Vorremmo ringraziare sia Collegare Missione e il Gillson-Longenbaugh Fondazione per fornire i fondi per questo progetto. Vorremmo anche ringraziare il Dott. Caterina Ambrose per il suo consiglio critico e l&#39;uso delle sue attrezzature DXA. Infine, vorremmo ringraziare il Dott. Kaori Ono, Dipartimento di Biologia Integrativa e Farmacologia, per i suoi suggerimenti in analisi DXA femore.

1. Spinale di topo transection modello <ol><li> Adulto, maschio, C57BL6 topi (circa 20-25 g) sono anestetizzati utilizzando una combinazione di ketamina (200 mg / kg) e xilazina (10 mg / kg). Tutte le procedure chirurgiche eseguite in un istituzionali, IACUC approvato sala operatoria in condizioni sterili. </li><li> Una volta profondamente anestetizzati, la pelliccia della schiena è tagliato con cesoie elettriche. La schiena rasata viene prima rimosso con una soluzione di iodio seguito dal 70% di etanolo. </li><li> Prima l&#39;incisione iniziale, la zona della schiena per essere inciso viene prima infiltrata con un anestetico locale (Marcaine) ad una concentrazione del (0,25%, &lt;1ml/kg) per ridurre al minimo dolore postoperatorio. </li><li> Utilizzando piccole forbici, una piccola apertura è realizzata in pelle al intorno alla zona L2. Questa apertura si espande con lo stesso set di forbici, che si estende longitudinalmente alla zona T2. I bordi della pelle sono poi tenute a parte attraverso l&#39;uso di fascette bulldog. </li><li> Micro-forbici vengono poi utilizzatiper cancellare tessuto muscolare dalla lamina dorsale spinale a livello toracico 8 (T8). T8 possono essere identificate come descritto nella Kuh e Wrathall (1998) 10. In breve, T13 può essere identificato dal suo processo spinoso dorsale. Utilizzando una coppia di pinze # 5 Dumont, l&#39;ultima costola può essere palpato / identificato e calcolato a ritroso, a T8. Una volta eliminato, Rongeurs ossa vengono utilizzati per eseguire una laminectomia dorsale a T8. </li><li> Resezione completa della lesione spinale: Una volta che il midollo spinale è esposto a T8, una serie aggiuntiva di sterilizzato micro-forbici vengono utilizzate per recidere il midollo spinale nel piano perpendicolare all&#39;asse lungo del cavo sotto un microscopio chirurgico. Noi usiamo # 5 forcipe Dumont per sollevare delicatamente un polo del midollo spinale per confermare la completezza della lesione. </li><li> In seguito a resezione della colonna vertebrale, un piccolo pezzo di Gelfoam sterili, imbevute di soluzione salina sterile (0,9%) è accuratamente inserito nella cavità della lesione per promuovere l&#39;emostasi. </li><li> Un pezzo aggiuntivo di Gelfoam viene poi posizionato sopra lo spin espostial cavo. La pelle viene poi chiuso con sterili, graffette chirurgico in acciaio inox. I soggetti sono poi tornati alle loro gabbie a casa, posta su un tovagliolo di carta per evitare l&#39;aspirazione di materiale di biancheria da letto e riscaldato con una piastra elettrica per un periodo di circa 12 ore. I soggetti sono inoltre dotati di confezioni Hydrogel (ClearH2O) e pellet di cibo sul pavimento delle loro gabbie durante recuperare presto. Soggetti feriti sono in grado di accedere cibo / acqua nelle loro gabbie a casa una volta recuperato l&#39;anestesia. </li><li> Tutti i soggetti feriti ricevono due volte al giorno evacuazioni vescica manuale (a intervalli di circa 12 ore) con una modifica del metodo manuale della Crede per tutta la durata dello studio (40 giorni). </li><li> Topi feriti sono forniti anche con iniezioni intraperitoneali due volte al giorno dello 0,9% soluzione salina per tre giorni (0,5 cc) per aiutare a mantenere l&#39;idratazione, e due volte iniezioni giornaliere di oppiacei buprenorfina (0,05 mg / kg) per controllare il dolore post-chirurgico per un periodo di 5 giorni. Se gli animali mostrano segni of dolore dopo l&#39;iniziale periodo di 5 giorni, avrebbero ricevuto buprenorfina aggiuntivo (0,05 mg / kg) al giorno fino a quando i segni del dolore (mobilità ridotta, statura curve, il mancato sposo, vocalizzazione quando vengono maneggiati) hanno risolto. </li></ol> 2. Valutazione longitudinale della densità ossea con la IVIS Lumina XR sulla stessa coorte di transected-spinale nei topi <ol><li> A partire dal 10 ° giorno post-SCI e continua a intervalli di 10 giorni fino a giorno 40, abbiamo valutato femore destro e sinistro e tibie in vita, i soggetti anestetizzati (transezione SIC e illeso controlli appaiati per età). </li><li> Il giorno della scansione, i soggetti sono stati trasferiti nelle loro gabbie a casa dalla zona Vivarium dell&#39;istituzione per la stanza in cui è ospitato il Caliper IVIS Lumina XR. Tutti i soggetti sono poi anestetizzati utilizzando la stessa ketamina / xylazina cocktail precedentemente utilizzato nella consegna dei SIC. Questo cocktail assicura uno stato di anestesia per un periodo di 1 a 1,5 ore, sufficienti per la durata del scannING procedura. </li><li> L&#39;investigatore inizializza il dispositivo Lumina XR e permette alla fotocamera interna per raggiungere la temperatura di esercizio (-90 ° C) (~ 10 minuti). </li><li> Una volta anestetizzato, il soggetto (resezione o controllo) si posa delicatamente sulla piattaforma degli animali nella XR Lumina. Una lente di ingrandimento è inserita nel dispositivo per consentire concentrarsi sia femore e delle regioni tibiale (Campo di vista 2.4X2.4cm con lenti ad alto ingrandimento). Se il soggetto è posizionato in modo improprio al di fuori del campo di vista, la porta è aperta e il soggetto riposizionato fino l&#39;arto sinistro o destro posteriore è centrato (vedi Figura 2a per il corretto posizionamento degli arti posteriori). </li><li> Una volta posizionato correttamente, i raggi X funzione può essere eseguita. Effettuare una selezione dalla lista Energia discesa adatte per animali (soggetto vivente, 35 Kv 100uA, filtrati i raggi X) </li><li> Una volta che l&#39;animale è nella giusta posizione, attivare la funzione di raggi X da parte del check-marchio X-Ray nelpannello di controllo. Acquisire le immagine radiografica. Assicurarsi che l&#39;intero femore e la tibia sono visibili (vedi Figura 2b). Dati di immagine RAW viene automaticamente salvato sul disco rigido. Rappresentante. TIFF sono anche salvati. Il mouse è poi tornò a casa sua gabbia e ha permesso di recuperare sotto osservazione investigatore. Il processo viene quindi ripetuto con il mouse successiva. Nota: il software visualizza immagine vivente trasformata immagini a raggi X di default. Per visualizzare le prime immagini a raggi X, rimuovere il segno di spunta accanto alla X-Ray Absorption nel Correzioni / strumenti di filtraggio. Quando i raggi X i dati sono stati corretti per l&#39;assorbimento, è possibile valutare la densità ossea, confrontando l&#39;intensità del segnale del ROI misura. L&#39;intensità ROI aumenta con l&#39;aumentare della densità dei tessuti. </li></ol> 3. Analisi delle immagini di IVIS scansioni a raggi X <ol><li> Aprire il software facendo doppio clic sull&#39;icona immagine vivente. </li><li> Caricare un immagine radiografica cliccando sul <strong&gt; pulsante Sfoglia. Nella finestra di dialogo che appare, selezionare la cartella di interesse e fare clic su OK. Il browser immagine vivente visualizza i dati selezionati insieme con l&#39;ID utente, informazioni sull&#39;etichetta e le informazioni di configurazione della fotocamera. Per aprire i dati, effettuare una delle seguenti operazioni: Fare doppio clic sulla riga di dati, destro del mouse sul nome dati e selezionare Carica dal menu contestuale, selezionare la riga di dati e fare clic su Load, o doppio clic sulla miniatura. La tavolozza delle immagini e degli strumenti vengono mostrate. Apri dati è evidenziato in verde nel browser. </li><li> Fare clic su Strumenti ROI nella tavolozza degli strumenti. In Strumenti ROI, Misurazione del ROI selezionare il tipo di discesa. Per caricare i 3 ROI utilizzato in questo esperimento, fare clic sull&#39;icona della Piazza e del carico 3 quadrati. </li><li> Utilizzando un righello, misurare la lunghezza del femore. Regolare la lunghezza di due delle piazze da ° 1 / 8 della lunghezza del femore totale. Regolare la larghezza di queste due piazze a 1/24th essere la lunghezza totale del femore. Con il righello, misura 1 / 8 ° della distanza dalla estremità prossimale del femore, e situare il quadrato in modo che sia centrato all&#39;interno del femore. Situare la seconda piazza in modo che si trova 1/4th della lunghezza del femore totale a partire dalla fine distale del femore (Fig. 3). Queste ROI può essere utilizzato per misurare le regioni femore sia prossimale che distale. </li><li> Utilizzando il righello, misurare la lunghezza della tibia. Regolare la lunghezza del terzo quadrato da ° 1 / 8 della lunghezza totale della tibia. Regolare la larghezza a 1 / 30 esimo della lunghezza totale della tibia. Situare la piazza in modo che sia centrato e 1 / 8 ° la lunghezza totale della tibia distanza dalla estremità prossimale della tibia (vedi Figura 3). </li><li> Fare clic sull&#39;icona di Misura (una matita e righello). Le misurazioni dell&#39;intensità ROI appaiono nella immagine radiografica e la tabella del ROI misura appare. Esporta questa tabella to la posizione desiderata come un file. csv. Questo vi permetterà di aprire la tabella con Excel. </li><li> Ripetere questa operazione con tutte le immagini salvate. </li><li> Consolidare tutti i dati su un unico foglio excel. La significatività statistica è stata determinata attraverso studente t-test utilizzando Microsoft Excel o SigmaPlot 11,0 software (Software SYSTAT). </li></ol> 4. Post-mortem analisi della densità ossea: <ol><li> A seguito dell&#39;acquisizione della finale longitudinale scansione a raggi X all&#39;interno della Lumina IVIS XR, i topi sono poi profondamente anestetizzati con Beuthanasia (75 mg pentobarbital / kg). Una volta che l&#39;anestesia profonda è stato raggiunto, i topi sono transcardially perfusi con freddo-freddo PBS con heparain (40 mg / litro) al exsanguinate. </li><li> Una volta dissanguato, accise entrambi i femori. Prestare particolare attenzione a rimuovere il più possibile i tessuti molli, per questo è stato dimostrato di influenzare misure di densità 11. Avvolgere i femori con una garza imbevuta d&#39;acqua e conservare a-20C fino a quando si è pronti ad analizzarli. </li></ol> 5. DXA analisi utilizzando un Hologic QDR 4000 densitometro osseo <ol><li> Scongelare garza imbevuta di femori e trasferimento privato densitometro osseo. </li><li> Calibrare l&#39;apparato secondo il protocollo del fabbricante; garantire che i valori di BMC e BMD rientrare nei limiti accettabili. </li><li> Posto un collimatore in ottone all&#39;interno della macchina. Questo consente all&#39;utente di limitare le dimensioni e l&#39;angolo del fascio di raggi X di concentrarsi su un obiettivo specifico. </li><li> Immergere il femore scongelato in una capsula di Petri riempite con acqua (condili a sinistra, con il femore parallelo al letto), e la posizione è appena a destra del laser. </li><li> Immettere una biografia (un titolo descrittivo che include le informazioni di identificazione degli animali, trattamento, ecc) per il femore che si sta per eseguire la scansione. </li><li> Inserisci Scansione dal menu Opzioni, quindi selezionare regionA hi-res. Indicare i parametri di scansione: Una scansione regione di 2 x 0,7489 pollici, con interlinea 0,01 pollici e risoluzione di punto di 0,00499 pollici. Nota: Monitorare la scansione mentre è in corso. Mentre il fascio di raggi X raster esegue la scansione del campione, monitor per garantire che vi sia acqua sufficiente nella camera da coprire completamente il campione osseo. </li><li> Analizzare entrare nel menu di selezione Analysis. Seguire le istruzioni per evidenziare il femore intero come un ROI. Una pagina del rapporto verrà calcolato con il BMC (grammi) e la BMD (gms / cm 2). </li><li> Ripetere questa procedura per analizzare i femori rimanenti. </li><li> Consolidare tutti i dati su un unico foglio excel e effettuare analisi statistiche (t-test). </li></ol> 6. Rappresentante dei risultati: La relativa perdita di densità ossea di un topo tibia e il femore dopo la lesione del midollo spinale rispetto ai topi naive è rilevabile con il metodo di cui sopra. Vi è una diminuzione rilevabile significativa della densità ossea doposoli 10 giorni (12%, p &lt;0,0005), con fino a 15% la perdita di densità ossea a 40 giorni (p &lt;0,0005, Figura 4). La perdita di densità ossea nel femore è stata osservata a 40 dopo lesioni giorni (7% di diminuzione, p &lt;0,05, figura 5). Questi risultati forniscono prove per l&#39;uso di non-invasive di imaging a raggi X per l&#39;osservazione longitudinale del cambiamento della densità ossea dopo la lesione del midollo spinale. Al fine di confrontare l&#39;efficacia di questo metodo per quello che è attualmente disponibile, abbiamo analizzato i femori escisse di questi topi 40 giorni dopo la lesione mediante DXA imaging. Una rappresentazione dei dati in uscita può essere visto in Figura 6. Abbiamo scoperto che c&#39;è stata una significativa perdita di contenuto minerale osseo nei topi SCI rispetto alle ingenuo (12% di diminuzione, p &lt;0,05, Figura 7). La densità minerale ossea non è cambiata significativamente, ma ha seguito un andamento simile (Figura 8). Questi risultati sono simili a quelli trovati in letteratura; Picard et al hanno osservato una diminuzione del 13,5% (p &lt;0,001) in BMC, ma non Decr significativefacilità di BMD (Picard 2008). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig1.jpg" /> Figura 1. Timeline sperimentale. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig2.jpg" /> Figura 2 orientamento Rappresentante della sinistra arti posteriori:. A) fotografia e b) x-ray. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig3.jpg" /> Figura 3. ROI dimensioni e l&#39;orientamento nelle regioni del femore prossimale e della tibia. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig4.jpg" /> Figura 4. Perdita di densità ossea dopo SCI nella tibia prossimale 10, 20, 30 e 40 giorni dopo la lesione (n = 5) rispetto ai pari età ingenui (n = 5). Le barre di errore rappresentano SEM; ** p &lt;0,005, *** p &lt;0,0005. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig5.jpg" /> <strong&gt; Figura 5. perdita di densità ossea dopo SCI nel femore prossimale 10, 20, 30 e 40 giorni dopo la lesione (n = 5) rispetto ai pari età ingenui (n = 5). Le barre di errore rappresentano SEM; * p &lt;0,05. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig6.jpg" /> Figura 6. Perdita di densità ossea dopo SCI nel femore distale giorni 10, 20, 30 e 40 dopo l&#39;infortunio (n = 5) rispetto ai controlli appaiati per età naïve (n = 5). Le barre di errore rappresentano SEM; * p &lt;0,01-0,05; ** p &lt;0,001-0,01; *** p &lt;0,0001-,001; **** p &lt;0,0001. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig7.jpg" /> Figura 7. Un&#39;immagine rappresentativa di dati che mostrano DXA BMC e BMD uscita. <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig8.jpg" /> Figura 8. DXA analisi del contenuto minerale osseo (grammi) in femori di topi SIC 40 giorni dopo infortunio (n = 5) vs pari età ingenui (n = 5).Le barre di errore rappresentano SEM; * p &lt;0,05. <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/3246/3246fig9.jpg" /> Figura 9. DXA analisi della densità minerale ossea (mg / cm 2) in femori di topi SIC 40 giorni dopo l&#39;infortunio (n = 5) vs pari età ingenui (n = 5). Le barre di errore rappresentano SEM, senza differenze significative.

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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Questo studio presenta un romanzo, metodo non invasivo per valutare variazioni di densità all&#39;interno di singole ossa (tibie e femori) longitudinalmente, all&#39;interno di una singola coorte di topi, utilizzando la pinza IVIS Lumina XR sistema di imaging. SCI ha prodotto una diminuzione della densità ossea in entrambi i femori e tibie, quando ha studiato in una coorte di singolo-spinale sezionato topi in un periodo di test di 40 giorni rispetto ai pari età, illeso, topi di controllo. I nostri risultati nel femore sono stati confermati, post-mortem, attraverso l&#39;utilizzo di DXA, suggerendo che l&#39;applicazione degli strumenti Caliper IVIS Lumina XR può servire come strumento di misura sensibile per valutare gli effetti a lungo termine e progressivo della SCI sulla perdita di massa ossea . Un beneficio potenziale per gli investigatori utilizzando questo sistema è la capacità di seguire longitudinalmente lo sviluppo di alterazioni patologiche delle ossa degli arti posteriori di animali a seguito SCI. La capacità di valutare una coorte sola lunghi periodi di tempo fornisce °Rong vantaggi al ricercatore in termini di: 1) i costi associati con l&#39;acquisto di animali e assistenza a lungo termine. Invece di uno studio che richiedono un gran numero di animali che devono essere sacrificati in punti temporali specifici al fine di valutare i cambiamenti dipendenti dal tempo, questi risultati patologici possono essere seguiti all&#39;interno della stessa coorte in quel periodo stesso tempo, 2) la variabilità: oltre alle confronto con coorti di controllo, i risultati generati all&#39;interno della singola coorte di soggetti infortunati possono essere valutati e confrontati tra i punti di tempo per gli animali stessi in tutta l&#39;estensione dello studio, ancora una volta, riducendo sia la variabilità intra-così come la necessità per i più grandi coorti di soggetti sperimentali. Mentre la pinza IVIS Lumina XR ci ha fornito importanti informazioni longitudinali in merito allo sviluppo di SCI-osteoporosi indotta, ci sono delle limitazioni che dovrebbero essere considerati: 1) mentre questa piattaforma ci ha permesso di generare ad alta risoluzione a raggi X datuno nelle ossa degli arti posteriori di topi a seguito SCI, la sua utilità può essere limitata a piccoli roditori come topi. L&#39;altezza massima consentita soggetto all&#39;interno della XR Lumina è di 2,8 cm. Nulla sopra di tale altezza non può essere ripreso con successo utilizzando raggi X componente del XR Lumina. Nelle nostre mani, questo ha precluso la nostra capacità di studiare i ratti del peso 200-250 grammi. Mentre può essere possibile ratti immagine sotto questa fascia di peso o di altri roditori come i criceti o gerbilli, questo richiederà ulteriori test da parte del PI. 2) orientamento comune. E &#39;fondamentale che il ricercatore attentamente organizzare gli arti in un orientamento che facilmente riproducibile da consentire il confronto di successo tra le sessioni di imaging. Standardizzazione del posizionamento degli arti consentirà al ricercatore di generare e applicare standard ROI che possono essere salvate e applicate in entrambi i soggetti e il tempo. Nel complesso, riteniamo che la IVIS Lumina XR offre un&#39;eccellente piattaforma con cui il modellolo sviluppo di SCI-dipendente osteoporosi nei topi. La possibilità di studiare la perdita ossea longitudinalmente all&#39;interno della coorte del mouse stesso ci permetterà di: 1) a comprendere meglio la natura temporale della perdita ossea e demineralizzazione dopo SCI, 2) determinare se questi cambiamenti stabilizzare nel tempo, 3) esplorare, con la disponibilità di entrambe le linee transgeniche e mouse null, la capacità di studiare i meccanismi molecolari alla base di questi cambiamenti patologici in maniera riduzionista, e 4) molto probabilmente il vantaggio più importante, cominciano a testare nuovi interventi per prevenire sia lo sviluppo di osteoporosi nelle prime fasi di lesioni, o, per invertire tali modifiche una volta che l&#39;osteoporosi ha già sviluppato. Infine, l&#39;XR Lumina, oltre a fornire ottime raggi X potenziale delle immagini, può essere utilizzato anche per studiare entrambi i segnali e bioluminescenti fluorescenti negli animali viventi. Si potrebbe facilmente immaginare che incorporano la altre modalità offerti all&#39;interno di questo sistema per guardare una multitude di fattori che determinano le dinamiche osso meccanicisticamente seguenti SCI o qualsiasi altro processo di malattia che provoca l&#39;osteoporosi.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome del reagente </th><th> Azienda </th><th> Numero di catalogo </th><th> Commenti </th></tr><tr><td> Beuthanasia </td><td> Maggiordomo Schein animali Salute </td><td> 001848 </td><td></td></tr><tr><td> Ketathesia (Ketamina Cloridrato) </td><td> Maggiordomo Schein animali Salute </td><td> 023061 </td><td></td></tr><tr><td> Xylazina </td><td> Maggiordomo Schein animali Salute </td><td> 037849 </td><td></td></tr><tr><td> Bupivicaine </td><td> Maggiordomo Schein animali Salute </td><td> 021801 </td><td></td></tr><tr><td> Gelfoam; 7MM </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC0085178 </td><td> Per promuovere emostasi durante chirurgia </td></tr><tr><td> IVIS Lumina XR </td><td> Caliper Life Sciences </td><td> 135400 </td><td></td></tr><tr><td> ZFOV, 2,5 cm di campo vista dell&#39;obiettivo </td><td> Caliper Life Sciences </td><td> 127285 </td><td> Assolutamente necessario agenerare elevate ingrandimento ai raggi X immagini di osso struttura </td></tr><tr><td> QDR Bone Densitometro </td><td> Hologic </td><td></td><td> Modello utilizzato non è più nella produzione </td></tr></tbody></table>

longitudinal evaluation of mouse hind limb bone loss after spinal cord injury using novel, in vivo, methodology

Lesioni del midollo spinale (SCI) è spesso accompagnata da osteoporosi nelle regioni sublesional del bacino e degli arti inferiori, portando ad una maggiore frequenza di fratture 1. Poiché queste fratture si verificano spesso in regioni che hanno perso la normale funzione sensoriale, il paziente è a un maggior rischio di patologie frattura-dipendenti, compresa la morte. SCI-dipendente la perdita sia della densità minerale ossea (BMD, g / cm 2) e il contenuto minerale osseo (BMC, grammi) è stata attribuita a disuso meccanica 2, 3 neuronale aberrante di segnalazione e di cambiamenti ormonali 4. L&#39;uso di modelli di roditori di SCI-osteoporosi indotta può fornire preziose informazioni riguardo i meccanismi alla base dello sviluppo di osteoporosi dopo SCI, nonché un ambiente di test per la generazione di nuove terapie 5-7 (e rivisto in 8). Modelli murini di SCI sono di grande interesse in quanto consentono un approccio riduzionistico di meccanismo-bavalutazione sed attraverso l&#39;utilizzo di topi nullo e transgenici. Mentre tali modelli hanno fornito dati importanti, c&#39;è ancora bisogno di mini-invasiva, metodi affidabili, riproducibili, e quantificabili nel determinare l&#39;entità della perdita di tessuto osseo a seguito di SCI, in particolare nel tempo e all&#39;interno della stessa coorte di animali da esperimento, per migliorare la diagnosi , metodi di trattamento e / o la prevenzione di SCI-osteoporosi indotta. Un metodo ideale per misurare la densità ossea nei roditori permetterebbe esposizioni multiple, sequenziali (nel tempo) a bassi livelli di raggi X. Questo studio descrive l&#39;uso di un nuovo intero animale scanner, il IVIS Lumina XR (Caliper Instruments) che può essere utilizzato per fornire a bassa energia (1-3 milligray (mGy)) ad alta risoluzione, ad alto ingrandimento immagini ai raggi X delle ossa degli arti posteriori del mouse nel corso del tempo a seguito SCI. Significativa perdita di densità ossea è stato visto nel tibie di topi di 10 giorni post-spinale transection rispetto a illeso, di pari età di controllo (ingenuo) i topi (13% di diminuzione, p &lt;0,0005). Perdita di densità ossea nel femore distale è stato anche rilevabile da 10 giorni dopo la lesione, mentre una perdita di densità del femore prossimale Non è stato rilevato fino a 40 giorni dopo infortuni (7% di diminuzione, p &lt;0,05). SCI-dipendente la perdita di densità del mouse femore è stata confermata post mortem attraverso l&#39;utilizzo del dual-energy X-ray Absorptiometry (DXA), l&#39;attuale &quot;gold standard&quot; per le misurazioni della densità ossea. Si rileva una perdita del 12% di BMC nel femori di topi a 40 giorni post-SCI utilizzando il IVIS Lumina XR. Questo il confronto con una perdita riportato in precedenza BMC del 13,5% da Picard e colleghi che hanno usato l&#39;analisi DXA al passaggio del mouse femori post-mortem di 30 giorni successiva SCI 9. I nostri risultati suggeriscono che la IVIS Lumina XR offre un romanzo, high-resolution/high-magnification metodo per l&#39;esecuzione di lungo termine, le misure longitudinali della densità delle ossa degli arti posteriori nel topo seguenti SCI.

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Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Un esame longitudinale di perdita ossea nel femore e la tibia di topi adulti è stata eseguita dopo un trauma al midollo spinale con sequenziale a basso dosaggio di raggi X scansioni. Perdita di massa ossea della tibia è stato rilevato nel corso dello studio, mentre la perdita ossea nel femore non è stata rilevata fino a 40 messaggi lesioni giorni.

La valutazione longitudinale di perdita dell&#39;arto posteriore ossea del mouse dopo la lesione del midollo spinale tramite Novel, In vivo, Metodologia

Spinal cord injury (SCI) is often accompanied by osteoporosis in the sublesional regions of the pelvis and lower extremities, leading to a higher ...

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Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

15.0K Views.  University of Texas Health Science Center at Houston. Un esame longitudinale di perdita ossea nel femore e la tibia di topi adulti è stata eseguita dopo un trauma al midollo spinale con sequenziale a basso dosaggio di raggi X scansioni. Perdita di massa ossea della tibia è stato rilevato nel corso dello studio, mentre la perdita ossea nel femore non è stata rilevata fino a 40 messaggi lesioni giorni.

Video: Longitudinal Evaluation of Mouse Hind Limb Bone Loss After Spinal Cord Injury using Novel, in vivo, Methodology

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Acuta e Cronica test sensoriale tattile dopo lesione del midollo spinale in ratti

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

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Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controllata cervicale lesioni lacerazione nei topi

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modello Contusione di gravi lesioni del midollo spinale nei ratti

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

A Novel vertebrale metodo di stabilizzazione per la produzione di Contusivi Cord Injury spinale

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Valutazione delle vie respiratorie di attivazione muscolare Utilizzando respiratoria Motor Control Assessment (RMCA) in soggetti con lesioni spinali croniche

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

In vivo Macrophage Imaging Using MR Targeted Contrast Agent for Longitudinal Evaluation of Septic Arthritis

Macrophages are key-cells in the initiation, the development and the regulation of the inflammatory response to bacterial infection. Macrophages are intensively and increasingly recruited in septic joints from the early phases of infection and the infiltration is supposed to regress once efficient removal of the pathogens is obtained. The ability to identify in vivo macrophage activity in an infected joint can therefore provide two main applications: early detection of acute synovitis and monitoring of therapy.
In vivo noninvasive detection of macrophages can be performed with magnetic resonance imaging using iron nanoparticles such as ultrasmall superparamagnetic iron oxide (USPIO). After intravascular or intraarticular administration, USPIO are specifically phagocytized by activated macrophages, and, due to their magnetic properties, induce signal changes in tissues presenting macrophage infiltration. A quantitative evaluation of the infiltrate is feasible, as the area with signal loss (number of dark pixels) observed on gradient echo MR images after particles injection is correlated with the amount of iron within the tissue and therefore reflects the number of USPIO-loaded cells.
We present here a protocol to perform macrophage imaging using USPIO-enhanced MR imaging in an animal model of septic arthritis, allowing an initial and longitudinal in vivo noninvasive evaluation of macrophages infiltration and an assessment of therapy action.

In vivo Macrophage Imaging Using MR Targeted Contrast Agent for Longitudinal Evaluation of Septic Arthritis

We demonstrate how to perform macrophage MR imaging using ultrasmall superparamagnetic contrast agent (USPIO) in septic arthritis, allowing an initial and longitudinal in vivo non-invasive evaluation of macrophages infiltration and an assessment of therapy efficacy.

In vivo Macrofago Imaging Utilizzando MR mirata di contrasto agente per la valutazione longitudinale di artrite settica

Macrophages are key-cells in the initiation, the development and the regulation of the inflammatory response to bacterial infection. Macrophages are ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controllata corticale modello Impact per trauma cranico

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema radio-telemetria per monitorare la funzionalità cardiovascolare in ratti con midollo spinale e Transection embrionali staminali neurali Innesti cellulari

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrato forcipe Modello di Spinal Cord Injury Compression

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Ultrasuoni Imaging per la valutazione di Spinal Cord Blood Flow in Sperimentale midollo spinale Lesioni

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...