Questo lavoro è stato supportato da NSERC &amp; AHFMR. Gli autori ringraziano Mariam Alaverdashvili e Amanda Mauthe-Kaddoura per commenti sul manoscritto e Hiroe Yamazaki per un aiuto sulla preparazione intervento chirurgico.

1. Chirurgia Preparazione <ol><li> Anestetizzare il topo con il tipo appropriato e la dose di anestetici. Qui usiamo uretano (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich, S. Luis, MO) - preparato come soluzione al 20% diluendo 20 g di uretano in 100 ml di tampone fosfato (PBS), cioè l&#39;animale riceverà 7,5 ml / kg di uretano soluzione intraperitonealy (IP). A causa della sua curva dose-risposta, la dose totale di uretano è diviso in quattro applicazioni, ciascuno separato da circa 30 minuti. Prima che le prime due domande di uretano, animale viene anestetizzato con isoflurano somministrato ad una concentrazione del 3-4% (ossigeno a 2 litri al minuto) e mantenuta a 2% (ossigeno fino a 2 litri al minuto) per evitare un animale da stressarsi per iniezione. Durante l&#39;intervento, una somministrazione aggiuntiva di isofluorane (2% di concentrazione per 2 minuti) può essere utilizzato se necessario. </li><li> Accorciare il pelo lungo il sito di incisione (lato dorsale della testa) per garantire chela pelliccia non contaminare la ferita e che una superficie sufficiente può essere disinfettato tutto il sito di incisione. </li><li> Preparare sito chirurgico antisettico con iodio organico o sapone clorexidina e antisettici (etanolo). </li><li> Preparare le sonde di silicio (Tecnologie NeuroNexus, Ann Arbor, MI). Sonde possono essere disinfettati con etanolo al 70% seguito da risciacquo con acqua distillata. Se necessario, le sonde possono essere verniciati con un marcatore fluorescente preparato antisettico (es. coloranti I, Invitrogen Co.), per rivelare poi la posizione della sonda per l&#39;analisi istologica. Per fare questo si usa un pennello piccolo e molto morbida e delicatamente toccare il retro della sonda silicio con il colorante. Questa procedura deve essere sempre fatto nel corso di un microscopio per assicurarsi che la sonda non viene danneggiato o piegato. Sempre assicurarsi che il colore non sta bloccando uno qualsiasi dei canali. Qualsiasi colorante residuo lasciato sulla sonda può essere successivamente rimossa con l&#39;alcol, seguito da risciacquo con acqua. </li><li> Elettrodo di siliciocura es: a causa delle loro piccole dimensioni, le sonde in silicone sono delicati ed estremamente suscettibili alla rottura, anche quando lo si utilizza con notevole attenzione. Quindi, si consiglia di monitorare potenziali pericoli in ogni momento, quali: (i) Tenere le sonde in una scatola opportunamente designato, (ii) prevenire crash o far cadere sonde quando loro trattamento; (iii) Assicurarsi che i manipolatori stereotassica sono ben fissati per prevenire eventuali incidenti, (iv) Durante la registrazione, tessuto circostante e / o sangue possibile allegare alle sonde. Pertanto, è importante essere attenti anche durante la rimozione della sonda dopo la registrazione. Utilizzando un flusso costante di soluzione salina o PBS è fortemente raccomandato, (v) Pulire sempre le sonde dopo la registrazione. Per pulire le sonde, si consiglia di immergere in un liquido detergente enzimatico (Boston, Bausch &amp; Lomb) per qualche minuto. Sciacquare sempre le sonde con acqua distillata e restituirli alla loro casella dedicata. Nella nostra esperienza, la cura adeguata delle sonde silicio assicuraregistrazioni di buona qualità per più di 10 esperimenti. Se un canale &#39;diventa rumoroso&#39; durante l&#39;uso, dovrebbe essere escluso dalle analisi successive. Abbiamo scoperto che cross-talk tra i canali è minimo, quindi un canale rumoroso di solito ha ben poco effetto su un segnale in altri canali. </li></ol> 2. Chirurgia <ol><li> Applicare un occhio-unguento sulla superficie oculare prima di qualsiasi manipolazione chirurgica. </li><li> Somministrare Desametasone 5 mg / ml per via sottocutanea per ridurre l&#39;infiammazione del cervello. </li><li> Fissare il telaio stereotassico animale in tutta la chirurgia. </li><li> Somministrare lidocaina HCl 2% con epinefrina (2-4 mg / kg diluita allo 0,5% soluzione) per via sottocutanea al sito di incisione, prima l&#39;incisione è fatto per ridurre il potenziale rischio di sanguinamento della ferita e per l&#39;anestesia locale. </li><li> Eseguire un&#39;incisione 2 centimetri attraverso la linea mediana del cuoio capelluto e spostare la pelle lateralmente per esporre la superficie del cranio. </li><li> Cancella il cuoio capelluto dalla fascia dorsale per via smussa e controllol&#39;emorragia da microcautery o utilizzando cera ossea. </li><li> Fare due fori per fissare piccole viti nell&#39;osso occipitale del cranio per terra animale e di riferimento. La vite di riferimento deve essere in contatto con dura. Al fine di ridurre il rumore elettrico durante le registrazioni, si consiglia di mantenere le viti bagnati in ogni momento. Per fare questo, una piccola barriera che circonda le viti in acrilico può essere costruita o le viti possono essere coperti con agar. </li><li> Fai una craniotomia 1-2 mm di diametro in coordinate corrispondenti alla zona corticale e / o sottocorticali (s) di interesse 5. Utilizzare l&#39;aria compressa per rimuovere la polvere di ossa, se necessario durante la craniotomia (foratura). Prevenire cranio riscaldamento da perforazione mediante l&#39;applicazione di gocce di PBS. Fai una craniotomia secondo se necessario per inserire la seconda sonda. In questo video, vi presentiamo una registrazione di due aree corticali contemporaneamente, quindi due craniotomie sono fatti. </li><li> Costruire una piccola barriera di resina acrilica (ad esempio: Lang DentalManufacturing, Co., Inc., Wheeting, IL) che circondano i due craniotomie al fine di mantenere PBS in cima dura esposta, impedendo che si secchi. Applicare PBS costantemente durante l&#39;intero esperimento. </li><li> Aprire la dura madre di entrambi craniotomie. Due aghi (30 ½ gauge) piegato sulle punte (formando un gancio), possono essere utilizzati per questa manipolazione. </li><li> Collegare il connettore delle sonde di silicio per il manipulatiors stereotassica. I connettori sono attaccato ad un palo in modo da avere il gambo delle sonde perfettamente parallelo al manipolatore stereotassico. Ciò è fondamentale per mantenere le registrazioni stabili e di evitare danni sonda. </li><li> Collegare la vite di riferimento per il perno di riferimento sonda silicio. Per ridurre il rumore elettrico le viti di terra devono essere collegati a: i) la terra della spina della sonda, ii) la massa del telaio dal dispositivo di registrazione, e iii) il telaio stereotassico. </li><li> Posizionare la punta delle sonde silicio appena a contatto con la pia. </li><li> Lentamente introdurre °sonde di silicio e e assicurarsi che il gambo delle sonde di silicio (Fig. 1 e 2) può essere inserito nel cervello senza resistenza o piegarsi. </li><li> Abbassare delicatamente le sonde fino a raggiungere un&#39;area di registrazione desiderata. Se necessario, aggiungere qualche goccia di PBS sulla cima del craniotomie per evitare l&#39;essiccamento del tessuto. </li><li> Poiché l&#39;anestesia uretano deve essere utilizzato solo per le procedure di terminale, l&#39;animale è eutanasia da una iniezione ip di almeno 200mg/kg di sodio pentobarbital diluito ad una concentrazione non superiore a 60 mg / ml. Questa è seguita dalla decapitazione dell&#39;animale. </li></ol> 3. Rappresentante dei risultati: Registrazioni rappresentativo dei potenziali locali di campo e l&#39;attività spiking sono illustrati nella Figura 3A. Dopo aver eseguito l&#39;ordinamento picco (picchi discriminante provenienti da neuroni diversi; Fig. 3B, C, 6, 7, 8) in silicone registrazioni sonda offrono la possibilità di indagare l&#39;attività neuronale popolazione coinvolta in, sonoaltre ong, i seguenti processi: la memoria e il processo decisionale 9, plasticità 10, stimolo di codifica 11, 12 e attività spontanea effetti delle varie droghe 13. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" /> Figura 1. A. Esempio di una sonda di silicio con un gambo singolo viene sovrapposto un montaggio di neuroni ricostruito (per gentile concessione di S. Sakata 14). B. Esempio di una sonda con una configurazione a tetrodo a ognuno degli 8 stinchi. C. schematica di un ratto cranio. Le caselle verdi rappresentano la misura della craniotomia oltre la corteccia somatosensoriale destra e sinistra. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" /> Figura 2. Esempio di esperimenti con sonde di silicone inserito nella corteccia prefrontale e l&#39;ippocampo. Gocce di PBS coprire la craniotomia per proteggere la vista brain si secchino. Due viti posizionate sopra il cervelletto sarà collegato a terra e di riferimento, rispettivamente. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" /> Figura 3. Immagine A. mostra 500ms di una registrazione elettrofisiologica rappresentante del potenziale campo locale (LFP) da un tetrodo (nota: tensione negativa è tracciata sul ordinata). Mostra inserire - una forma d&#39;onda di un picco B. bidimensionali viste di cluster unità in funzione di spazio da 1 tetrodo.. Ogni cluster rappresenta picchi da una singola unità (neuroni). C. forme d&#39;onda media picco dalle unità di rappresentanza (codice colore) a ciascuno dei quattro siti di registrazione da un tetrodo singolo. D. forma d&#39;onda di energia (in relazione alla ampiezza) di picchi registrati nel corso del tempo . Notare i valori di energia relativamente costante per ogni unità, questo indica una registrazione stabile per tutta la durata del periodo visualizzato.

<ol>
	<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li><li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces:+new+horizons+and+clinical+opportunities.">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li><li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes.">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li><li>Bartho, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neocortical+principal+cells+and+interneurons+by+network+interactions+and+extracellular+features.">Characterization of neocortical principal cells and interneurons by network interactions and extracellular features.</a> J. Neurophysiol. 92, 600-608 (2004).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The rat brain: in stereotaxic coordinates. , (1998).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9, R53-R78 (1998).</li><li>Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements.">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li><li>Luczak, A., Narayanan, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spectral+representation--analyzing+single-unit+activity+in+extracellularly+recorded+neuronal+data+without+spike+sorting.">Spectral representation--analyzing single-unit activity in extracellularly recorded neuronal data without spike sorting.</a> J. Neurosci. Methods. 144, 53-61 (2005).</li><li>Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internally+generated+cell+assembly+sequences+in+the+rat+hippocampus.">Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus.</a> Science. 321, 1322-1327 (2008).</li><li>Fujisawa, S., Amarasingham, A., Harrison, M. T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavior-dependent+short-term+assembly+dynamics+in+the+medial+prefrontal+cortex.">Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex.</a> Nat Neurosci. 11, 823-833 (2008).</li><li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+do+neurons+work+together?+Lessons+from+auditory+cortex.">How do neurons work together? Lessons from auditory cortex.</a> Hear. Res. 271, 37-53 (2011).</li><li>Luczak, A., Bartho, P., Marguet, S. L., Buzsaki, G., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequential+structure+of+neocortical+spontaneous+activity+in+vivo.">Sequential structure of neocortical spontaneous activity in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 347-352 (2007).</li><li>Robbe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cannabinoids+reveal+importance+of+spike+timing+coordination+in+hippocampal+function.">Cannabinoids reveal importance of spike timing coordination in hippocampal function.</a> Nat. Neurosci. 9, 1526-1533 (2006).</li><li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex.">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64, 404-418 (2009).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Questo documento viene illustrato come utilizzare le matrici di silicio elettrodo per la registrazione da grande popolazione di neuroni (&gt; 100) in molteplici aree corticali contemporaneamente. Per avere successo in chirurgia e la registrazione, i seguenti aspetti devono essere considerati: <ol><li> L&#39;introduzione delle sonde ad una zona desiderata: Quando si inserisce la sonda nel tessuto cerebrale, è possibile causare danni considerevoli. Questo può comportare una scarsa qualità di unità registrate. Per evitare questo problema si consiglia quanto segue: (i) Introdurre le sonde con un angolo di certo (raccomandato l&#39;uso di un angolo di 10 gradi). In questo modo, i danni dendritiche dei neuroni registrati possono essere ridotte, (ii) Dopo le sonde sono inserite nel tessuto cerebrale, che inizialmente sono abbassati ad un ritmo più veloce (circa 50 a 100 micron per 10-30 sec) fino a quando non ottiene più vicino alla zona desiderata della registrazione. Quando le sonde sono circa 200 micron dalla zona di destinazione, la posizione è regolata più lentamente (circacarta di circa 10 micron ogni 2 o 3 minuti). </li><li> Stabilizzazione delle registrazioni: quando le sonde sono nella zona e l&#39;attività viene rilevata una notevole (picchi distintivo nella maggior parte dei canali), si consiglia di attendere circa 30 minuti prima di iniziare una registrazione. Questo permetterà tessuto cerebrale per stabilizzare meccanicamente dopo l&#39;inserimento di sonde e di garantire una registrazione più stabile. </li><li> Pulsazione cervello: A volte è possibile vedere la pulsazione del cervello che può ridurre significativamente la qualità di una registrazione. Una piccola craniotomia (spazio appena sufficiente per adattarsi alla sonda) può ridurre la pulsazione del cervello in una zona di registrazione. Se necessario, la cisterna magna può essere forato. Questo riduce la pressione del liquido cerebrospinale e riduce il gonfiore e pulsazione. </li><li> Silicon configurazione della sonda: sonde di silicio può avere una varietà di forme e configurazioni di siti di registrazione. Per esempio, possono variare nel numero di denti, la lunghezza e lo spessore del gambo, e inla disposizione dei siti di registrazione (ad esempio tetrodo configurazione vs lineare, vedi: www.neuronexustech.com). La scelta di sonda utilizzata, con una configurazione specifica dipende dalla questione scientifica che necessitano di una risposta. Per esempio, se l&#39;obiettivo è di registrare popolazioni di neuroni in più posizioni in uno strato specifico (come presentato in queste registrazioni), la scelta migliore è quella di utilizzare una sonda con otto zampe e una configurazione a tetrodo. Questo permette di registrazioni di più unità ad ogni singolo tetrodo e campionamento di otto sedi in un arco di 1,4 mm. In un altro esempio, se qualcuno vuole studiare propagazioni attività attraverso strati corticali, la scelta migliore sarebbe quella di utilizzare una sonda con un gambo con i siti di registrazione regolarmente distribuiti lungo quel gambo, che permette di registrare in diversi strati corticali contemporaneamente 14. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td></tr><tr><td> Uretano </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Phosphate Buffer Saline (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isoflurano </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Silicon sonde </td><td> NeuroNexus Technologies </td><td> A 4 X 2 - Tet - 5mm - 150 - 200-312 </td></tr><tr><td> Dye I (DiIC 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> Desametasone 5 </td><td> Vétoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Occhio unguento </td><td> Vétoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Lidocaina cloridrato 2% con epinefrina </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Stereotassica frame </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Elettrodo manipolatore e titolare </td><td> KOPF Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Rat orecchio-bar </td><td> KOPF Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Rat adattatore </td><td> KOPF Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anestesia maschera </td><td> KOPF Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Bisturi </td><td> Strumenti chirurgici Roboz </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Lame di bisturi </td><td> Paragone </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro forbici dissezione </td><td> Strumenti chirurgici Roboz </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Viti </td><td> Pasteners Gould limitata </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Pinze emostatiche </td><td> DerubareStrumenti chirurgici oz </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ aghi di calibro </td><td> Becton, Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Controllo micromotore </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Dissettore </td><td> Strumenti chirurgici Roboz </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> Osso di cera </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> L&#39;aria compressa bottiglia </td><td> Falcon sicurezza dei prodotti, Inc. </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Detergente enzimatico </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> Acqua distillata </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dental polvere acrilica </td><td> Lang Dental </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Dentale liquido acrilico </td><td> Lang Dental </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Sistema digitale Lynx SX </td><td> Neuralynx Inc. </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta Softwere </td><td> Neuralynx Inc. </td><td></td></tr><tr><td> Alligator cavi </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat

Grande scala registrazioni elettrofisiologiche da complessi neuronali offrono l&#39;opportunità di studiare come il cervello orchestra la grande varietà di comportamenti dall&#39;attività incurvamento del suoi neuroni. Uno dei metodi più efficaci per monitorare l&#39;attività spiking da un gran numero di neuroni in diversi circuiti neuronali locale è allo stesso tempo mediante matrici di elettrodi 1-3 silicio. Potenziali d&#39;azione produrre grandi cambiamenti transmembrana tensione in prossimità di somata cellulare. Questi segnali di uscita può essere misurata mettendo un conduttore in prossimità di un neurone. Se ci sono molti attivi (spike) i neuroni in prossimità della punta, l&#39;elettrodo record segnale combinato da tutti loro, in cui è pesata contributo di un singolo neurone per la sua &#39;distanza elettrica&#39;. Sonde di silicio sono elettrodi di registrazione ideale per controllare i neuroni più a causa di un gran numero di siti di registrazione (+64) e un piccolo volume. Furthermore, più siti possono essere organizzati su una distanza di millimetri, permettendo così per le registrazioni simultanea di attività neuronale nei vari strati corticali o più colonne corticali (Fig. 1). È importante sottolineare che la distribuzione geometricamente precisa i siti di registrazione consente anche per la determinazione del rapporto spaziale dei isolato 4 singoli neuroni. Qui, descriviamo un acuto, su larga scala registrazione neuronale da sinistra e destra della corteccia somatosensoriale arti anteriori simultaneamente in un ratto anestetizzato con sonde di silicio (Fig. 2).

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Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Registrazioni extracellulari di attività neuronale con sonde silicio nel ratto anestetizzato saranno descritti. Questa tecnica permette di ottenere informazioni attraverso aree cerebrali multiple da più di 100 neuroni contemporaneamente. Esso fornisce informazioni sulla risoluzione singola cellula neuronale dinamiche ensemble in più circuiti locali.

Registrazione Ensembles neuronali su larga scala con sonde di silicio sotto Rat anestetizzati

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

24.8K Views.  University of Lethbridge. Registrazioni extracellulari di attività neuronale con sonde silicio nel ratto anestetizzato saranno descritti. Questa tecnica permette di ottenere informazioni attraverso aree cerebrali multiple da più di 100 neuroni contemporaneamente. Esso fornisce informazioni sulla risoluzione singola cellula neuronale dinamiche ensemble in più circuiti locali.

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Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Su larga scala di registrazione dei neuroni da sonde mobili in silicio Comportarsi Roditori

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Ricerca

Neuroscienze

A Fully Automated and Highly Versatile System for Testing Multi-cognitive Functions and Recording Neuronal Activities in Rodents

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be investigated in a single task sequence. The unique feature of this system is a custom-made, acoustically transparent chamber that eliminates many of the issues associated with auditory cue control in most commercially available chambers. The ease with which operant devices can be added or replaced makes this system quite versatile, allowing for the implementation of a variety of auditory, visual, and olfactory behavioral tasks. Automation of the system allows fine temporal (10 ms) control and precise time-stamping of each event in a predesigned behavioral sequence. When combined with a multi-channel electrophysiology recording system, multiple cognitive brain functions, such as motivation, attention, decision-making, patience, and rewards, can be examined sequentially or independently.

In this report, we present a fully automated and highly versatile system capable of simultaneously testing multi-cognitive behaviors and recording neuronal activities for rodents.

Un sistema completamente automatizzato ed altamente versatile per test multi-funzioni cognitive e di registrare le attività neuronali in roditori

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Veloce micro-ionoforesi di glutammato e GABA: un utile strumento per indagare l&#39;integrazione Synaptic

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Registrazione potenziale evocato visivo in un modello murino di sperimentale del nervo ottico demielinizzazione

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulare La registrazione di un neurone attività combinata con Microiontophoretic applicazione di sostanze neuroattivi nei topi Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. However, there is piling evidence that olfaction is not solely limited to chemical sensitivity, but also includes temperature sensitivity. Premetamorphic Xenopus laevis are translucent animals, with protruding nasal cavities deprived of the cribriform plate separating the nose and the olfactory bulb. These characteristics make them well suited for studying olfaction, and particularly thermosensitivity. The present article describes the complete procedure for measuring temperature responses in the olfactory bulb of X. laevis larvae. Firstly, the electroporation of olfactory receptor neurons (ORNs) is performed with spectrally distinct dyes loaded into the nasal cavities in order to stain their axon terminals in the bulbar neuropil. The differential staining between left and right receptor neurons serves to identify the &#947;-glomerulus as the only structure innervated by contralateral presynaptic afferents. Secondly, the electroporation is combined with focal bolus loading in the olfactory bulb in order to stain mitral cells and their dendrites. The 3D brain volume is then scanned under line-illumination microscopy for the acquisition of fast calcium imaging data while small temperature drops are induced at the olfactory epithelium. Lastly, the post-acquisition analysis allows the morphological reconstruction of the thermosensitive network comprising the &#947;-glomerulus and its innervating mitral cells, based on specific temperature-induced Ca2+ traces. Using chemical odorants as stimuli in addition to temperature jumps enables the comparison between thermosensitive and chemosensitive networks in the olfactory bulb.

Recording Temperature-induced Neuronal Activity through Monitoring Calcium Changes in the Olfactory Bulb of Xenopus laevis

Here we describe a protocol for measuring and analyzing temperature responses in the olfactory bulb of Xenopus laevis. Olfactory receptor neurons and mitral cells are differentially stained, after which calcium changes are recorded, reflecting a sensitivity of some neural networks in the bulb to temperature drops induced at the nose.

Registrazione neuronale attività Temperatura indotta attraverso il monitoraggio dei cambiamenti di calcio nel bulbo olfattivo di<em&gt; Laevis Xenopus</em

The olfactory system, specialized in the detection, integration and processing of chemical molecules is likely the most thoroughly studied sensory system. ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Registrazione simultanea di elettroretinografia e Potenziali evocati visivi nei ratti anestetizzati

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

Impianto di silicio cronica sonde e registrazione delle cellule ippocampali posto in un apparato di tapis roulant arricchito

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a closed-loop event-triggered manner. Although many studies are focusing on the possible benefits and side-effects of TES in healthy and pathologic brains, there are still many fundamental open questions regarding the mechanism of action of the stimulation. Therefore, there is a clear need for a robust and reproducible method to test the acute and the chronic effects of TES in rodents. TES can be combined with regular behavioral, electrophysiological, and imaging techniques to investigate neuronal networks in vivo. The implantation of transcranial stimulation electrodes does not impose extra constraints on the experimental design while it offers a versatile, flexible tool to manipulate brain activity. Here we provide a detailed, step-by-step protocol to fabricate and implant transcranial stimulation electrodes to influence brain activity in a temporally constrained manner for months.

This detailed protocol describes transcranial stimulation electrode placement on the temporal bone in order to investigate the short- and long-term effects of transcranial electrical stimulation in freely moving rats.

Stimolazione elettrica transcranica cronica e registrazione intracorticale in ratti

Transcranial electrical stimulation (TES) is a powerful and relatively simple approach to diffusely influence brain activity either randomly or in a ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.