This video article is sponsored by Cerebos Pacific Limited. This work is supported by National Medical Research Council Collaborative Research Grant (NMRC-CBRG-0041/2013) and Ministry of Education Academic Research Funding (MOE AcRF- Tier 1 - T1-2012 Oct -02).

Tutte le procedure sugli animali sono state approvate dalla cura e l&#39;uso Comitato istituzionale animali (IACUC) dell&#39;Università Nazionale di Singapore. 1. Preparazione di artificiale liquido cerebrospinale (ACSF) <ol><li> Preparare la ACSF costituito da (in mM) 124 NaCl, KCl 3,7, 1,0 MgSO4 7H 2 O, 2,5 CaCl 2 .2H 2 O, 1,2 KH 2 PO 4, 24,6 NaHCO3 e 10 D-glucosio. Assicurarsi che il pH della ACSF è compreso tra 7,2-7,4 quando gorgogliare alla saturazione con 95% O 2 e 5% CO 2 miscela (carbogeno). 21 Usare questo ACSF sia per la dissezione, la preparazione fetta e per perfusione durante le registrazioni elettrofisiologiche. NOTA: Utilizzare un apparecchio pulito per la misurazione e tenendo premuto il ACSF. Usando apparecchi impuro può portare a soluzioni torbide o formazione di precipitati. Usare acqua deionizzata per tutte le preparazioni. </li><li> Preparare un 2 L 10x ACSF magazzino escluso NaHCO 3 </sub&gt; e D-glucosio in pallone tarato. Aggiungere reagenti all&#39;acqua deionizzata nel seguente ordine: NaCl (144.96g), KCl (5.52g), MgSO4 7H 2 0 (4.92g), CaCl 2 .2H 2 0 (7,56 g), KH 2 PO 4 (3.28 g) e superiore fino al volume di 2 L. mescolare continuamente per almeno 30 minuti con un agitatore magnetico per garantire che tutti i reagenti sono dissolti. Conservare il magazzino in 4 ° C e utilizzare entro 2 settimane. </li><li> Prima della dissezione e gli esperimenti, diluire il ACSF magazzino in un pallone tarato con l&#39;aggiunta di quantità necessaria di NaHCO3 e D-glucosio. Per 1 soluzione L, diluire 100 ml di brodo di 1 L dopo l&#39;aggiunta di 2,07 g NaHCO3 e 1.802 g di D-glucosio. Il ACSF dovrebbe essere una soluzione trasparente, priva di qualsiasi precipitato o di particelle non disciolte. </li><li> Raffreddare circa 200-300 ml di ACSF sul ghiaccio, da utilizzare durante la dissezione. Assicurarsi che il ACSF utilizzata per la dissezione è compresa tra 2-4 ° C. Utilizzare il ACSF rimanente per electropEsperimenti hysiological. Bubble tutte le soluzioni aCSF alla saturazione con CarboGen (5% di CO 2, il 95% O 2) continuamente. In attesa del ACSF si raffreddi, preparare l&#39;area dissezione e la camera di fetta. </li></ol> 2. Preparazione della Camera di interfaccia NOTA: Una camera fetta cervello interfaccia, utilizzato per l&#39;incubazione le fette e mantenerle durante registrazioni elettrofisiologiche (Figura 2B), si compone di due compartimenti. La camera inferiore contiene acqua mantenuta a 32 ° C distillato da una termocoppia e continuamente gorgogliare con CarboGen. <ol><li> Accendere il regolatore di temperatura e preimpostarla a 32 ° C. Lavare la camera alta per 10 a 15 minuti con acqua corrente distillata attraverso il tubo di afflusso. Assicurarsi che la camera superiore è pulito prima di mettere in rete. Controllare che il livello dell&#39;acqua nella camera inferiore è circa il 70% riempita con acqua distillata. </li><li> Posiziona ilnet nella camera superiore per fornire un piano di appoggio per le porzioni (Figura 2C). Regolare il tubo di efflusso per assicurare che il livello della soluzione è sufficientemente bagnare l&#39;intera area della rete. Posizionare il coperchio sopra la rete per mantenere un&#39;atmosfera umidificata carbogeno nella camera superiore. </li><li> Regolare il flusso di 1 ml / min. Mantenere questa portata per tutto il periodo di incubazione fetta e l&#39;esperimento. Avviare carbogenating il ACSF 1x appena preparato e immergere il tubo di afflusso nel ACSF. Lasciare 20 min per il ACSF saturo con CarboGen e per la camera superiore per essere riempito con esso. </li></ol> 3. Preparazione di acuta fettine di ippocampo NOTA: Il protocollo dissezione è composto da (1) rimozione del cervello dall&#39;animale in ACSF e fredda (2) Isolamento e tranciatura dell&#39;ippocampo. Affinché i neuroni di rimanere vitali, isolano e mettono il cervello in ACSF freddo rapidamente e completare l&#39;interoprocesso affettare in 3-5 minuti compresi. <ol><li> La rimozione del cervello in ACSF freddo <ol><li> Disporre gli strumenti di dissezione nel modo illustrato nella Figura 1A. Disporre gli strumenti secondo l&#39;ordine di utilizzo per facilitare il processo di dissezione. Prima di iniziare, assicurarsi che tutti gli strumenti di dissezione sono pronti. </li><li> Montare una lama di rasoio, pulito con acetato di etile, etanolo assoluto e acqua distillata, sul chopper tessuto manuale (Figura 1B), fissarlo saldamente e in modo che la punta di diamante è perfettamente allineato. Test di tagliare un pezzo di carta da filtro per assicurarsi che la lama è fissata saldamente. Impostare lo scorrimento Vernier micrometro nella posizione di partenza. </li><li> Eutanasia l&#39;animale con anidride carbonica (CO 2) in una camera di induzione e decapitare con le forbici benda o ghigliottina. Utilizzo di un forbici Iris, togliere la pelle e pelliccia sopra il cranio. Fare un taglio attraverso posteriore per rimuovere il brainstem.Make una piccola incisione lungo thall&#39;e lato destro del cranio e un&#39;incisione più a sinistra. ATTENZIONE! Effettuare solo una piccola incisione sul lato che viene utilizzato per gli esperimenti per evitare di danneggiarlo. Quando si inseriscono le forbici, assicurarsi che la forza applicata è verso l&#39;alto per evitare danni al cervello. </li><li> Rimuovere delicatamente il cranio con un osso rongeur partendo dalla sinistra alla destra del cranio per rivelare la corteccia. Un sottile strato di dura può anche essere visto. Rimuovere con attenzione le piastre frontali con il rongeur. Eliminare la maggior parte dura con le piastre frontali. ATTENZIONE! Fate attenzione che la dura non tagliare attraverso il tessuto cerebrale. </li><li> Rimuovere la dura eventuale residuo, in particolare nella giunzione tra la corteccia e il cervelletto con la parte piatta di una spatola. Per la procedura 3.1.5 e 3.1.6, mantenere la pressione verso l&#39;alto cioè lontano dal cervello per evitare di danneggiarlo. Utilizzando la spatola, scoop delicatamente il cervello in una capsula di Petri piena di freddo e ACSF carbogenated (2-4 ° C), placed su un blocco di raffreddamento in alluminio. </li></ol></li><li> Isolamento dell&#39;ippocampo <ol><li> Usando un bisturi, effettuare un taglio dritto per rimuovere il cervelletto e un altro taglio per rimuovere la parte anteriore del cervello (circa un quarto). Fare un taglio superficiale lungo la linea mediana. </li><li> Rimuovere con attenzione la corteccia con uno scaler falce, partendo dalla linea mediana per rivelare le ippocampo dorsale. Rimuovere lo strato di corteccia sopra dell&#39;ippocampo. Usare le dita o pinze ad angolo per sostenere il cervello. Fare un piccolo taglio al commessura ippocampale. Rimuovere delicatamente l&#39;ippocampo con la modalità falce a partire dalle ippocampo dorsale con movimenti di rotolamento. ATTENZIONE! Sii gentile per evitare stretching e strappare l&#39;ippocampo. </li><li> Rimuovere qualsiasi corteccia e dei tessuti connettivi intorno l&#39;ippocampo isolato con lo scaler falce. </li></ol></li><li> Tagliando il tessuto dell&#39;ippocampo e trasferire le fette sulla camera di interfaccia <ol><li> Posizionare un pezzo di ACSF-carta da filtro imbevuta (Grade 1, 30 mm) sul palco affettare affettatrice manuale. Scoop e posizionare il tessuto dell&#39;ippocampo sulla carta da filtro. Spostare la carta da filtro per allineare l&#39;ippocampo a debita orientamento rispetto alla lama dell&#39;affettatrice modo che l&#39;ippocampo è tagliato ad un angolo di circa 70 o al fimbria. </li><li> Asciugare la soluzione in eccesso che circonda il tessuto dell&#39;ippocampo con un filtro di carta piegato (Grade 1, 85 mm) lasciando l&#39;ippocampo leggermente umida. Affettare l&#39;ippocampo trasversalmente Avvia. Slice e scartare tessuto dalla fine estremo dell&#39;ippocampo dove la morfologia fetta non è chiaro. </li><li> Tagliate il tessuto rimanente in 400 fette micron di spessore. Pick up fettine di ippocampo delicatamente dalla lama con una spazzola con setole morbide con movimenti delicati e strisciando disporre le fette in un piccolo bicchiere pieno di freddo ACSF carbogenated. Eseguire le fasi 3.3.1-3.3.3 più rapidamente possibile poiché il tessuto dell&#39;ippocampo è esposto all&#39;aria. NOTA: In genere i due terzi dell&#39;ippocampo è affettato, e 4-6 fette con chiaro morfologia possono essere preparati. </li><li> Trasferire le fette delicatamente sulla rete nella camera fetta con un pulito di plastica pipetta Pasteur con una punta larga (fatta tagliando via 2-3 cm della punta). Regolare accuratamente la posizione delle fette sulla rete utilizzando una piccola siringa con un estremità ricurva. Posizionare le fette in modo tale da facilitare posizione degli elettrodi e la registrazione. Verificare che le fette sono sufficientemente circondati da ACSF ma non sono immerse o galleggiante (Figura 2C-D). Coprire la camera e incubare le fette per 2-3 ore. NOTA: lo strato di cellule piramidali nelle fette sani dovrebbe mostrare una certa trasparenza. </li></ol></li></ol> 4. Registrazione di CA3-CA1 Synaptic Risposte NOTA: Il elettrofisiologia set-up utilizzato per la registrazione potenziale campo viene mostrato nella Figura 2A. A Faragabbia giorno è fortemente consigliato se l&#39;interferenza elettrica è al di là del controllo dopo la corretta messa a terra delle impostazioni elettrici. Molti diversi tipi di camere sommerse e di interfaccia sono disponibili in commercio. Tuttavia, le camere di interfaccia sono preferiti come fette mostrano risposte sinaptiche più robuste in loro. <ol><li> Posizionamento degli elettrodi <ol><li> Accendere l&#39;apparecchio elettrico (stimolatori e amplificatori) da utilizzare. Montare e fissare gli elettrodi stimolanti e registrazione nella titolari plexiglass dei micromanipolatori. NOTA: Usiamo monopolare,, elettrodi in acciaio inox laccato rivestito di resistenza 5 MW sia per scopi di stimolanti e di registrazione. </li><li> Prima dell&#39;uso, inserire questi elettrodi all&#39;interno dei capillari di vetro tirato e fissarlo con colla epossidica esporre solo piccola parte della punta dell&#39;elettrodo (Figura 2E). Questo dà forza agli elettrodi altrimenti sottili e aiuta a garantire saldamente nel eletitolari ctrode. </li><li> Guidata al microscopio, posizionare l&#39;elettrodo stimolante (s) in strato radiatum della regione CA1 di stimolare le fibre collaterali Schaffer e l&#39;elettrodo di registrazione nella regione dendritico apicale CA1 per registrare (fEPSP) risposte di campo-EPSP. NOTA: Avvicinandosi la superficie del liquido sopra la fetta con gli elettrodi dà un suono che consente di individuare rapidamente la superficie della fetta (fornito, l&#39;amplificatore è collegato ad un altoparlante). </li><li> In esperimenti di tagging e catturare sinaptiche, secondo la necessità dell&#39;esperimento, posizione due o tre elettrodi stimolatori (S1, S2 o S3) su entrambi i lati dell&#39;elettrodo di registrazione per stimolare due o più indipendenti ma sovrapposti ingressi. Posizionare le stimolanti e registrazione elettrodi circa 200 micron a parte. </li><li> Se necessario, individuare un altro elettrodo di registrazione nello strato corneo pyramidale per la registrazione spike popolazione (Figura 3A) .Quando sia laelettrodi hanno toccato la fetta, utilizzando il software di acquisizione, dare una stimolazione di prova per garantire un adeguato segnale di fEPSP. NOTA: Usiamo bifasico, impulsi di corrente costante (durata impulso 0,1 msec / semi-onda) per la stimolazione di prova. </li><li> Una volta ottenuto un vero e proprio segnale di fEPSP, abbassare con attenzione gli elettrodi circa 200 micron profondo utilizzando micrometrica movimento dei manipolatori. Lasciare 20 minuti per le fette di recuperare. Testare l&#39;indipendenza percorso con un protocollo di facilitazione paired-pulse 27,28. </li></ol></li><li> Relazione ingresso-uscita <ol><li> Determinare la relazione ingresso-uscita (stimolazione afferente vs fEPSP slope) per ciascun ingresso misurando il valore di pendenza in una gamma di intensità di corrente. Eseguire questo tra 20 μA a 100 mA. Quindi impostare l&#39;intensità di stimolazione per ciascun ingresso per ottenere il 40% della massima pendenza fEPSP. Conservare il costante durante l&#39;esperimento. </li><li> Dopo 15-20 minuti, iniziare a registrare la linea di base. Monitorare il fEPSP versante strettamente in questo periodo e ripristinare la intensità dello stimolo se la pendenza oscilla oltre il 10% rispetto al valore impostato e avviare una nuova linea di base. Record almeno 30 minuti o 1 ora linea di base stabile prima di procedere. NOTA: Per la prova o la stimolazione basale, usiamo quattro spazza di 0,2 Hz bifasico, costanti impulsi di corrente (0,1 msec per polarità) dati ogni 5 minuti. Una pendenza media di questi quattro risposte viene quindi considerata come una ripetizione. I segnali sono filtrati e amplificati da un amplificatore differenziale, digitalizzato mediante un convertitore analogico-digitale e monitorati online con software su misura. </li></ol></li><li> Induzione di LTP / LTD utilizzando protocolli di stimolazione NOTA: Sia la LTP e LTD sono stati classificati come inizio e fine-LTP / LTD in base ai requisiti della sintesi proteica; quest&#39;ultimo di traduzione che richiede e / o di trascrizione per la sua manutenzione in ritardo [per la revisione vedere 4]. Una varietà di paradigmi di stimolazione elettrica può specifically indurre le diverse forme di LTP e LTD. <ol><li> WTET: 100 Hz, 21 bifasico impulsi di corrente costante (0,2 msec per fase). </li><li> STET: Tre sequenze di 100 impulsi per un secondo (100 Hz) ogni 10 min (Pulse Width 0,2 msec per fase). </li><li> 900 burst oltre una durata di 15 min. 1 scoppio si compone di 3 impulsi (0,2 larghezza msec) con un intervallo dell&#39;impulso di 50 msec (20 Hz). L&#39;intervallo tra l&#39;esplosione è di 1 sec (numero totale di impulsi 2.700). </li></ol></li></ol> 5. Pulizia di Slice Camera e sistema di perfusione <ol><li> Dopo la registrazione è finita, raccogliere i fettine di ippocampo per ulteriori analisi biochimiche oppure eliminare in modo appropriato. Chiudere il rubinetto CarboGen e regolatore di temperatura. Lavare il gorgogliatore CarboGen in acqua distillata. </li><li> Pulire accuratamente la rete con una spazzola e acqua distillata. Lavare l&#39;impianto per 15-20 minuti con acqua distillata a una portata maggiore. Una volta in 3-4 giorni, cambiare l&#39;acqua distillata nelvano inferiore della camera e anche pulito la camera regolarmente con il 3% di perossido di idrogeno soluzione per evitare la crescita fungina. </li></ol>

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G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+duration+of+long-term+potentiation+in+the+CA1+region+of+the+hippocampal+slice+preparation.">The duration of long-term potentiation in the CA1 region of the hippocampal slice preparation.</a> Brain research bulletin. 15, 249-255 (1985).</li><li>Sajikumar, S., Korte, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+compartments+of+apical+CA1+dendrites+have+different+plasticity+thresholds+for+expressing+synaptic+tagging+and+capture.">Different compartments of apical CA1 dendrites have different plasticity thresholds for expressing synaptic tagging and capture.</a> Learning &amp; Memory. 18, 327-331 (2011).</li><li>Li, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+Synapses+Strong:+Metaplasticity+Prolongs+Associativity+of+Long-Term+Memory+by+Switching+Synaptic+Tag+Mechanisms.">Making Synapses Strong: Metaplasticity Prolongs Associativity of Long-Term Memory by Switching Synaptic Tag Mechanisms.</a> Cerebral Cortex. 24, 353-363 (2014).</li><li>Sajikumar, S., Frey, J. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anisomycin+inhibits+the+late+maintenance+of+long-term+depression+in+rat+hippocampal+slices+in+vitro.">Anisomycin inhibits the late maintenance of long-term depression in rat hippocampal slices in vitro.</a> Neuroscience Letters. 338, 147-150 (2003).</li><li>Ishikawa, Y., Tamura, H., Shiosaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+of+neuropsin+(KLK8)-dependent+synaptic+associativity+in+the+hippocampal+pyramidal+neuron.">Diversity of neuropsin (KLK8)-dependent synaptic associativity in the hippocampal pyramidal neuron.</a> The Journal of physiology. 589, 3559-3573 (2011).</li><li>Ishikawa, Y., Horii, Y., Tamura, H., Shiosaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuropsin+(KLK8)-dependent+and+-independent+synaptic+tagging+in+the+Schaffer-collateral+pathway+of+mouse+hippocampus.">Neuropsin (KLK8)-dependent and -independent synaptic tagging in the Schaffer-collateral pathway of mouse hippocampus.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28, 843-849 (2008).</li><li>Sajikumar, S., Morris, R. G. M., Korte, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Competition+between+recently+potentiated+synaptic+inputs+reveals+a+winner-take-all+phase+of+synaptic+tagging+and+capture.">Competition between recently potentiated synaptic inputs reveals a winner-take-all phase of synaptic tagging and capture.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 111, 12217-12221 (2014).</li><li>Navakkode, S., Sajikumar, S., Frey, J. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+type+IV-specific+phosphodiesterase+inhibitor+rolipram+and+its+effect+on+hippocampal+long-term+potentiation+and+synaptic+tagging.">The type IV-specific phosphodiesterase inhibitor rolipram and its effect on hippocampal long-term potentiation and synaptic tagging.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 24, 7740-7744 (2004).</li><li>Kohl, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemisphere-specific+optogenetic+stimulation+reveals+left-right+asymmetry+of+hippocampal+plasticity.">Hemisphere-specific optogenetic stimulation reveals left-right asymmetry of hippocampal plasticity.</a> Nature. 14, 1413-1415 (2011).</li><li>Frey, U., Huang, Y. Y., Kandel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+cAMP+Simulate+a+Late+Stage+of+LTP+in+Hippocampal+CA1+Neurons.">Effects of cAMP Simulate a Late Stage of LTP in Hippocampal CA1 Neurons.</a> Science. 260, 1661-1664 (1993).</li><li>Erdogdu, G., Uto, A., Hossmann, K. -. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+global+ischemia+and+recirculation+of+rat+brain+on+protein+synthesis+in+vitro.">The effect of global ischemia and recirculation of rat brain on protein synthesis in vitro.</a> Metab Brain Dis. 8, 199-206 (1993).</li><li>Djuricic, B., Berger, R., Paschen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+synthesis+and+energy+metabolism+in+hippocampal+slices+during+extended+(24+hours)+recovery+following+different+periods+of+ischemia.">Protein synthesis and energy metabolism in hippocampal slices during extended (24 hours) recovery following different periods of ischemia.</a> Metab Brain Dis. 9, 377-389 (1994).</li><li>Park, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NMDA+receptor-dependent+long-term+potentiation+comprises+a+family+of+temporally+overlapping+forms+of+synaptic+plasticity+that+are+induced+by+different+patterns+of+stimulation.">NMDA receptor-dependent long-term potentiation comprises a family of temporally overlapping forms of synaptic plasticity that are induced by different patterns of stimulation.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 369, 20130131 (2014).</li></ol>

L&#39;accesso aperto per questo articolo il video è sponsorizzato da Cerebos Pacific Limited.

Acuta fetta dell&#39;ippocampo è un ottimo sistema modello per lo studio di LTP e altri processi di plasticità funzionali quali STC e cross-cattura. Conserva gran parte della rete strutturale laminare dei circuiti ippocampali, consente precise posizioni degli elettrodi e offre a fianco, una piattaforma aperta per una rapida manipolazione neurofarmacologico senza barriera emato-encefalica. Questo articolo descrive la metodologia per la preparazione di vitali fettine di ippocampo acute da giovani ratti adulti e li utilizzano per indagare STC e cross-tagging. Precedenti ricerche hanno sottolineato che il genere e l&#39;età degli animali sono fattori importanti da considerare per l&#39;utilizzo in studi di elettrofisiologia. Sono usati 27,28 Pertanto giovani animali adulti con funzioni recettoriali adulti pienamente espressi (ratti maschi Wistar di età compresa tra 5-7 settimane). 23 Asimmetrie nei collegamenti tra i ippocampo sinistro e destro sono stati osservati nei roditori e 29grandi differenze di espressione del recettore NMDA sono stati segnalati come pure 34. Abbiamo usato l&#39;ippocampo destro, per essere coerenti con i nostri studi precedenti LTP. 23,32 Tuttavia, una delle due ippocampi possiamo essere usato fino a quando la consistenza è mantenuta. Come in qualsiasi protocollo, è molto importante per eseguire l&#39;isolamento e affettare procedure rapidamente, ma facendo attenzione che il tessuto non viene allungato, danneggiato, resa secca o ipossica. Le variazioni di pH, temperatura e composizione ionica delle soluzioni possono avere profondi effetti sulla vitalità delle fette e dei risultati. Quindi tali variazioni dovrebbero essere evitati. È stato osservato che il glutammato di rilascio del calcio dipendente dal recettore si verificano durante le fasi di preparazione può influire irreversibilmente la sintesi proteica nel tessuto nervoso 35,36, 37. Utilizzando affettatrici manuali tessuto può aiutare a minimizzare questo permettendo il processo sia completato molto rapidamente rispetto a vibraslicers. Tuttavia, molti laboratori anche un uso efficace delle vibraslicers con le precauzioni necessarie per preservare la vitalità fetta. Un altro fattore importante da considerare è il lungo periodo di incubazione prima di iniziare gli esperimenti. Questo è stato notato per essere davvero cruciale per raggiungere la stabilità in statali e attivazione chinasi livelli metabolici le fette dopo il disturbo causato durante la preparazione 23. Tale stabilità è necessaria per coerenza registrazioni a lungo termine. Abbiamo sottolineare nuovamente su questa osservazione e suggeriamo le lunghe ore di incubazione di circa 3 ore. Una varietà di parametri di stimolazione sono noti per indurre LTP, ma i meccanismi molecolari indotte in ogni caso, non può essere lo stesso (per una rassegna vedi 38). Ciò può influenzare la durata e altre caratteristiche della LTP, che, a loro volta, possono influenzare i risultati di codifica e la cattura esperimenti sinaptici. Quindi è importante per convalidare i paradigmi di stimolazione e le caratteristichedel elicitati LTP nelle condizioni di laboratorio eseguire e mantenere la coerenza. In genere non consideriamo gli esperimenti con grandi raffiche fibra presinaptici e con fEPSPs massimi inferiori a 0,5 mV e gli esperimenti che comportano cambiamenti sostanziali nella fibra volley durante le registrazioni vengono respinte. Inoltre, durante l&#39;esecuzione di due o tre pathway pathway esperimenti, è importante garantire l&#39;indipendenza pathway. Questo può essere effettuato con un protocollo di facilitazione paired-pulse 28. Uno svantaggio dei sistemi di registrazione di interfaccia è la formazione di gocce di condensa sugli elettrodi durante le ore di registrazione lunghi a causa delle differenze di temperatura e umidità tra la camera e l&#39;ambiente circostante. Queste goccioline devono essere attentamente cancellato di volta in volta. In caso contrario, le goccioline può gocciolare sul fette e causare disturbi o addirittura la perdita dei segnali. Noi di solito affrontiamo questo by abilmente blotting goccioline guidate al microscopio utilizzando una sottile carta da filtro stoppino, senza toccare gli elettrodi. Tuttavia, la soluzione migliore sarebbe quella di utilizzare un sistema di riscaldamento centralizzato, come il sistema ETC sviluppato da ricercatori dell&#39;Università di Edimburgo. In una nota conclusiva, una varietà di metodologie esistenti nei laboratori nel mondo che sono utilizzati per la preparazione di fettine ippocampali per diversi scopi sperimentali. Ciascuna della procedura offre alcuni vantaggi rispetto all&#39;altro. Uno ha bisogno di ottimizzare attentamente i minimi dettagli del protocollo per soddisfare lo scopo dell&#39;esperimento. Speriamo che questo articolo aiuta a migliorare alcuni aspetti della metodologia per lo studio dei processi tardo-associativo, come STC e cross-cattura.

The encoding and storage of information in the brain still remains the most significant and keenly pursued challenge in neuroscience. Over the years, long-term potentiation (LTP) and long-term depression (LTD) have emerged as the leading cellular correlates of memory1,2. These activity dependent changes, which exhibit input specificity and associativity, result in the stabilization of memory traces in the neuronal networks 1,3,4. The maintenance of the two forms of synaptic plasticity requires the synthesis of plasticity-related products (PRPs)5-10. Synapse specificity that involves the interaction of newly synthesized protein only with specific activated synapses expressing LTP or LTD, is critical to memory. This specificity is explained by the concept of &#8216;Synaptic Tagging and Capture&#8217; (STC), where the PRPs interact with recently active, &#8216;tagged&#8217; synapses11,12. The STC process offers a framework for associative properties of memories at the cellular level. It provides us with a conceptual basis of how short-term forms of plasticity are transformed into long-lasting forms of plasticity in an associative and time-dependent manner13.
During the process of STC, a strong tetanization in one input that leads to protein synthesis dependent late-LTP, results in the reinforcement of a protein synthesis independent early-LTP induced in another independent input on to the same population of neurons into a persistent one13. The setting of a local synaptic tag by a transient neural activity and the synthesis of the diffusible PRPs by the strong neural activity are the two key events during STC13,14. The capture of the PRPs by the recently potentiated &#8216;tagged&#8217; synapses is fundamental to the maintenance of long-term potentiation. Many studies have been done to confirm the existence of STC phenomenon15-17 and identify the candidate &#8216;tags&#8217;18 and &#8216;PRPs&#8217;19. Calcium/calmodulin-dependent protein kinase II (CaMKII) and extracellular signal-regulated kinase1/2 (ERK1/2); CaMKIV, Protein Kinase M (PKM) and brain-derived neurotrophic factor (BDNF) are some of the candidate molecules for &#8216;tag&#8217; and &#8216;PRP&#8217; respectively19-21. The synaptic tagging model has further been expanded to include the positive associative interactions between LTP and LTD - the &#8220;synaptic cross-tagging&#8221;22. In synaptic cross-tagging, a late LTP/ LTD in one synaptic input transforms the opposite protein synthesis-independent early-LTD/LTP in an independent input into its long-lasting form or vice versa22. 
The hippocampal slice preparation is the most widely used model in the studies of long-term synaptic plasticity23,24. Much of the understanding about the concepts of synaptic tagging and cross- tagging arises from the studies done in CA1 region of the hippocampus and because of the technical complexity many of the labs are still unable to study these processes. Experimental conditions for the preparation of rat hippocampal slices and the recording of stable late-LTP/LTD for extended hours are extremely important to study synaptic tagging/cross-tagging23,25,26. This article describes the detailed experimental procedures for studying long-term plasticity processes such as STC and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using stable, long-term field-potential recordings from acute hippocampal slices of rats.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>I. Dissection Tools</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1. Bandage scissors</td>
			<td>KLS Martin, Germany</td>
			<td>21-195-23-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td>LX553R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2. Iris scissors</td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td>BC140R,</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>BC100R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3. Bone rongeur</td>
			<td>World Precision Instruments (WPI), Germany</td>
			<td>14089-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4. Scalpel</td>
			<td>World Precision Instruments (WPI), Germany;</td>
			<td>500236-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>BB73</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5. Scalpel blade#11</td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td>BB511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6. Sickle scaler</td>
			<td>KLS Martin, Germany</td>
			<td>38-685-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7. Angled forceps</td>
			<td>B-Braun/Aesculap, Germany</td>
			<td>BD321R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8. Anesthetizing/Induction chamber</td>
			<td>MIP Anesthesia Technologies (Now, Patterson Scientific), Oregon</td>
			<td>AS-01-0530-LG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>II. ACSF component chemicals</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1. Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2. Potassium chloride (KCl)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9541</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3. Magnesium sulphate heptahydrate (MgSO4.7H20)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4. Calcium chloride dihydrate (CaCl2.2H2O)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C3881</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5. Potassium phosphate monobasic (KH2PO4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9791</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6. Sodium bicarbonate (NaHCO3)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7. D-Glucose anhydrous (C6H12O6)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G7021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>III. Electrophysiology Instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1. Microscope</td>
			<td>Olympus, Japan</td>
			<td>Model SZ61</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2. Temperature Controller</td>
			<td>Scientific Systems Design Inc. Canada</td>
			<td>PTC03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3. Differential AC Amplifier</td>
			<td>AM Systems, USA</td>
			<td>Model 1700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4. Isolated Pulse Stimulator</td>
			<td>AM Systems, USA</td>
			<td>Model 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5. Oscilloscope</td>
			<td>Rhode &#38; Schwarz</td>
			<td>HM0722</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6. Digital-Analog Converter</td>
			<td>Cambridge Electronic Design Ltd. Cambridge, UK</td>
			<td>CED-Power 1401-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7. Interface Brain Slice Chamber</td>
			<td>Scientific Systems Design Inc. Canada</td>
			<td>BSC01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8. Tubing Pump</td>
			<td>Ismatec, Idex Health &#38; Science, Germany</td>
			<td>REGLO-Analog</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9. Carbogen Flowmeter</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>03220-44</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10. Fiber Light Illuminator</td>
			<td>Dolan-Jenner Industries</td>
			<td>Fiber Lite MI-150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>11. Micromanipulators</td>
			<td>Marzhauser Wetzlar, Germany</td>
			<td>00-42-101-0000 (MM-33)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>00-42-102-0000 (MM-32)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12. Electrodes</td>
			<td>AM Systems, USA</td>
			<td>571000 (Stainless steel; 0.010, 5M&#8486;, 8 degree)</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

investigation of synaptic tagging/capture and cross-capture using acute hippocampal slices from rodents

Synaptic tagging and capture (STC) and cross-tagging are two important mechanisms at cellular level that explain how synapse-specificity and associativity is achieved in neurons within a specific time frame. These long-term plasticity-related processes are the leading candidate models to study the basis of memory formation and persistence at the cellular level. Both STC and cross-tagging involve two serial processes: (1) setting of the synaptic tag as triggered by a specific pattern of stimulation, and (2) synaptic capture, whereby the synaptic tag interacts with newly synthesized plasticity-related proteins (PRPs). Much of the understanding about the concepts of STC and cross-tagging arises from the studies done in CA1 region of the hippocampus and because of the technical complexity many of the laboratories are still unable to study these processes. Experimental conditions for the preparation of hippocampal slices and the recording of stable late-LTP/LTD are extremely important to study synaptic tagging/cross-tagging. This video article describes the experimental procedures to study long-term plasticity processes such as STC and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using stable, long-term field-potential recordings from acute hippocampal slices of rats.

La metodologia descritta è stata utilizzata per studiare forme di lunga durata di LTP / LTD e le sue interazioni associativi, come il tagging sinaptica e cross-cattura da fettine di ippocampo acuti di ratti adulti. 23 Questa tecnica si è dimostrata efficace per esperimenti con entrambi i ratti (Wistar) e una varietà di topo ceppi 30,31. La metodologia è stata utilizzata con successo per le registrazioni stabili LTP fino a 8-12 ore. 32 Il &#39;tag&#39; fissato dalla tetanizzazione debole un ingresso (S1) cattura l&#39;indotto dalla forte tetanizzazione di un altro ingresso indipendente, ma si sovrappongono &#39;PRP &quot;(S2, figura 3B, cerchi pieni) trasformando così la forma altrimenti in decomposizione di LTP (precoce -LTP) in S1 in una lunga durata di un (figura 3B, cerchi aperti) (Per il confronto di early-LTP indotta da WTET vedi 20,33). I PRP catturati dai debolitag set tetanizzazione non deve necessariamente venire dalla STET-indotta tardo-LTP, ma può anche essere fornita dal RIFOS indotta tardo-LTD. Questo tipo di interazione associativa positiva tra LTP e LTD è indicato come &#39;cross-codifica / capture&#39;. Il WTET indotta precoce LTP in S1 viene rinforzato al tardo-LTP (Figura 3C, cerchi aperti) per catturare le PRP forniti dalla RIFOS indotta tardo-LTD in S2 (Figura 3C, cerchi pieni). Statisticamente significativo potenziamento o depressione è stato mantenuto in S1 e S2 in entrambi i casi rispetto al proprio basale (test di Wilcoxon, p &lt;0,05). Per l&#39;interazione tag-PRP si verifichi, l&#39;ordine temporale dei due eventi (debole-prima-strong / strong-prima-debole) non è cruciale finché la finestra di tempo tra i due eventi rimane entro la gamma di 30-60 minuti. Sarebbe saggio per includere una terza, indipendente, ma si sovrappongono sinaptica inmettere e usarlo come controllo basale per monitorare la stabilità di registrazioni. I protocolli di stimolazione elettrica utilizzati per indurre forme inizio e fine di LTP / LTD devono essere convalidati in esperimenti a singolo ingresso per la coerenza e l&#39;affidabilità prima di utilizzarli in esperimenti STC. Vorremmo anche sottolineare l&#39;importanza della metodologia di preparazione fetta descritta nel protocollo dopo il successo di questi esperimenti si basa molto sulla qualità delle fette. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53008/53008fig1.jpg" /> Figura 1. (A) Strumenti utilizzati per la dissezione dell&#39;ippocampo: (a) Bandage Scissors (b) Iris forbici (c) Bone rongeur (d) spatola sottile, (e) il numero Scalpel 11 (f), scaler Sickle (g) Morbido pennello -bristle (h) di plastica pipetta Pasteur (i) carta da filtro (85 millimetri) (j), carta da filtro (30mm) (k), bicchieri di vetro (l) i blocchi di raffreddamento in alluminio per adattarsi capsula di Petri e bicchieripiatto (m) Petri. (B) chopper tessuto manuale. (a) Platform (b) Braccio con lama-porta (c) Vernier micrometro, risoluzione a 10 micron di taglio. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53008/53008fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53008/53008fig2.jpg" /> Figura 2. elettrofisiologia set-up per le registrazioni sul campo potenziale costituito da: (A) stimolatori (b) un amplificatore differenziale (c) un convertitore analogico-digitale (d) Oscilloscopio (e) computer con software di acquisizione (f) vibrazioni resistente da tavolo (g) Microscopio con&gt; ingrandimento 4x (h) Interfaccia camera cervello-slice (i) un sistema di perfusione per ACSF e CarboGen fornitura (j) regolatore di temperatura (k) una fonte di illuminazione (l) manipolatori con i titolari degli elettrodi. (B) Interfaccia cervello-slicecamera. (C) e (D) fettine di ippocampo nella camera di interfaccia. elettrodo in acciaio (E) in acciaio sigillato in un capillare di vetro. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53008/53008fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53008/53008fig3.jpg" /> Figura 3. (A) Rappresentazione schematica di una fetta ed elettrodo posizione trasversale hippocampal per la registrazione campo potenziale: In questa rappresentazione, due elettrodi stimolanti (S1 e S2) sono posizionati nella radiatum strato della regione CA1 di stimolare due indipendenti ma sovrapposizione ingressi sinaptici sui neuroni CA1 piramidali. Due elettrodi di registrazione extracellulari, uno per registrare campo EPSP (potenziale eccitatorio post-sinaptico) dal vano dendritiche apicale e un altro per registrare somatica popolazione picco dalla cellula piramidalei corpi, si trovano nella radiatum strato e strato pyramidale rispettivamente. CA1- cornu Ammonis regione 1, CA3- cornu Ammonis regione 3, dentate DG- giro, fibre collaterali Silvia Cattori Schaffer, S1- stimolante elettrodi 1, elettrodo S2-stimolante 2. (B) debole prima forte paradigma per lo studio STC: tetanization debole (WTET) viene applicata a S1 (cerchi aperti) per indurre precoce LTP seguito da una forte tetanizzazione (STET) di S2 (cerchi pieni) a 30 min per indurre tardo-LTP. I primi-LTP in S1 viene rinforzato a tarda LTP mostrando tagging e catturare l&#39;interazione (n = 6) (C) debole prima forte paradigma per lo studio cross-codifica:. Early-LTP è indotta da WTET in S1 (cerchi aperti) seguito per l&#39;induzione di tardo-LTD a S2 (cerchi pieni) con RIFOS dopo 30 minuti. Nella S1, il precoce LTP è trasformato in tarda LTP durata 6 ore mostrando cross-tagging e cattura (n = 6). Freccia singola rappresenta tetanizzazione debole domanda per indurre precoce LTP. Tripletta di frecce rappresentaforte tetanizzazione per indurre tardo-LTP. La freccia tratteggiata rappresenta il punto di tempo in cui è stato RIFOS applicata all&#39;ingresso sinaptica rappresentante per indurre ritardo-LTD. Le barre di errore indicano SEM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53008/53008fig3large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Investigation of Synaptic Tagging/Capture and Cross-capture using Acute Hippocampal Slices from Rodents

This video article describes experimental procedures to study long-term plasticity and its associative processes such as synaptic tagging, capture and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using acute hippocampal slices from rodents.

Indagine di Synaptic Tagging / Cattura e Cross-cattura utilizzando acuta fettine di ippocampo da Roditore

Synaptic tagging and capture (STC) and cross-tagging are two important mechanisms at cellular level that explain how synapse-specificity and associativity ...

investigation-synaptic-taggingcapture-cross-capture-using-acute

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.7K Views.  National University of Singapore. This video article describes experimental procedures to study long-term plasticity and its associative processes such as synaptic tagging, capture and cross-tagging in the CA1 pyramidal neurons using acute hippocampal slices from rodents.

Video: Investigation of Synaptic Tagging/Capture and Cross-capture using Acute Hippocampal Slices from Rodents

Preparation of Oligomeric &beta;-amyloid1-42 and Induction of Synaptic Plasticity Impairment on Hippocampal Slices

Impairment of synaptic connections is likely to underlie the subtle amnesic changes occurring at the early stages of Alzheimer s Disease (AD). &beta;-amyloid (A&beta;), a peptide produced in high amounts in AD, is known to reduce Long-Term Potentiation (LTP), a cellular correlate of learning and memory. Indeed, LTP impairment caused by A&beta; is a useful experimental paradigm for studying synaptic dysfunctions in AD models and for screening drugs capable of mitigating or reverting such synaptic impairments. Studies have shown that A&beta; produces the LTP disruption preferentially via its oligomeric form. Here we provide a detailed protocol for impairing LTP by perfusion of oligomerized synthetic A&beta;1-42 peptide onto acute hippocampal slices. In this video, we outline a step-by-step procedure for the preparation of oligomeric A&beta;1-42. Then, we follow an individual experiment in which LTP is reduced in hippocampal slices exposed to oligomerized A&beta;1-42 compared to slices in a control experiment where no A&beta;1-42 exposure had occurred.

Preparation of Oligomeric &amp;#946;-amyloid1-42 and Induction of Synaptic Plasticity Impairment on Hippocampal Slices

One feature of Alzheimer's Disease is the elevation of A&beta;1-42 peptide. Here we provide a protocol for preparing synthetic A&beta;1-42 oligomers, which impairs hippocampal Long-Term Potentiation, a cellular correlate of memory. This procedure is useful for investigating mechanisms of A&beta;-induced pathology and drug screening.

Preparazione di oligomeriche β-amiloide 1-42 E induzione di Impairment plasticità sinaptica in fettine di ippocampo

Impairment of synaptic connections is likely to underlie the subtle amnesic changes occurring at the early stages of Alzheimer s Disease (AD). ...

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Neuroscienze

Preparation of Acute Hippocampal Slices from Rats and Transgenic Mice for the Study of Synaptic Alterations during Aging and Amyloid Pathology

The rodent hippocampal slice preparation is perhaps the most broadly used tool for investigating mammalian synaptic function and plasticity. The hippocampus can be extracted quickly and easily from rats and mice and slices remain viable for hours in oxygenated artificial cerebrospinal fluid. Moreover, basic electrophysisologic techniques are easily applied to the investigation of synaptic function in hippocampal slices and have provided some of the best biomarkers for cognitive impairments. The hippocampal slice is especially popular for the study of synaptic plasticity mechanisms involved in learning and memory. Changes in the induction of long-term potentiation and depression (LTP and LTD) of synaptic efficacy in hippocampal slices (or lack thereof) are frequently used to describe the neurologic phenotype of cognitively-impaired animals and/or to evaluate the mechanism of action of nootropic compounds. This article outlines the procedures we use for preparing hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations associated with brain aging and Alzheimer's disease (AD)1-3. Use of aged rats and AD model mice can present a unique set of challenges to researchers accustomed to using younger rats and/or mice in their research. Aged rats have thicker skulls and tougher connective tissue than younger rats and mice, which can delay brain extraction and/or dissection and consequently negate or exaggerate real age-differences in synaptic function and plasticity. Aging and amyloid pathology may also exacerbate hippocampal damage sustained during the dissection procedure, again complicating any inferences drawn from physiologic assessment. Here, we discuss the steps taken during the dissection procedure to minimize these problems. Examples of synaptic responses acquired in "healthy" and "unhealthy" slices from rats and mice are provided, as well as representative synaptic plasticity experiments. The possible impact of other methodological factors on synaptic function in these animal models (e.g. recording solution components, stimulation parameters) are also discussed. While the focus of this article is on the use of aged rats and transgenic mice, novices to slice physiology should find enough detail here to get started on their own studies, using a variety of rodent models.

This article outlines procedures for preparing hippocampal slices from rats and transgenic mice for the study of synaptic alterations associated with brain aging and age-related neurodegenerative diseases, such as Alzheimer&#x2019;s disease.

Preparazione di acuta fettine di ippocampo di ratti e topi transgenici per lo studio delle alterazioni sinaptiche durante l&#39;invecchiamento e Amiloide Patologia

The rodent hippocampal slice preparation is perhaps the most broadly used tool for investigating mammalian synaptic function and plasticity. The ...

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

Vibrodissociation di neuroni da fettine di cervello di roditore studio di trasmissione sinaptica e Immagine terminali presinaptici

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Post-embedding Immunogold Labeling of Synaptic Proteins in Hippocampal Slice Cultures

Immunoelectron microscopy is a powerful tool to study biological molecules at the subcellular level. Antibodies coupled to electron-dense markers such as colloidal gold can reveal the localization and distribution of specific antigens in various tissues1. The two most widely used techniques are pre-embedding and post-embedding techniques. In pre-embedding immunogold-electron microscopy (EM) techniques, the tissue must be permeabilized to allow antibody penetration before it is embedded. These techniques are ideal for preserving structures but poor penetration of the antibody (often only the first few micrometers) is a considerable drawback2. The post-embedding labeling methods can avoid this problem because labeling takes place on sections of fixed tissues where antigens are more easily accessible. Over the years, a number of modifications have improved the post-embedding methods to enhance immunoreactivity and to preserve ultrastructure3-5.
Tissue fixation is a crucial part of EM studies. Fixatives chemically crosslink the macromolecules to lock the tissue structures in place. The choice of fixative affects not only structural preservation but also antigenicity and contrast. Osmium tetroxide (OsO4), formaldehyde, and glutaraldehyde have been the standard fixatives for decades, including for central nervous system (CNS) tissues that are especially prone to structural damage during chemical and physical processing. Unfortunately, OsO4 is highly reactive and has been shown to mask antigens6, resulting in poor and insufficient labeling. Alternative approaches to avoid chemical fixation include freezing the tissues. But these techniques are difficult to perform and require expensive instrumentation. To address some of these problems and to improve CNS tissue labeling, Phend et al. replaced OsO4 with uranyl acetate (UA) and tannic acid (TA), and successfully introduced additional modifications to improve the sensitivity of antigen detection and structural preservation in brain and spinal cord tissues7. We have adopted this osmium-free post-embedding method to rat brain tissue and optimized the immunogold labeling technique to detect and study synaptic proteins.
We present here a method to determine the ultrastructural localization of synaptic proteins in rat hippocampal CA1 pyramidal neurons. We use organotypic hippocampal cultured slices. These slices maintain the trisynaptic circuitry of the hippocampus, and thus are especially useful for studying synaptic plasticity, a mechanism widely thought to underlie learning and memory. Organotypic hippocampal slices from postnatal day 5 and 6 mouse/rat pups can be prepared as described previously8, and are especially useful to acutely knockdown or overexpress exogenous proteins. We have previously used this protocol to characterize neurogranin (Ng), a neuron-specific protein with a critical role in regulating synaptic function8,9 . We have also used it to characterize the ultrastructural localization of calmodulin (CaM) and Ca2+/CaM-dependent protein kinase II (CaMKII)10. As illustrated in the results, this protocol allows good ultrastructural preservation of dendritic spines and efficient labeling of Ng to help characterize its distribution in the spine8. Furthermore, the procedure described here can have wide applicability in studying many other proteins involved in neuronal functions.

The localization and distribution of proteins provide important information for understanding their cellular functions. The superior spatial resolution of electron microscopy (EM) can be used to determine the subcellular localization of a given antigen following immunohistochemistry. For tissues of the central nervous system (CNS), preserving structural integrity while maintaining antigenicity has been especially difficult in EM studies. Here, we adopt a procedure that has been used to preserve structures and antigens in the CNS to study and characterize synaptic proteins in rat hippocampal CA1 pyramidal neurons.

Post-embedding Etichettatura immuno di proteine ​​sinaptiche in Culture Slice ippocampali

Immunoelectron microscopy is a powerful tool to study biological molecules at the subcellular level. Antibodies coupled to electron-dense markers such as ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Associati a cellule intere registrazioni in organotipiche fettine di ippocampo

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Measuring Synaptic Vesicle Endocytosis in Cultured Hippocampal Neurons

During endocytosis, fused synaptic vesicles are retrieved at nerve terminals, allowing for vesicle recycling and thus the maintenance of synaptic transmission during repetitive nerve firing. Impaired endocytosis in pathological conditions leads to decreases in synaptic strength and brain functions. Here, we describe methods used to measure synaptic vesicle endocytosis at the mammalian hippocampal synapse in neuronal culture. We monitored synaptic vesicle protein endocytosis by fusing a synaptic vesicular membrane protein, including synaptophysin and VAMP2/synaptobrevin, at the vesicular lumenal side, with pHluorin, a pH-sensitive green fluorescent protein that increases its fluorescence intensity as the pH increases. During exocytosis, vesicular lumen pH increases, whereas during endocytosis vesicular lumen pH is re-acidified. Thus, an increase of pHluorin fluorescence intensity indicates fusion, whereas a decrease indicates endocytosis of the labelled synaptic vesicle protein. In addition to using the pHluorin imaging method to record endocytosis, we monitored vesicular membrane endocytosis by electron microscopy (EM) measurements of Horseradish peroxidase (HRP) uptake by vesicles. Finally, we monitored the formation of nerve terminal membrane pits at various times after high potassium-induced depolarization. The time course of HRP uptake and membrane pit formation indicates the time course of endocytosis.

Synaptic vesicle endocytosis is detected by light microscopy of pHluorin fused with synaptic vesicle protein and by electron microscopy of vesicle uptake.

Endocitosi delle vescicole sinaptiche in colture di neuroni ippocampali di misura

During endocytosis, fused synaptic vesicles are retrieved at nerve terminals, allowing for vesicle recycling and thus the maintenance of synaptic ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Registrazione di plasticità sinaptica in fettine ippocampali Acute mantenuti in un piccolo volume riciclaggio - aspersione- e sistema di immersione-tipo camera

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Evaluation of Synapse Density in Hippocampal Rodent Brain Slices

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is tightly regulated during development and neuronal maturation. Importantly, deficits in synapse number can lead to cognitive dysfunction. Therefore, the evaluation of synapse number is an integral part of neurobiology. However, as synapses are small and highly compact in the intact brain, the assessment of absolute number is challenging. This protocol describes a method to easily identify and evaluate synapses in hippocampal rodent slices using immunofluorescence microscopy. It includes a three-step procedure to evaluate synapses in high-quality confocal microscopy images by analyzing the co-localization of pre- and postsynaptic proteins in hippocampal slices. It also explains how the analysis is performed and gives representative examples from both excitatory and inhibitory synapses. This protocol provides a solid foundation for the analysis of synapses and can be applied to any research investigating the structure and function of the brain.

A protocol for accurately identifying and analyzing synapses in hippocampal slices using immunofluorescence is outlined in this article.

Valutazione di densità di sinapsi nelle fette Hippocampal del cervello del roditore

In the brain, synapses are specialized junctions between neurons, determining the strength and spread of neuronal signaling. The number of synapses is ...

Single Synapse Indicators of Glutamate Release and Uptake in Acute Brain Slices from Normal and Huntington Mice

Synapses are highly compartmentalized functional units that operate independently on each other. In Huntington&#39;s disease (HD) and other neurodegenerative disorders, this independence might be compromised due to insufficient glutamate clearance and the resulting spill-in and spill-out effects. Altered astrocytic coverage of the presynaptic terminals and/or dendritic spines as well as a reduced size of glutamate transporter clusters at glutamate release sites have been implicated in the pathogenesis of diseases resulting in symptoms of dys-/hyperkinesia. However, the mechanisms leading to the dysfunction of glutamatergic synapses in HD are not well understood. Improving and applying synapse imaging we have obtained data shedding new light on the mechanisms impeding the initiation of movements. Here, we describe the principle elements of a relatively inexpensive approach to achieve single synapse resolution by using the new genetically encoded ultrafast glutamate sensor iGluu, wide-field optics, a scientific CMOS (sCMOS) camera, a 473 nm laser and a laser positioning system to evaluate the state of corticostriatal synapses in acute slices from age appropriate healthy or diseased mice. Glutamate transients were constructed from single or multiple pixels to obtain estimates of i) glutamate release based on the maximal elevation of the glutamate concentration [Glu] next to the active zone and ii) glutamate uptake as reflected in the time constant of decay (TauD) of the perisynaptic [Glu]. Differences in the resting bouton size and contrasting patterns of short-term plasticity served as criteria for the identification of corticostriatal terminals as belonging to the intratelencephalic (IT) or the pyramidal tract (PT) pathway. Using these methods, we discovered that in symptomatic HD mice ~40% of PT-type corticostriatal synapses exhibited insufficient glutamate clearance, suggesting that these synapses might be at risk to excitotoxic damage. The results underline the usefulness of TauD as a biomarker of dysfunctional synapses in Huntington mice with a hypokinetic phenotype.

We present a protocol to evaluate the balance between glutamate release and clearance at single corticostriatal glutamatergic synapses in acute slices from adult mice. This protocol uses the fluorescent sensor iGluu for glutamate detection, a sCMOS camera for signal acquisition and a device for focal laser illumination.