We wish to thank Mr Wabbel for preparing the wires and Mr Tietsch for constructing the plugs and cages according to our plans. This work was supported by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (Sonderforschungsbereich 688). Felix Fluri holds a fellowship of the Interdisziplin&#228;re Zentrum f&#252;r Klinische Forschung (IZKF), University Clinics W&#252;rzburg, Germany.

Gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dall&#39;Università di Würzburg e le autorità statali legali (Bassa Franconia, numero di omologazione: 54-2531.01-102 / 13) ed eseguita secondo le raccomandazioni per la ricerca in corsa sperimentale studia 17 e la corrente di Test sugli animali: Segnalazione di In Vivo Linee guida Esperimenti (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines). 1. Anestesia <ol><li> Controllare il sistema anestetico per assicurare un&#39;adeguata quantità di gas di alimentazione (ossigeno) e isoflurano per la durata della procedura. Collegare il musetto con la barra incisivo dello strumento stereotassico e posizionare la barra incisivo su -3.3 mm. </li><li> Accendere il gas di alimentazione (2 L / min). Posizionare il ratto in una scatola e sigillare la parte superiore. Accendere il vaporizzatore isoflurano al 3,5%. </li><li> Quando il ratto è reclinata, commutare il sistema in modo che il gas anestetico fluisce al nosecone che è fissato alla barra degli incisivi. </li><li> Rimuovere rat dalla camera scatola e radere l&#39;area tra le orecchie e gli occhi; utilizzando un batuffolo di cotone imbevuto di Jodosept PVP, tamponare la zona rasata per rimuovere tutti i capelli sciolti. </li><li> Posizionare il topo nel nosecone (Figura 1) e continuare l&#39;anestesia con isoflurano 2,5% in O 2 (1 L / min). Controllare il livello di anestesia pizzicando l&#39;area interdigitale. Se il ratto è anestetizzato in modo adeguato, i riflessi difensivi sono aboliti (cioè il ritiro del piede). </li><li> Monitorare la respirazione e risposta alla stimolazione durante la procedura e regolare il vaporizzatore secondo necessità. </li><li> Applicare veterinario pomata sugli occhi per prevenire la secchezza mentre sotto anestesia. Monitorare e mantenere la temperatura corporea a 37 ± 0,5 ° C da un sistema di riscaldamento di feedback controllato. </li></ol> 2. Chirurgia <ol><li> Mantenere il campo chirurgico sterile durante tutta la chirurgia. Una volta che le mani surgeon&#39;s sono sterili e il campo operatorio è sterile, solo spostare carefully e ricordarsi di non rompere la sterilità. Questo implica anche un campo sterile (ad esempio, tende impermeabili sterili) su cui si può posare strumenti. </li><li> Iniettare 0,2 ml mepivacaina sottocutanea nel centro dell&#39;area rasata. Mepivacaine è un anestetico locale che ha una durata di azione di fino a 3 ore. Sarà anestetizzare ulteriormente la zona chirurgica. </li><li> Usando un bisturi, fare una incisione mediana di partenza tra le orecchie e si estende verso 2 cm. Assicurarsi che il periostio (membrana lucida sotto la pelle) è anche inciso. Esporre il cranio con quattro pinze (Figura 2). </li><li> Usando un batuffolo di cotone, rimuovere delicatamente il periostio fino a quando le suture coronali e sagittali sono esposti; da allora in poi, fermare il sangue con un batuffolo di cotone. </li><li> Determinare le coordinate del bregma utilizzando un ago fissato ad un supporto sonda, e segnare la punta dell&#39;ago con un pennarello nero. Utilizzando l&#39;anteriore / posteriore (AP), linea mediana / laterali(ML) e le viti dorsoventrale (DV) di unità, posizionare la punta dell&#39;ago direttamente sopra il bregma. </li><li> Prendere la AP e ML letture nonio: sottrarre 3,6 millimetri dalla lettura di AP e 2,5 mm dalla lettura ML per impianto di elettrodi nel STN destra, o aggiungere 2,5 millimetri per impianto di elettrodi nel STN sinistra. Questa posizione sarà caratterizzata dal colorante del pennarello dopo abbassando la punta dell&#39;ago alla superficie del cranio. </li><li> Fissare il trapano dentistico sul grande porta sonda dello strumento stereotassico. Spostare il trapano dentale all&#39;area calcolata - cioè, il punto marcato sul cranio. Guardando attraverso il microscopio, un foro (diametro circa 1 mm) attraverso il cranio finché la dura è visibile (cranio è spesso circa 1 mm). Ritrarre la dura con pinze micro-dissezione o un ago sterile. La dura è abbastanza resistente per distruggere la punta dell&#39;elettrodo. </li><li> Praticare un foro con il trapano dentale in ogni squama frontale e nella interparietal squama fronte al foro dell&#39;elettrodo. Scollegare il supporto della sonda dallo strumento stereotassico. Non trapanare su una sutura cranio vasi venosi seguono le suture sotto il cranio. </li><li> Avvitare una vite ossea in ciascuno dei cinque fori. Evitare di infilare le viti troppo in profondità. Per viti di acciaio inossidabile (M1.6), 2-3 giri della vite un&#39;adeguata tenere la vite senza mettere pressione sul cervello. Il numero di giri dipende dal passo della vite. Bloccare il supporto sonda con l&#39;elettrodo nel micromanipolatore (Figura 3). </li><li> Utilizzando le viti dell&#39;unità AP, ML e DV, spostare il supporto della sonda con l&#39;elettrodo fino a quando la punta è quasi a toccare il bregma. Nota le letture nonio AP, ML e DV al bregma. Quando le letture sono fatte, sollevare l&#39;elettrodo di pochi millimetri per impedire l&#39;elettrodo dal raschiare cranio durante il movimento. Per determinare le coordinate della posizione in cui l&#39;elettrodo deve essere inserita inal foro, aggiungere 3,6 mm alla lettura AP e aggiungere (o sottrarre) 2,5 mm alla lettura ML. </li><li> Utilizzando le viti AP e azionamento ML, spostare l&#39;elettrodo in posizione calcolata. A questo punto, la punta dell&#39;elettrodo dovrebbe essere situato direttamente sopra il foro trapanato dell&#39;elettrodo. Poi, guardando attraverso il microscopio, abbassare l&#39;elettrodo al livello della dura (Figura 4). Questo livello serve come livello zero nella direzione DV. Successivamente, inserire delicatamente la punta dell&#39;elettrodo nel cervello, cercando attraverso il microscopio. </li><li> Collegare il perno dell&#39;elettrodo al connettore del sistema di registrazione. Mettere una gabbia di Faraday (o sostituirlo con un foglio di alluminio) su ratto nello strumento stereotassico (Figura 5). A terra lo strumento stereotassico con il contrappeso della stanza che si sta lavorando in. </li><li> Avviare il sistema di registrazione. Se disponibile, utilizzare anche un altoparlante per ottenere un segnale acustico di scarichi / pomate di singole unità durante advancing dell&#39;elettrodo. </li><li> Lentamente inserire l&#39;elettrodo nel cervello registrando l&#39;attività elettrica durante l&#39;avanzamento dell&#39;elettrodo. Ad una profondità compresa tra 7,5 e 8,1 mm dalla dura madre, l&#39;attività elettrica specifica del STN è generalmente rilevabili (Figura 6). L&#39;attività tipica dei neuroni nel STN è caratterizzata da un schema di accensione irregolare e un alto tasso di fuoco (frequenza media: 40.9 ± 12.9 Hz) 18. </li><li> Durante la registrazione, ridurre anestesia per quanto possibile (ad esempio, a 0.8-1.0%); animali anestetizzati basso mostrano attività cerebrale elettrica chiara. </li><li> Tampone distanza sangue o liquido cerebrospinale che è stato spostato alla superficie del cranio quando si abbassa l&#39;elettrodo. </li><li> Mescolare una piccola quantità di cemento dentale e applicarlo intorno all&#39;elettrodo ed intorno quattro dei cinque viti utilizzando una piccola spatola (Figura 7). Il quinto vite sarà utilizzato per fissare il cavo di terra della spina. </li><li> Staccare la spina elettrodo dal portaelettrodo e il connettore del sistema di registrazione all&#39;atto della fissazione del cemento dentale. </li><li> Svitare la vite che non è stato fissato dal cemento dentale. Mettere il tappo sul perno dell&#39;elettrodo. Fissare il cavo di terra della spina con la quinta vite (Figura 8). </li><li> Mescolare cemento dentale e applicarlo intorno al tappo. Come il cemento si ispessisce, plasmarlo intorno al tappo per formare un tappo. Evitare bordi taglienti del cemento dentale che possono danneggiare l&#39;animale e rimuoverli durante l&#39;indurimento (Figura 9A e B). </li><li> Sbrigliare bordi della ferita e chiudere con una sutura sul davanti e dietro il tappo. Disinfettare i bordi della ferita. </li><li> Collegare la spina testa per il filo che è fissato su un supporto girevole. Rimuovere il ratto dallo strumento stereotassico. </li><li> Applicare tramadolo (12,5 mg / kg, per via intraperitoneale) alla fine dell&#39;intervento e poi una volta al giorno per 2-3 giorni. Mettere il topo in una gabbia pulita con thermasupporto l, fissare la girella su questa gabbia (Figura 10) e controllare con attenzione per 1 ora. </li><li> Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Non restituire un animale che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. </li></ol> 3. Stimolazione <ol><li> Determinare la resistenza nell&#39;animale prima della stimolazione mediante un misuratore di impedenza. </li><li> Collegare la spina del girevole con un filo e le spine all&#39;altra estremità del filo con la corrente di uscita e l&#39;uscita per il cavo di massa dello stimolatore. Collegare lo stimolatore con un computer per programmare lo stimolatore. </li><li> Scegliere i parametri di stimolazione nel programma; per esempio, i parametri utilizzati nella malattia di Parkinson sono lunghezza dell&#39;impulso: 60 msec; Frequenza: 130 Hz. Stimolare il topo con una ampiezza della corrente crescente fino discinesia sono riconosciuti. Ridurre °e l&#39;intensità elettrica del 10-20% al di sotto l&#39;intensità che ha suscitato discinesia o fino a segni neurologici scompaiono e l&#39;animale è confortevole. Impulsi rettangolari monofasici sono stati utilizzati in questo studio. </li><li> Dopo aver completato l&#39;esperimento, l&#39;eutanasia l&#39;animale con isoflurano: Regolare il flusso isofurane o la concentrazione al 5% o superiore. Continuare esposizione isoflurano fino al 1 ° min dopo il respiro si ferma. </li></ol>

<ol>
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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+results+of+bilateral+pallidal+stimulation+in+Parkinson&#8217;s+disease.">Long-term results of bilateral pallidal stimulation in Parkinson&#8217;s disease.</a> Annals of Neurology. 55 (6), 871-875 (2004).</li><li>Odekerken, V. J., van Laar, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subthalamic+nucleus+versus+globus+pallidus+bilateral+deep+brain+stimulation+for+advanced+Parkinson&#8217;s+disease+(NSTAPS+study):+a+randomised+controlled+trial.">Subthalamic nucleus versus globus pallidus bilateral deep brain stimulation for advanced Parkinson&#8217;s disease (NSTAPS study): a randomised controlled trial.</a> The Lancet Neurology. 12 (1), 37-44 (2013).</li><li>Benabid, A. 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L., McBryde, F. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation+for+the+Treatment+of+Resistant+Hypertension.">Deep Brain Stimulation for the Treatment of Resistant Hypertension.</a> Current Hypertension Reports. 16 (11), 1-10 (2014).</li><li>Green, A. L. M. R. C. S., Wang, S., Owen, S. L. F., Paterson, D. J. D. P., Stein, J. F. D., Aziz, T. Z. D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlling+the+Heart+Via+the+Brain:+A+Potential+New+Therapy+for+Orthostatic+Hypotension.+[Miscellaneous+Article].">Controlling the Heart Via the Brain: A Potential New Therapy for Orthostatic Hypotension. [Miscellaneous Article].</a> Neurosurgery June 2006. 58 (6), 1176-1183 (2006).</li><li>Chang, J. -. Y., Shi, L. -. H., Luo, F., Zhang, W. -. M., Woodward, D. 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L., Behbehani, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulation+of+the+rat+subthalamic+nucleus+is+neuroprotective+following+significant+nigral+dopamine+neuron+loss.">Stimulation of the rat subthalamic nucleus is neuroprotective following significant nigral dopamine neuron loss.</a> Neurobiology of disease. 39 (1), 105-115 (2010).</li><li>Agnew, W. F., Yuen, T. G. H., McCreery, D. B., Bullara, L. 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F., Ramakers, G. M. J., van der Plasse, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+Challenges+for+Intracortical+Electrodes.">Physiological Challenges for Intracortical Electrodes.</a> Brain Stimulation. 7 (1), 1-6 (2014).</li><li>Li, Q., Ke, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+Deep+Brain+Stimulation+in+Parkinsonian+Rats+Directly+Influences+Motor+Cortex.">Therapeutic Deep Brain Stimulation in Parkinsonian Rats Directly Influences Motor Cortex.</a> Neuron. 76 (5), 1030-1041 (2012).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

<html> Questo studio presenta una serie passo-passo di istruzioni per impiantare un elettrodo monopolare cronica nel STN di ratti. Sebbene elettrodi di tungsteno con bassa impedenza sono spesso utilizzati per DBS 18,19, un elettrodo monopolare di platino / iridio (Pt / Ir) è stata impiegata che aveva un&#39;impedenza di circa 1 MW. Elettrodi Pt / Ir sono utilizzati anche nei pazienti con malattia di Parkinson a causa delle loro proprietà favorevoli: dimostrano minima erosione 20 e non producono da...

La stimolazione cerebrale profonda (DBS) è un trattamento basato sulla fornitura di impulsi elettrici tramite elettrodi impiantati a specifiche strutture cerebrali, come il globo pallido interno 1, nucleo subtalamico (STN) 2 - 4 o ventrale talamo intermedia 5. Negli ultimi due decenni, questo trattamento è stato stabilito come un potente strumento terapeutico per la malattia di Parkinson, 1-4, distonia 6 e tremori 7, e viene usato anche per modulare il dolore cronico 7, disturbi psichiatrici (ad esempio, disturbo ossessivo-compulsivo 8, depressione maggiore 9) o epilessia intrattabile 10,11. Inoltre, DBS potrebbe, in futuro, diventare una opzione di trattamento per l&#39;ipertensione arteriosa refrattaria 12 o ipotensione ortostatica 13. I meccanismi fisiologici alla base degli effettidi DBS rimanere poco conosciuta. Studi in roditori anestetizzati hanno fornito spaccato risposte neurali alla stimolazione ad alta frequenza che riproducono clinicamente applicato DBS 14. Tuttavia, questi studi non solo non hanno conferme comportamentale dell&#39;effetto DBS ma anche provocare una notevole variabilità a seconda dei parametri di stimolazione applicata 14. Per studiare in modo più conciso gli effetti comportamentali e dei meccanismi alla base della DBS nei roditori cosciente, è necessaria una stimolazione di set-up che soddisfa i requisiti specifici. DBS è principalmente usato come una terapia a lungo termine (ad esempio, il morbo di Parkinson, il dolore cronico). Così, la stimolazione set-up in roditori dovrebbe essere progettato in modo che il gruppo è costituito da un elettrodo con un tappo, così come un filo dalla spina di uno stimolatore esterno; e questa unità deve essere leggero ma infrangibile quando fissato sul cranio. Inoltre, la libertà di movimento è indispensabile per i ratti durante stimolizione per un periodo prolungato. Le strutture di destinazione della DBS sono piccole; per esempio, il STN in ratti ha una lunghezza di 1,2 mm ed un volume di 0,8 mm 3,15. Pertanto, gli elettrodi devono essere progettati in modo tale che il nucleo non è lesionato durante l&#39;inserimento e il targeting esigenze per essere precisi. Come la maggior parte degli studi condotti in roditori DBS hanno usato punto di riferimento basato inserimento stereotassica dell&#39;elettrodo alla struttura di destinazione, il tasso di errore può essere relativamente alto, anche quando si utilizza le coordinate secondo Paxinos e Watson 16. Ciò si traduce in un maggior numero di animali necessari per raggiungere un risultato statisticamente significativo. Nel presente studio una tecnica di impianto dell&#39;elettrodo viene introdotta, che rivolge la STN con elevata precisione utilizzando un sistema microrecording mentre avanza l&#39;elettrodo. Inoltre, un sistema di stimolazione viene presentato che non solo consente un elevato grado di mobilità per l&#39;animale stimolata ma garantisce anche stimulati continuain via fissaggio sicuro del filo stimolazione (che è protetto da una molla in acciaio inossidabile) sulla testa del ratto.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Pt/Ir electrode</td>
			<td>FHC Inc.</td>
			<td>UE</td>
			<td>Custom-made: Specification: UEPSEGSECN1M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plugs</td>
			<td>GT Labortechnik (Arnstein/Germany)</td>
			<td></td>
			<td>Custom-made</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pin header</td>
			<td>DISTRELEC</td>
			<td>143-95-324</td>
			<td>single-row, 90&#176; 1x3 datamate, Type M80-8420342</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Socket</td>
			<td>DISTRELEC</td>
			<td>143-95-621</td>
			<td>single-row,straight 2 mm pole no.1x3 datamate, Type M80-8400342</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel spring</td>
			<td>Plastics ONE</td>
			<td>SS0102</td>
			<td>Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0&#160; Spring OD (mm): 4.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement/Paladur</td>
			<td>Heraeus Kulzer</td>
			<td>64707938</td>
			<td>Liquid, 500 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement/Paladur</td>
			<td>Heraeus Kulzer</td>
			<td>64707954</td>
			<td>Powder, rose, 500g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Head screw</td>
			<td>Hummer &#38; Reiss</td>
			<td>V2ADIN84 M1.6x3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jodosept PVP</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td></td>
			<td>435678/E04</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mepivacain 1%</td>
			<td>AstraZeneca</td>
			<td></td>
			<td>PZN03338515</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epinephrine</td>
			<td>Sanofi-Aventis</td>
			<td></td>
			<td>PZN00176118</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tramadolhydrochloride</td>
			<td>Rotexmedica</td>
			<td></td>
			<td>38449.00.00</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microelectrode guided implantation of electrodes into the subthalamic nucleus of rats for long-term deep brain stimulation

La stimolazione cerebrale profonda (DBS) è una terapia ampiamente utilizzato ed efficace per diversi disturbi neurologici, come la malattia di Parkinson idiopatica, distonia o tremori. DBS si basa sulla fornitura di stimoli elettrici specifici profonde strutture anatomiche del sistema nervoso centrale. Tuttavia, i meccanismi alla base l&#39;effetto di DBS rimangono enigmatici. Ciò ha portato ad un interesse per investigare l&#39;impatto di DBS in modelli animali, specialmente nei ratti. Come DBS è una terapia a lungo termine, la ricerca deve essere incentrata sui cambiamenti molecolari, genetiche di circuiti neurali che si verificano diverse settimane dopo DBS. A lungo termine DBS nei ratti è impegnativo, perché i ratti muovono nella loro gabbia, che causa problemi a mantenere in posizione il filo conduttore dalla testa dell&#39;animale allo stimolatore. Inoltre, strutture bersaglio per stimolazione nel cervello di ratto sono piccole e quindi elettrodi non possono essere facilmente inseriti nella posizione desiderata. Così, un set-up di lunga durata stimolizione di ratti con elettrodi di platino / iridio con un&#39;impedenza di circa 1 MW è stato sviluppato per questo studio. Un elettrodo con queste specifiche permette non solo la stimolazione adeguata, ma anche la registrazione delle strutture cerebrali profonde per identificare l&#39;area di destinazione per DBS. Nel nostro set-up, un elettrodo con una presa per il cavo è stato incorporato in cemento dentale con quattro viti di ancoraggio fissati sul cranio. Il filo dalla spina allo stimolatore era protetta da una molla in acciaio inox. Un girevole è collegato al circuito di impedire il filo di aggrovigliarsi. In generale, questa stimolazione set-up offre un elevato grado di mobilità libera per ratto e permette la spina testa, così come il collegamento del filo tra la spina e lo stimolatore, di mantenere la forza di lunga durata.

Impiantare un elettrodo nel STN di un ratto utilizzando un sistema di registrazione - come presentato qui - è una procedura efficace e preciso per DBS che richiede circa 1 ora per animale. Questo modello è una procedura abbastanza minore: su 10 ratti sottoposti a intervento chirurgico, tutto sopravvissuti dell&#39;intervento. Ventiquattro ore dopo l&#39;intervento, lo stato di ciascun ratto è stato monitorato e nessun animale realizzato più di 1 di 3 punti in base al codice di gravità. Durante il periodo di continu...

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Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Microelettrodo guidata impianto di elettrodi nel subtalamico Nucleo di Ratti per lungo termine stimolazione cerebrale profonda

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

microelectrode-guided-implantation-electrodes-into-subthalamic

Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.5K Views.  University Hospital Wuerzburg. A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

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TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: Utilizzo del Theta Burst protocollo Esplora Mechasnism di plasticità in individui con Sindrome X Fragile e autismo

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

Ricerca

Neuroscienze

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

Il dispositivo TMS NeuroStar: Condurre la FDA ha approvato protocollo per il trattamento della depressione

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

Un lucido e rinforzato Assottigliato cranio-Window a lungo termine Imaging del cervello di topo

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard for analyzing patterns of synaptic connectivity, but paired electrophysiological recordings can be both cumbersome and experimentally limiting. The development of optogenetics has introduced an elegant method to stimulate neurons and circuits, both in vitro1 and in vivo2,3. By exploiting cell-type specific promoter activity to drive opsin expression in discrete neuronal populations, one can precisely stimulate genetically defined neuronal subtypes in distinct circuits4-6. Well described methods to stimulate neurons, including electrical stimulation and/or pharmacological manipulations, are often cell-type indiscriminate, invasive, and can damage surrounding tissues. These limitations could alter normal synaptic function and/or circuit behavior. In addition, due to the nature of the manipulation, the current methods are often acute and terminal. Optogenetics affords the ability to stimulate neurons in a relatively innocuous manner, and in genetically targeted neurons. The majority of studies involving in vivo optogenetics currently use a optical fiber guided through an implanted cannula6,7; however, limitations of this method include damaged brain tissue with repeated insertion of an optical fiber, and potential breakage of the fiber inside the cannula. Given the burgeoning field of optogenetics, a more reliable method of chronic stimulation is necessary to facilitate long-term studies with minimal collateral tissue damage. Here we provide our modified protocol as a video article to complement the method effectively and elegantly described in Sparta et al.8 for the fabrication of a fiber optic implant and its permanent fixation onto the cranium of anesthetized mice, as well as the assembly of the fiber optic coupler connecting the implant to a light source. The implant, connected with optical fibers to a solid-state laser, allows for an efficient method to chronically photostimulate functional neuronal circuitry with less tissue damage9 using small, detachable, tethers. Permanent fixation of the fiber optic implants provides consistent, long-term in vivo optogenetic studies of neuronal circuits in awake, behaving mice10 with minimal tissue damage.

The development of optogenetics now provides the means to precisely stimulate genetically defined neurons and circuits, both in vitro and in vivo. Here we describe the assembly and implantation of a fiber optic for chronic photostimulation of brain tissue.

Fibra ottica Impianto per la Stimolazione Optogenetic cronica del tessuto cerebrale

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

La stimolazione cerebrale profonda con simultanea fMRI in Roditori

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

Visualizzazione diretta del Murine Dorsale Cochlear Nucleus per optogenetic stimolazione del percorso uditivo

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective treatment for several movement disorders that have failed to respond to medication. Recent progress in the field of DBS surgery has begun to extend the application of this surgical technique to other conditions as diverse as morbid obesity, depression and obsessive compulsive disorder. Despite these expanding indications, little is known about the underlying physiological mechanisms that facilitate the beneficial effects of DBS surgery. One approach to this question is to perform gene expression analysis in neurons that receive the electrical stimulation. Previous studies have shown that neurogenesis in the rat dentate gyrus is elicited in DBS targeting of the anterior nucleus of the thalamus1. DBS surgery targeting the ATN is used widely for treatment refractory epilepsy. It is thus of much interest for us to explore the transcriptional changes induced by electrically stimulating the ATN. In this manuscript, we describe our methodologies for stereotactically-guided DBS surgery targeting the ATN in adult male Wistar rats. We also discuss the subsequent steps for tissue dissection, RNA isolation, cDNA preparation and quantitative RT-PCR for measuring gene expression changes. This method could be applied and modified for stimulating the basal ganglia and other regions of the brain commonly clinically targeted. The gene expression study described here assumes a candidate target gene approach for discovering molecular players that could be directing the mechanism for DBS.

The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

Analisi delle variazioni di espressione genica nel Rat Hippocampus Dopo stimolazione cerebrale profonda del nucleo anteriore talamiche

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective ...

Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents

Cisterna magna cannulation (CMc) is a straightforward procedure that enables direct access to the cerebrospinal fluid (CSF) without operative damage to the skull or the brain parenchyma. In anesthetized rodents, the exposure of the dura mater by blunt dissection of the neck muscles allows the insertion of a cannula into the cisterna magna (CM). The cannula, composed either by a fine beveled needle or borosilicate capillary, is attached via a polyethylene (PE) tube to a syringe. Using a syringe pump, molecules can then be injected at controlled rates directly into the CM, which is continuous with the subarachnoid space. From the subarachnoid space, we can trace CSF fluxes by convective flow into the perivascular space around penetrating arterioles, where solute exchange with the interstitial fluid (ISF) occurs. CMc can be performed for acute injections immediately following the surgery, or for chronic implantation, with later injection in anesthetized or awake, freely moving rodents. Quantitation of tracer distribution in the brain parenchyma can be performed by epifluorescence, 2-photon microscopy, and magnetic resonance imaging (MRI), depending on the physico-chemical properties of the injected molecules. Thus, CMc in conjunction with various imaging techniques offers a powerful tool for assessment of the glymphatic system and CSF dynamics and function. Furthermore, CMc can be utilized as a conduit for fast, brain-wide delivery of signaling molecules and metabolic substrates that could not otherwise cross the blood brain barrier (BBB).

Here we describe a protocol to perform cisterna magna cannulation (CMc), a minimally invasive way to deliver tracers, substrates and signaling molecules into the cerebrospinal fluid (CSF). Combined with different imaging modalities, CMc enables glymphatic system and CSF dynamics assessment, as well as brain-wide delivery of various compounds.

Impianto di cannula in Cisterna Magna di roditori

Cisterna magna cannulation (CMc) is a straightforward procedure that enables direct access to the cerebrospinal fluid (CSF) without operative damage to ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Impianto cronico di tutto-corticale Electrocorticographic Array nel Marmoset comune

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Assessment of Long-term Depression Induction in Adult Cerebellar Slices

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from parallel fibers (PF) to Purkinje cells (PC) is considered the basis for motor learning, and deficiencies of both LTD and motor learning are observed in various gene-manipulated animals. Common motor learning sets, such as adaptation of the optokinetic reflex (OKR), the vestibular-ocular reflex (VOR), and rotarod test were used for evaluation of motor learning ability. However, results obtained from the GluA2-carboxy terminus modified knock-in mice demonstrated normal adaptation of the VOR and the OKR, despite lacking PF-LTD. In that report, induction of LTD was only attempted using one type of stimulation protocol at room temperature. Thus, conditions to induce cerebellar LTD were explored in the same knock-in mutants using various protocols at near physiological temperature. Finally, we found stimulation protocols, by which LTD could be induced in these gene-manipulated mice. In this study, a set of protocols are proposed to evaluate LTD-induction, which will more accurately allow examination of the causal relationship between LTD and motor learning. In conclusion, experimental conditions are crucial when evaluating LTD in gene-manipulated mice.

In some gene-manipulated animals, using a single protocol may fail to induce LTD in cerebellar Purkinje cells, and there may be a discrepancy between LTD and motor learning. Multiple protocols are necessary to assess LTD-induction in gene-manipulated animals. Standard protocols are shown.

Valutazione dell'induzione della depressione a lungo termine nelle fette di cerebellar adulto

Synaptic plasticity provides a mechanism for learning and memory. For cerebellar motor learning, long-term depression (LTD) of synaptic transmissions from ...