Rendiamo grazie speciale a Yves Couder per molte discussioni utili. Ringraziamo Atef Asnacios per la calibrazione del cantilever e la discussione. Ringraziamo Lisa Willis, Elliot Meyerowitz, e Oliver Hamant per la lettura critica. Questo lavoro è stato finanziato in parte da Human Frontier Science Program sovvenzione RGP0062/2005-C; l&#39;Agence Nationale de la Recherche progetti&#39;&#39; Growpec,&#39;&#39; e&#39;&#39; Mechastem&#39;&#39;.

1. Preparare vetrini in vetro per il campione di montaggio <ol><li> Preparare imbedding mezzi di agarosio: 0,7% agarosio low melting nel 10% mannitolo (in acqua). </li><li> Utilizzando uno strumento metallico forte (ad esempio punta trapano, calce), etch su un&#39;area cm 0.5 x 0.5 nel centro di un vetrino al microscopio. O invece, incollare un piccolo pezzo di lamelle di vetro (circa 20 x 200 micron) per vetrino con colla Araldite. NOTA: Questo irruvidisce la superficie per favorire l&#39;adesione del agarosio per garantire che i bastoni multimediali agarosio o correzioni alla diapositiva. Questa diapositiva può essere riutilizzato. </li><li> Posizionare una goccia di circa 20 ml di imbedding supporti agarosio sulla regione incisa del vetrino. Questo dà una sottile pellicola di agarosio. </li><li> Conservare il vetrino in una scatola di umido e attendere per i media agarosio solidificare. </li></ol> 2. Dissezione e montaggio meristema Campioni <ol><li> Meristemi Microdissect per l&#39;immaginario confocaleng: togliere le gemme floreali uno per uno dallo stelo tirando giù con le pinzette ultrafini. È importante rimuovere tutte le gemme floreali fino alle papille che non presentano sepali (ossia la primordi P1 14). </li><li> Utilizzando una lama di rasoio o la punta delle pinzette, tagliare il meristema lontano dallo stelo. Il taglio deve essere parallelo alla regione della superficie meristema che deve essere misurato con l&#39;AFM. L&#39;apice ottenuto deve essere compresa tra 300 micron e 600 micron alto per adattarsi sotto la punta AFM. </li><li> Spingere l&#39;apice nel film dei media agarosio preparati nella fase 1.1.4. Scegliere una posizione sul vetrino / agarosio e spingere delicatamente tale che il meristema sia direttamente a contatto con il vetrino e sporge fuori dal agarosio. E &#39;fondamentale per posizionare il meristema nella agarosio entro pochi secondi che seguono il suo taglio dallo stelo. NOTA: Questo è per impedire il meristema secchi. In questa fase, il meristema sarà in piedi in un crack perché l&#39;agarosio fratturato in seguito all&#39;applicazione di pressione. </li><li> Preparare diverse meristemi questo modo per l&#39;imaging batch, fornendo che sono della stessa altezza e sono posizionati a meno di 500 pm l&#39;uno dall&#39;altro sulla diapositiva. Tenere i meristemi preparati nella casella umida mentre dissezione ulteriori campioni. NOTA: Esso limita la variazione proveniente dalla taratura. Idealmente 2 campioni di ogni condizione possono essere preparati e misurati in modo casuale. Finora non vi è alcun effetto osservato di immagini in batch sulla misura (stress indotto risposta). Questo potrebbe essere grazie alla diluizione di molecole di stress segnalazione in agar e / o la soluzione di montaggio. In alternativa la risposta allo stress è lo stesso indipendentemente alla quantità di campione preparato. </li><li> Prima di passare alla fase successiva, accertarsi che il confine tra il meristema e le gemme floreali è asciutto. In caso contrario, rimuovere delicatamente l&#39;acqua in eccesso con carta da filtro. Ciò dovrebbe evitare che nella fase successiva che il fusoagarosio inonda il campione a causa di forze capillarità. </li><li> Con una pipetta 20 ml, aggiungere abbastanza sciolto il montaggio agarosio per riempire la fessura creata al punto 1.2.3. e per circondare ogni meristema. L&#39;agarosio deve raggiungere il livello della cicatrice del bocciolo rimosso (primordio). Per ottenere ciò, può essere necessario aggiungere agarosio a ciascuna estremità della fessura. </li><li> Quando si aggiunge l&#39;agarosio, che invaderanno rapidamente nella fessura; con la pipetta, succhiare parte di montaggio agarosio per garantire che il meristema è il punto più alto sulla diapositiva del fuso. Questo risolve il meristema in modo che non possa muoversi durante l&#39;imaging. </li></ol> 3. Montaggio di radici o hypocotyl Campioni <ol><li> Per radici e ipocotili, dissezione è necessario. Nel film sottile di agarosio sul vetrino preparato, fare una scanalatura direttamente sopra un etch in vetro o lungo una lamella di vetro. Posizionare la radice o hypocotyl in questa scanalatura assicurando che sia in contatto con l&#39;vetro su tutta la sua lunghezza. </li><li> Prima di passare alla fase successiva, accertarsi che il campione è secco sulla sua superficie. In caso contrario, rimuovere delicatamente l&#39;eccesso di acqua con carta da filtro. </li><li> Aggiungi sciolto il montaggio agarosio intorno al campione, come nel passaggio 1.2.6. </li></ol> 4. AFM preparazione e sensibilità di calibrazione (per un JPK Nanowizard AFM) <ol><li> Montare una mensola sul AFM. Il cantilever deve essere montata con penetratore di forma rotonda. Il raggio determinerà la x, y, z la risoluzione e la profondità di penetrazione a cui misurazione accurata potrebbe essere archiviata. <ol><li> Per effettuare misurazioni meso-scala nanometrica sulla superficie della epidermide, utilizzare un penetratore rotonda raggio di 50 nm; di prendere le misure mesoscala, utilizzare un 0,5 micron raggio penetratore turno; di prendere le misure microscala (tutti 2-3 celle), utilizzare un penetratore rotonda 2,5 micron raggio. </li></ol></li><li> Posizionare il laser sulla punta del cantilever. Allineare il laser al centrodel catturatore utilizzando lo specchio. </li><li> Posizionare un bicchiere pulito sotto l&#39;AFM. NOTA: il seguente è destinata a trasformare il segnale di posizione laser sul recettore AFM in una deformazione del cantilever e, valutando la costante elastica del cantilever, per tradurlo in una forza. </li><li> Approccio con una forza target &quot;set point&quot; di 1 V. </li><li> Selezionare &quot;spettroscopia di forza&quot;. Effettuare una rientranza impostando la massima &quot;set point relativo&quot; a 2 V, il &quot;estendere velocità&quot; a 40 pm / sec, e la &quot;lunghezza z&quot; a 5 micron. </li><li> Dal menu &quot;Calibrazione manager&quot;, selezionare la parte lineare della curva forward per adattarsi alla sensibilità utilizzando il tasto &quot;select gamma adatta&quot;. Il &quot;set point relativo&quot; dovrebbe essere trasformata da &quot;volt&quot; a &quot;meter&quot;. </li><li> Dal menu &quot;direttore calibrazione&quot;, selezionare &quot;costante elastica&quot; per valutare l&#39;elasticity del cantilever usando fluttuazioni termiche. Premere &quot;run&quot; per ottenere la trama densità spettrale del cantilever. Trova il picco di risonanza con la frequenza più bassa. Montare utilizzando il tasto &quot;select gamma adatta&quot;. NOTA 1: Per maggiori dettagli sulla messa a punto fluttuazioni termiche, leggi Cook et al 15. Nota 2: E &#39;preferibile utilizzare un metodo diretto per valutare l&#39;elasticità del cantilever utilizzando un cantilever di riferimento (o materiale con rigidità noto). Quello usato qui è stato gentilmente donato da Atef Asnacios 16. </li><li> Aggiungere 200 ml di soluzione di mannitolo al 10% sotto la punta cantilever. Riallineare il laser per mezzo della catturatore utilizzando lo specchio. </li><li> Ricalibrare la sensibilità: dal menu &quot;taratura manager&quot;, fare clic sul pulsante &quot;sconosciuto&quot;; ripetere i passaggi da 2.3 fino alla 2.5. </li></ol> . 5 Acquisizione Dati: apparente Modulo di Young Cartografia <ol&gt; <li> Posizionare i campioni montati sotto la AFM e aggiungere una goccia di 500 ml di soluzione di mannitolo al 10% sul campione. La soluzione di mannitolo plasmolyzes le cellule in pochi minuti. </li><li> Approccio con una forza di destinazione (&quot;set point&quot;), del 20 nN (&quot;set point&quot; non deve essere superiore a 3 V) </li><li> Rientro con un &quot;set point parente&quot; di 200 nN, una &quot;estendere velocità&quot; di 40 micron / sec, e &quot;la lunghezza z&quot; di 5 micron. </li><li> Regolare il &quot;set point relativo&quot; al fine di ottenere un rientro di 100 nm per il 200 nm montato a sbalzo o 0,5 micron per il 1 micron / 5 micron fissata a sbalzo. </li><li> In modalità &quot;forza mapping&quot;, selezionare una regione per la scansione: per meristemi, 70 micron x 70 micron con una risoluzione (&quot;pixel&quot;) di 64 x 64; per ipocotili e radici, 100 micron x 100 micron con una risoluzione di 64 x 64. </li><li> Premere SCAN per avviare gli esperimenti. Salvare l&#39;output. </li&gt; </ol> . 6 Analisi dei dati: Calcoli apparente modulo di Young <ol><li> Aprire il file di dati nel software di analisi dati. </li><li> Seleziona &quot;elaborazione batch&quot; per applicare la stessa analisi di tutte le curve di una singola mappa. </li><li> Seleziona &quot;correggere l&#39;altezza per la piegatura del cantilever&quot; in modo da estrarre la profondità di penetrazione. </li><li> Seleziona &quot;modulo funzione in forma di Young&quot; che assume la forza è proporzionale all&#39;area di rientro. Impostare la &quot;forma di punta&quot; per parabolici per supporre che la forma rientro è una parabolica. </li><li> Indicare il raggio della punta. </li><li> Selezionare preferenzialmente la curva &quot;ritrazione&quot; per l&#39;analisi perché è meno sensibile alla topografia rispetto alla curva &quot;estendere&quot;. Tuttavia, se vi è una significativa incollaggio della sonda durante il &quot;ritrazione&quot; usare la curva &quot;estendere&quot;, che è insensibile ad attaccare. </li><li> Setil rapporto di Poisson di 0,5. Premere analizzare e salvare l&#39;output. </li></ol>

<ol>
	<li>Cosgrove, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+in+vitro+extensibility+of+growing+plant+cell+walls.">Measuring in vitro extensibility of growing plant cell walls.</a> Methods in molecular biology. 715, 291-303 (2011).</li><li>Durachko, D. M., Cosgrove, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+plant+cell+wall+extension+(creep)+induced+by+acidic+pH+and+by+alpha-expansin.">Measuring plant cell wall extension (creep) induced by acidic pH and by alpha-expansin.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , 1263 (2009).</li><li>Durachko, D. a. n. i. e. l. M., C, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+Plant+Cell+Wall+Extension+(Creep)+Induced+by+Acidic+pH+and+by+Alpha-Expansin.">Measuring Plant Cell Wall Extension (Creep) Induced by Acidic pH and by Alpha-Expansin.</a> J. Vis. Exp.. , 25 (2009).</li><li>Suslov, D., Verbelen, J. P., Vissenberg, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Onion+epidermis+as+a+new+model+to+study+the+control+of+growth+anisotropy+in+higher+plants.">Onion epidermis as a new model to study the control of growth anisotropy in higher plants.</a> Journal of experimental botany. 60, 4175-4187 (2009).</li><li>Parre, E., Geitmann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pectin+and+the+role+of+the+physical+properties+of+the+cell+wall+in+pollen+tube+growth+of+Solanum+chacoense.">Pectin and the role of the physical properties of the cell wall in pollen tube growth of Solanum chacoense.</a> Planta. 220, 582-592 (2005).</li><li>Zerzour, R., Kroeger, J., Geitmann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polar+growth+in+pollen+tubes+is+associated+with+spatially+confined+dynamic+changes+in+cell+mechanical+properties.">Polar growth in pollen tubes is associated with spatially confined dynamic changes in cell mechanical properties.</a> Developmental biology. 334, 437-446 (2009).</li><li>Radotic, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atomic+force+microscopy+stiffness+tomography+on+living+Arabidopsis+thaliana+cells+reveals+the+mechanical+properties+of+surface+and+deep+cell-wall+layers+during+growth.">Atomic force microscopy stiffness tomography on living Arabidopsis thaliana cells reveals the mechanical properties of surface and deep cell-wall layers during growth.</a> Biophysical journal. 103, 386-394 (2012).</li><li>Milani, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+analysis+of+local+wall+stiffness+at+the+shoot+apical+meristem+in+Arabidopsis+using+atomic+force+microscopy.">In vivo analysis of local wall stiffness at the shoot apical meristem in Arabidopsis using atomic force microscopy.</a> The Plant journal : for cell and molecular biology. 67, 1116-1123 (2011).</li><li>Peaucelle, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pectin-induced+changes+in+cell+wall+mechanics+underlie+organ+initiation+in+Arabidopsis.">Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis.</a> Current biology : CB. 21, 1720-1726 (2011).</li><li>Braybrook, S. A., Hofte, H., Peaucelle, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Probing+the+mechanical+contributions+of+the+pectin+matrix:+Insights+for+cell+growth.">Probing the mechanical contributions of the pectin matrix: Insights for cell growth.</a> Plant signaling &amp; behavior. 7, 1037-1041 (2012).</li><li>Routier-Kierzkowska, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+force+microscopy+for+in+vivo+measurements+of+plant+tissue+mechanics.">Cellular force microscopy for in vivo measurements of plant tissue mechanics.</a> Plant physiology. 158, 1514-1522 (2012).</li><li>Agudelo, C. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TipChip:+a+modular,+MEMS-based+platform+for+experimentation+and+phenotyping+of+tip-growing+cells.">TipChip: a modular, MEMS-based platform for experimentation and phenotyping of tip-growing cells.</a> The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 1057-1068 (2013).</li><li>Miedes, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xyloglucan+endotransglucosylase/hydrolase+(XTH)+overexpression+affects+growth+and+cell+wall+mechanics+in+etiolated+Arabidopsis+hypocotyls.">Xyloglucan endotransglucosylase/hydrolase (XTH) overexpression affects growth and cell wall mechanics in etiolated Arabidopsis hypocotyls.</a> Journal of experimental botany. 64, 2481-2497 (2013).</li><li>Byrne, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Asymmetric+leaves1+mediates+leaf+patterning+and+stem+cell+function+in+Arabidopsis.">Asymmetric leaves1 mediates leaf patterning and stem cell function in Arabidopsis.</a> Nature. 408, 967-971 (2000).</li><li>Cook, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Practical+implementation+of+dynamic+methods+for+measuring+atomic+force+microscope+cantilever+spring+constants.">Practical implementation of dynamic methods for measuring atomic force microscope cantilever spring constants.</a> Nanotechnology. 17, 20135-22145 (2006).</li><li>Desprat, N., Richert, A., Simeon, J., Asnacios, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creep+function+of+a+single+living+cell.">Creep function of a single living cell.</a> Biophysical journal. 88, 2224-2233 (2005).</li><li>Peaucelle, A., Braybrook, S., Hofte, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+wall+mechanics+and+growth+control+in+plants:+the+role+of+pectins+revisited.">Cell wall mechanics and growth control in plants: the role of pectins revisited.</a> Frontiers in plant science. 3, 121 (2012).</li><li>Mittler, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ROS+signaling:+the+new+wave.">ROS signaling: the new wave.</a> Trends in plant science. 16, 300-309 (2011).</li><li>Braybrook, S. A., Peaucelle, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechano-chemical+aspects+of+organ+formation+in+Arabidopsis+thaliana:+the+relationship+between+auxin+and+pectin.">Mechano-chemical aspects of organ formation in Arabidopsis thaliana: the relationship between auxin and pectin.</a> PLoS. 8, e57813 (2013).</li><li>Asnacios, A., Hamant, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mechanics+behind+cell+polarity.">The mechanics behind cell polarity.</a> Trends in cell biology. 22, 584-591 (2012).</li><li>Meister, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FluidFM:+combining+atomic+force+microscopy+and+nanofluidics+in+a+universal+liquid+delivery+system+for+single+cell+applications+and+beyond.">FluidFM: combining atomic force microscopy and nanofluidics in a universal liquid delivery system for single cell applications and beyond.</a> Nano letters. 9, 2501-2507 (2009).</li><li>Lintilhac, P. M., Wei, C., Tanguay, J. J., Outwater, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ball+tonometry:+a+rapid,+nondestructive+method+for+measuring+cell+turgor+pressure+in+thin-walled+plant+cells.">Ball tonometry: a rapid, nondestructive method for measuring cell turgor pressure in thin-walled plant cells.</a> Journal of plant growth regulation. 19, 90-97 (2000).</li><li>Kroeger, J. H., Zerzour, R., Geitmann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulator+or+driving+force?+The+role+of+turgor+pressure+in+oscillatory+plant+cell+growth.">Regulator or driving force? The role of turgor pressure in oscillatory plant cell growth.</a> PloS one. 6, e18549 (2011).</li><li>Forouzesh, E., Goel, A., Mackenzie, S. A., Turner, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+extraction+of+Arabidopsis+cell+turgor+pressure+using+nanoindentation+in+conjunction+with+finite+element+modeling.">In vivo extraction of Arabidopsis cell turgor pressure using nanoindentation in conjunction with finite element modeling.</a> The Plant journal : for cell and molecular biology. 73, 509-520 (2013).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Nelle piante, la modifica delle proprietà meccaniche svolgono un ruolo importante nel dirigere la crescita e la morfogenesi. Ad oggi ci sono stati grandi progressi nel chiarire le reti genetiche e chimiche che controllano la crescita delle piante, ma la nostra conoscenza di come queste reti contribuiscono e sono influenzati dalle variazioni delle proprietà meccaniche è rudimentale. Questo metodo ci dovrebbe consentire di colmare questa lacuna, e quindi dovrebbe essere di forte interesse per gli scienziati che studian...

Crescita nelle piante è ottenuta dall&#39;espansione coordinata delle pareti cellulari rigide che circondano ogni cellula dell&#39;organismo. Accumulando prove indicano che è attraverso la modifica della chimica parete cellulare che le piante controllano localmente questa espansione. L&#39;espansione è pensato per essere determinata principalmente da sforzo sulle pareti cellulari, causate da alta pressione turgore della cellula; questa risposta ceppo di turgore è regolato dalle proprietà meccaniche delle pareti cellulari 1. Si sa poco di queste proprietà meccaniche e come cambiano durante lo sviluppo. Inoltre si sa poco di come queste proprietà meccaniche sono controllate e se le risposte contribuiscono ad alterare la chimica della parete cellulare in un modo che è apparentemente coordinata tra un tessuto. Se vogliamo comprendere la connessione tra cambiamenti chimici e meccanici nelle pareti cellulari delle piante durante lo sviluppo, e in ultima analisi come queste interazioni microscopiche governare una piantaÈ necessario s &#39;crescita macroscopica, un metodo che può monitorare le proprietà meccaniche di pareti cellulari nello sviluppo organi a scala cellulare o tessutale. Il metodo di microscopia a forza atomica (AFM) qui descritto, che si basa su micrometriche o nanometriche compressioni tessuto o rientranze, è stato sviluppato proprio per misurare le proprietà meccaniche delle pareti cellulari nello sviluppo organi contemporaneamente a risoluzioni subcellulari e attraverso intere regioni di tessuto. Altri metodi hanno o una risoluzione che è troppo basso o troppo alto: l&#39;estensimetro è solo in grado di misurare le proprietà medie meccaniche di un intero tessuto alla scala millimetrica 2-4, una scala che è ad esempio troppo grande per misurare eventi precoci organogenesi; il microindenter può prendere misure a risoluzione subcellulare su scala nanometrica, ma si è limitato a misurare cellule isolate e non gruppi di cellule o organi 5-7. Con l&#39;AFM, l&#39;richiedonod tessuto, cellulare, e risoluzioni subcellulari possono essere raggiunti 8-10. Recentemente diversi protocolli sono stati sviluppati specificamente per misurare meccanica di piante tessuto che potrebbero anche essere utilizzati 11, 12. Nel seguito verrà illustrato come valutare l&#39;elasticità del tessuto attraverso la misurazione della apparente modulo di Young 13. Il modulo di Young è comunemente usato per descrivere la rigidità di un materiale. Durante piccola deformazione la forza necessaria per deformare un materiale è proporzionale all&#39;area di rientro. Il modulo di Young è tale coefficiente. Nel caso di un materiale omogeneo continua lo stesso coefficiente sarà misurato indipendentemente dal tipo rientranza (dimensioni e forma) ma cambia con la velocità della misurazione. Nel caso della struttura complessa di piante tessuto, abbiamo osservato finora che la forza è proporzionale alla deformazione permettendo la determinazioneun coefficiente di proporzionalità che chiamiamo &quot;giovani modulo apparente&quot;. In contrasto da continue medias nelle piante, questa apparente modulo di Young è sensibile alla dimensione della rientranza. Non corrisponde alla giovane moduli di una parete cellulare puro. Esso descrive meglio l&#39;elasticità del ponteggio della parete cellulare del tessuto.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="850">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">AFM</td>
			<td style="width:348px;">JPK</td>
			<td style="width:119px;">NanoWizard</td>
			<td style="width:167px;">All the 3-generation are abele to do the work withe the same preferment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">AFM stage</td>
			<td style="width:348px;">JPK</td>
			<td style="width:119px;">CellHesion</td>
			<td>Required for sample withe low topography (les then 11&#181;m between the lowest and the highest point in the aria of force scanning).</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">AFM optics</td>
			<td style="width:348px;">JPK</td>
			<td style="width:119px;">Top View Optics&#160;</td>
			<td>Very important in order to position the sample. Cold be replaces by long range a binocular or microscope</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stereo Microscopes&#160;</td>
			<td style="width:348px;">Leica</td>
			<td style="width:119px;">M125</td>
			<td>Any type of stereo microscopes could do.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:348px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">150nm mounted cantilever&#160;</td>
			<td style="width:348px;">nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel Switzerland</td>
			<td style="width:119px;">R150-NCL-10</td>
			<td>To measure only the cell wall at the surface of the epidermis use</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">1&#181;m mounted cantilever&#160;</td>
			<td style="width:348px;">nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel Switzerland</td>
			<td>SD-Sphere-NCH-S-10&#160;</td>
			<td>to measure the mechanics of the cell wall orthogonal to the surface of the epidermis</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Tipless cantiliver</td>
			<td style="width:348px;">nanosensors Rue Jaquet-Droz 1Case Postale 216 CH-2002 Neuchatel Switzerland</td>
			<td>TL-NCH-20&#160;</td>
			<td>to measure the local mechanics of the tissue (2-3 cell wide) use a 5&#181;m mounted cantilever. We attached a 5&#181;m borasilicate bead to a tipless cantiliver</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">5&#181;m silicon microspheres</td>
			<td style="width:348px;">Corpuscular</td>
			<td style="width:119px;">C-SIO-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Aradilte&#160;</td>
			<td style="width:348px;">Bartik S.A. 77170 Coubet France</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Aradilte for fixing the bead to the tip les cantiliver</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:348px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">&#160;low melting Agarows</td>
			<td style="width:348px;">Fishersci Fair Lawn , new jersey 07410</td>
			<td style="width:119px;">BP160-100</td>
			<td>34-45 Gelation Temperature</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">D-Mannitol</td>
			<td style="width:348px;">Sigma-Aldrich, 3050 Spruce Street, St Louis Mo 63103 USA)</td>
			<td style="width:119px;">M4125-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:348px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;">2&#160; Stainless Steel No. 5 Tweezers</td>
			<td style="width:348px;">Ideal-Tek 6828 Balerna Switzerland&#160;</td>
			<td align="right">951199</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

afm-based mapping of the elastic properties of cell walls: at tissue, cellular, and subcellular resolutions

Descriviamo un metodo recentemente sviluppato per misurare le proprietà meccaniche delle superfici dei tessuti vegetali utilizzando microscopia a forza atomica (AFM) micro / nano-rientranze per un JPK AFM. In particolare, in questo protocollo misuriamo modulo apparente di Young delle pareti cellulari con risoluzione subcellulare in tutte le regioni fino a 100 micron x 100 micron di meristemi floreali, ipocotili e radici. Questo richiede un&#39;attenta preparazione del campione, la corretta selezione di micro-penetratori e profondità di rientro. Per spiegare le proprietà della parete cellulare solo, le misurazioni vengono eseguite in soluzioni altamente concentrate di mannitolo per plasmolyze le cellule e rimuovere il contributo del turgore cellulare circoscritta. A differenza di altre tecniche esistenti, utilizzando diversi penetratori e profondità di rientro, questo metodo consente misurazioni multiscala simultanea, <em&gt; Cioè a risoluzioni subcellulare e su centinaia di cellule che compongono un tessuto. Ciò significa che è ora possibile caratterizzare spazialmente-temporalmente i cambiamenti che avvengono nelle proprietà meccaniche dei pareti cellulari durante lo sviluppo, consentendo a questi cambiamenti essere correlato con la crescita e la differenziazione. Questo rappresenta un passo fondamentale per capire come i cambiamenti cellulari microscopiche coordinati portare a eventi morfogenetici macroscopici. Tuttavia, diverse limitazioni restano: il metodo può essere usato solo abbastanza piccoli campioni (circa 100 micron di diametro) e solo su tessuti esterni; il metodo è sensibile alla topografia tessuto; misura solo alcuni aspetti del complesso proprietà meccaniche del tessuto. La tecnica è stata sviluppata rapidamente ed è probabile che la maggior parte di queste limitazioni saranno risolti nel prossimo futuro.

Nella figura 1 presentiamo tipici Giovani mappe di moduli di meristemi floreali (Figure 1A e 1B), giovani e vecchi ipocotili (Figure 1C-F), e meristema root (Figura 1G e 1H). In tutti gli esperimenti penetratore è emisferico, ma il suo raggio si differenzia in modo che le diverse risoluzioni spaziali possono essere raggiunti figure 1C e 1D mostrano risultati tipici per penetratori meso...

Watch this Scientific Journal Video about AFM-based Mapping of the Elastic Properties of Cell Walls: at Tissue, Cellular, and Subcellular Resolutions at JoVE.com

AFM-based Mapping of the Elastic Properties of Cell Walls: at Tissue, Cellular, and Subcellular Resolutions

We describe a method to map mechanical properties of plant tissues using an atomic force microscope (AFM). We focus on how to record mechanical changes that take place in cell walls during plant development at wide-field mesoscale, enabling these changes to be correlated with growth and morphogenesis.

Mapping basato AFM delle proprietà elastiche delle pareti cellulari: al Tissue, cellulare, e le risoluzioni subcellulari

We describe a recently developed method to measure mechanical properties of the surfaces of plant tissues using atomic force microscopy (AFM) ...

afm-based-mapping-elastic-properties-cell-walls-at-tissue-cellular

Research

JoVE Journal

Biology

12.9K Views.  Université Paris Diderot. We describe a method to map mechanical properties of plant tissues using an atomic force microscope (AFM). We focus on how to record mechanical changes that take place in cell walls during plant development at wide-field mesoscale, enabling these changes to be correlated with growth and morphogenesis.

Video: AFM-based Mapping of the Elastic Properties of Cell Walls: at Tissue, Cellular, and Subcellular Resolutions

Actin Co-Sedimentation Assay; for the Analysis of Protein Binding to F-Actin

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates tension and helps maintains cellular shape.  Although the actin cytoskeleton is a rigid structure, it is a dynamic structure that is constantly remodeling.  A number of proteins can bind to the actin cytoskeleton.  The binding of a particular protein to F-actin is often desired to support cell biological observations or to further understand dynamic processes due to remodeling of the actin cytoskeleton. The actin co-sedimentation assay is an in vitro assay routinely used to analyze the binding of specific proteins or protein domains with F-actin.  The basic principles of the assay involve an incubation of the protein of interest (full length or domain of) with F-actin, ultracentrifugation step to pellet F-actin and analysis of the protein co-sedimenting with F-actin.  Actin co-sedimentation assays can be designed accordingly to measure actin binding affinities and in competition assays.

Proteins bind to filamentous actin (F-actin) through distinct actin binding modules. In this video we demonstrate the procedure of actin co-sedimentation, which is an in vitro assay routinely used to analyze proteins or specific domains that bind F-actin.

Actina Co-sedimentazione di analisi, per l&#39;Analisi del Binding Protein a F-Actina

The actin cytoskeleton within the cell is a network of actin filaments that allows the movement of cells and cellular processes, and that generates ...

Ricerca

Biologia

Single Molecule Methods for Monitoring Changes in Bilayer Elastic Properties

Membrane protein function is regulated by the cell membrane lipid composition.  This regulation is due to a combination of specific lipid-protein interactions and more general lipid bilayer-protein interactions. These interactions are particularly important in pharmacological research, as many current pharmaceuticals on the market can alter the lipid bilayer material properties, which can lead to altered membrane protein function.   The formation of gramicidin channels are dependent on conformational changes in gramicidin subunits which are in turn dependent on the properties of the lipid.  Hence the gramicidin channel  current is a reporter of altered properties of the bilayer due to certain compounds.  

Membrane protein function is regulated by the cell membrane lipid composition. This video-article details how to form a patch using bilayer patch electrodes, as well as how to use gramicidin channels as reporters of altered membrane properties.

Metodi di singola molecola per monitorare l&#39;evoluzione a doppio strato: Proprietà meccaniche

Membrane protein function is regulated by the cell membrane lipid composition.  This regulation is due to a combination of specific lipid-protein ...

Comprehensive Compositional Analysis of Plant Cell Walls (Lignocellulosic biomass) Part II: Carbohydrates

The need for renewable, carbon neutral, and sustainable raw materials for industry and society has become one of the most pressing issues for the 21st century. This has rekindled interest in the use of plant products as industrial raw materials for the production of liquid fuels for transportation2 and other products such as biocomposite materials6. Plant biomass remains one of the greatest untapped reserves on the planet4. It is mostly comprised of cell walls that are composed of energy rich polymers including cellulose, various hemicelluloses, and the polyphenol lignin5 and thus sometimes termed lignocellulosics. However, plant cell walls have evolved to be recalcitrant to degradation as walls contribute extensively to the strength and structural integrity of the entire plant. Despite its necessary rigidity, the cell wall is a highly dynamic entity that is metabolically active and plays crucial roles in numerous cell activities such as plant growth and differentiation5. Due to the various functions of walls, there is an immense structural diversity within the walls of different plant species and cell types within a single plant4. Hence, depending of what crop species, crop variety, or plant tissue is used for a biorefinery, the processing steps for depolymerisation by chemical/enzymatic processes and subsequent fermentation of the various sugars to liquid biofuels need to be adjusted and optimized. This fact underpins the need for a thorough characterization of plant biomass feedstocks. Here we describe a comprehensive analytical methodology that enables the determination of the composition of lignocellulosics and is amenable to a medium to high-throughput analysis (Figure 1). The method starts of with preparing destarched cell wall material. The resulting lignocellulosics are then split up to determine its monosaccharide composition of the hemicelluloses and other matrix polysaccharides1, and its content of crystalline cellulose7. The protocol for analyzing the lignin components in lignocellulosic biomass is discussed in Part I3.

Comprehensive Compositional Analysis of Plant Cell Walls Lignocellulosic biomass Part II: Carbohydrates

Plant biomass is a major carbon-neutral renewable resource that could be used for the production of biofuels. Plant biomass consists mainly of cell walls, a structurally complex composite material termed lignocellulosics. Here we describe a protocol for a comprehensive analysis of the content and composition of wall derived carbohydrates.

Completa l&#39;analisi della composizione delle pareti cellulari delle piante (biomassa lignocellulosica) Parte II: Carboidrati

The need for renewable, carbon neutral, and sustainable raw materials for industry and society has become one of the most pressing issues for the 21st ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

Un canale Cell-allegato patch-clamp registrazione

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Isolation of Murine Valve Endothelial Cells

Normal valve structures consist of stratified layers of specialized extracellular matrix (ECM) interspersed with valve interstitial cells (VICs) and surrounded by a monolayer of valve endothelial cells (VECs). VECs play essential roles in establishing the valve structures during embryonic development, and are important for maintaining life-long valve integrity and function. In contrast to a continuous endothelium over the surface of healthy valve leaflets, VEC disruption is commonly observed in malfunctioning valves and is associated with pathological processes that promote valve disease and dysfunction. Despite the clinical relevance, focused studies determining the contribution of VECs to development and disease processes are limited. The isolation of VECs from animal models would allow for cell-specific experimentation. VECs have been isolated from large animal adult models but due to their small population size, fragileness, and lack of specific markers, no reports of VEC isolations in embryos or adult small animal models have been reported. Here we describe a novel method that allows for the direct isolation of VECs from mice at embryonic and adult stages. Utilizing the Tie2-GFP reporter model that labels all endothelial cells with Green Fluorescent Protein (GFP), we have been successful in isolating GFP-positive (and negative) cells from the semilunar and atrioventricular valve regions using fluorescence activated cell sorting (FACS). Isolated GFP-positive VECs are enriched for endothelial markers, including CD31 and von Willebrand Factor (vWF), and retain endothelial cell expression when cultured; while, GFP-negative cells exhibit molecular profiles and cell shapes consistent with VIC phenotypes. The ability to isolate embryonic and adult murine VECs allows for previously unattainable molecular and functional studies to be carried out on a specific valve cell population, which will greatly improve our understanding of valve development and disease mechanisms.

The ability to isolate heart valve endothelial cells (VECs) is critical for understanding mechanisms of valve development, maintenance, and disease. Here we describe the isolation of VECs from embryonic and adult Tie2-GFP mice using FACS that will allow for studies determining the contribution of VECs in developmental and disease processes.

Isolamento di cellule murine endoteliali Valve

Normal valve structures consist of stratified layers of specialized extracellular matrix (ECM) interspersed with valve interstitial cells (VICs) and ...

Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte monolayers. HL-1 cells have been widely used as a 2-Dimensional cellular model for studying diverse aspects of cardiac physiology. However, it has been a great challenge to optically map calcium (Ca) transients and action potentials simultaneously from the same field of view in a cultured HL-1 atrial cell monolayer. This is because special handling and care is required to prepare healthy cells that can be electrically captured and optically mapped. Therefore, we have developed an optimal working protocol for dual channel optical mapping. In this manuscript, we have described in detail how to perform the dual channel optical mapping experiment. This protocol is a useful tool to enhance the understanding of action potential propagation and Ca kinetics in arrhythmia development.

This article describes the technique used to perform dual channel optical mapping in cultured HL-1 atrial cell monolayers. This unique protocol allows the simultaneous visualization of both calcium (Ca) and voltage (Vm) activity in the same area for the detailed detection and analysis of electrophysiological properties of culture monolayers.

Tensione e Calcio mappatura ottica a doppio canale di Colta HL-1 atriale miociti monostrato

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

La dissezione del Auditory Bulla nei topi postnatale: Isolamento delle ossa dell&#39;orecchio medio e l&#39;analisi istologica

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...

Analysis of Beta-cell Function Using Single-cell Resolution Calcium Imaging in Zebrafish Islets

Pancreatic beta-cells respond to increasing blood glucose concentrations by secreting the hormone insulin. The dysfunction of beta-cells leads to hyperglycemia and severe, life-threatening consequences. Understanding how the beta-cells operate under physiological conditions and what genetic and environmental factors might cause their dysfunction could lead to better treatment options for diabetic patients. The ability to measure calcium levels in beta-cells serves as an important indicator of beta-cell function, as the influx of calcium ions triggers insulin release. Here we describe a protocol for monitoring the glucose-stimulated calcium influx in zebrafish beta-cells by using GCaMP6s, a genetically encoded sensor of calcium. The method allows monitoring the intracellular calcium dynamics with single-cell resolution in ex vivo mounted islets. The glucose-responsiveness of beta-cells within the same islet can be captured simultaneously under different glucose concentrations, which suggests the presence of functional heterogeneity among zebrafish beta-cells. Furthermore, the technique provides high temporal and spatial resolution, which reveals the oscillatory nature of the calcium influx upon glucose stimulation. Our approach opens the doors to use the zebrafish as a model to investigate the contribution of genetic and environmental factors to beta-cell function and dysfunction.

Beta-cell functionality is important for blood-glucose homeostasis, which is evaluated at single-cell resolution using a genetically encoded reporter for calcium influx.

Analisi della funzione Beta-cellulare usando la formazione immagine del calcio cella singola risoluzione in Zebrafish isolotti

Pancreatic beta-cells respond to increasing blood glucose concentrations by secreting the hormone insulin. The dysfunction of beta-cells leads to ...

Super-Resolution Live Cell Imaging of Subcellular Structures

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally been restricted to be used only on fixed samples or live cells outside of tissue labeled with strong fluorescent signal. Current super-resolution live cell imaging techniques require the use of special fluorescence probes, high illumination, multiple image acquisitions with post-acquisition processing, or often a combination of these processes. These prerequisites significantly limit the biological samples and contexts that this technique can be applied to.
Here we describe a method to perform super-resolution (~140 nm XY-resolution) time-lapse fluorescence live cell imaging in situ. This technique is also compatible with low fluorescent intensity, for example, EGFP or mCherry endogenously tagged at lowly expressed genes. As a proof-of-principle, we have used this method to visualize multiple subcellular structures in the Drosophila testis. During tissue preparation, both the cellular structure and tissue morphology are maintained within the dissected testis. Here, we use this technique to image microtubule dynamics, the interactions between microtubules and the nuclear membrane, as well as the attachment of microtubules to centromeres.
This technique requires special procedures in sample preparation, sample mounting and immobilizing of specimens. Additionally, the specimens must be maintained for several hours after dissection without compromising cellular function and activity. While we have optimized the conditions for live super-resolution imaging specifically in Drosophila male germline stem cells (GSCs) and progenitor germ cells in dissected testis tissue, this technique is broadly applicable to a variety of different cell types. The ability to observe cells under their physiological conditions without sacrificing either spatial or temporal resolution will serve as an invaluable tool to researchers seeking to address crucial questions in cell biology.

Presented here is a protocol for super-resolution live-cell imaging in intact tissue. We have standardized the conditions for imaging a highly sensitive adult stem cell population in its native tissue environment. This technique involves balancing temporal and spatial resolution to allow for the direct observation of biological phenomena in live tissue.

Imaging di cellule vive super-risoluzione di strutture subcellulari

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally ...

Quantification of Cellular Densities and Antigenic Properties using Magnetic Levitation

The described method was developed based on the principles of magnetic levitation, which separates cells and particles based on their density and magnetic properties. Density is a cell type identifying property, directly related to its metabolic rate, differentiation, and activation status. Magnetic levitation allows a one-step approach to successfully separate, image and characterize circulating blood cells, and to detect anemia, sickle cell disease, and circulating tumor cells based on density and magnetic properties. This approach is also amenable to detecting soluble antigens present in a solution by using sets of low- and high-density beads coated with capture and detection antibodies, respectively. If the antigen is present in solution, it will bridge the two sets&#160;of beads, generating a new bead-bead complex, which will levitate in between the rows of antibody-coated beads. Increased concentration of the target antigen in solution will generate a larger number of bead-bead complexes when compared to lower concentrations of antigen, thus allowing for quantitative measurements of the target antigen. Magnetic levitation is advantageous to other methods due to its decreased sample preparation time and lack of dependance on classical readout methods. The image generated is easily captured and analyzed using a standard microscope or mobile device, such as a smartphone or a tablet.

This paper describes a magnetic levitation-based method that can specifically detect the presence of antigens, either soluble or membrane-bound, by quantifying changes in the levitation height of capture beads with fixed densities.

Quantificazione delle densità cellulari e delle proprietà antigeniche mediante levitazione magnetica

The described method was developed based on the principles of magnetic levitation, which separates cells and particles based on their density and magnetic ...

Methods Article

Mapping basato AFM delle proprietà elastiche delle pareti cellulari: al Tissue, cellulare, e le risoluzioni subcellulari