile vein puncture, which presents a better success rate and yields significantly more amounts of blood in less time.

הצלחה הוגדרה כשאיבת דם המניבה לפחות 100 מיקרוליטר דם בפחות מ-10 דקות (מזמן הניקוב ועד סוף איסוף הדם), וכשל הוגדר כשאב דם המניב פחות מ-100 מיקרוליטר דם או לוקח יותר מ-10 דקות לשלוף את נפח הדם הנדרש. הותר מקסימום של 250 מיקרוליטר דם לדגימה. הניתוחים הסטטיסטיים נערכו באמצעות מבחן ANOVA חד-כיווני להשוואות...

Watch this Scientific Journal Video about Context Dependent Blood Collection Methods in Rats at JoVE.com

כאן, אנו מציגים פרוטוקול המציע חלופות איסוף דם מהירות, קלות ואמינות עבור מודל החולדות. אנו מתארים שלוש שיטות שונות לדגימת דם בהתאם להקשר: ניקוב וריד הזנב בהרדמה או בעל חיים בהכרה, וניקור ורידים בפין הגבי בהרדמה.

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

יש לטפל בסוגיית שיטות איסוף הדם החוזרות ונשנות מכיוון שרוב המחקרים על חולדות דורשים זאת. חשוב לקחת בחשבון ששיטת דגימה יכולה להיות יעילה מאוד בהקשר מסוים, אך להפוך ללא מתאימה למחקר אחר. פרוטוקול זה נועד להציע חלופות דגימת דם פשוטות ואמינות לחוקרים.שתי השיטות יכולות להיעשות על ידי מפעיל אחד ואינן דורשות הכשרה מוקדמת מקיפה, המאפשרת הליך סטנדרטי. כאשר בעל חיים נמצא תחת הרדמה, ההשפעה של isoflurane יכול להוביל התכווצות כלי ולהפוך את הזנב וריד לנקב לא מתאים לאיסוף דם. הפרוטוקול שלנו מציע אלטרנטיבה במצב זה, ניקוב ורידים הפין, אשר מציג שיעור הצלחה טוב יותר ומניב כמויות משמעותיות יותר של דם בפחות זמן.

modified-tail-vein-penile-vein-puncture-for-blood-sampling-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

2.6K Views.  Massachusetts General Hospital. יש לטפל בסוגיית שיטות איסוף הדם החוזרות ונשנות מכיוון שרוב המחקרים על חולדות דורשים זאת. חשוב לקחת בחשבון ששיטת דגימה יכולה להיות יעילה מאוד בהקשר מסוים, אך להפוך ללא מתאימה למחקר אחר. פרוטוקול זה נועד להציע חלופות דגימת דם פשוטות ואמינות לחוקרים.שתי השיטות יכולות להיע...

Video: מחבר זרקור: שיטות איסוף דם תלויות הקשר בחולדות 

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Tail Vein Puncture Without Anesthesia

To begin, secure the rat in a plastic restraining cone, enclose the large end of the cone around the base of the tail. Ensure that the animal is comfortable and breathing is unrestricted throughout the procedure. Dip the tail in warm water for about one minute to dilate the vein, and dry the tail with a paper towel.In the restrainer, position the animal facing down with the tail lying on a heating pad. To select the appropriate tail vein for sampling, rotate the entire animal to the right or left side. Use the terminal third of the tail for blood vessel puncturing since the vessels become more superficial in this zone.Wipe the tail with 70%ethanol wipes at the puncture site and place it on the edge of the heating pad, creating an angle in the terminal third of the tail. This brings the vein to the surface and creates more space for taking the sample. For blood sampling, move the plunger back and forth in the syringe several times to smoothen the withdrawal and then pull on the plunger to create negative pressure in the syringe.Secure the tail flat on the heating pad using the non-dominant index and middle finger. Place the middle finger proximally and the index finger distally with the puncture site between these two fingers. Slide the insulin syringe against the index finger with the eye of the needle pointing upward until it is inserted into the vein.This creates an angle of 35 degrees between the needle and the tail. Once the needle has entered the vein, blood will flow into the syringe. Slowly withdraw the plunger of the syringe at a steady rate to collect the desired volume.Remove the syringe from the tail and allow a blood drop to form on the puncture side of the tail. Aspirate this blood to collect a few more microliters of blood, in case of a non-sterile procedure. Apply pressure to the puncture site to stop the bleeding and wipe the area with a new alcohol wipe.After removing the rat from the cone, return it to its cage. The success rates with the tail vein puncture methods were compared with the success rate of the penile vein puncture method under anesthesia. Interestingly, under anesthesia, the tail vein became very unreliable and had a success rate of only 25%The success rates showed almost similar results for the tail vein puncture in conscious rats and the penile vein puncture under anesthesia.The blood sampling was performed in less than six minutes in the tail vein puncture without anesthesia, and the penile vein puncture method under anesthesia, whereas the tail vein puncture method under anesthesia took more than eight minutes due to multiple failures.

ניקוב ורידים בזנב ללא הרדמה

Drawing Blood from the Penile Vein

Move the plunger back and forth in the syringe several times to smoothen the withdrawal and then pull on the plunger to create negative pressure in the syringe. Retract the foreskin of the anesthetized rat from the end of the penis and hold the glands between the index and thumb pulling gently. The dorsal penile vein will appear as a superficial blue cord.With the eye of the needle pointing upward, insert the insulin syringe into the vein at an angle of 35 degrees. Once the needle has entered the vein, blood will flow into the syringe. Slowly withdraw the plunger of the syringe at a slow and steady rate to collect the desired volume.Remove the syringe. A blood drop will form on the puncture site. Aspirate the drop to collect a few more microliters of blood in case of a non-sterile procedure.Apply light pressure to the puncture site to stop the bleeding and wipe the area with a new alcohol wipe. Place the penis back in its neutral position. After turning off the isoflurane, monitor the rat until complete recovery and return it to its cage.The blood volume collected in the dorsal penile vein puncture method under anesthesia was compared with the blood collected in the tail vein puncture method with and without anesthesia. The result shows that the penile vein puncture method under anesthesia and the tail vein puncture method without anesthesia yielded comparable quantities of blood.