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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

La caratterizzazione dei caratteri dell'apparato radicale è una delle aree di ricerca che è ancora agli inizi, in particolare nella canna da zucchero. L'integrazione di più approcci per fenotipare con precisione le radici della canna da zucchero porta a risultati completi e olistici, consentendo l'utilizzo di tratti e meccanismi identificati per l'allevamento convenzionale e molecolare.

Abstract

Le radici sono i principali conduttori di acqua e sostanze nutritive e svolgono un ruolo vitale nel sostenere la crescita e la resa in ambienti stressanti. Lo studio delle radici delle piante pone difficoltà metodologiche nella valutazione e nel campionamento in situ , il che è particolarmente vero per la canna da zucchero (Saccharum spp.). I metodi tradizionali durante gli anni '20 hanno documentato la variazione genotipica negli apparati radicali della canna da zucchero, dopo di che fino a poco tempo fa sono stati riportati pochi studi sui tratti radicali della canna da zucchero di per sé . Oltre alla morfologia, le caratteristiche della rizosfera, compresi gli effetti allelopatici e/o l'affinità per la simbiosi microbica, determinano l'insediamento e la sopravvivenza delle piante.

In definitiva, gli apparati radicali definiscono la produttività fuori terra della canna da zucchero. Con l'impulso per le varietà resistenti al clima, sta diventando sempre più rilevante esplorare e utilizzare la variabilità dei tratti dell'apparato radicale della canna da zucchero. Questo articolo descrive approcci su più fronti per la fenotipizzazione delle radici della canna da zucchero, tra cui lo scavo sul campo mediante campionamento in trincea, l'uso di un campionatore di carote radicali, piattaforme rialzate per il campionamento delle radici e l'allevamento di piante in coltura idroponica, impiegati da un team di scienziati presso l'Indian Council of Agricultural Research-Sugarcane Breeding Institute (ICAR-SBI).

Lo scavo sul campo mediante campionamento in trincea è indispensabile per valutare le radici delle piante nel loro ambiente di crescita naturale. L'uso di piattaforme rialzate che simulano le condizioni del campo e un campionatore di carote radicolari sono approcci alternativi, con una notevole riduzione dei tempi, una dimensione uniforme del campione e una minore perdita di materiale radicale. La coltura idroponica delle piante consente lo studio della morfologia, delle caratteristiche anatomiche e della biologia della rizosfera, compresa l'essudazione di composti organici e le interazioni microbiche. I dati generati da diversi esperimenti con diversi metodi di campionamento si aggiungono alla ricchezza di informazioni sui tratti dell'apparato radicale della canna da zucchero.

Introduzione

La canna da zucchero (Saccharum spp.), un'importante fonte alimentare e di bioenergia, è un'importante coltura industriale adatta alla coltivazione in molti paesi con condizioni climatiche tropicali e subtropicali. Grazie alla via fotosintetica C4 per l'assimilazione del carbonio, la canna da zucchero è altamente produttiva, utilizzando in modo efficiente input agricoli come acqua e fertilizzanti. La lavorazione post-raccolta della canna da zucchero produce prodotti economicamente preziosi come lo zucchero e il jaggery, insieme ai suoi sottoprodotti: melassa, etanolo ed energia. La canna da zucchero è prodotta da quasi 100 paesi su una superficie di 25,97 Mha, che rappresenta circa l'1,5% del totale dei terreni coltivabili. L'India da sola contribuisce al 16% della produzione mondiale di canna da zucchero (circa 306 Mt), con una produttività media di 70 t·ha−1 1. I principali stress abiotici che influenzano drasticamente la produzione di canna da zucchero includono deficit idrici, ristagno idrico, temperature estreme e proprietà del suolo come carenza di nutrienti, salinità, sodicità e alcalinità. La sfida più grande per lo sviluppo di colture abiotiche tolleranti allo stress è quella di individuare tratti specifici che conferiscano un sostanziale vantaggio di resa in condizioni di stress.

Diversi aspetti della fisiologia della canna da zucchero sono poco compresi, tra cui la relazione radice-germoglio, che influisce drasticamente sulla produttività della canna. La radice di canna da zucchero non è studiata così bene come i germogli, sebbene i diversi tipi, come le radici di sett, le radici dei germogli e le radici adulte, possano essere distinti dal punto di vista dello sviluppo con funzioni variabili. Sono state osservate differenze genotipiche per quanto riguarda il numero e la lunghezza delle radici dei sedimenti che emergono durante la germinazione2. Le radici di Sett sono implicate nella germinazione dei germogli di canna da zucchero, garantendo l'insediamento precoce delle colture, e vengono successivamente sostituite da radici di germogli, che sono robuste, che emergono dalla base del germoglio in via di sviluppo3. I rami fini osservati nelle radici del sett aiutano ad ancorare le giovani piante e aiutano nell'assorbimento di acqua e sostanze nutritive fino a quando non vengono sostituiti dalle radici dei germogli. Simili alle radici di sedimentazione, anche le radici dei germogli derivano dai primordi radicali presenti negli internodi inferiori e non espansi della canna.

Poiché le radici dei germogli persistono nella pianta per una durata maggiore, sono 4x-10 volte più spesse delle radici a cubetto. Le radici dei germogli costituiscono l'unico apparato radicale della canna da zucchero, con un ruolo importante nell'ulteriore crescita e sviluppo. Il vigore delle radici dei germogli è positivamente associato al vigore vegetativo complessivo della pianta. Il continuo sviluppo delle radici, derivante dal ricambio delle radici dei germogli e dei germogli, dà origine all'"apparato radicale adulto" della canna da zucchero, che si adatta sempre alle condizioni ambientali prevalenti. In generale, un apparato radicale più profondo e prolifico rende disponibile più acqua e sostanze nutritive per la coltura rispetto a una distribuzione meno profonda delle radici. Le dissezioni periodiche hanno rivelato che, quando il contenuto di umidità del suolo era elevato, si osservavano apparati radicali poco profondi, mentre un apparato radicale molto più profondo si sviluppava quando la falda freatica scendeva2. L'apparato radicale della canna da zucchero rimane attivo anche dopo la raccolta del raccolto, contribuendo alla crescita del raccolto ratoon fino a quando non emergono nuove radici di germogli dalle gemme sotterranee4. L'angolo radicale e il livello di ramificazione delle radici sono due fattori importanti che determinano il volume di terreno esplorato dalle radici delle piante. L'angolo radicale, un tratto genotipico, può essere alterato attraverso l'allevamento convenzionale o approcci molecolari per migliorare la tolleranza agli stress biotici e abiotici. Al contrario, il livello di ramificazione radicale è principalmente influenzato dall'ambiente, rendendo necessario un monitoraggio periodico dello sviluppo delle radici e della sua risposta alle condizioni localizzate del suolo.

Le caratteristiche anatomiche delle radici della canna da zucchero sono state esaminate per accertare le differenze per quanto riguarda il genotipo e l'ambiente. L'anatomia delle radici della canna da zucchero assomiglia a quella delle radici mature di altre graminacee come il mais, in cui la corteccia comprende strati cellulari ben differenziati in uno schema regolare. L'endoderma è suberizzato, seguito da un periciclo a strato singolo. Gli elementi metaxilematici sono i principali conduttori di ioni acqua e nutrienti, disposti radialmente e intervallati da gruppi di floema, questi ultimi costituiti da un elemento setaccio con due celle compagne. La grande massa centrale di cellule indifferenziate forma il midollo della radice. Le caratteristiche anatomiche distinte delle cultivar di canna da zucchero corrispondono alle proprietà idrauliche delle radici, influenzando così il movimento dell'acqua. I primi studi sulle differenze nei tratti anatomici radicali della canna da zucchero hanno rivelato che, in condizioni di basso stress da umidità, è stato osservato un pronunciato ispessimento della parete cellulare negli strati immediatamente all'interno dell'endoderma, tra il midollo e la regione vascolare, e intorno ai vasi5. Tali cellule ispessite possono essere un adattamento per prevenire il flusso all'indietro della linfa e per la resistenza meccanica durante lo stress.

Alcuni tratti importanti implicati nella resistenza alla siccità della canna da zucchero includono lo spessore relativo e il numero di strati esodermici, il rapporto tra corteccia e stele, gli spazi intercellulari nella corteccia e le punte dei peli delle radici ispessite. I rapporti tra l'area occupata dalle cellule corticali e l'area occupata dai tessuti stellari delle radici dei germogli sono significativamente diversi tra le cultivar di canna da zucchero, con ampia variabilità rispetto all'area della stele6. La conduttività idraulica delle radici della canna da zucchero è correlata alla dimensione e al numero di elementi metaxilematici nelle radici dei germogli. È probabile che gli strati cellulari idrofobici all'interno della radice definiscano zone di movimento dell'acqua apoplastica. Le bande caspariane suberizzate si trovano nell'endoderma e nell'ipoderma (definito esoderma), che fungono da barriere idrofobiche. La disintegrazione delle cellule corticali porta alla formazione di aerenchima lisigeno nelle radici più vecchie e nelle piante sottoposte a condizioni di ipossia, indipendentemente dall'età di sviluppo. La formazione di aerenchima durante lo stress da ristagno idrico è correlata al mantenimento della crescita nelle varietà resistenti7.

La morfologia e l'anatomia delle radici di Erianthus arundinaceus [Retzius] Jeswiet (generi imparentati con Saccharum spp.) sono implicate nella sua forte tolleranza agli stress ambientali8. Le radici di Erianthus arundinaceus mostrano radici nodali distribuite ad angoli ripidi, con fitti peli radicali per facilitare l'assorbimento di acqua e ioni nutritivi dalle zone più profonde del suolo. L'apparato radicale profondo è costituito da molte radici nodali che crescono con angoli di crescita ripidi. Il diametro delle radici nodali è correlato alle dimensioni e al numero di grandi vasi xilematici, i primi che variano ampiamente da 0,5 mm a 5,0 mm. Queste radici nodali formano anche una guaina rizomatosa, con un ipoderma che mostra uno sclerenchima lignificato nella corteccia esterna (esoderma), un aerenchima lisigeno nella porzione centrale della corteccia e granuli di amido nella stele. Oltre all'architettura e ai tratti morfologici, i composti organici essudati dalle radici svolgono un ruolo importante nel determinare la germinazione, l'insediamento e la sopravvivenza delle piante, con plausibili effetti allelopatici e/o affinità per la simbiosi microbica.

L'attività enzimatica delle radici e i dettagli più fini della morfologia, tra cui la pigmentazione del cappello radicale e il potenziale di ringiovanimento in caso di lesione, sono stati documentati nelle varietà di canna da zucchero coltivate in coltura idroponica9. La crescita delle radici mostra una risposta altamente plastica ai cambiamenti nell'ambiente del suolo, sia in termini di forma che di dimensioni dell'apparato radicale. La varietà di canna da zucchero più efficiente sarebbe quella che ha pochi germogli o un numero ottimale di germogli, con un numero corrispondentemente inferiore di radici, favorendo una migliore sopravvivenza in condizioni di stress. Lo studio sistematico dell'apparato radicale dovrebbe, quindi, costituire una componente importante di qualsiasi programma di miglioramento delle colture10. La maggior parte degli esperimenti incentrati sulle radici si basa principalmente su aspetti di sviluppo, mentre spesso manca un focus sulla plasticità funzionale11. Oltre alla distribuzione strutturale, la plasticità funzionale delle radici svolge un ruolo cruciale nella sopravvivenza sotto stress e, pertanto, supporterebbe gli allevatori nei loro sforzi per includere i tratti dell'apparato radicale nella pipeline di selezione per la tolleranza allo stress abiotico e migliorare la robustezza della canna da zucchero.

Considerando la sua importanza nel sostenere la crescita e la resa in ambienti stressanti, è essenziale esplorare e utilizzare la variabilità intrinseca nei tratti dell'apparato radicale della canna da zucchero. L'enfasi sulla selezione dei tratti dei componenti e dei meccanismi che conferiscono un apparato radicale superiore è la strada da seguire per migliorare le prestazioni delle colture in condizioni climatiche mutevoli. La valutazione fenotipica è un processo lungo e costoso; Tuttavia, l'integrazione di approcci su più fronti aggiungerebbe un enorme valore alla sua utilità nel miglioramento delle colture. In questo manoscritto vengono descritti quattro diversi approcci per la fenotipizzazione delle radici nella canna da zucchero, ciascuno con i propri pregi e difetti, il che implica che è necessario uno sforzo concertato per arrivare a risultati completi e olistici.

Protocollo

1. Scavo in campo mediante campionamento di trincee

  1. Allevare ibridi di canna da zucchero commerciali (di seguito chiamati "varietà") sul campo da due germogli piantati a una distanza tra le file di 120 cm, con 90 cm all'interno delle file, seguendo il pacchetto di pratiche raccomandate (POP) per garantire un buon insediamento e una buona crescita delle colture.
  2. Al termine della fase di maturazione della coltura, impiegare un escavatore per scavare una trincea (profonda 1,5 m e larga 1,0 m) in campo. Attraverso un getto d'acqua continuo, assicurarsi che i terreni dalle zone delle radici vengano ripuliti senza danneggiare le radici (Figura 1).
  3. Quando il terreno aderente si allenta, sradica la canna insieme all'apparato radicale e portala in laboratorio per la misurazione manuale del numero di radici, della lunghezza, del volume e del peso delle radici.

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Figura 1: Metodo di campionamento della trincea per lo scavo sul campo delle radici. (A) Trincea scavata lateralmente lungo il campo, (B) getto d'acqua e (C) vista interna che mostra la profondità della trincea. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

2. Campionatore di carote di radice per ridurre gli errori di campionamento

  1. Utilizzare un campionatore cilindrico di carote di radice di 61 cm di altezza e 16 cm di diametro del peso di 8 kg, fabbricato utilizzando materiale in acciaio dolce (MS) per il campionamento delle radici di canna da zucchero sul campo. Fornire un bordo affilato sul bordo inferiore del campionatore per facilitare la penetrazione durante l'inserimento nel terreno. Dotare la parte superiore di collari di 3 cm di diametro per sollevare il campionatore (Figura 2).
  2. Alleva varietà di canna da zucchero sul campo da due germogli piantati a una distanza tra le file di 120 cm, con 90 cm all'interno delle file, seguendo il POP raccomandato per garantire un buon insediamento e crescita delle colture.
  3. Nella fase di maturità della coltura, fissare il bordo superiore del campionatore al germoglio primario/canna e martellare continuamente per raggiungere la profondità di terreno desiderata (45 cm). Sollevare l'intera massa di terreno nel campionatore e lavarla accuratamente sotto l'acqua corrente per separare le radici aderenti.
  4. Dopo un accurato lavaggio delle radici, registrare il volume, la superficie, la lunghezza e il peso mediante misurazione manuale, nonché stendendo le radici su vassoi trasparenti per scansionare e analizzare le immagini digitalizzate corrispondenti utilizzando il software di riferimento (vedere la Tabella dei materiali).

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Figura 2: Campionatore del nucleo radice. (A) Dimensioni, (B) vista dall'alto e (C) sito di campionamento. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

3. Struttura di fenotipizzazione radicale per facilitare il campionamento in diverse fasi fenodinamiche

  1. Costruire una struttura di fenotipizzazione radicale comprendente tre compartimenti adiacenti di dimensioni 4,5 m x 10,1 m per il campionamento delle radici della canna da zucchero, con disposizioni per lo smantellamento manuale delle pareti laterali per rivelare l'apparato radicale sotterraneo (fino a una profondità di 80-100 cm) (Figura 3). Costruire le pareti laterali con lastre prefabbricate di dimensioni 1,8 m di lunghezza, 30 cm di larghezza e 4 cm di spessore.
  2. Riempire e compattare la struttura con terra di campo, lasciando uno spazio di testa di ~20 cm, con adeguati fori di drenaggio per facilitare l'aerazione del terreno.
  3. Semina i frammenti di gemme di cloni di germoplasma comprendenti Saccharum officinarum L., Saccharum spontaneum L., Saccharum barberi Jesw., Saccharum sinense Roxb. e Saccharum robustum Brandes e Jeswiet ex Grassl. (di seguito denominati "cloni di Saccharum spp.") e lasciarli germogliare per 30 giorni in protray costituiti da mezzi di radicazione (terra rossa: letame da cortile: sabbia = 2:2:1). Trapiantare sedimenti uniformi e sani nella struttura a una distanza tra le file di 90 cm, con 60 cm all'interno delle file, seguendo il POP raccomandato per garantire un buon insediamento e crescita delle colture.
  4. Durante le fasi di formazione (60-120 giorni dopo l'impianto [DAP]) e di grande crescita (120-150 DAP), rimuovere manualmente le pareti laterali costituite dalle lastre prefabbricate, seguita da una spruzzatura continua del getto d'acqua per esporre le radici.
  5. Sradicare l'intero apparato radicale e portarlo in laboratorio per la misurazione manuale della lunghezza, del volume e del peso, e stendere le radici su vassoi trasparenti per scansionare e analizzare le immagini digitalizzate corrispondenti nel software di riferimento (vedere la Tabella dei materiali).
  6. Imporre lo stress da siccità trattenendo l'irrigazione in uno dei compartimenti e tappare i fori di drenaggio nel secondo scomparto per mantenere la saturazione del suolo per simulare lo stress da ristagno idrico. Irrigare il terzo scomparto secondo il POP consigliato per mantenere la capacità del campo e fungere da controllo.

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Figura 3: Struttura della fenotipizzazione radice. (A) Dimensioni, (B) panoramica dei tre compartimenti e (C) vista di un compartimento. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

4. Coltura idroponica delle piante per studiare la biologia della rizosfera

  1. Fabbricare un sistema idroponico interno in una serra a ambiente controllato favorevole alla coltivazione della canna da zucchero per studiare i dettagli più fini della biologia delle radici. Aggiungere ~15 L di soluzione nutritiva di Hoagland modificata (Tabella 1) a vasche di vetro di dimensioni 20 cm x 20 cm x 50 cm, con aerazione fornita da pompe per acquari (Figura 4).
  2. Semina i trucioli di gemme delle varietà di canna da zucchero e dei cloni di Saccharum spp. e lasciali germogliare per 30 giorni in protray costituiti da midollo di cocco compostato. Trapiantare sedimentazioni uniformi e sane in vasche idroponiche con la frequenza di tre sedimentazioni per vasca, avendo cura di posizionare l'intera radice nella soluzione nutritiva. Coprire i serbatoi con un panno nero per assicurarsi che le radici non siano esposte alla luce. Usa una rete di plastica (20 cm x 20 cm) sull'orlo dei serbatoi di vetro per sostenere le piante in posizione verticale.
  3. Al termine della fase di germinazione (60 giorni), raccogliere gli essudati radicali immergendo le radici delle piante intatte in 50 mL di soluzione trappola (acqua sterile a doppia distillazione) per 4 ore (da 0800 h a 1200 h) durante il periodo di picco dell'attività fotosintetica. Filtrare la soluzione raccolta con carta da filtro Whatman, quindi farla passare attraverso colonne di vetro riempite con resine a scambio anionico seguite da resine a scambio cationico12. Far evaporare le frazioni eluite a secco e conservare a -20 °C fino a nuova lavorazione.
  4. Analizzare i campioni di essudato radicale trattati mediante HPLC per la determinazione degli acidi organici12 e mediante spettrofotometria per la stima dei fenoli totali13, delle proteine14, degli zuccheri15 e degli amminoacidi16 secondo il protocollo standard.
  5. Monitora la crescita delle radici a intervalli settimanali per registrare la pigmentazione della punta della radice e la densità dei peli delle radici. Valutare l'attività degli enzimi, perossidasi17 e superossido dismutasi18, e il contenuto fenolico totale19 al 3° mese secondo il protocollo standard.
  6. Valutare la risposta alla lesione radicolare infliggendo una fetta longitudinale nella radice primaria fino alla punta della radice utilizzando una lama chirurgica sterile e monitorare periodicamente i cambiamenti.
ChimicoConcentrazione finale
Nitrato di potassio0,608 grammi· L-1
Nitrato di calcio1.415 grammi· L-1
Diidrogeno fosfato di potassio0,164 grammi· L-1
Solfato di magnesio0,560 grammi· L-1
EDTA-sale monosodico ferrico6,00 g·250L-1
Acido borico1,43 g·250L-1
Cloruro di manganese tetraidrato0,91 g·250L-1
Solfato di zinco0,11 g·250L-1
Supfato rameico0,04 g·250L-1
Acido molibdico0,01 g250L-1

Tabella 1: Composizione della soluzione nutritiva modificata per la coltura idroponica della canna da zucchero.

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Figura 4: Impianto idroponico. La configurazione (A) personalizzata per la coltivazione di canna da zucchero e (B) per il raccolto di 5 mesi (panno nero rimosso solo a scopo fotografico). Questa cifra è stata modificata da Hari et al.9. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Risultati

Variazione dei caratteri morfologici radicali delle varietà di canna da zucchero
Immagini rappresentative dell'apparato radicale in Co 62175, scavato dal campo mediante campionamento in trincea e coltivato in una configurazione idroponica, sono presentate nella Figura 5A, B. Radici lunghe (~100 cm) sono state osservate nelle varietà Co 62175 e Co 99006, mentre Co 99006 ha registrato il peso radicale più elevato (127 g?...

Discussione

Gli apparati radicali definiscono la produttività fuori terra della canna da zucchero, rendendo necessario che tutte le sue sfaccettature siano esplorate e comprese a fondo per lo sviluppo di varietà resistenti al clima. Un team di scienziati dell'ICAR-SBI, composto da fisiologi vegetali, un microbiologo, un ingegnere agrario, un biochimico e allevatori di piante, ha impiegato approcci su più fronti per la fenotipizzazione delle radici della canna da zucchero, tra cui lo scavo sul cam...

Divulgazioni

Tutti gli autori dichiarano che non sussistono conflitti di interesse.

Riconoscimenti

Gli autori riconoscono l'infrastruttura e il supporto offerti dal direttore dell'ICAR-Sugarcane Breeding Institute, Coimbatore, per la creazione di strutture per la fenotipizzazione delle radici della canna da zucchero. Il finanziamento fornito dal Science and Engineering Research Board, Department of Science and Technology, Government of India, sotto forma di Early Career Research Award to KV (ECR/2017/000738), è debitamente riconosciuto. Gli autori ringraziano Brindha, Karpagam, Rajesh, Sivaraj e Amburose per la loro assistenza nella generazione di dati in modo meticoloso.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
Aeration pump with pipeline accessoriesPurchased from local sourcesNAUsed for hydroponic culture of sugarcane
Boric acidSisco Research Laboratories, India80266Preparation of modified Hoagland's solution
Calcium nitrateCentral Drug House, India27606Preparation of modified Hoagland's solution
Composted coir pithPurchased from local sourcesNAUsed for germinating sugarcane setts
Cupric sulphateSisco Research Laboratories, India38869Preparation of modified Hoagland's solution
DEAE-celluloseSisco Research Laboratories, India10529anion exchange resin for processing of root exudates
EDTA-ferric monosodium saltSisco Research Laboratories, India59389Preparation of modified Hoagland's solution
Farm yard manurePurchased from local sourcesNAUsed for germinating sugarcane setts
Glass tanksFabricated in-houseNAUsed for hydroponic culture of sugarcane
HPLCAgilent Technologies1200 InfinityQuantification of organic acids in root exudates
Magnesium sulphateSisco Research Laboratories, India29117Preparation of modified Hoagland's solution
Manganese chlorideSisco Research Laboratories, India75113Preparation of modified Hoagland's solution
Molybdic acidSisco Research Laboratories, India49664Preparation of modified Hoagland's solution
Potassium dihydrogen phosphateCentral Drug House, India29608Preparation of modified Hoagland's solution
Potassium nitrateCentral Drug House, India29638Preparation of modified Hoagland's solution
ProtraysFabricated in-houseNAUsed for germinating sugarcane setts
Red soilPurchased from local sourcesNAUsed for germinating sugarcane setts
Root core samplerFabricated in-houseNAUsed for in situ root sampling
SandPurchased from local sourcesNAUsed for germinating sugarcane setts
Seralite-120Sisco Research Laboratories, India14891cation exchange resin for processing of root exudates
Supporting framePurchased from local sourcesNAUsed for hydroponic culture of sugarcane
Water motor pumpPurchased from local sourcesNAUsed for hydroponic culture of sugarcane
Whatman filter paper grade 1Universal Scientific1001090Processing of root exudates
WinRhizo PRO (software)Regent Instruments Inc., CanadaSTD4800Two-dimensional root scanner with software for analysis of roots
Zinc sulphateSisco Research Laboratories, India76455Preparation of modified Hoagland's solution

Riferimenti

  1. Venkatraman, T. S., Thomas, R. Studies of sugarcane roots at different stages of growth. Agricultural Journal of India. 23, 166-176 (1928).
  2. Smith, D. M., Inman-Bamber, N. G., Thorburn, P. J. Growth and function of the sugarcane root system. Field Crops Research. 92 (2-3), 169-183 (2005).
  3. Glover, J. The behaviour of the root-system of sugarcane at and after harvest. Proceedings of the South African Sugar Technologists Association. 42, 133-135 (1968).
  4. Venkatraman, T. S., Thomas, R. Sugarcane root systems: Studies in development and anatomy. Agricultural Journal of India. 17 (4), 416-418 (1922).
  5. Saliendra, N. Z., Meinzer, F. C. Genotypic, developmental and drought-induced differences in root hydraulic conductance of contrasting sugarcane cultivars. Journal of Experimental Botany. 43 (9), 1209-1217 (1992).
  6. Gilbert, R. A., Rainbolt, C. R., Morris, D. R., Bennet, A. C. Morphological responses of sugarcane to long-term flooding. Agronomy Journal. 99 (6), 1622-1628 (2007).
  7. Shiotsu, F., Abe, J., Doi, T., Gau, M., Morita, S. Root morphology and anatomy of field-grown Erianthus arundinaceus. American Journal of Plant Sciences. 6 (1), 103-112 (2015).
  8. Hari, K., Vasantha, S., Anna Durai, A., Brindha, C., Shruthi, P. Sugarcane root growth and development in hydroponics system. Journal of Sugarcane Research. 7 (2), 71-82 (2017).
  9. Matsuoka, S., Garcia, A. A. F. Sugarcane underground organs: Going deep for sustainable production. Tropical Plant Biology. 4, 22-30 (2011).
  10. Koevoets, I. T., Venema, J. H., Elzenga, J. T. M., Testerink, C. Roots withstanding their environment: Exploiting root system architecture responses to abiotic stress to improve crop tolerance. Frontiers in Plant Science. 7, 1335 (2016).
  11. Vengavasi, K., Pandey, R. Root exudation index: Screening organic acid exudation and phosphorus acquisition efficiency in soybean genotypes. Crop and Pasture Science. 67 (10), 1096-1109 (2017).
  12. Bray, H. G., Thorpe, W. V. Analysis of phenolic compounds of interest in metabolism. Methods of Biochemical Analysis. 1, 27-52 (1954).
  13. Lowry, O. H., Rosebrough, N. J., Farr, A. L., Randall, R. J. Protein measurement with the folin phenol reagent. The Journal of Biological Chemistry. 193 (1), 265-275 (1951).
  14. Hedge, J. E., Hofreiter, B. T. Determination of total carbohydrate by anthrone method. Carbohydrate Chemistry: Volume 17. , (1962).
  15. Moore, S., Stein, W. H. Polyphenol oxidase. Methods in Enzymology. Vol 468. , (1948).
  16. Malik, C. P., Singh, M. B. . Plant Enzymology and Histo-enzymology: A text manual. , (1980).
  17. Beauchamp, C., Fridovich, I. Superoxide dismutase: Improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry. 44, 276-287 (1971).
  18. Singleton, V. L., Rossi, J. A. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic- phosphotungstic acid reagents. American Journal of Enology and Viticulture. 16, 144-158 (1965).
  19. Rege, R. D., Wagle, P. V. Problems of sugarcane physiology in the Deccan canal tract. III. The root-system. The Indian Journal of Agricultural Science. 2 (3), 356-373 (1940).
  20. Ryker, T. C., Edgerton, C. W. Studies on sugar cane roots. LSU Agricultural Experiment Station Reports. 223, (1931).
  21. Jensen, J. H. Some studies of root habits of sugar cane in Cuba. The Tropical Plant Research Foundation. , (1931).
  22. Kücke, M., Schmid, H., Spiess, A. A comparison of four methods for measuring roots of field crops in three contrasting soils. Plant and Soil. 172 (1), 63-71 (1995).
  23. Noordwijk, M., et al. Trench Profile Techniques and Core Break Methods. Root Methods: A handbook. , (2001).
  24. De Azevedo, M. C. B., Chopart, J. L., Medina, C. C. Sugarcane root length density and distribution from root intersection counting on a trench-profile. Scientia Agricola. 68 (1), 94-101 (2011).
  25. Nissen, T., Rodriguez, V., Wander, M. Sampling soybean roots: A comparison of excavation and coring methods. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 39 (11-12), 1875-1883 (2008).
  26. Burridge, J. D., et al. An analysis of soil coring strategies to estimate root depth in maize (Zea mays) and common bean (Phaseolus vulgaris). Plant Phenomics. 2020, 3252703 (2020).
  27. Schroth, G., Kolbe, D. A method of processing soil core samples for root studies by subsampling. Biology and Fertility of Soils. 18, 60-62 (1994).
  28. Chandran, K., Nisha, M., Arun Kumar, R., Krishnapriya, V. Breeding varieties resistant to waterlogging. ICAR-SBI Annual Report 2016-17. , 128 (2016).
  29. Wu, Q., Wu, J., Zheng, B., Guo, Y. Optimizing soil-coring strategies to quantify root-length-density distribution in field-grown maize: Virtual coring trials using 3-D root architecture models. Annals of Botany. 121 (5), 809-819 (2018).
  30. Joshi, D. C., et al. Development of a phenotyping platform for high throughput screening of nodal root angle in sorghum. Plant Methods. 13, 56 (2017).
  31. Koyama, T., Murakami, S., Karasawa, T., Ejiri, M., Shiono, K. Complete root specimen of plants grown in soil-filled root box: Sampling, measuring, and staining method. Plant Methods. 17, 97 (2021).
  32. Gomathi, R., Gururaja Rao, P. N., Chandran, K., Selvi, A. Adaptive responses of sugarcane to waterlogging stress: An overview. Sugar Tech. 17, 325-338 (2014).
  33. Misra, V., et al. Morphological assessment of water stressed sugarcane: a comparison of waterlogged and drought affected crop. Saudi Journal of Biological Sciences. 27 (5), 1228-1236 (2020).
  34. Robinson, N., et al. Sugarcane genotypes differ in internal nitrogen use efficiency. Functional Plant Biology. 34 (12), 1122-1129 (2007).
  35. Arruda, B., et al. Biological and morphological traits of sugarcane roots in relation to phosphorus uptake. Journal of Soil Science and Plant Nutrition. 16 (4), 901-915 (2016).
  36. Sharma, S., Borah, P., Meena, M. K., Bindraban, P., Pandey, R. Evaluation of genotypic variation for growth of rice seedlings under optimized hydroponics medium. Indian Journal of Genetics and Plant Breeding. 78 (3), 292-301 (2018).
  37. Soumya, P. R., Singh, D., Sharma, S., Singh, A. M., Pandey, R. Evaluation of diverse wheat (Triticum aestivum) and triticale (× Triticosecale) genotypes for low phosphorus stress tolerance in soil and hydroponic conditions. Journal of Soil Science. 21, 1236-1251 (2021).
  38. Ganie, A. H., et al. Metabolite profiling and network analysis reveal coordinated changes in low-N tolerant and low-N sensitive maize genotypes under nitrogen deficiency and restoration conditions. Plants. 9 (11), 1459 (2020).
  39. Venkatraman, T. S., Thomas, R. Simple contrivances for studying root development in agricultural crops. Agricultural Journal of India. 18, 509-514 (1923).
  40. Clark, R. T., et al. High-throughput two-dimensional root system phenotyping platform facilitates genetic analysis of root growth and development. Plant, Cell and Environment. 36 (2), 454-466 (2013).
  41. Chopart, J. L., Rodrigues, S. R., Azevedo, M. C. B., Medina, C. C. Estimating sugarcane root length density through root mapping and orientation modelling. Plant and Soil. 313, 101-112 (2008).
  42. Chopart, J. L., Azevedo, M. C. B., Le Mezo, L., Marion, D. Functional relationship between sugarcane root biomass and length for cropping system applications. Sugar Tech. 12 (3-4), 317-321 (2010).
  43. De Silva, A. L. C., De Costa, W. A. J. M., Bandara, D. M. U. S. Growth of root system and the patterns of soil moisture utilization in sugarcane under rain-fed and irrigated conditions in Sri Lanka. Sugar Tech. 13 (3), 198-205 (2011).
  44. Otto, R., Silva, A. P., Franco, H. C. J., Oliveira, E. C. A., Trivelin, P. C. O. High soil penetration resistance reduces sugarcane root system development. Soil and Tillage Research. 117, 201-210 (2011).

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