Vorremmo riconoscere Drs. Robert Gereau, Henry Lai, e Lara Crock per il loro utile contributo nella creazione di questo sistema. Vorremmo inoltre ringraziare fonti di finanziamento per questo lavoro (BJK - Associazione Internazionale per lo Studio del Dolore Early Career Research Grant dal Scan | Design Foundation da Inger &amp; Jens BRUUN e Hunkele temuto Fondo Malattia Duquesne University).

Il seguente protocollo è stato approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali ed uso presso la Duquesne University ed è coerente con le linee guida del National Institutes of Health. 1. Impianto chirurgico di elettrodi Wire e vescica urinaria catetere con tecniche sterili (tempo totale di 5-10 min) <ol><li> I seguenti elementi devono essere preparati prima di un intervento chirurgico di partenza: <ol><li> Attivamente monitorare e regolare la temperatura corporea di 37,5 ± 0,5 ° C utilizzando il sistema di monitoraggio della temperatura con una piastra elettrica a batteria e sonda temperatura corporea degli animali (Materials List) Collegare sistema automatico per una lampada di calore a bassa potenza per un ulteriore controllo della temperatura corporea. </li><li> Attrezzatura necessaria per l&#39;anestesia isoflurano include aria compressa (ad esempio 100% O 2), vaporizzatore isoflurano, isoflurano, camera di induzione isoflurano (per atterramento iniziale), cono di naso, e il sistema di scarico. </li><li> Montare the strumenti adeguati chirurgici, cateteri IV, ed elettrodi (Materials List) </li></ol></li><li> Indurre stato anestetico in camera di induzione al 2-3% isoflurano. Rimuovere il mouse dalla camera quando riflesso di raddrizzamento è persa (0-1 min). </li><li> Posizionare il mouse in cono con 2-2,5% isoflurano. Pinch punta a verificare la presenza di anestesia totale. Non ci dovrebbe essere alcuna risposta da parte degli animali. Avviare il timer. </li><li> Mettere 1 goccia di pomata oftalmica per ogni occhio del mouse. </li><li> Girare il mouse sopra in modo lato dorsale è rivolto verso il basso. </li><li> Inserire il catetere attraverso l&#39;uretra e nella vescica. </li><li> Immergere catetere lubrificante chirurgico per lubrificare il catetere. <ol><li> Premere delicatamente apertura uretrale con una pinza a punta perpendicolare al corpo dell&#39;animale. Tenendo catetere con il set 2 ° di pinze, inserire delicatamente estremità del catetere in uretra ad un angolo perpendicolare al corpo dell&#39;animale. </li><li> Quando catetere va in uretra ~ 1-2 mm, regolare delicatamente catetere in modo che adesso è parallelo al corpopuntando verso la testa. Questo movimento è necessario per evitare pube. </li><li> Premere delicatamente il catetere attraverso il corpo del mouse. Il catetere deve scorrere nella cavità del corpo uniformemente e senza resistenza. Non forzare il catetere. Se il catetere non entra agevolmente, tornare alla posizione del catetere perpendicolare e ricominciare. </li><li> Con catetere completamente inserito nella vescica, spingere delicatamente verso il basso sull&#39;addome del mouse per espellere il contenuto della vescica. Rimuovere tutte le urine da catetere spingendo un piccolo pezzo di carta assorbente in apertura del catetere. Quando tovagliolo di carta è intrisa di urina, sostituire. Rimuovere urina continuamente durante il protocollo restante anche durante gli esperimenti distensione della vescica (vedi protocollo 3.) </li></ol></li><li> Inserire due fili d&#39;argento nei muscoli addominali sinistra e un filo d&#39;argento nel petto (come un terreno.) <ol><li> Usare alcol o iodio per disinfettare zona laterale a destra del catetere (lato sinistro del corpo dell&#39;animale.) </li><li> Esporre muscolo addominale di sinistra. <ol><li> Tenere pelle vicino muscolo addominale sinistra con una pinza. Fai una piccola incisione di 1-2 cm con le forbici chirurgiche medie. </li><li> Inserire la punta di forbici in incisione ed espandersi delicatamente incisione di 2 cm. </li><li> Usare pinze per muovere fascia sovrastante per esporre muscolo addominale obliquo superiore. Fare attenzione a non tagliare / strappare uno dei principali vasi sanguigni che si trovano in questa regione. </li></ol></li><li> Piegare tre fili d&#39;argento a metà. Utilizzare affilato ago da 21 G a prendere un piccolo morso del muscolo. Quindi, spingere l&#39;ago attraverso il muscolo. Quando si inseriscono nel muscolo attenzione a non forare tutti gli organi interni o indurre inutili danni al muscolo. </li><li> Attaccare una estremità libera di un filo d&#39;argento nell&#39;apertura del 21 ago G. Estrarre delicatamente dell&#39;ago attraverso il muscolo per disegnare il filo d&#39;argento attraverso il morso muscolo. Quando l&#39;ago è libero da muscoli, tirare delicatamente filo d&#39;argento attraverso il muscolo lDansa nel filo è a filo con lamorso muscolare. </li><li> Ripetere i punti 1.7.3-1.7.4 per il secondo filo muscolare. Questo filo deve essere collocato ~ 0,5 centimetri dal primo filo muscolare. È importante che i due fili non tocchino dopo l&#39;inserimento. </li><li> Inserire il terzo filo argento (terra) nel torace inferiore al cuore. <ol><li> Utilizzare affilato ago da 21 G a prendere un piccolo morso di pelle (non è necessario fare un&#39;incisione o radersi la pelle) e spingere l&#39;ago attraverso la pelle. </li><li> Inserire il filo d&#39;argento come descritto sopra e tirare attraverso la pelle. </li></ol></li></ol></li><li> Mettere una piccola quantità di 37,5 ° C olio minerale sterile sui muscoli esposti per mantenerli umidi e tirare la pelle sopra il muscolo più esposte come possibile. </li><li> Iniettare 0,5 ml di soluzione fisiologica per via sottocutanea per aiutare a mantenere i livelli del fluido durante le fasi successive. </li><li> Rotolare delicatamente animale sul lato in modo che la temperatura corporea può essere facilmente mantenuta. </li></ol> 2. Anestesia procedura step-down parziale (totatempo l ~ 75 min) Il seguente protocollo anestesia è stato approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali ed uso presso la Duquesne University ed è coerente con le linee guida del National Institutes of Health. <ol><li> Subito dopo la sezione I (sopra) è completa, isoflurano inferiore al 1,5%. Mantenere a questo livello per 15 min. </li><li> Isoflurano inferiore in modo tale che l&#39;animale è parzialmente anestetizzato. <ol><li> Bassa isoflurano da 0,125% ogni 15 minuti fino reperti animali una risposta flessioni a pizzico punta, ma non vocalizzare o comunque muoversi. </li><li> Tipicamente, un livello di 0,8-1,0% isoflurano è ottimale, ma i livelli possono variare a causa delle differenze di impostazioni anestesia. Vocalizzazione e / o deambulazione sono eventi estremamente rari in cui l&#39;anestesia è al livello corretto. </li></ol></li></ol> 3. Elettromiogramma (EMG) Registrazione Durante la distensione vescicale con pressioni Graded (15-75 mmHg) (tempo totale - variabile a seconda dell&#39;esperimento) <ol&gt; <li> Impostare le seguenti voci per la registrazione EMG e la distensione della vescica: <ol><li> Installazione di un amplificatore, un digitalizzatore e software di registrazione. In questa configurazione, il digitalizzatore ha un ingresso per l&#39;amplificatore e due ingressi per il regolatore di pressione (pressione e gli ingressi marcatori stimolo, vedere di seguito la sezione 3.1.2). Configurazione hardware e software esatta è personalizzabile (vedi Materiali Elenco per istruzioni specifiche). </li><li> Installazione di un sistema per consegnare raffiche specifici di pressione atmosferica ad animale. Questo sistema è denominato &quot;regolatore di pressione temporizzata&quot; nella seguente protocollo. Esso consente per la consegna di pressione automatico compresa la digitalizzazione della pressione dell&#39;aria, il controllo della lunghezza di processo, automazione intervallo inter-trial, il controllo del numero di trial, e stimolo segnale digitale esordio (vedi Anderson et al. 14 per schematica di un regolatore di pressione a tempo). </li></ol></li><li> Collegare tutti i cavi di mouse (2 fili addominali + 1 filo di terra) per l&#39;amplificatore e ildigitizer e cominciare segnale EMG registrazione nel software digitalizzatore. Nota che ora &quot;Write&quot; viene selezionato nel software digitalizzatore. </li><li> Rimuovere tovagliolo di carta da catetere vescicale. Collegare il catetere a tubo dell&#39;aria (dal regolatore di pressione temporizzata.) </li><li> Consegnare un singolo trial 20 sec a 60 mmHg di pressione distensione. <ol><li> Impostare il regolatore di flusso a 60 mmHg (pressione di controllo tramite un sfigmomanometro analogico.) </li><li> Impostare il regolatore di pressione temporizzato per fornire un intervallo prepressure 20 sec (questo sarà il segnale di stimolo 2V registrato nel software digitalizzatore) seguito da un 20 sec distensione pressione del polso. </li><li> Avviare il processo (intervallo prepressure + prova distensione pressione). Quando inizia il processo effettivo di pressione, controllare la pressione utilizzando i 3 sfigmomanometri collegati al sistema. </li><li> Durante il processo distensione pressione, deve essere osservato un forte segnale EMG (&gt; 0,5 V), durante ed eventualmente dopo la 20 sec distensione. L&#39;animale può presentare abdomimovimento nale ma l&#39;animale non dovrebbero vocalizzi o altrimenti muoversi. Anche se raro, se si osservano movimenti anomali o vocalizzazioni, aumentare il livello isoflurano. </li></ol></li><li> Se il 1 ° 60 mmHg distensione produce un segnale EMG caso, ripetere il punto 3.4 altre due volte con un intervallo tra le prove di 1-2 min. </li><li> Alla ricezione di segnali forti dai tre 60 mmHg prove, eseguire distentions sperimentali. <ol><li> Molti studi utilizzano distensioni graduate a partire a bassa pressione (10-15 mmHg) e lavorare fino a pressioni nocive (75-80 mmHg), con incrementi di 10-15 mmHg. Vedere i risultati rappresentativi qui sotto per esempio le tracce a pressioni diverse. </li><li> Prove tipiche includono un intervallo di 20 sec prepressure, un processo distensione pressione 20 sec, e un intervallo tra le prove 1-2 min. </li><li> Effettuare tre distentions ad ogni pressione e poi la media di tutti i tre prove (per ottenere una singola risposta visceromotoria per ogni singola pressione). In un metodo alternativo, peffettuare la giusta cinque distensioni ad ogni pressione, eliminare le prove di alti e bassi, e quindi la media dei restanti tre risposte. </li></ol></li><li> Distensioni volta sperimentali sono complete, interrompere la registrazione, salvare il file esperimento, e sacrificio animale con metodi approvati. </li></ol> 4. Analisi di Tracce Raw EMG <ol><li> L&#39;analisi delle risposte visceromotoria (cioè registrazioni EMG) possono essere facilmente effettuata utilizzando il software on-board digitizer o attraverso un programma di terze parti (Materials List) Le seguenti istruzioni sono istruzioni generali che potrebbero essere utilizzati per analizzare i dati utilizzando più programmi o utilizzando l&#39;analisi manuale . </li><li> Per esportare EMG, pressione e dati di segnale di stimolo da software di digitalizzatore effettuare le seguenti operazioni: <ol><li> Aprire il file sperimentale. </li><li> Fare clic su &quot;File&quot; &quot;Esporta come.&quot; </li><li> Cambiare il tipo di file &quot;di testo foglio di calcolo (. Txt),&quot; nome del file e fare clic su &quot;Salva&quot;. </li><li> Nel Pofinestra p-up, cambiare la frequenza di campionamento di uscita da &quot;1000&quot;, cambiare l&#39;ora di inizio della raccolta dei dati momento iniziò e modificare l&#39;ora di fine di &quot;MaxTime ().&quot; Seleziona la marcatura &quot;in uscita il time shift scatola così prima riga è un 0.0 sec &quot;e fare clic su&quot; OK &quot;. </li><li> I dati saranno ora esportati come file di testo che può essere aperto in una varietà di programmi. Il file deve contenere quattro colonne (Timer, VMR (EMG), di pressione, di stimolo). </li></ol></li><li> Per ciascun animale sperimentale testato, eseguire le seguenti operazioni matematiche. <ol><li> Rettificare segnale EMG per l&#39;intero set di dati calcolando il valore assoluto di ogni punto. </li><li> Determinare la risposta media EMG durante la sezione dell&#39;esperimento sfondo. </li><li> Sottrarre questo contesto medio di risposta EMG da ogni punto dati rettificati nell&#39;esperimento per ottenere lo sfondo set di dati corretti. </li><li> Determinare l&#39;area sotto la curva (AUC) per ogni 20 sec preintervallo di pressione in background set di dati corretti. </li><li> Determinare l&#39;AUC per ogni prova distensione pressione 20 secondi sullo sfondo set di dati corretti. </li><li> Dividere ogni prova AUC distensione pressione (ottenuta nella fase 4.3.5) con la divisione minima prepressure AUC dal intero esperimento (ottenuta nella fase 4.3.4.). Questo è l&#39;AUC corretta normalizzata e sfondo per ogni prova completa distensione pressione. </li></ol></li><li> Per ciascun animale sperimentale, diversi studi medi normalizzati da una singola pressione per ottenere l&#39;normalizzato VMR in Volt * sec (Vsec). </li><li> Eseguire le statistiche appropriate sui dati a seconda del disegno sperimentale. </li></ol>

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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Negli esseri umani, la cistite interstiziale / sindrome della vescica dolore (IC / BPS) rappresenta un problema clinico rilevante perché i pazienti hanno dolore debilitante che spesso non risponde al trattamento del dolore regolare 15. Una delle principali sfide nella comprensione e, infine, il trattamento del dolore cronico della vescica è quello di capire i normali processi neurali che sono coinvolti nella risposta al nociva distensione della vescica. Per superare questo problema, è necessario un modello...

Il dolore cronico è ufficialmente definito come un dolore che persiste per circa tre mesi, o più a lungo del normale tempo di guarigione del tessuto 1. Questo tipo di dolore è uno dei motivi principali che le persone sono spinti a rivolgersi al medico 2 e può costare fino a 635 miliardi dollari di dollari all&#39;anno 3. Strategie di dolore cronico in corso di coping sono considerati arcaici; dopo decenni di progressi medici, i FANS (farmaci anti-infiammatori non steroidei) e gli oppioidi sono ancora i trattamenti primari prescritti dai medici. Tuttavia questi trattamenti obiettivo tutti i diversi tipi di dolore allo stesso modo, fornendo effetti analgesici tutto il corpo piuttosto che un&#39;attenzione particolare sulla causa che esatta incidente dolore. Per aiutare meglio chi soffre di dolore cronico, l&#39;attenzione la ricerca dovrebbe essere spostata verso l&#39;eziologia e possibili trattamenti specifici per il dolore associato alle più comuni cause di dolore cronico. L&#39;obiettivo di questo manuscript è quello di descrivere un modello utilizzato per comprendere meglio una condizione nota come sindrome di cistite interstiziale / dolorosa della vescica (IC / BPS). IC / BPS è una condizione debilitante che colpisce milioni di persone, soprattutto donne di età superiore ai 40 4. Le cause esatte della IC / BPS non sono noti, tuttavia la prevalenza è stato collegato alla genetica 5, diete specifiche e livelli di stress elevato 6 . I sintomi di IC / BPS includono ma non sono limitate a: Aumento urgenza di urinare, aumento della frequenza della minzione, dolore, piercing, o bruciore durante il riempimento della vescica e svuotamento, e nicturia 7. I pazienti che manifestano queste condizioni hanno livelli di stress più elevati e sono più ansiosi 8. Ciò ha aumentato i risultati dello stress in aumento del dolore, che aumenta i livelli di stress originali. Studi hanno dimostrato che i livelli di ansia e depressione diminuiscono seguenti trattamenti che alleviano il dolore urinario, così rompendo efficacemente questo ciclo positivo di feedback <sup&gt; 9. Una delle sfide nella scoperta di nuovi trattamenti per IC / BPS è stata la scarsità di una conoscenza scientifica di base del dolore vescicale. Per studiare contributi del sistema nervoso alla condizione, molti modelli animali sono stati sviluppati per imitare il dolore e sintomi associati con IC / BPS. Tradizionalmente, cistite è stato ricreato negli animali con l&#39;introduzione di varie sostanze chimiche come olio di senape, acetone, lipopolisaccaride, acido cloridrico, ciclofosfamide e nella vescica. Tuttavia non agenti stranieri sono presenti nelle urine sterile dei pazienti IC / BPS, mettendo in discussione così la validità di questi modelli. Un altro modello murino di dolore urologica è distensione della vescica urinaria (UBD) 10. In questo modello, l&#39;aria compressa di una pressione specifica viene consegnato alla vescica di un animale sveglio o leggermente anestetizzati in un determinato periodo di tempo. Durante tutta la procedura, fili in obliquo muscoli addominali record di activ elettrica superiorelità dal muscolo (con elettromiografia (EMG)). Ciò è noto come la risposta visceromotoria (VMR) ed è affidabile, riproducibile misura di nocicezione 10. Simile cava organo distensione (es. vescica, retto) in volontari sani produce sensazioni di disagio e di aumenti significativi segnalati dolore 11,12, tratti che sono spesso utilizzati per diagnosticare IC / BPS. Così, in combinazione con metodi elettrici, farmacologici, e optogenetic di stimolazione o inibizione, UBD è un modello utile e valida per comprendere entrambe le componenti del sistema nervoso centrale e periferico di nocicezione vescica e dolore. Qui, descriviamo la procedura per UBD come è attualmente utilizzato nel nostro laboratorio entro membri femminili del ceppo topo comune, C57BL/6J. A causa di difficoltà nel processo di cateterizzazione maschi, questa procedura viene eseguita principalmente nei topi femmina. Questo protocollo è stato adattato da quello sviluppato da Ness &lt;em&gt; et al. del 10 e già pubblicato dal nostro laboratorio 13. Il protocollo che segue descrive quattro componenti principali di questo modello in animali anestetizzati: (1) catetere vescicale e chirurgia elettrodo di registrazione (2) induzione di anestesia parziale (3) distensione della vescica e registrazione VMR, e (4) analisi dei dati di prime tracce VMR / EMG . Sottili differenze nella procedura UBD-VMR a causa di scelta dell&#39;organismo, la profondità dell&#39;anestesia e induzione, e la temperatura corporea sono discussi di seguito.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

I circa 3-8 milioni di persone negli Stati Uniti soffrono di sindrome di cistite dolore / vescica interstiziale (IC / BPS), una condizione debilitante caratterizzata da una maggiore urgenza e frequenza della minzione, così come nicturia e dolore pelvico generale, in particolare su riempimento vescicale o svuotamento. Nonostante anni di ricerca, la causa della IC / BPS rimane sfuggente e strategie di trattamento non sono in grado di fornire completo sollievo ai pazienti. Per studiare contributi del sistema nervoso alla condizione, molti modelli animali sono stati sviluppati per imitare il dolore e sintomi associati con IC / BPS. Un tale modello murino è vescica urinaria distensione (UBD). In questo modello, l&#39;aria compressa di una pressione specifica viene consegnato alla vescica di un animale leggermente anestetizzati in un determinato periodo di tempo. Durante tutta la procedura, i fili nei muscoli addominali obliqui superiori registrare l&#39;attività elettrica del muscolo. Questa attività è conosciuta come la risposta visceromotoria (VMR) ed isa misura affidabile e riproducibile di nocicezione. Qui, descriviamo i passi necessari per eseguire questa tecnica sui topi, tra cui le manipolazioni chirurgiche, la registrazione fisiologica, e l&#39;analisi dei dati. Con l&#39;uso di questo modello, il coordinamento tra i neuroni sensoriali primari, midollo spinale afferenze secondarie e aree del sistema nervoso centrale superiore partecipanti dolore vescica può essere dipanato. Questa conoscenza di base della scienza può essere clinicamente tradotto per il trattamento di pazienti affetti da IC / BPS.

Un esempio della configurazione generale UBD-VMR può essere visto in Figura 1A. Aumento dei passaggi pressione inducono un aumento del greggio VMR (cioè EMG) (Figura 1B). L&#39;VMR crudo, pressione, e il segnale marcatore stimolo che dovrebbero essere osservati durante la registrazione utilizzando software digitalizzatore può essere visto in Figura 2. Canale superiore visto in Figura 2 è la traccia EMG (in V). Il segnale della traccia EMG s...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

I circa 3-8 milioni di persone negli Stati Uniti soffrono di sindrome interstiziale dolore cistite / vescica (IC / BPS), una condizione debilitante caratterizzata in parte da dolore pelvico. Per studiare contributi del sistema nervoso alla condizione, un modello fisiologico di dolore vescica urinaria è utilizzato in topi e ratti.

Vescica urinaria Distensione Evocati visceromotoria Risposte come un modello per il dolore della vescica nei topi

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K Views.  Duquesne University.  I circa 3-8 milioni di persone negli Stati Uniti soffrono di sindrome interstiziale dolore cistite / vescica (IC / BPS), una condizione debilitante caratterizzata in parte da dolore pelvico. Per studiare contributi del sistema nervoso alla condizione, un modello fisiologico di dolore vescica urinaria è utilizzato in topi e ratti. 