Vorremmo ringraziare Kacergis Michael per l&#39;assistenza tecnica e Lianfeng Wu per le discussioni e la lettura del manoscritto. Questo lavoro è stato sostenuto da un premio di carriera dal NIH / NIDDK (K08DK087941 di AAS), il NIH / NIDDK formazione di sovvenzione (5T32DK007028 ECP), la Ellison Medical Foundation Scholar Nuovo Premio invecchiamento (a AAS), e la H Charles . Hood Fondazione Child Research Health Award (per AAS).

1. Preparazione del Rettangolare Amp / Tet (A / T) piastre di agar LB e NGM IPTG Piastre RNAi A piastre / T deve essere preparato 1-4 settimane prima dell&#39;uso e conservate al buio a 4 ° C. <ol><li> Per 1 L di supporto aggiungere 1 L di acqua deionizzata, 32 g di agar LB, 1,5 ml di NaOH 2 M, e 2 g di agar Bacto. Autoclave 40 min sul ciclo liquido. Dopo raffreddamento a 60 ° C, aggiungere 3 ml di tetraciclina e 0,5 ml ampicillina. Versare 45 ml di mezzo in ciascuna piastra. </li></ol> Preparare 96 pozzetti RNAi 3 giorni fino a 2 settimane di anticipo. <ol start="2"><li> Versare 25 piastre da 96 pozzetti RNAi, preparare 1 L di crescita supporti nematode (NGM): 1 L di acqua deionizzata, 3 g di NaCl, 17 g di agarosio, e 2,5 g bactopeptone. Autoclave a ciclo liquido a 121 ° C per 40 min con una ancoretta. Lasciate raffreddare, mescolando su un set piastra calda a 60 ° C. </li><li> Lasciar raffreddare a 60 ° C, aggiungere le seguenti soluzioni di archivi: 1 ml 1 M MgSO4, 1 ml 5 mg / ml di colesterolo, 25 ml 1 M KH 2 </sub&gt; PO 4 (pH 6.0), 1 ml 1 M CaCl 2, 1 ml 200 mg / ml carbenicillina, e 5 ml 1 M IPTG (vedi tabella Materiali per ricette). </li><li> Dispensare 150 ml di RNAi mezzi di comunicazione in ogni pozzetto di un fondo piatto piastra a 96 pozzetti utilizzando una pipetta multicanale elettronica. Evitare bolle d&#39;aria. Conservare i supporti in un recipiente sterile acciaio inossidabile immerso in un bagno di acqua 60 ° C durante la distribuzione. </li><li> Mantenere RNAi livello piastre fino agarosio solidifica. Le piastre possono essere versata fino a 2 settimane in anticipo e conservati a 4 ° C. </li></ol> Giorno 1 2. Timbro Piatti Biblioteca congelati su Rettangolare Amp / Tet (A / T) piastre di agar LB <ol><li> A Warm piatti / T a temperatura ambiente, tenendoli al buio. </li><li> Trasferimento di piastre a 96 pozzetti biblioteca RNAi da -80 ° C in ghiaccio secco. Aprire la piastra di alluminio sigillato nei pressi di un becco Bunsen. </li><li> Sterilizzare a 96 pin replicatore immergendo perni serie (10 secondi ciascuno) in candeggina al 10%, H 2 O deionizzata, e il 70% ETOH seguita passando perni attraverso una fiamma. Ripetere EtOH e passo fiamma. </li><li> Applicare replicatore a quelle congelate 96 pozzetti stock in glicerolo RNAi, assicurandosi che ogni pin contatto con la superficie di ciascun pozzetto. </li><li> Timbro su un piatto / T, disegnando un piccolo cerchio con ogni pin senza danneggiare superficie dell&#39;agar. </li><li> Re-tenuta e la biblioteca di ritorno piastre a -80 ° C. Incubare le piastre timbrata A / T a 37 ° C per una notte per la crescita batterica. </li></ol> Giorno 2 3. Grow cloni RNAi batteriche Pernottamento in Deep-e blocchi <ol><li> Rimuovere le piastre A / T di 37 ° C e confermare la crescita batterica. </li><li> Riempire ogni pozzetto di un blocco a 96 pozzetti profondi bene con 1,5 ml di LB con 200 pg / ml carbenicillina. </li><li> Sterilizzare 96-pin replicatore (vedi punto 2.3). </li><li> Applicare replicatore all&#39;inizio della piastra A / T, rendendo sugli sicuro prendere contatto con ciascun clone batterico RNAi. Sollevare replicatore e perni immergere nel profondo pozzo-blocco. Swirl, e rimuovere lentamente, rendendo certain non contaminare i pozzi adiacenti. </li><li> Sigillare blocco con-facile respirare film. Incubare per una notte a 37 ° C con agitazione (950 rpm in MT Infors Microtiteron II shaker, preferito, o 250 giri in 25 mm tiro agitazione incubatore). </li></ol> Giorno 3 4. Seed cloni RNAi batterica su 96 pozzetti NGM Piastre RNAi <ol><li> Rimuovere piastre a 96 pozzetti RNAi da 4 ° C e portarlo a temperatura ambiente. </li><li> Rimuovere profondi e blocchi e centrifugare 10 minuti a 4000 x g. </li><li> Rapidamente invertire i blocchi nel lavandino per drenare i media, e timbro invertita su un tovagliolo di carta per eliminare i supporti in eccesso. </li><li> Sotto cappa a flusso laminare, aggiungere 40 ml di LB con 200 pg / ml carbenicillina a ciascun pozzetto e chiudere con pellicola sterile. </li><li> Ritorno blocchi a temperatura ambiente batterica shaker per 10 minuti per risospendere pellet, o manualmente risospendere pellet pipettando attento. </li><li> Nella cappa a flusso laminare, rimuovere la pellicola di trasferimento sterile e batteri da deep-blocchi e su piastre da 96 pozzetti RNAi. Aggiungere 40 ml di batteri risospeso a righe &#39;A&#39; e &#39;H&#39;, e 35 microlitri di tutte le altre righe. Più liquido viene aggiunto ai pozzetti di bordo della piastra a 96 pozzetti RNAi per evitare secchino troppo e screpolature della agarosio. </li><li> Lasciare asciugare le piastre scoperte in cappa per 4-6 ore, controllando regolarmente per secchezza. Batteri secco apparire chiaro, non nuvoloso. Coprire, capovolgere le piastre e incubare a temperatura ambiente per una notte. </li></ol> 5. Preparare una popolazione sincrono di Worms Due piastre 10 centimetri riempito con molti vermi gravide sono utilizzati per la preparazione uovo per ogni 6 piastre da 96 pozzetti RNAi. Assicurarsi che i vermi non sono morti di fame per almeno due generazioni (7 giorni). <ol><li> Preparare una popolazione sincrona di L1 come precedentemente descritto 20. Per 20 ml di soluzione di candeggina, candeggina usare 4 ml, 1 ml di NaOH (10 M), 5 ml di H 2 O deionizzata, e 10 ml di M9 tampone. </li><li> Sincronizzare vermi durante la notte in 10 ml M9 in 15 ml steriletubo di polipropilene con rotazione a 20 ° C. </li></ol> Giorno 4 6. Aggiungi a Worms Piatti RNAi <ol><li> Centrifugare prepara uova a 3000 xg per 1 min. Aspirare il surnatante, rimanendo lontano dal pellet di larve L1. Risospendere in 5 ml di tampone M9 con 0,0005% Triton X-100. Aggiunta della piccola quantità di detersivo vermi impedisce di attaccarsi alla pipetta e non ha effetto sulla colorazione grasso. </li><li> Contare i vermi al microscopio. Se necessario, regolare la concentrazione a 10-15 vermi per microlitro. </li><li> Nella cappa a flusso laminare, per ciascuna piastra da 96 pozzetti ad essere seminato, aggiungere 75 ml di vermi risospeso in ciascun pozzetto di una riga di un blocco poco profondo-bene dosaggio. Usando una pipetta multicanale manuale, aggiungere 50-75 vermi in 5 pl in ogni pozzetto delle piastre da 96 pozzetti RNAi. </li><li> Permettono piastre asciugare nella cappa per 30 a 60 min. Una volta asciutta, sotto un microscopio, i vermi che vi sembra essere strisciare, non botte. </li><li> Grow vermi nei piatti RNAia 20 ° C per ~ 64 hr. </li></ol> 7 ° giorno 7. Fissare e Stain Worms nel Nile Red <ol><li> Togliere le piastre di RNAi da incubatrice. Esaminare al microscopio e registrare affamato o botte (bagnato) pozzi di escludere da ulteriori analisi, come queste condizioni influenzano la massa grassa. </li><li> Utilizzando un pipettatore elettronico ripetizione, aggiungere 150 microlitri di PBS con 0,01% di triton X-100 in ciascun pozzetto di una piastra RNAi. Con un manuale pipettatore multicanale, mescolare e liquido di trasferimento con i vermi alla riga corrispondente a 96-deep-pozzetti PCR. Evitare di interrompere l&#39;agar. Ripetere l&#39;operazione per un totale di 300 vermi pl in PBS per pozzetto. </li><li> Quando le piastre quattro sono stati trasferiti, centrifugare le piastre a 500 rpm per 1 min. </li><li> Aspirare il surnatante utilizzando un 96-pin aspiratore, lasciando ~ 25 microlitri di liquido e verme pellet sul fondo del pozzo. </li><li> Aggiungere 150 pl di 40% isopropanolo a ciascun pozzetto per fissare animali. Accertarsi che la pipetta è una velocità sufficientemente alta da miscelare vermepellet con il 40% di isopropanolo. Incubare a temperatura ambiente per 3 min. </li><li> Piastre centrifugare scoperto a 500 rpm per 1 min. </li><li> Aspirare il surnatante utilizzando un 96-pin aspiratore o manualmente, lasciando solo 25 pl + 40% di isopropanolo verme pellet sul fondo del pozzo. </li><li> A ciascun pozzetto, aggiungere 150 microlitri di soluzione di colorazione del Nilo rosso preparata immediatamente prima dell&#39;uso: 6 ul di soluzione rosso Nilo magazzino di 0,5 mg / ml in acetone per 1 ml di 40% di isopropanolo. </li><li> Sigillare la piastra con non sterile pellicola adesiva e macchia al buio per almeno 2 ore. </li></ol> 8. Worms Lavare e immagine su un High-throughput Microscopio <ol><li> Centrifugare a 500 rpm per 1 min e aspirare tutto ma 25 pl di colorante rosso Nilo. </li><li> Aggiungere 150 pl di PBS con 0,01% di triton X-100 in ciascun pozzetto e conservare al buio per almeno 30 min. </li><li> Centrifugare a 500 rpm per 1 min. </li><li> Utilizzando un 12 canali pipettatore, animali aspirato dal fondo di ciascun pozzetto con 2 x 7 quick microlitriictus e dispensare su un 96-ben-Teflon stampato vetrino. Con cura, senza la rimozione dei worm, rimuovere 9,5 ml di PBS da ciascun pozzetto del vetrino. Se il vetrino non entra direttamente in supporto microscopio, una consuetudine lavorato portavetrini in alluminio deve essere usato per montare i vermi. </li><li> Coperchio scorrevole Abbassare lentamente su un vetrino da 96 pozzetti. Questo passaggio può richiedere una certa pratica per evitare bolle o attraversare di vermi in altri pozzi. Angoli sicuri con tack adesivo. </li><li> Diapositiva immagine in campo chiaro e fluorescenza con un GFP / FITC filtro impostato su un microscopio automatizzato. I lipidi photobleaches segnale facilmente e quindi dovrebbe essere ripreso in modo sistematico in tutti i pozzetti, non manualmente, come photobleaching porterà a differenze artificiali tra pozzi. Per maggiori dettagli sulle analisi, vedere Rappresentante dei risultati e discussione. </li></ol> 9. Lipidi Determinazione biochimica Uso estrazione in fase solida (SPE) e la gas cromatografia-spettrometria di massa (GC / MS) <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; Per la convalida dei livelli lipidici basato su Nile fluorescenza rossa, gas cromatografia seguita da spettrometria di massa (GC / MS) può essere eseguita su esteri metilici di acidi grassi (FAME) derivati ​​da triacilgliceroli (TAG) e fosfolipidi (PL) da a vite senza fine pellet. Passi che coinvolgono organici deve essere effettuata sotto una cappa aspirante. Si deve prestare attenzione che i lipidi sono tenuti sotto azoto al riparo dalla luce durante la conservazione prolungata o le fasi di incubazione in quanto sono molto vulnerabili all&#39;ossidazione. Pellet di vite senza fine di 2.500-5.000 animali sincroni sono utilizzati come input, preparata esattamente come sopra, tranne che gli animali sono coltivati ​​su 10 cm piatti RNAi. <ol><li> Lavare 2.500-5.000 vermi di ogni piatto cm 10 con 10 ml di tampone M9 in un tubo da 15 ml conica in polipropilene. Vermi pellet a 500 xg per un minuto, e lavare pellet nuovamente con 10 ml di tampone M9. Animali a pellet a 500 x g. Aspirare lasciando 250 microlitri di volume totale, e sia congelamento azoto liquido e conservare a -80 ° C sotto azoto for la successiva elaborazione o procedere direttamente. </li><li> Il worm pellet può essere preso direttamente al punto 9.3 Se la massa dei trigliceridi deve essere normalizzato a massa fosfolipidi 8,13,21. Tuttavia, se il ricercatore desidera normalizzazione al contenuto proteico o contenuto di DNA, il verme pellet dovrebbe essere sonicato sulla massima intensità in un bagno sonicatore per 10 min, 30 sec on, off 30 sec, a 4 ° C. Se la normalizzazione proteine ​​o DNA è desiderato, rimuovere Un&#39;aliquota di 5 microlitri e determinare la concentrazione totale di proteine ​​utilizzando un reagente di Bradford o contenuto di DNA simili o totale dopo purificazione colonna utilizzando uno spettrofotometro UV. </li><li> Aggiungi vermi a 1,5 ml 02:01 cloroformio: metanolo in un tubo filettato in vetro borosilicato. Tutti i trasferimenti di solventi organici dovrebbe essere fatto utilizzando pipette di vetro. </li><li> Utilizzando una pipetta wiretrol 50 microlitri, aggiungere 25 standard fosfolipide nM in 50 microlitri, e 16,7 nM standard di trigliceridi in 50 microlitri. Entrambi gli standard deve essere sciolto in 2:1 cloroformio: metanolo, ricoperto ermeticamente,e conservato sotto azoto protetto dalla luce in un freezer a -80 ° C per evitare l&#39;ossidazione. </li><li> Cap con cappuccio fenolica e vortice. Estratto per 1 ora a temperatura ambiente, vortex ogni 15 min. </li><li> Centrifugare a 1000 rpm per 5 min. Trasferire fase inferiore organica senza carcasse ad un tubo borosilicato cultura. </li><li> Aggiungere 0,3 ml 0,9% NaCl, vortex e centrifugare a 1000 rpm per 5 min. </li><li> Trasferimento strato organico inferiore in una nuova provetta cultura borosilicato, facendo attenzione a non trasferire su qualsiasi della fase acquosa. </li><li> Asciutto fase organica sotto azoto. Per iniziare l&#39;estrazione in fase solida (SPE) risospendere lipidi essiccati in 1 ml di cloroformio. In alternativa, per la separazione e l&#39;analisi dettagliata delle classi lipidiche distinte, comprese le classi fosfolipidiche, glicolipidi, sfingolipidi, diacilgliceroli, trigliceridi, acidi grassi liberi, colesterolo ed esteri, cromatografia su strato sottile, come sperimentato dal laboratorio Watts in C. elegans 22 può essere usato al posto di SPE. I lipidi possono anche be separati mediante HPLC e frazioni analizzati da GCMS. Metodi sofisticati di tutto il lipidome profili da liquid-chromatography/MS (LCMS) può essere utilizzato anche 23-26. </li><li> Assemblare SPE colonna di silice sul collettore SPE. Pre-equilibrare colonna con 3 ml di cloroformio. Permettono solvente di fluire per gravità. </li><li> Caricare campione lipidico sulla colonna SPE, raccogliendo flusso in un tubo filettato borosilicato come parte della prima frazione (frazione TAG). La maggior parte dei lipidi neutri verrà attraverso in questa prima 1 ml a flusso continuo. Aggiungere 3 ml di cloroformio per eluire completamente frazione TAG, la raccolta a flusso continuo nel tubo frazione TAG. </li><li> Rimuovere e tappare il primo tubo di raccolta, e sostituirlo con un tubo di raccolta pulita. Glicosfingolipidi eluire con 5 ml di acetone 09:01: metanolo. Non routine analizzare la composizione in acidi grassi di questa frazione, tuttavia, può contenere informazioni preziose e possono essere salvati per la preparazione di esteri metilici e basi sfingoidi liberi per ulteriori analisi utilizzandoprocedure specializzate distinti da quelli per TAG e PL come precedentemente descritto 27. </li><li> Sostituire il tubo di raccolta glicosfingolipidi con un secondo tubo filettato raccolta borosilicato. Eluire fosfolipidi con 3 ml di metanolo (frazione PL). </li><li> Le frazioni possono essere conservati a -80 ° C, a questo punto ricoperto ermeticamente sotto azoto. Secco purificato lipidi sotto azoto. Per accelerare l&#39;essiccazione, in un blocco di riscaldamento a secco a 33 ° C. Non conservare mai i lipidi in forma essiccata, in quanto sono particolarmente sensibili all&#39;ossidazione allo stato essiccato. </li><li> Risospendere le frazioni lipidiche secchi in 2 ml 2% H 2 SO 4 in metanolo nel vortex e incubare ricoperto ermeticamente durante la notte in un 55 C ° bagno di acqua per creare FAME. Si deve prestare attenzione per ottenere assolutamente niente acqua nella reazione FAME come questo sarà di grande inibire derivatizzazione dei lipidi. Abbiamo trovato derivatizzazione più efficiente incubazione durante la notte e la letteratura suggerisce l&#39;ossidazione dei lipidi meno avviene a temperature più basse during FAME preparazione 28. Un metodo alternativo e più rapido è usare 2 ml 2,5% H 2 SO 4 in metanolo e derivatizzare per un&#39;ora a 70 o 80 ° C 21,22,29. </li><li> La mattina seguente, togliere dal bagno, e lasciar raffreddare. Aggiungere 1,5 ml di H 2 O (per estinguere la reazione) e quindi 0,3 ml di esano (per estrarre i FAMEs) per ciascuna frazione TAG e PL. Agitare vigorosamente e centrifugare a 1000 rpm per 5 min. </li><li> Con molta attenzione rimuovere solo strato superiore esano attraverso uno standard di pipetta o pipetta Pasteur. Versare nel tubo campionatore automatico. Accertarsi di non inserire alcun metanolo acidificato come questo distruggerà la colonna GC e MSD. </li><li> Cap e campioni di carico su GC / MS. Il campione viene trasferito in esano ad una micro-inserto vial Agilent tappata con un PTFE-silicone-PTFE tappo a vite. È trasferito al 6890/5973N Agilent modello GCMS dotato di un Supelcowax-10 (24.079) 30 metri, 250 colonna capillare di silice fusa micron. Un microlitro viene iniettato intingresso OA splitless impostata a 250 ° C e 13,33 PSI ultrapura elio viene utilizzato un gas vettore. L&#39;esecuzione del protocollo è il seguente: ad una costante 1 ml per minuto: </li></ol><table border="1"><tbody><tr><td> Passo </td><td> Istruzione </td><td> Obiettivo della temperatura </td></tr><tr><td> 1 </td><td> Tenere 2 min </td><td> 150 ° C </td></tr><tr><td> 2 </td><td> Rampa 10 ° C per min </td><td> 200 ° C </td></tr><tr><td> 3 </td><td> Tenere 4 min </td><td> 200 ° C </td></tr><tr><td> 4 </td><td> Rampa di 5 ° C al minuto </td><td> 240 ° C </td></tr><tr><td> 5 </td><td> Tenere 3 min </td><td> 240 ° C </td></tr><tr><td> 6 </td><td> Rampa 10 ° C per min </td><td> 270 ° C </td></tr><tr><td> 7 </td><td> Tenere 5 min </td><td> 270 ° C </td></tr></tbody></table> Un ritardo di 3 min solvente è usato al MSD per minimizzare l&#39;usura sul filAment. Successivamente, masse tra 50 e 550 Daltons vengono rilevati con il set quadruple MS a 150 ° C e la fonte ms impostato a 230 ° C, con una temperatura termico ausiliario di 270 ° C.

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Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Il protocollo presentato permette un rapido screening su larga scala di livelli di lipidi in C. elegans, che può essere facilmente adattato a schermi ad alto rendimento. A differenza dei metodi usati in precedenza, che comportano un passo lungo fissazione in paraformaldeide seguito da diversi cicli gelo-disgelo 8,10, il nostro protocollo richiede una semplice fissazione di 3 minuti in isopropanolo. Abbiamo trovato che la colorazione C. elegans nel 40% di isopropanolo, diventano liberamente permeabile al rosso Nilo, senza l&#39;impiego di ulteriori fasi di congelamento-scongelamento o fissazione. Inoltre, come rosso Nilo reagisce selettivamente in compartimenti idrofobiche nello spettro verde 18,19,31, decolorazione non è necessaria. In totale, gli animali possono essere ricavati dalle targhette RNAi per animali immagini macchiate e pronto in poco più di 2,5 ore. Questo metodo può essere eseguito relativamente a buon mercato e con elevata riproducibilità. Il metodo non dipende dalla capacità di C. elegans per l&#39;assorbimento, o concentrato,il colorante, e quindi non ha le stesse limitazioni di alimentazione usando metodi basati su coloranti vitali. Dato riproducibilità e precisione delle misurazioni, il metodo è adatto per lo screening di un gran numero di geni da inattivazioni RNAi. Se la quantificazione dei livelli di lipidi si desidera basa su fissativo colorazione rosso del Nilo, si consiglia l&#39;uso di 4-6 repliche biologica con gli opportuni controlli e test statistico applicato. E &#39;probabile che inattivazioni gene che portano ai piccoli animali (a causa di cloni RNAi che causano lo sviluppo ritardato o arrestato) sarebbe venuto fuori da uno schermo per i regolatori di grasso, indipendentemente da qualsiasi collegamento con il metabolismo dei grassi. Mentre il programma di analisi di immagine abbiamo utilizzato conti per i vermi di diverse dimensioni normalizzando l&#39;intensità di fluorescenza nell&#39;area verme, singoli ricercatori possono anche prendere in considerazione confrontando i livelli di grasso colorazione di piccoli animali agli animali wild type di un equivalente stadio di sviluppo. Nelsi tratta di animali di piccole dimensioni o evolutivamente arrestato con apparente massa basso contenuto di grassi, si consiglia di non modalità singola è sufficiente a dimostrare alterazioni del metabolismo lipidico. Diversi esperimenti di follow-up, tra cui SPE-GCMS, potrebbe essere necessaria per verificare l&#39;lipidi normativo funzione di questi geni. Per noto regolatore del metabolismo FASN-1, SPE-GCMS analisi rispetto a evolutivamente trovati N2 L2 animali di controllo è stato necessario per confermare l&#39;apparente fenotipo basso contenuto di grassi trovato rispetto agli animali di controllo adulti. Mentre Nilo colorazione rosso grasso indicato più bassi livelli di grasso rispetto al controllo degli adulti RNAi, rispetto alla fase di controllo L2-trovati animali RNAi, nessuna differenza apparente è stata osservata. Pertanto, l&#39;uso di un secondo metodo, cioè quantificazione biochimica del TAG / PL rapporto è stato necessario stabilire che fasn-1 è un vero regolatore di massa grassa, come fasn-1 RNAi è biochimicamente distinguibile dalla fase L2-trovati controllo animali RNAi. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Mentre ci presentiamo imaging e di elaborazione per un high-throughput piattaforma, un microscopio convenzionale verticale può essere facilmente utilizzato per catturare le immagini da worm montati su cuscinetti di agarosio 20 o il formato convenzionale in Teflon stampato 8-12 vetrini da microscopio e . L&#39;unica limitazione è che, come la fluorescenza verde di gocce lipidiche colorati con Nilo photobleaches rossi rapidamente, sistematiche e uniformi condizioni di esposizione devono essere utilizzati per garantire la comparabilità tra le immagini. Troviamo che un microscopio completamente automatizzato con condizioni uniformi di acquisizione di immagini funziona meglio in tal senso. Uno dei punti di forza di questo protocollo è che, dopo le immagini sono raccolte possono essere salvate per il futuro ri-analisi. Le stesse immagini potrebbero essere utilizzati per determinare la dimensione del corpo in aggiunta al contenuto di grasso. Inoltre, come programmi di calcolo diventano più avanzati, c&#39;è la prospettiva di analisi vite singola, generando risultati statisticamente significativida un singolo pozzo. Così il nostro metodo che utilizza high throughput microscopia ha alcuni vantaggi rispetto metodologie schermo pubblicati che utilizzano un Biosort Copas quantificare segnali fluorescenti 32,33. Tuttavia, le metodologie sono sicuramente gratuito. Preciso, la determinazione biochimica del contenuto lipidico di SPE e GC / MS conferma la colorazione del Nilo rosso dei grandi negozi di grasso in C. elegans. Anche se la quantificazione assoluta raggiunta dal fissativo colorazione rossa del Nilo e la determinazione dei lipidi biochimici spesso non coincidono perfettamente, entrambi i metodi producono risultati altamente riproducibili, statisticamente significativi che concordano qualitativamente. Inoltre, questo metodo può essere personalizzato per soddisfare le esigenze specifiche dei singoli ricercatori, che possono richiedere un&#39;ulteriore analisi delle classi separate di glicosfingolipidi, fosfolipidi, trigliceridi o presenti nei campioni vari. Va notato che altri gruppi hanno utilizzato altre tecnologie than SPE per separare classi di lipidi prima di GC / MS 22. Cromatografia su strato sottile (TLC) e cromatografia liquida ad alta pressione (HPLC) ha vantaggi rispetto SPE in quanto potrebbero essere in grado di separare meglio distinti lipidi neutri (es. TAG, diacilgliceroli, acidi grassi ed esteri di colesterolo) da lipidi polari (fosfatidilcolina, fosfatidiletanolamina) e glicole-sfingolipidi. Abbiamo scelto SPE perché richiede un minimo di materiale di partenza (2.500-5.000 vermi), sottolinea i principali a lungo termine riserve di energia, TAG, che costituiscono la maggior parte della frazione lipidica neutro 4, ed è rapida, non richiede attrezzature specializzate o piastre. Va sottolineato che sulla base di miscele standard, SPE separa completamente TAG da PL, ed è altamente riproducibile e affidabile (vedere figura 5a). Mentre la quantificazione e analisi di esteri metilici di acidi grassi richiede un GC / MS, questa apparecchiatura è comunemente disponibile, e se non localmente, i campioni possonoessere generato come sopra e conservati a -80 ° C sotto azoto fino all&#39;analisi di un collaboratore o commerciale GC / MS servizio è disposto. L&#39;uscita GCMS contiene dati ad alta risoluzione di ciascun acido grasso all&#39;interno di ciascuna specie di lipidi. Questo permette la determinazione delle differenze dettagliate tra campioni confrontati. Come esempio, il ricercatore potrebbe determinare se il livello di alcuni acidi grassi sono stati modificati in abbondanza significativamente più di altri in daf-2, LPD-3 o fasn-1 RNAi contro controllo vettoriale. Questo strumento estremamente potente può quindi fornire informazioni dettagliate su cui sono alterate specie di lipidi in abbondanza con qualsiasi manipolazione sperimentale. Per la nostra analisi, il più delle volte normalizzare TAG massa alla massa PL. Mentre la proteina o il DNA può anche essere utilizzato per normalizzare massa lipidica previa determinazione da una aliquota di verme pellet sonicato, troviamo che questi metodi sono soggetti a introdotto errore umano in tutte le fasi di pipettaggio e nel recupero del campione di ogni estrazione. E &#39;per questo motivo che abbiamo scelto di usare al posto di massa PL come il nostro fattore di normalizzazione. Norme innaturali introdotto all&#39;inizio del protocollo (tritridecanoin per TAG, 1,2-diheptadecanoyl-sn-glicero-3-fosfo-(1&#39;-rac-glicerolo) per PL) sono effettuate attraverso tutte le fasi della estrazione in fase solida e preparazione FAME, e garantire il recupero quantitativo e rappresentante di entrambi TAG e delle frazioni di PL. La garanzia stesso non può essere fatto se gli investigatori utilizzano proteine ​​o di DNA di normalizzare la massa TAG. Crediamo PL essere il calibro più robusta con cui confrontare i livelli di TAG su campioni, come è stato precedentemente dimostrato che PL è solo minuziosamente alterata dal medesimo stimolo effettuare spostamenti di massa grandi livelli TAG, ad esempio fame estesa o aumentata esercizio 34 - 36. PL si pensa di svolgere un ruolo strutturale, garantendo la fluidità di membrana e cellulare integrity e ruoli di segnalazione e non come accumulo di energia 37-39. Nelle nostre mani, il TAG / PL rapporto più stretto corrisponde a ciò che si ottiene con fissativo a base di lipidi con colorazione rossa del Nilo, e concorda con quello trovato da altri gruppi 21. Una strategia alternativa è utilizzato dal laboratorio Watts, in cui viene calcolata la percentuale di TAG lipidi rispetto lipidi totali 9,22,29. L&#39;uso di non nativi tipi di TAG e PL standard assicura che nessuna acidi grassi nativi saranno inclusi nel calcolo normalizzazione. La scelta della lunghezza della catena è puramente basato sulla necessità di queste norme per non interferire con gli spettri di massa dei nativi acidi grassi. Abbiamo trovato che gli acidi grassi di 13:00 e 17:00 servire meglio a questo scopo. E &#39;possibile, date le proprietà chimiche diverse di acidi grassi a catena corta, che i nostri standard innaturali acidi grassi potrebbero non essere rappresentativi di recupero di tutti catena di lunghezza acidi grassi o catene con diffindici di saturazione erenti. Così è possibile che durante SPE o GCMS potremmo vedere differenze di efficienza di depurazione o rilevamento tra lipidi di lunghezze di catena diverse. Sulla base di questo e la ionizzazione differenti di diversi acidi grassi nei GCMS, non è possibile effettuare una dichiarazione assoluta circa l&#39;abbondanza di qualsiasi acido grasso dato. Pertanto, abbiamo solo confronto tra i campioni all&#39;interno di un singolo esperimento abbondanze di ogni acido grasso dato. Se si volesse quantificare assolutamente un acido grasso, un modo ciò potrebbe essere ottenuto sarebbe quello di eseguire un campione preparato come descritto addizionate di una quantità nota di un stabilmente marcati con isotopi 13 versione C di tale acido grasso o simile, in modo che possa essere distinti sulla base massa dello ione genitore nel MSD, per esempio. Dato che stiamo solo confrontando quantità relative di classi di lipidi o di qualsiasi dato acidi grassi, il nostro TAG 13:00 e 17:00 standard PL servire a questo scopo in modo adeguato, ad un minimo di costo, digarantire il recupero adeguato e rappresentativo di ogni classe dei lipidi. Fino a questo punto, c&#39;è stata una mancanza di consenso per l&#39;interpretazione di determinati risultati ottenuti con metodologie diverse, e fino a che le metodologie prevalenti dovrebbe essere. Complessiva va osservato che nessun metodo in isolamento è ideale per studiare il metabolismo dei grassi in C. elegans. Tuttavia, utilizzando lo screening multiplo e modalità di convalida, si può ottenere la fiducia in dati ottenuti su lipidici geni regolatori. Pertanto, si intende per nostro protocollo di servire come riferimento per il futuro lavoro nel campo della C. elegans ricerca grasso.

Conservazione delle vie metaboliche tra gli esseri umani e le nematode Caenorhabditis elegans lo rende un organismo modello potente per lo studio dell&#39;obesità. Mentre C. elegans non hanno adipociti dedicati al deposito di grasso, come nei mammiferi, che fanno negozio di trigliceridi in gocce lipidiche 1 e presentano molte delle stesse autorità di regolamentazione del deposito di grasso e di energia 2,3. Per test per i livelli di grasso nel C. elegans, diversi metodi sono stati proposti con diversi livelli di facilità e successo. L&#39;uso comune di una volta fluorescenti, coloranti vitali 4-7 è stata recentemente messa in discussione, e questi reagenti dimostrato di essere la colorazione un vano distinto dal deposito principale deposito di grasso di C. elegans 1,8-11. Fissativo a base di coloranti non fluorescenti, come il Sudan nero e olio-rosso-O, mentre il successo a mettere in luce gocce lipidiche nel verme 12-14, non hanno la più ampia gamma dinamica per la quantificazione come fluorescenticent coloranti 8,13,15. Inoltre, gli attuali metodi di fissazione di coloranti fluorescenti e sia non fluorescente sono lunghe e comportano molteplici passaggi di congelamento-scongelamento e / o l&#39;uso di sostanze chimiche tossiche 1,9,10. L&#39;uso di specifici analoghi lipidici BODIPY-etichettati è stato riportato per evidenziare goccioline lipidiche se somministrate a vivere con vermi breve termine etichettatura 15. Tuttavia questo si basa sulla captazione del colorante ed è quindi polarizzato da C. elegans manipolazione e metabolismo di BODIPY analoghi di acidi grassi. Un&#39;alternativa istituito per lipidi colorazione coloranti è privo di etichetta, coerente anti-Stokes scattering Raman (CARS) o stimolato scattering Raman (SRS) microscopia, che sfruttano le proprietà caratteristiche vibrazionali delle molecole lipidiche per visualizzare le riserve di grasso 10,16, 17. Tuttavia, costose attrezzature specializzate è necessario per questo metodo, e la produttività è bassa al meglio. Per soddisfare la necessità di una rapida, analisi scalabilesis di negozi lipidi neutri in C. ricerca elegans metabolica, si introduce un nuovo metodo altamente riproducibile di fissativo a base di lipidi colorazione rossa del Nilo. Proprietà spettrali e fisico-chimiche del colorante lipofilo rosso Nilo indurre un giallo-oro spettrale spostamento nella sua eccitazione-picco di emissione, permettendo di fluorescenza nello spettro di emissione verde solo quando in un ambiente ricco di lipidi, ma non in ambienti più polari 18 , 19. Così goccioline lipidiche può essere rilevata dopo colorazione semplice grazie all&#39;impiego di una proteina verde fluorescente (GFP) filtro impostata per microscopia a fluorescenza. La facilità e la convenienza di questa tecnica lo rendono ideale per gli schermi ad alto rendimento. Abbiamo anche dare prova di una coppia, metodo rigoroso per la determinazione biochimica dei trigliceridi e fosfolipidi mediante estrazione in fase solida e gas cromatografia-spettrometria di massa. Misurazione lipidico biochimica correla con rosso Nilo basata determinazione microscopica di C. elegans famassa t, e dovrebbe essere usato come una conferma risultanze con determinazione lipidi microscopica.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td> 96-pin replicatore </td><td> Nunc </td><td> 250520 </td><td></td></tr><tr><td> LB Agar </td><td> US Biologicals </td><td> L1500 </td><td></td></tr><tr><td> Agarosio </td><td> Invitrogen </td><td> 16500500 </td><td></td></tr><tr><td> Pipetta meccanica </td><td> Biohit Linea M </td><td> M10, M100, M300 </td><td></td></tr><tr><td> Pipetta elettronica </td><td> Biohit E Linea </td><td> E1200 </td><td></td></tr><tr><td> 1 M KH 2 PO 4 </td><td> Sigma </td><td> P0662 </td><td> pH 6.0 sterilizzati in autoclave </td></tr><tr><td> 1 M MgSO4 </td><td> Sigma </td><td> M2643 </td><td> Sterilizzato con Autoclaving </td></tr><tr><td> 1 M CaCl 2 </td><td> Sigma </td><td> C2661 </td><td> Sterilizzati in autoclave </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Sigma </td><td> S5886 </td><td></td></tr><tr><td> 5 mg / ml Colesterolo </td><td> Sigma </td><td> C8667 </td><td> In etanolo al 100% </td></tr><tr><td> 200 mg / ml Carbenicillin </td><td> US Biologicals </td><td> C1100 </td><td> Sterilizzato per filtrazione 0,2 μ </td></tr><tr><td> 1 M IPTG </td><td> US Biologicals </td><td> I8500 </td><td> Sterilizzato per filtrazione 0,2 μ </td></tr><tr><td> 100 mg / ml ampicillina </td><td></td><td></td><td> Sterilizzato per filtrazione 0,2 μ </td></tr><tr><td> 5 mg / ml di tetraciclina </td><td></td><td></td><td> In etanolo al 100% </td></tr><tr><td> Bacto Agar </td><td> BD </td><td> 214040 </td><td></td></tr><tr><td> Piastre da 96 pozzetti TC </td><td> BD-Falcsu </td><td> 353072 </td><td> Per 96 pozzetti RNAi </td></tr><tr><td> Rettangolari Piatti A / T </td><td> Thermo Scientific </td><td> 242811 </td><td> Per stampaggio RNAi </td></tr><tr><td> LB media </td><td> US Biologicals </td><td> L1530 </td><td> Preparato secondo le istruzioni del produttore </td></tr><tr><td> 96 pozzetti blocchi profondi del saggio Well </td><td> Corning </td><td> Costar 3960 </td><td> Rettangolare V-parte inferiore saggio blocco </td></tr><tr><td> 96 pozzetti Shallow Block test Bene </td><td> Corning </td><td> Costar 3956 </td><td> Turno V-parte inferiore saggio blocco </td></tr><tr><td> Film di tenuta sterile </td><td> VWR </td><td> 89134-432 </td><td></td></tr><tr><td> Alluminio di tenuta Film </td><td> Corning </td><td> Costar 6570 </td><td> Pozzetto nastro sigillante per piastre da 96 pozzetti </td></tr><tr><td> M9 tampone </td><td> Vedi Speranza et al. 20 </td&gt; <td></td><td> Vedi ricetta qui sotto </td></tr><tr><td> Triton X-100 </td><td> Bio-Rad </td><td> 161-0407 </td><td></td></tr><tr><td> Nilo rosso </td><td> Invitrogen </td><td> N-1142 </td><td></td></tr><tr><td> Isopropanolo </td><td> Pescatore </td><td> BP2632-4 </td><td></td></tr><tr><td> 96-pin aspiratore </td><td> VP scientifico </td><td> VP177A-1 </td><td></td></tr><tr><td> 96 pozzetti Teflon mascherati vetrini </td><td> Thermo Scientific </td><td> Costume </td><td> Può anche ordinare Trevigen 96 pozzetti Cometslide </td></tr><tr><td> 96 pozzetti Gold-Seal Coverslides </td><td> Thermo Scientific </td><td> Costume </td><td> È inoltre possibile utilizzare secondo a 96 pozzetti Cometslide </td></tr><tr><td> Profondo-bene piastra PCR </td><td> VWR </td><td> 89049-178 </td><td></td></tr><tr><td> Non sterile pellicola adesiva </td><td> VWR </td><td> 60941-070 </td><td></td></tr><tr><td> High-Throughput Microscopio </td><td> Leica </td><td> DM6000 completamente automatizzato con fase precedente a 96 pozzetti </td><td> Con Chroma 49002 serie GFP filtro e obiettivo 2x </td></tr><tr><td> Bagno Sonicator </td><td> Diagenode </td><td> Bioruptor XL </td><td></td></tr><tr><td> Cloroformio </td><td> Sigma </td><td> 366927-4L </td><td></td></tr><tr><td> Metanolo </td><td> Pescatore </td><td> Optima F456-4 </td><td></td></tr><tr><td> Fosfolipidi standard </td><td> Avanti Polar Lipids </td><td> 830456P </td><td> 1,2-diheptadecanoyl-sn-glycero-3-fosfo-(1&#39;-rac-glicerolo) </td></tr><tr><td> Trigliceridi standard </td><td> NuChek Prep </td><td> T-135 </td><td> tritridecanoin </td></tr><tr><td> Wiretrol Pipettare 50 microlitri </td><td> Pescatore </td><td> 21-176-3A </td><td> Drummond Scientfic </td></tr><tr><td>Acetone </td><td> Sigma </td><td> 320110-4L </td><td></td></tr><tr><td> Acido solforico </td><td> Pescatore </td><td> A300-500 </td><td></td></tr><tr><td> Esano </td><td> Pescatore </td><td> Optima H306-1 </td><td></td></tr><tr><td> Silica colonna SPE </td><td> Thermo Scientific </td><td> 60108-317 </td><td> Hypersep SI, 100 mg di resina a letto </td></tr><tr><td> Cromatografia in fase solida Collettore </td><td> Sigma </td><td> 57265 </td><td> Supelco Visiprep 24-DL </td></tr><tr><td> Borosilicato Pipette </td><td> Pescatore </td><td> 13-678-27F </td><td> 10 ml size </td></tr><tr><td> Borosilicato Pasteur Pipette </td><td> Pescatore </td><td> 13-678-8B </td><td></td></tr><tr><td> Tubi Cultura borosilicato </td><td> Pescatore </td><td> 14-961-27 </td><td></td></tr><tr><td> Tubi filettati borosilicato </td><td> VWR </td><td> 14235-460</td><td> 8 ml di capacità </td></tr><tr><td> Tappi fenoliche per Tubi Cultura </td><td> Pescatore </td><td> 14-823-211 </td><td></td></tr><tr><td> GC / MS autocampionatore fiale </td><td> Agilent </td><td> 5188-6592 </td><td></td></tr><tr><td> Tappi per flaconi Autocampionatore </td><td> Agilent </td><td> 5185-5861 </td><td></td></tr><tr><td> GC / MS </td><td> Agilent </td><td> GC 6890/5973 MSD </td><td> La struttura offre anche un Supelcowax-10 colonna </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Nematode Crescita Media (NGM): per 25 piastre da 96 pozzetti RNAi, preparare 1 L di NGM: <table border="1"><tbody><tr><td> Reagente </td><td> Importo </td></tr><tr><td> Acqua deionizzata </td><td> 1 L </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> 3 g </td></tr><tr><td> Agarosio </td><td> 17 g </td></tr><tr><td> Bacto peptone </td><td> 2,5 g </td></tr><tr><td colspan="2"> Autoclave liquido ciclo di 121 ° C per 40 min con una ancoretta. Lasciare raffreddare a 60 ° C sotto agitazione in un set piastra calda a 60 ° C. Quindi, aggiungere il seguente: </td></tr><tr><td> 1 M MgSO4 </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> 5 mg / ml di colesterolo </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> 1 M KH 2 PO 4 (pH 6,0) </td><td> 25 ml </td></tr><tr><td> 1 M CaCl 2 </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> 200 mg / ml carbenicillina </td><td> 1 ml </td></tr><tr><td> 1 M IPTG </td><td> 5 ml </td></tr><tr><td colspan="2"> Distribuire in piastre da 96 pozzetti RNAi. Conservare a 4 ° C fino al momento dell&#39;uso, fino a 2 settimane. </td></tr></tbody></table> Rettangolari Ampicillina / Tetracycline piastre di LB agar (A / T): per 20 piatti A / T, preparare 1 L di media: <table border="1"><tbody><tr><td&gt; Reagente </td><td> Importo </td></tr><tr><td> Acqua deionizzata </td><td> 1 L </td></tr><tr><td> LB agar (US Biologicals) </td><td> 32 g </td></tr><tr><td> 2 M NaOH </td><td> 1,5 ml </td></tr><tr><td> Bacto agar </td><td> 2,5 g </td></tr><tr><td colspan="2"> Autoclave liquido ciclo di 121 ° C per 40 min con una ancoretta. Lasciare raffreddare a 60 ° C sotto agitazione in un set piastra calda a 60 ° C. Quindi, aggiungere il seguente: </td></tr><tr><td> Tetracycline </td><td> 3 ml </td></tr><tr><td> 100 mg / ml ampicillina </td><td> 0,5 ml </td></tr><tr><td colspan="2"> Dispensare 45 ml in ogni piatto. Conservare al buio a 4 ° C fino al momento dell&#39;uso, fino a 4 settimane. </td></tr></tbody></table> Terreni di coltura batterica LB: per 4 L, sufficienti per la coltivazione e la risospensione 25 a 96 pozzetti blocchi Mescolare 62 g di polvere LB (Biologico USALS), 4 l di acqua distillata, e 4.8 ml 2 M di NaOH. Autoclave in 1 L o 0,5 L aliquote, ciclo liquido, 40 min. Può essere conservato fino a 1 anno in bottiglia a tenuta d&#39;aria a temperatura ambiente. Eliminare se nuvoloso. 100 mg / ml ampicillina Miscelare 5 g di ampicillina polvere e acqua deionizzata fino ad un volume totale di 50 ml. Filtro sterilizzare 0,2 μ, erogare in aliquote da 1 ml e congelare a -20 ° C fino al momento dell&#39;uso. 5 mg / ml di tetraciclina Aggiungere 1,25 g di polvere di tetraciclina a 250 ml di etanolo al 100%. Mescolare bene fino a completo scioglimento e conservare a -20 ° C in una luce-contenitore a tenuta stagna. 200 mg / ml Carbenicillin Mescolare 10 g carbenicillina polvere e acqua deionizzata fino ad un volume totale di 50 ml. Filtro sterilizzare 0,2 μ, erogare in aliquote da 1 ml e congelare a -20 ° C fino al momento dell&#39;uso. 5 mg / mlColesterolo Aggiungere 1,25 g di colesterolo per 250 ml di etanolo al 100%. Mescolare bene e conservare a 4 ° C per un massimo di 6 mesi. 1 M MgSO4 Sciogliere 120,37 g MgSO4 in 800 ml di acqua deionizzata. Portare il volume finale a 1 L. Autoclave 40 min ciclo di liquido e conservare a temperatura ambiente. 1 M CaCl 2 Sciogliere 110,98 g di CaCl 2 in 800 ml di acqua deionizzata. Portare il volume finale a 1 L. Autoclave 40 min ciclo di liquido e conservare a temperatura ambiente. 1 M KH 2 PO 4, pH 6.0 Sciogliere 136,09 g di KH 2 PO 4 in 800 ml di acqua deionizzata. pH a 6.0 e portare il volume finale a 1 L. Autoclave 40 min ciclo liquido e conservare a temperatura ambiente. M9 tampone: per 1 L-ci routinely fare 8-10 lotti L Sciogliere 3 g di KH 2 PO 4, 6 g di Na 2 HPO 4, 5 g NaCl, 1 ml 1 M MgSO 4 in 900 ml. Portare il volume finale a 1 Aliquotare L. in 100-500 bottiglie ml e sterilizzare in autoclave 40 min sul ciclo liquido e conservare a temperatura ambiente. 10 N NaOH Sciogliere 400 g di NaOH in 800 ml di acqua deionizzata, lasciare raffreddare e portare a volume finale di 1 negozio L. in provette da 50 ml a temperatura ambiente. 1 M IPTG Aggiungere IPTG 23,81 g di acqua deionizzata e portare il volume totale di 100 ml. Filtro sterilizzare 0,2 μ, erogare in aliquote da 1 ml e congelare a -20 ° C fino al momento dell&#39;uso. Uovo Preparazione Bleach / NaOH Soluzione: 20 ml sufficiente per una preparazione uovo Aggiungere 4 ml di candeggina, 1 ml di NaOH 10 N, 5 ml di H 2 O, e 10 mlM9 tampone in una provetta di polipropilene 50 ml. Rendere immediatamente prima dell&#39;uso. Nilo rosso stock soluzione Aggiungere 50 ml 100 Acetone% a 25 mg di polvere rossa del Nilo. Mescolare bene e conservare a temperatura ambiente in luce-contenitore a tenuta stagna parafilmed. Può essere conservato per mesi in questo modo. Nile soluzione colorante rosso: per 500 ml, sufficienti per colorazione 30 x 96 pozzetti Aggiungere 3 ml di soluzione madre rosso Nilo per 500 ml 40% v / v di isopropanolo. Conservare a temperatura ambiente in un foglio avvolto in bottiglia di vetro. Preparare al momento dell&#39;uso. Fosfolipidi standard Pesare 7,6 standard di fosfolipide mg, 1,2-diheptadecanoyl-sn-glicero-3-fosfo-(1&#39;-rac-glicerolo), in un bicchiere di vetro. Sciogliere in 20 ml 02:01 cloroformio: metanolo (25 nanomoli per 50 pl). Tenere coperto con un foglio di alluminio fino al momento dell&#39;uso.Standard può essere conservata a -80 ° C in una fiala di vetro con tappo ermetico fenolica per 1 anno. Trigliceridi standard Pesare 6,8 standard di trigliceridi mg, tritridecanoin, in un bicchiere di vetro. Sciogliere in 30 ml 02:01 cloroformio: metanolo (16,7 nanomoli per 50 pl). Tenere coperto con un foglio di alluminio fino al momento dell&#39;uso. Standard può essere conservata a -80 ° C in una fiala di vetro con tappo ermetico fenolica per 1 anno. </td></tr></tbody></table>

biochemical and high throughput microscopic assessment of fat mass in caenorhabditis elegans

Il nematode C. elegans è emerso come un importante modello per lo studio delle vie genetiche conservate che regolano il metabolismo dei grassi in cui riguarda l&#39;obesità umana e le sue patologie associate. Diverse metodologie precedenti sviluppate per la visualizzazione di C. elegans depositi grassi ricche di trigliceridi hanno dimostrato di essere erronea, evidenziando compartimenti cellulari diversi goccioline lipidiche. Altri metodi richiedono attrezzature specializzate, sono in termini di tempo, o dare risultati non coerenti. Si introduce una rapida, riproducibile, fissativo basata Nilo metodo di colorazione rossa per la rivelazione precisa e rapida di goccioline lipidiche neutre in C. elegans. Un passo fissazione breve nel 40% isopropanolo rende animali completamente permeabili al rosso Nilo, che viene quindi utilizzato per colorare animali. Proprietà spettrali del colorante lipofilo lasciarlo fortemente e selettivamente nella fluorescenza giallo-verde dello spettro solo quando in un ambiente ricco di lipidi, ma non in piùambienti polari. Così, goccioline lipidiche possono essere visualizzati su un microscopio a fluorescenza equipaggiato con semplici funzionalità di imaging GFP dopo solo una breve fase di colorazione rosso Nilo in isopropanolo. La velocità, convenienza, e la riproducibilità di questo protocollo lo rendono ideale per gli schermi ad alto rendimento. Abbiamo inoltre dimostrato un metodo associato per la determinazione biochimica di trigliceridi e fosfolipidi mediante gascromatografia-spettrometria di massa. Questo protocollo più rigorosa dovrebbe essere utilizzato come conferma dei risultati ottenuti dalla determinazione lipidico rosso Nilo microscopica. Prevediamo che queste tecniche diventeranno nuovi standard nel campo della C. elegans ricerca metabolica.

Un esempio di una lastra esposta che è stata presa attraverso il workflow colorazione grasso è mostrato in Figura 1. Controlli specifici per alto contenuto di grassi (daf-2 recettore dell&#39;insulina RNAi), basso contenuto di grassi (lpd-3 proteina necessaria per granuli di stoccaggio dei lipidi nell&#39;intestino RNAi), piccolo e basso di grassi (FASN-1 acido grasso sintasi RNAi), e il vettore vuoto ( controllo) mostrano le variazioni di intensità di fluorescenza secondo i livelli di grassi degli animali, e gli importi lipidi corrispondenti determinati mediante GC / MS (Figura 2). Si noti che inattivazioni geni che portano alla evolutivi arrestato, piccoli animali spesso sembrano avere molto più basso di grassi animali di controllo adulti, indipendentemente da qualsiasi collegamento con il metabolismo dei grassi (Figura 3). Analisi secondarie, tra cui l&#39;analisi di colorazione e biochimica dei lipidi con SPE-GCMS di wild-type animali di controllo di un equivalente stadio di sviluppo deve essere fatto per garantire la validità deipiccolo o evolutivamente arrestato risultati positivi. Nel caso di fasn-1 RNAi (Figura 2), arresto animali sia nella L2 o L3 stadio larvale, e presentano macchie di grasso inferiore controllo RNAi adulto, ma simile in abbondanza di L2-L3 stadio di controllo (grassi animali RNAi cento macchia adulto di controllo RNAi: 49.9 ± 4.5% per FASN-1 RNAi e 20,2 ± 2,1% per il controllo L2 RNAi, e 64,7 ± 1,3 per L3 controllo RNAi). In alternativa, l&#39;analisi biochimica ha indicato una TAG inferiore / PL rapporto di fase L2 abbinato animali di controllo N2 (TAG / PL: 22.5 ± 2.9 per FASN-1 RNAi e 46.1 ± 3.4 per la fase di controllo abbinati RNAi, P ≤ 0,05). Quindi in questo caso può essere confermata mediante analisi biochimica che fasn-1 ha un ruolo in accumulo di lipidi piuttosto che una fase specifica riduzione della massa grassa. Il follow-up analisi dei vermi sotto forma di immagini si basa pesantemente su una piattaforma computazionale come Profiler cellulare utilizzandola WormToolbox 30. Per piccoli numeri di immagini, un servizio di piattaforma di analisi di immagini come ImageJ, liberamente disponibile presso il NIH, può essere utilizzato. Per la nostra analisi, unici script Matlab sono stati utilizzati innanzitutto identificare il bene, e, successivamente, per escludere pozzetti vuoti o quelli con le bolle, e distinguere piccoli detriti da worm. Controllo di qualità manuale era necessario per le immagini contrassegnate per l&#39;esclusione per i motivi di cui sopra. Abbiamo trovato empiricamente che l&#39;intensità 90 percentile di pixel a vite senza fine in un pozzo, normalizzato a zona verme in un pozzo, a condizione coerente metrica di colorazione di intensità in tutte le fasi dello sviluppo senza fine (Figura 3). Integrando massa grassa totale sull&#39;area del verme, al contrario, tenderebbe a segnare piccoli vermi luminosi equivalentemente con grandi vermi dim. Perché il nostro metodo non integra totale segnale fluorescente sopra la zona del verme, nel prendere un percentile intensità, cambiamenti nelle dimensioni verme per sé non fannot polarizzare l&#39;intensità misurata. Invece, le differenze nella distribuzione di intensità dei pixel vengono misurati. Tuttavia, nonostante questo, marcate differenze sono viste in colorazione distribuzione dei pixel di intensità tra animali di diversi stadi di sviluppo, per cui è importante per studiare l&#39;effetto di qualsiasi gene di RNAi contro animali di una fase comparabile di sviluppo (Figura 3). Variabilità media tra replicati è mostrato in Figura 4 indica alta riproducibilità del metodo di colorazione grasso. Si noti che la forza del metodo è altamente dipendente ottenere immagini di qualità per ciascuna piastra, in condizioni di illuminazione uniforme, utilizzando tempi di esposizione identici, e con minime bolle, detriti, o crossover di vermi in altri pozzetti. SPE è stata eseguita su premiscelati, purificato standard per determinare il grado in cui TAG può essere separato dalla PL (Figura 5A). In questa analisi, abbiamo ottenuto un 100% separation di TAG e PL, indicata come una completa assenza di 17:00 acidi grassi derivati ​​da PL nel campione TAG e un corrispondente assenza completa di 13:00 acidi grassi derivati ​​da TAG nel campione PL (Figura 5A). Così SPE è altamente efficiente nel separare classi di lipidi. Questa analisi non indica che tutti i tag di diverse lunghezze di catena sarà purificato in modo equivalente da SPE e rilevato dal GCMS con efficienza simile. Assicura solo che TAG e lipidi PL in totale sono completamente separati tra loro. A GC-MS traccia campione di animali di tipo selvatico N2 prelevati mediante estrazione in fase solida e di preparazione FAME è mostrato in figura 5B. Sia per TAG e PL, picchi possono essere identificati sulla base del tempo di ritenzione e ioni madre e figlia sullo spettro di massa, e l&#39;area totale sotto i picchi identificati normalizzati alla zona dei rispettivi standard interni. Per determinare la quantità normalizzata del TAG, l&#39;areasotto tutti i picchi del cromatogramma TAG, eccetto lo standard 13:00, sono stati aggiunti insieme e divisa per l&#39;area sotto il picco 13:00. Analogamente, per determinare la quantità totale normalizzato PL, l&#39;area sotto tutti i picchi, eccetto lo standard 17:00, sono stati aggiunti insieme e divisa per l&#39;area sotto il picco 17:00. I valori normalizzati per il tag e campioni PL sono quindi utilizzate per calcolare la finale TAG / PL rapporto per il campione: <img src="/files/ftp_upload/50180/50180eq1.jpg" alt="Equazione 1" fo:content-width="2.6in" fo:src="/files/ftp_upload/50180/50180eq1highres.jpg"/> Va osservato che i dati di SPE-GCMS consentire un&#39;analisi molto più sofisticato di acidi grassi presenti in ogni frazione lipidica di semplice calcolo del TAG totale rapporto PL. Per esempio, il ricercatore può integrare un singolo picco corrispondente ad un singolo acido grasso e confrontare la sua abbondanza normalizzata su campioni (es comparing in N2 wild-type rispetto daf-2 RNAi l&#39;area integrata del picco 18:00 divisa per il picco 13:00 standard, normalizzata alla massa totale PL suddivisi per area PL 17:00 norma di picco): <img src="/files/ftp_upload/50180/50180eq2.jpg" alt="Equazione 1" fo:content-width="4.873in" fo:src="/files/ftp_upload/50180/50180eq2highres.jpg"/> Qualora il ricercatore scegliere, sarebbe anche possibile determinare la percentuale di un dato acido grasso nel TAG o frazioni PL come percentuale della quantità totale di acidi grassi quantificata (18:00 come esempio nella frazione TAG in vermi N2 ): <img src="/files/ftp_upload/50180/50180eq3.jpg" alt="Equazione 1" fo:content-width="4.123in" fo:src="/files/ftp_upload/50180/50180eq3highres.jpg"/><img src="/files/ftp_upload/50180/50180fig1.jpg"alt = &quot;Figura 1&quot; fo: content-width = &quot;3.25in&quot; fo: src = &quot;/ files/ftp_upload/50180/50180fig1highres.jpg&quot; /&gt; Figura 1. Flusso di lavoro tipico per l&#39;esperimento globale. Giorno 1, congelati RNAi piastre biblioteca sono stampati su piastre LB Amp / Tet agar e incubate a 37 ° C. 2 ° giorno, Amp / Tet placche sono utilizzate per colture semi liquide di cloni RNAi in profondi blocchi pure. Giorno 3, i batteri sono concentrate per centrifugazione e trasferiti a piastre da 96 pozzetti RNAi. Giorno 4, L1 hatchling C. elegans vengono aggiunti alle piastre RNAi in liquido e lasciate asciugare. 7 giorni, gli animali vengono raccolti in un liquido, colorate con rosso Nilo nel 40% di isopropanolo, montate su vetrini da 96 pozzetti Teflon, e ripreso con un high-throughput microscopio. <img src="/files/ftp_upload/50180/50180fig2.jpg" alt="Figura 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50180/50180fig2highres.jpg"/> Figura 2. Fissativo a base di macchie rosse sul Nilo principali <em&gt; C. elegans depositi di grasso. Rappresentante campo chiaro e fluorescenza GFP le immagini vengono visualizzate su N2 vermi nutriti con FASN-1 (piccolo, basso contenuto di grassi), lpd-3 (basso contenuto di grassi), di controllo (vettore vuoto), o daf-2 (alto contenuto di grassi) RNAi cloni. I campioni sono stati trattati come da protocollo (schema in Figura 1). Animali fissate, colorate in rosso del Nilo, e il risultato con immagini dei livelli lipidici comparabili ottenuti dalla misurazione dei lipidi biochimico. Isopropanolo-fissi del Nilo rosso livelli di fluorescenza, acquisiti da almeno 6 replicati biologici, sono riportati nella prima riga. Livelli di trigliceridi quantitative, riflettenti del totale depositi di lipidi neutri quando normalizzata per i livelli complessivi di fosfolipidi (TAG / PL), presi da 4 repliche biologiche, sono riportati nella seconda riga. È importante notare che la quantificazione assoluta raggiunta dal fissativo colorazione rosso Nilo e determinazione lipidi biochimica spesso non combaciano perfettamente. In questo caso, però qualitativamentesimile, FASN-1 (RNAi) ha una massa di trigliceridi più diverso rispetto al controllo con metodi biochimici di quanto indicato al microscopio, lpd-3 è relativamente diversa, e daf-2 (RNAi) è meno diversa, anche se tutte le differenze sono statisticamente molto significativi e misure erano altamente riproducibile. I dati riportati sono medie ± SEM (*, P ≤ 0,01; **, P ≤ 0,0001 rispetto al controllo, determinato dal non accoppiato, a due code T-test assumendo uguale varianza). <img src="/files/ftp_upload/50180/50180fig3.jpg" alt="Figura 3"/> Figura 3. Massa grassa determinato mediante colorazione fissazione del Nilo rosso a diversi stadi larvali. Animali sono stati coltivati ​​su OP50 batteri e raccolta alla L1, L2, L3, L4 e gravide stadi adulti di sviluppo. Le immagini sono state catturate dopo fissazione e colorazione analizzati utilizzando uno script personalizzato Matlab per determinare il 90 ° percentile of intensità dei pixel sull&#39;area verme identificato. Si noti che i livelli di lipidi di animali di aumentare notevolmente l&#39;animale si sviluppa da L2 a L4 fase, per poi diminuire leggermente l&#39;animale comincia a deviare le calorie verso la proliferazione della linea germinale in fase adulta. I dati indicati sono medie ± SEM per 6-8 replicati (**, P ≤ 0,0001 rispetto adulto gravido, determinato da spaiato, due code T-test). <img src="/files/ftp_upload/50180/50180fig4.jpg" alt="Figura 4"/> Figura 4. Elevata riproducibilità attraverso indipendente biologica replica. Viene mostrato un diagramma a dispersione di Nilo intensità di fluorescenza rossa tutta biologica repliche (n = 6-8). Per ciascun replicato, tutti i valori sono normalizzati per l&#39;intensità media dei controlli vettore vuoto. I dati riportati sono medie ± SEM (**, P ≤ 0,0001 rispetto al controllo, determinato dal non accoppiato, a due code T-test assumendovarianza pari). <img src="/files/ftp_upload/50180/50180fig5.jpg" alt="Figura 5" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50180/50180fig5highres.jpg"/> Figura 5. GC-MS cromatogrammi di SPE separati norme e TAG di tipo selvatico e l&#39;abbondanza PL. (A) GC-MS tracce sono presenti della separazione SPE di TAG e standard PL. Notare la completa assenza di 13:00 acidi grassi nella traccia PL e l&#39;assenza del corrispondente acido grasso 17:00 nella traccia TAG, indicando completa separazione di TAG (tritridecanoin) da PL (1,2-diheptadecanoyl-sn-glicero -3-fosfo-(1&#39;-rac-glicerolo)). (B) Una gamma completa di rappresentante TAG e PL da un campione di tipo selvatico N2 animali alimentati con controllo vettoriale RNAi (HT115 batteri con L4440 vuoto vettore RNAi). Un microlitro di campione è stato iniettato in un 6890/5973N Agilent GCMS secondo il protocollo, e dei singoli picchi sono stati identificati dalla Reteeffetto alla volta ed i loro spettri di massa rispettivo. Abbreviazioni: cyclo, acidi grassi ciclopropano; iso:. Iso-metilico di acidi grassi a catena ramificata, GLA, acido gamma-linolenico, ALA, acido alfa linolenico, DGLA, acido gamma-linolenico diomo, EPA, acido eicosapentaenoico <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50180/50180fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> .

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Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans | Biology | Video

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

Vi presentiamo robusti metodi biochimici e microscopiche per lo studio<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Depositi lipidici. Un rapido, semplice, fissando-procedura di colorazione per l&#39;imaging fluorescente goccia lipidica sfrutta le proprietà spettrali del colorante lipofilo rosso Nilo. Abbiamo poi presentare misurazione biochimica di trigliceridi e fosfolipidi mediante estrazione in fase solida e gas cromatografia-spettrometria di massa.

Biochimica e High Throughput valutazione microscopica di massa grassa in<em&gt; Caenorhabditis Elegans</em

The nematode C. elegans has emerged as an important  model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as  it relates to human ...

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Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

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20.4K Views.  Massachusetts General Hospital and Harvard Medical School. Vi presentiamo robusti metodi biochimici e microscopiche per lo studio Caenorhabditis elegans Depositi lipidici. Un rapido, semplice, fissando-procedura di colorazione per l'imaging fluorescente goccia lipidica sfrutta le proprietà spettrali del colorante lipofilo rosso Nilo. Abbiamo poi presentare misurazione biochimica di trigliceridi e fosfolipidi mediante estrazione in fase solida e gas cromatografia-spettrometria di massa.

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Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

Males and hermaphrodites are the two naturally found sexual forms in the nematode C. elegans. The amoeboid sperm are produced by both males and hermaphrodites. In the earlier phase of gametogenesis, the germ cells of hermaphrodites differentiate into limited number of sperm - around 300 - and are stored in a small 'bag' called the spermatheca. Later on, hermaphrodites continually produce oocytes1. In contrast, males produce exclusively sperm throughout their adulthood. The males produce so much sperm that it accounts for &gt;50% of the total cells in a typical adult worm2. Therefore, isolating sperm from males is easier than from that of hermaphrodites.
Only a small proportion of males are naturally generated due to spontaneous non-disjunction of X chromosome3. Crossing hermaphrodites with males or more conveniently, the introduction of mutations to give rise to Him (High Incidence of Males) phenotype are some of strategies through which one can enrich the male population3.
Males can be easily distinguished from hermaphrodites by observing the tail morphology4. Hermaphrodite's tail is pointed, whereas male tail is rounded with mating structures.
Cutting the tail releases vast number of spermatids stored inside the male reproductive tract. Dissection is performed under a stereo microscope using 27 gauge needles. Since spermatids are not physically connected with any other cells, hydraulic pressure expels internal contents of male body, including spermatids2.
Males are directly dissected on a small drop of 'Sperm Medium'. Spermatids are sensitive to alteration in the pH. Hence, HEPES, a compound with good buffering capacity is used in sperm media. Glucose and other salts present in sperm media help maintain osmotic pressure to maintain the integrity of sperm.
Post-meiotic differentiation of spermatids into spermatozoa is termed spermiogenesis or sperm activation. Shakes5, and Nelson6 previously showed that round spermatids can be induced to differentiate into spermatozoa by adding various activating compounds including Pronase E. Here we demonstrate in vitro spermiogenesis of C. elegans spermatids using Pronase E.
Successful spermiogenesis is pre-requisite for fertility and hence the mutants defective in spermiogenesis are sterile. Hitherto several mutants have been shown to be defective specifically in spermiogenesis process7. Abnormality found during in vitro activation of novel Spe (Spermatogenesis defective) mutants would help us discover additional players participating in this event.

Isolation and In vitro Activation of Caenorhabditis elegans Sperm

A protocol for isolating and activating spermatids from male C. elegans is described here. Cutting the posterior end of male releases spermatids. The spermatids can be activated by addition of protease.

Isolamento e In vitro Attivazione di Caenorhabditis elegans Sperm

Males and hermaphrodites are the two naturally found sexual forms in the nematode C. elegans. The amoeboid sperm are produced by both males and ...

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Biologia

High-throughput Screening and Biosensing with Fluorescent C. elegans Strains

High-throughput screening (HTS) is a powerful approach for identifying chemical modulators of biological processes. However, many compounds identified in screens using cell culture models are often found to be toxic or pharmacologically inactive in vivo1-2. Screening in whole animal models can help avoid these pitfalls and streamline the path to drug development.
C. elegans is a multicellular model organism well suited for HTS. It is small (&lt;1 mm) and can be economically cultured and dispensed in liquids. C. elegans is also one of the most experimentally tractable animal models permitting rapid and detailed identification of drug mode-of-action3.
We describe a protocol for culturing and dispensing fluorescent strains of C. elegans for high-throughput screening of chemical libraries or detection of environmental contaminants that alter the expression of a specific gene. Large numbers of developmentally synchronized worms are grown in liquid culture, harvested, washed, and suspended at a defined density. Worms are then added to black, flat-bottomed 384-well plates using a peristaltic liquid dispenser. Small molecules from a chemical library or test samples (e.g., water, food, or soil) can be added to wells with worms. In vivo, real-time fluorescence intensity is measured with a fluorescence microplate reader. This method can be adapted to any inducible gene in C. elegans for which a suitable reporter is available. Many inducible stress and developmental transcriptional pathways are well defined in C. elegans and GFP transgenic reporter strains already exist for many of them4. When combined with the appropriate transgenic reporters, our method can be used to screen for pathway modulators or to develop robust biosensor assays for environmental contaminants. 
We demonstrate our C. elegans culture and dispensing protocol with an HTS assay we developed to monitor the C. elegans cap &#x2018;n&#x2019; collar transcription factor SKN-1. SKN-1 and its mammalian homologue Nrf2 activate cytoprotective genes during oxidative and xenobiotic stress5-10. Nrf2 protects mammals from numerous age-related disorders such as cancer, neurodegeneration, and chronic inflammation and has become a major chemotherapeutic target11-13.Our assay is based on a GFP transgenic reporter for the SKN-1 target gene gst-414, which encodes a glutathione-s transferase6. The gst-4 reporter is also a biosensor for xenobiotic and oxidative chemicals that activate SKN-1 and can be used to detect low levels of contaminants such as acrylamide and methyl-mercury15-16.

High-throughput Screening and Biosensing with Fluorescent C. elegans Strains

A procedure for liquid-based culturing and dispensing of C. elegans strains expressing fluorescent reporter proteins is described that does not require expensive sorting equipment. This approach can be applied to numerous inducible C. elegans genes for drug discovery or biosensing of contaminants.

High-throughput screening e biopercezione con fluorescente C. elegans Ceppi

High-throughput screening (HTS) is a powerful approach for identifying chemical modulators of biological processes.  However, many compounds identified in ...

Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans has often been used as a model system in studies of early developmental processes. The transparency of the 
embryos, the genetic resources, and the relative ease of transformation are qualities that make C. elegans an excellent model for early embryogenesis. Laser-based 
confocal microscopy and fluorescently labeled tags allow researchers to follow specific cellular structures and proteins in the developing embryo. For example, 
one can follow specific organelles, such as lysosomes or mitochondria, using fluorescently labeled dyes. These dyes can be delivered to the early embryo by means 
of microinjection into the adult gonad. Also, the localization of specific proteins can be followed using fluorescent protein tags. Examples are presented here 
demonstrating the use of a fluorescent lysosomal dye as well as fluorescently tagged histone and ubiquitin proteins. The labeled histone is used to visualize 
the DNA and thus identify the stage of the cell cycle. GFP-tagged ubiquitin reveals the dynamics of ubiquitinated vesicles in the early embryo. Observations 
of labeled lysosomes and GFP:: ubiquitin can be used to determine if there is colocalization between ubiquitinated vesicles and lysosomes. A technique for 
the microinjection of the lysosomal dye is presented. Techniques for generating transgenenic strains are presented elsewhere (1, 2). For imaging, embryos 
are cut out of adult hermaphrodite nematodes and mounted onto 2% agarose pads followed by time-lapse microscopy on a standard laser scanning confocal 
microscope or a spinning disk confocal microscope. This methodology provides for the high resolution visualization of early embryogenesis.

Time-lapse Microscopy of Early Embryogenesis in Caenorhabditis elegans

This article describes a technique for the visualization of the early events of embryogenesis in the nematode Caenorhabditis elegans.

Microscopia time-lapse di Embriogenesi All&#39;inizio del Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans has often been used as a model system in studies of early developmental processes.  The transparency of the 
embryos, the genetic ...

Quantitative and Automated High-throughput Genome-wide RNAi Screens in C. elegans

RNA interference is a powerful method to understand gene function, especially when conducted at a whole-genome scale and in a quantitative context. In C. elegans, gene function can be knocked down simply and efficiently by feeding worms with bacteria expressing a dsRNA corresponding to a specific gene 1. While the creation of libraries of RNAi clones covering most of the C. elegans genome 2,3 opened the way for true functional genomic studies (see for example 4-7), most established methods are laborious. Moy and colleagues have developed semi-automated protocols that facilitate genome-wide screens 8. The approach relies on microscopic imaging and image analysis. 
	Here we describe an alternative protocol for a high-throughput genome-wide screen, based on robotic handling of bacterial RNAi clones, quantitative analysis using the COPAS Biosort (Union Biometrica (UBI)), and an integrated software: the MBioLIMS (Laboratory Information Management System from Modul-Bio) a technology that provides increased throughput for data management and sample tracking. The method allows screens to be conducted on solid medium plates. This is particularly important for some studies, such as those addressing host-pathogen interactions in C. elegans, since certain microbes do not efficiently infect worms in liquid culture.
	We show how the method can be used to quantify the importance of genes in anti-fungal innate immunity in C. elegans. In this case, the approach relies on the use of a transgenic strain carrying an epidermal infection-inducible fluorescent reporter gene, with GFP under the control of the promoter of the antimicrobial peptide gene nlp 29 and a red fluorescent reporter that is expressed constitutively in the epidermis. The latter provides an internal control for the functional integrity of the epidermis and nonspecific transgene silencing9. When control worms are infected by the fungus they fluoresce green. Knocking down by RNAi a gene required for nlp 29 expression results in diminished fluorescence after infection. Currently, this protocol allows more than 3,000 RNAi clones to be tested and analyzed per week, opening the possibility of screening the entire genome in less than 2 months.

Quantitative and Automated High-throughput Genome-wide RNAi Screens in C. elegans

We describe a protocol using C. elegans and RNAi feeding libraries that allows automated measurement of multiple parameters such as fluorescence, size and opacity of individual worms in a population. We give one example of a screen to identify genes involved in anti-fungal innate immunity in C. elegans.

Quantitative e automatica High-throughput Genome-wide Schermi RNAi in C. elegans</em

RNA interference is a powerful method to understand gene function, especially when conducted at a whole-genome scale and in a quantitative context. In C. ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

Di base<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Metodi: sincronizzazione e di osservazione

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

Prostaglandin Extraction and Analysis in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is emerging as a powerful animal model to study the biology of lipids1-9. Prostaglandins are an important class of eicosanoids, which are lipid signals derived from polyunsaturated fatty acids (PUFAs)10-14. These signalling molecules are difficult to study because of their low abundance and reactive nature. The characteristic feature of prostaglandins is a cyclopentane ring structure located within the fatty acid backbone. In mammals, prostaglandins can be formed through cyclooxygenase enzyme-dependent and -independent pathways10,15. C. elegans synthesizes a wide array of prostaglandins independent of cyclooxygenases6,16,17. A large class of F-series prostaglandins has been identified, but the study of eicosanoids is at an early stage with ample room for new discoveries. Here we describe a procedure for extracting and analyzing prostaglandins and other eicosanoids. Charged lipids are extracted from mass worm cultures using a liquid-liquid extraction technique and analyzed by liquid chromatography coupled to electrospray ionization tandem mass spectrometry (LC-ESI-MS/MS). The inclusion of deuterated analogs of prostaglandins, such as PGF2 &alpha;-d4 as an internal standard is recommended for quantitative analysis. Multiple reaction monitoring or MRM can be used to quantify and compare specific prostaglandin types between wild-type and mutant animals. Collision-induced decomposition or MS/MS can be used to obtain information on important structural features. Liquid chromatography mass spectrometry (LC-MS) survey scans of a selected mass range, such as m/z 315-360 can be used to evaluate global changes in prostaglandin levels. We provide examples of all three analyses. These methods will provide researchers with a toolset for discovering novel eicosanoids and delineating their metabolic pathways.

Prostaglandin Extraction and Analysis in Caenorhabditis elegans

In this paper, we describe an optimized procedure for extracting and analyzing prostaglandins and other eicosanoids from C. elegans using LC-MS/MS.

Prostaglandina estrazione e l&#39;analisi in<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Caenorhabditis elegans is emerging as a powerful animal model to study the biology of lipids1-9. Prostaglandins are an important class of eicosanoids, ...

High-throughput Screening for Chemical Modulators of Post-transcriptionally Regulated Genes

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays focus on transcriptional regulation, being essentially aimed at the identification of promoter-targeting molecules. As a result, post-transcriptional mechanisms are largely uncovered by gene expression targeted drug development. Here we describe a cell-based assay aimed at investigating the role of the 3&#39; untranslated region (3&#8217; UTR) in the modulation of the fate of its mRNA, and at identifying compounds able to modify it. The assay is based on the use of a luciferase reporter construct containing the 3&#8217; UTR of a gene of interest stably integrated into a disease-relevant cell line. The protocol is divided into two parts, with the initial focus on the primary screening aimed at the identification of molecules affecting luciferase activity after 24 hr of treatment. The second part of the protocol describes the counter-screening necessary to discriminate compounds modulating luciferase activity specifically through the 3&#8217; UTR. In addition to the detailed protocol and representative results, we provide important considerations about the assay development and the validation of the hit(s) on the endogenous target. The described cell-based reporter gene assay will allow scientists to identify molecules modulating protein levels via post-transcriptional mechanisms dependent on a 3&#8217; UTR.

Here we describe a cell-based reporter gene assay as a valuable tool to screen chemical libraries for compounds modulating post-transcriptional control mechanisms exerted through 3&#8217; UTR.

Screening ad alto rendimento per i modulatori chimici di Genes post-trascrizionale regolamentati

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays ...

Cultivation of Caenorhabditis elegans in Three Dimensions in the Laboratory

The use of genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans has led to seminal discoveries in biology over the last five decades. Most of what we know about C. elegans is limited to laboratory cultivation of the nematodes that may not necessarily reflect the environments they normally inhabit in nature. Cultivation of C. elegans in a 3D habitat that is more similar to the 3D matrix that worms encounter in rotten fruits and vegetative compost in nature could reveal novel phenotypes and behaviors not observed in 2D. In addition, experiments in 3D can address how phenotypes we observe in 2D are relevant for the worm in nature. Here, a new method in which C. elegans grows and reproduces normally in three dimensions is presented. Cultivation of C. elegans in Nematode Growth Tube-3D (NGT-3D) can allow us to measure the reproductive fitness of C. elegans strains or different conditions in a 3D environment. We also present a novel method, termed Nematode Growth Bottle-3D (NGB-3D), to cultivate C. elegans in 3D for microscopic analysis. These methods allow scientists to study C. elegans biology in conditions that are more reflective of the environments they encounter in nature. These can help us to understand the overlying evolutionary relevance of the physiology and behavior of C. elegans we observe in the laboratory.

Cultivation of Caenorhabditis elegans in Three Dimensions in the Laboratory

We present a simple method to construct 3D nematode cultivation systems called NGT-3D and NGB-3D. These can be used to study nematode fitness and behaviors in habitats that are more similar to natural Caenorhabditis elegans habitats than the standard 2D laboratory C. elegans culture plates.

La coltivazione di<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; In tre dimensioni in laboratorio

The use of genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans has led to seminal discoveries in biology over the last five decades. Most of what we ...

Combined Nucleotide and Protein Extractions in Caenorhabditis elegans

A single biological sample holds a plethora of information, and it is now common practice to simultaneously investigate several macromolecules to capture a full picture of the multiple levels of molecular processing and changes between different conditions. This protocol presents the method of isolating DNA, RNA, and protein from the same sample of the nematode Caenorhabditis elegans to remove the variation introduced when these biomolecules are isolated from replicates of similarly treated but ultimately different samples. Nucleic acids and protein are extracted from the nematode using the acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction method, with subsequent precipitation, washing, and solubilization of each. We show the successful isolation of RNA, DNA, and protein from a single sample from three strains of nematode and HeLa cells, with better protein isolation results in adult animals. Additionally, guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform-extracted protein from nematodes improves the resolution of larger proteins, with enhanced detectable levels as observed by immunoblotting, compared to the traditional RIPA extraction of protein.
The method presented here is useful when investigating samples using a multiomic approach, specifically for the exploration of the proteome and transcriptome. Techniques that simultaneously assess multiomics are appealing because molecular signaling underlying complex biological phenomena is thought to occur at complementary levels; however, it has become increasingly common to see that changes in mRNA levels do not always reflect the same change in protein levels and that the time of collection is relevant in the context of circadian regulations. This method removes any intersample variation when assaying different contents within the same sample (intrasample.)

Combined Nucleotide and Protein Extractions in Caenorhabditis elegans

Here, we present a protocol for the isolation of RNA, DNA, and protein from the same sample, in an effort to reduce variation, improve reproducibility, and facilitate interpretations.

Combinato di nucleotidi e proteina estrazioni in Caenorhabditis elegans

A single biological sample holds a plethora of information, and it is now common practice to simultaneously investigate several macromolecules to capture ...

Measurement of Oxygen Consumption Rates in Intact Caenorhabditis elegans

Optimal mitochondrial function is critical for healthy cellular activity, particularly in cells that have high energy demands like those in the nervous system and muscle. Consistent with this, mitochondrial dysfunction has been associated with a myriad of neurodegenerative diseases and aging in general. Caenorhabditis elegans have been a powerful model system for elucidating the many intricacies of mitochondrial function. Mitochondrial respiration is a strong indicator of mitochondrial function and recently developed respirometers offer a state-of-the-art platform to measure respiration in cells. In this protocol, we provide a technique to analyze live, intact C. elegans. This protocol spans a period of ~7 days and includes steps for (1) growing and synchronization of C. elegans, (2) preparation&#160;of compounds to be injected and hydration of probes, (3) drug loading and cartridge equilibration, (4) preparation of worm assay plate and assay run, and (5) post-experiment data analysis.

Measurement of Oxygen Consumption Rates in Intact Caenorhabditis elegans

Mitochondrial respiration is critical for organismal survival; therefore, oxygen consumption rate is an excellent indicator of mitochondrial health. In this protocol, we describe the use of a commercially available respirometer to measure basal and maximal oxygen consumption rates in live, intact, and freely-motile Caenorhabditis elegans.

Misurazione dei tassi di consumo di ossigeno in intatto Caenorhabditis elegans

Optimal mitochondrial function is critical for healthy cellular activity, particularly in cells that have high energy demands like those in the nervous ...