JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Etica dichiarazione: Gli esperimenti sugli animali sono stati condotti in conformità con il Codice australiano per la cura e l&#39;uso di animali a scopi scientifici (2013). approvazione etica animale è stato ottenuto dal Comitato Etico degli animali, Università di Melbourne. I materiali sono qui per esperimenti di laboratorio solo, e non destinati ad uso medico o veterinario. 1. Gli elettrodi Preparazione Nota: Un trasmettitore a tre canali è usato per l&#39;impianto chirurgico che consente 2 ERG e la registrazione 1 VEP essere condotta simultaneamente. I tre attivi e non attivi tre elettrodi devono essere pre-modellato in una forma ad anello prima dell&#39;impianto in modo da collegare ad occhio. Ai fini dell&#39;identificazione, il produttore ha racchiuso elettrodi attivi a metà bianco, guaine in plastica colorata mezzo mentre gli elettrodi inattive sono coperti in guaine colorate piene. L&#39;elettrodo di massa (guaina di plastica trasparente) viene lasciato inalterato. Per tutti elettr attivo e inattivocondotta odi i punti 1.1, 1.2, 1.3 e 1.7. <ol><li> Districare il doppio elettrodo di acciaio inossidabile flessibile con due belle pinze a punta. </li><li> Tagliare uno dei filoni in acciaio inox (circa 1 cm dalla punta), lasciando un unico filo più lungo rettilineo rimanente per modellare l&#39;elettrodo ad anello. </li><li> Piegare il singolo filo di acciaio inossidabile di nuovo su se stesso e torsione, formando un anello liscio sulla punta dell&#39;elettrodo. </li><li> Per elettrodi attivi moda ERG questo ciclo ~ 0,2 - 0,5 mm di diametro ruotando la base del ciclo (per gli scopi descritti qui, modellare due elettrodi attivi in ​​questo modo per registrare ERG da entrambi gli occhi), e per la ERG inattivo e elettrodi PEV rendono il diametro anello ~ 0,8 mm di diametro (in questo esempio, fare questo per un elettrodo VEP attiva e tutte tre elettrodi inattive). </li><li> Agganciare circolare VEP elettrodo attivo intorno una vite acciaio inossidabile (diametro 0,7 mm lunghezza 3 mm) per l&#39;elettrodo appoggia contro la testa della vite. </li><li> Hook i 3 elettrodi inattivi (2 ERG, 1 PEV) intorno una seconda vite in acciaio inox (diametro 0,7 mm lunghezza 3 mm). </li><li> Tirare il manicotto di plastica in avanti sopra le estremità taglienti del filo in acciaio inox a due per ridurre l&#39;irritazione. </li><li> Sterilizzare i trasmettitori telemetrici immergendola in 2% glutaraldeide per più di 10 ore a circa 25 ° C. Risciacquare il trasmettitore con soluzione salina sterile per 3 volte. </li></ol> 2. Trasmettitore impianto <ol><li> Preparazione degli animali <ol><li> Disinfettare l&#39;area chirurgica prima sperimentazione pulendo con il 70% di etanolo. Autoclave tutte apparecchi chirurgici prima dell&#39;uso e mantenere in apparecchiature clorexidina quando non in uso durante la chirurgia. Coprire l&#39;animale con un telo chirurgico durante l&#39;intervento chirurgico per mantenere un ambiente sterile. Assicurarsi che tutti gli sperimentatori indossano maschere chirurgiche, guanti e camici sterili. </li><li> Indurre l&#39;anestesia con 1,5 - 2% isoflurano, ad una portata di 3 l / min e manutenzione suned a 1,5 - 2% a 2 L / min durante l&#39;intervento chirurgico. Confermare la sufficiente profondità di anestesia dall&#39;assenza di un riflesso pedale sul pizzicare il muscolo tra le dita. </li><li> Rasatura a 40 mm Area x 30 mm sopra l&#39;addome dall&#39;alto all&#39;inguine allo sterno. </li><li> Rasatura 30 mm Area x 20 mm sopra la fronte, posteriormente agli occhi e anteriore alle orecchie. </li><li> Disinfettare le due aree rasate. Per la zona della fronte disinfettare con 10% povidone-iodio tre volte (evitare l&#39;uso di antisettici a base alcolica per l&#39;area vicino all&#39;occhio, essere coerente con la norma di condotta stabilito dalla Association of tecnologi chirurgici). Sopra l&#39;addome disinfettare con 10% di iodio povidone e il 70% di etanolo. </li><li> Applicare 1 goccia di proximetacaina alla cornea per ulteriori anestesia topica. </li><li> Applicare 1 goccia di sodio carbossimetilcellulosa alla cornea per evitare l&#39;essiccazione degli occhi. </li></ol></li><li> impianto chirurgico <ol><li> Effettuare una incisione 10 millimetrisulla testa lungo la linea mediana verticale tra le orecchie con un bisturi chirurgico. </li><li> Eseguire un&#39;incisione 5 mm addome attraverso lo strato di pelle lungo la linea mediana sotto lo sterno. </li><li> Tunnel a 5 mm di diametro cannula sottocutanea dall&#39;incisione addome per l&#39;incisione testa. </li><li> Far passare i fili degli elettrodi (3 attivi e 3 inattivo) del trasmettitore attraverso la cannula dall&#39;addome alla testa. </li><li> Lasciare l&#39;elettrodo di riferimento con la base del trasmettitore e coprire la punta dell&#39;elettrodo con garza asettica. </li><li> Coprire le punte degli elettrodi (3 attivi e inattivi 3) con garza asettica. </li><li> Fissare la testa del topo ad una piattaforma stereotassico. </li><li> Estendere l&#39;incisione fronte a 30 mm di lunghezza con le forbici chirurgiche. </li><li> Esporre area chirurgica ritraendo la pelle sciolto con 2 punti di sutura (3 - 0) a ~ 3 e 09:00. </li><li> Raschiare il periostio sovrastante il cranio con garza sterile per esporre Bregma, lambda e della linea mediana suture. </li&gt; <li> Praticare due fori attraverso il cranio al VEP attiva (7 millimetri ventrale a Bregma 3 millimetri laterale a linea mediana) e inattivi (5 mm rostrale al Bregma sulla linea mediana) stereotassica coordinate. </li><li> Fissare VEP elettrodi attivi e inattivi con le viti pre-attached in acciaio inox (diametro 0,7 mm lunghezza 3 mm) per il cranio con un piccolo cacciavite a ~ 1 mm di profondità nei fori predefiniti. Questo ancora la vite all&#39;osso senza danneggiare il tessuto corticale sottostante. </li><li> Per impiantare gli elettrodi attivi ERG utilizzare un 8-0 sutura per rientrare temporaneamente la palpebra superiore. </li><li> Inserire un 16 a 21 G cannula sottocutanea da dietro l&#39;occhio attraverso la fornice congiuntivale superiore. </li><li> Rimuovere l&#39;ago guida. </li><li> Feed l&#39;elettrodo attivo attraverso il catetere di plastica accorciata dalla fronte verso l&#39;occhio. Quindi rimuovere il catetere di plastica. </li><li> Utilizzare una sutura temporanea (8 - 0.), che viene infilato attraverso il loop elettrodo, per evitare che i electrode dalla scomparsa di nuovo nel tunnel. </li><li> Eseguire un&#39;incisione 0,5 millimetri sulla congiuntiva superiore a ore 12, 1 mm dietro limbus. Utilizzare smussa per esporre la sclera sottostante. </li><li> Impiantare un 8-0 o 9-0 sutura immediatamente dietro il limbus a metà spessore sclerale. </li><li> Rimuovere sutura temporanea da ERG elettrodo attivo. </li><li> Ancorare l&#39;elettrodo attivo ERG alla metà sclerale sutura spessore legando 3 nodi consecutivi che assicurano la punta dell&#39;elettrodo è situato vicino al limbus. </li><li> Chiudere lo sportello congiuntivale con 1 o 2 punti staccati (8 - 0 a 9 - 0). Assicurarsi che la congiuntiva copre completamente l&#39;elettrodo ERG per migliorare il comfort. </li><li> Rimuovere la palpebra scomparsa di sutura. </li><li> Ripetere la procedura per l&#39;occhio controlaterale. </li><li> Applicare il gel cianoacrilato sul cranio per fissare tutte le viti inox e fili degli elettrodi. Assicurarsi che gli elettrodi attivi ERG non sono tirati troppo stretto prima di fissare a eni movimenti degli occhi capaci. </li><li> Chiudere la ferita alla testa con un non-assorbibile 3-0 di sutura. </li><li> Ruotare roditore per esporre zona addominale. Allungare l&#39;incisione cutanea addominale a 40 mm lungo la linea alba con le forbici chirurgiche. </li><li> Effettuare una incisione 35 millimetri attraverso la parete muscolare interna per esporre la cavità addominale interna. </li><li> Utilizzando due punti di sutura (3 - 0) fissare il corpo del trasmettitore a parete addominale interna lato destro dell&#39;animale. Evitare il contatto con il fegato. </li><li> Loop l&#39;elettrodo di massa e sicuro in questa forma con una sutura (3-0). Posizionarlo libero di fluttuare nella cavità addominale. </li><li> Chiudere il peritoneo con una sutura continua (3-0). </li><li> Chiudere l&#39;incisione pelle con punti staccati (3 - 0). </li></ol></li><li> Cure post-operatorie <ol><li> Monitorare l&#39;animale fino a che non ha ripreso conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale. Casa l&#39;animale singolarmente dopo l&#39;intervento. </li><li> somministrare carprofen sottocutanea per l&#39;analgesia (5 mg / kg) una volta al giorno per 4 giorni. </li><li> Aggiungere antibiotici per via orale profilattici (Enrofloxin, 5 mg / kg) per l&#39;acqua potabile per 7 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Applicare una pomata antinfiammatoria per siti di incisione della pelle per ridurre l&#39;irritazione per i primi 7 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. </li></ol></li></ol> 3. Comportamento ERG e PEV Recordings nel ratto conscio <ol><li> Scuro adattarsi animale per 12 ore prima di registrazioni ERG e PEV </li><li> Condurre tutte le manipolazioni sperimentali sotto illuminazione fioca rosso (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm) </li><li> Applicare anestesia topica (0,5% proximetacaina) e dilatando (0,5% tropicamide) scende alla cornea. </li><li> Guida il roditore consapevole in una misura, restrainer chiaro. Nota: La lunghezza di questo tubo di plastica può essere regolata per accogliere ratti di dimensioni diverse con il diametro complessivo fissato a 60 mm. L&#39;estremità anteriore del dispositivo è rastremato per minimizzare mo testavimento e contiene perforazioni per consentire la respirazione normale. Questo fronte affusolata consente l&#39;allineamento e la stabilizzazione della testa e gli occhi del ratto all&#39;apertura della sfera Ganzfeld. Si noti che il roditore è stato acclimatato al dispositivo di immobilizzazione (da 3 a 5 volte) prima di un intervento chirurgico. </li><li> Posizionare il roditore anteriore della ciotola Ganzfeld con gli occhi allineati con l&#39;apertura del contenitore. </li><li> Accendere il trasmettitore a permanenza passando un magnete all&#39;interno di ~ 5 cm del trasmettitore. Verificare che il trasmettitore è acceso controllando la luce LED di stato sulla base del ricevitore. </li><li> Raccogliere segnali su un intervallo di energie luminose (cioè, -5.6 a 1,52 log cd.sm -2) come descritto in precedenza 21. In breve, più segnali medi a livello commutazione luce (~ 80 ripetizioni), inferiore a energie più luminosi luminosi (~ 1 ripetizione). A poco a poco allungare l&#39;intervallo interstimulus da 1 a 180 secondi dal più debole al livello di luce più brillante. </li><li> Per isolare l&#39;asta ERGe le risposte cono utilizzano un paradigma twin-Flash 8. Ad esempio, avviare due flash a 1,52 log cd.sm -2 con un intervallo di 500 msec inter-stimolo in-between. </li><li> Per registrare i segnali VEP, media di 20 ripetizioni alle energie più luminoso luminosi (cioè 1,52 log cd.sm -2, 5 sec intervallo inter-stimolo). </li><li> Per valutare la stabilità dell&#39;impianto, che viene valutato dalla variabilità del segnale nel tempo, condurre ERG e PEV registrazioni 7, 10, 14, 21 e 28 giorni post-intervento chirurgico. </li><li> Dopo periodo sperimentale, eutanasia topi mediante iniezione intracardial di pentobarbiturate (1,5 ml / kg) dopo ketamina: anestesia xilazina (12: 1 mg / kg). </li></ol>

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	<li>Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Origins of the Electroretinogram. , (2006).</li><li>Granit, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+components+of+the+retinal+action+potential+in+mammals+and+their+relation+to+the+discharge+in+the+optic+nerve.">The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve.</a> J Physiol. 77, 207-239 (1933).</li><li>Brown, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+eclectroretinogram:+its+components+and+their+origins.">The eclectroretinogram: its components and their origins.</a> Vision Res. 8, 633-677 (1968).</li><li>Brown, K. T., Murakami, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biphasic+Form+of+the+Early+Receptor+Potential+of+the+Monkey+Retina.">Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina.</a> Nature. 204, 739-740 (1964).</li><li>Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+b-wave+currents+in+the+skate+retina.">Generation of b-wave currents in the skate retina.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).</li><li>Krasowski, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propofol+and+other+intravenous+anesthetics+have+sites+of+action+on+the+gamma-aminobutyric+acid+type+A+receptor+distinct+from+that+for+isoflurane.">Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane.</a> Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).</li><li>Stockton, R. A., Slaughter, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=B-wave+of+the+electroretinogram.+A+reflection+of+ON+bipolar+cell+activity.">B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity.</a> J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).</li><li>Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+contribution+of+cone+responses+to+rat+electroretinograms.">The contribution of cone responses to rat electroretinograms.</a> Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).</li><li>Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visually+evoked+potentials+and+electroretinography+in+neurologic+evaluation.">Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation.</a> Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).</li><li>Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evoked+potential+tests+in+clinical+diagnosis.">Evoked potential tests in clinical diagnosis.</a> Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).</li><li>Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Different+laminar+distribution+of+flash+evoked+potentials+in+cortical+areas+17+and+18+b+of+freely+moving+rats.">Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats.</a> J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).</li><li>Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intensity+of+flash+illumination+and+the+visually+evoked+potential+of+rats,+guinea+pigs+and+cats.">Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats.</a> Vision Res. 14, 725-729 (1974).</li><li>Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+flash-evoked+potential+peak+N160+amplitude:+modulation+by+relative+flash+intensity.">Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity.</a> Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).</li><li>Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+chronic+implant+to+record+electroretinogram,+visual+evoked+potentials+and+oscillatory+potentials+in+awake,+freely+moving+rats+for+pharmacological+studies.">A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies.</a> Neural Plast. 11, 241-250 (2004).</li><li>Szabo-Salfay, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroretinogram+and+visual+evoked+potential+of+freely+moving+rats.">The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats.</a> Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).</li><li>Valjakka, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+reflection+of+retinal+light+response+information+onto+the+superior+colliculus+in+the+rat.">The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).</li><li>Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+miniature+telemetric+system+for+recording+EEG+activity+in+freely+moving+rats.">A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats.</a> J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).</li><li>Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+blood+pressure+and+sympathetic+activity+of+rabbits+in+their+home+cage+and+the+laboratory+environment.">Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment.</a> Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).</li><li>Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparing+activity+analyses+for+improved+accuracy+and+sensitivity+of+drug+detection.">Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection.</a> J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).</li><li>Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antidepressants+and+REM+sleep+in+Wistar-Kyoto+and+Sprague-Dawley+rats.">Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats.</a> Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).</li><li>He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+rate+of+functional+recovery+from+acute+IOP+elevation.">The rate of functional recovery from acute IOP elevation.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).</li><li>Lamb, T. D., Pugh, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+account+of+the+activation+steps+involved+in+phototransduction+in+amphibian+photoreceptors.">A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors.</a> J Physiol. 449, 719-758 (1992).</li><li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rod+phototransduction+in+retinitis+pigmentosa:+estimation+and+interpretation+of+parameters+derived+from+the+rod+a-wave.">Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).</li><li>Charng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conscious+wireless+electroretinogram+and+visual+evoked+potentials+in+rats.">Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats.</a> PLoS Onez. 8, e74172 (2013).</li><li>Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+modifies+retinal+ganglion+cell+responses+in+the+normal+rat.">Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).</li><li>Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+and+thalamic+visual+evoked+potentials+during+sleep-wake+states+and+spike-wave+discharges+in+the+rat.">Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).</li><li>Nair, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+common+anesthetics+on+eye+movement+and+electroretinogram.">Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram.</a> Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).</li><li>Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xylazine-induced+pulmonary+edema+in+rats.">Xylazine-induced pulmonary edema in rats.</a> Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).</li><li>Charng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retinal+electrophysiology+is+a+viable+preclinical+biomarker+for+drug+penetrance+into+the+central+nervous+system.">Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system.</a> J Ophthalmol. , (2016).</li></ol>

RG and RF are employees to the commercial funder of this research (Pfizer Neusentis and Pfizer Global Research). MI was an employee of Pfizer Global Research during this research and is currently an employee of Proteostasis Therapeutics (Cambridge, USA).

A causa della natura mini-invasiva di elettrofisiologia visiva, ERG e PEV registrazioni in pazienti umani sono condotte in condizioni coscienti e richiedono solo l&#39;uso di anestetici topici per il posizionamento degli elettrodi. Al contrario, elettrofisiologia visiva nei modelli animali è convenzionalmente condotto in anestesia generale per consentire il posizionamento degli elettrodi stabile, eliminando gli occhi del corpo e movimenti volontari. Tuttavia, anestetici generali comunemente utilizzati alterano le rispo...

L&#39;ERG e VEP sono minimamente invasiva in strumenti vivo per valutare l&#39;integrità delle vie della retina e visivi, rispettivamente, sia in laboratorio e clinica. Il tutto campo ERG produce una forma d&#39;onda caratteristica che può essere suddiviso in diverse componenti, con ogni elemento che rappresentano diverse classi di cellule del 1,2 percorso della retina. Il classico pieno campo ERG forma d&#39;onda consiste di una pendenza iniziale negativo (a onda), che ha dimostrato di rappresentare fotorecettori attività post esposizione alla luce 2-4. L&#39;a-onda è seguita da una sostanziale forma d&#39;onda positiva (b-wave), che riflette l&#39;attività elettrica di retina centrale, prevalentemente le cellule ON-bipolari 5-7. Inoltre, si può variare l&#39;energia luminosa e inter-stimolo-intervallo per isolare cono dalle risposte asta 8. Il flash VEP rappresenta potenziali elettrici del tronco della corteccia cerebrale e visiva in risposta alla stimolazione della retina luce9,10. Questa forma d&#39;onda può essere suddiviso in componenti precoce e tardiva, con la componente precoce che riflette l&#39;attività dei neuroni della via retino-genicolo-striata 11-13 e alla fine del componente che rappresenta l&#39;elaborazione corticale esibito in varie lamine V1 nei ratti 11,13. Pertanto la misurazione simultanea del ERG e PEV ritorna valutazione globale delle strutture coinvolte nel percorso visivo. Attualmente, al fine di registrare elettrofisiologia negli animali, anestesia viene impiegato per consentire il posizionamento stabile di elettrodi. Ci sono stati tentativi di misurare ERG e PEV nei ratti coscienti 14-16 ma questi studi impiegata una configurazione cablata, che può essere ingombrante e può portare a stress degli animali, limitando il movimento degli animali e il comportamento naturale 17. Con i recenti progressi nella tecnologia wireless, tra cui una maggiore miniaturizzazione e la durata della batteria, è ora possibile implementare un approccio telemetria per ERG und registrazione VEP, diminuendo lo stress associato con le registrazioni cablate e migliorare la redditività a lungo termine. Implantologia stabili completamente interiorizzato di sonde di telemetria hanno dimostrato di essere efficace per il monitoraggio cronico della temperatura, la pressione del sangue 18, l&#39;attività 19 così come elettroencefalografia 20. Tali progressi nella tecnologia sarà anche aiutare con ripetibilità e stabilità delle registrazioni coscienti, aumentando l&#39;utilità della piattaforma per gli studi cronici.

<table><tbody><tr><td>Bioamplifier</td><td>ADInstruments</td><td>ML 135</td><td>Amplifies ERG and VEP signals</td></tr><tr><td>Carboxymethylcellulose sodium 1.0%</td><td>Allergan</td><td>CAS 0009000-11-7</td><td>Maintain corneal hydration during surgery</td></tr><tr><td>Carprofen 0.5%</td><td>Pfizer Animal Health Group</td><td>CAS 53716-49-7</td><td>Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment</td></tr><tr><td>Chlorhexadine 0.5%</td><td>Orion Laboratories</td><td>27411, 80085</td><td>Disinfection of surgical instrument</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate gel activator</td><td>RS components</td><td>473-439</td><td>Quickly dries cyanoacrylate gel</td></tr><tr><td>Cyanocrylate gel&amp;nbsp;</td><td>RS components</td><td>473-423</td><td>Fix stainless screws to skull</td></tr><tr><td>Dental burr</td><td>Storz Instruments, Bausch and Lomb</td><td>E0824A</td><td>Miniature drill head of ~ 0.7 mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws</td></tr><tr><td>Drill</td><td>Bosch</td><td>Dremel 300 series</td><td>Automatic drill for trepanning</td></tr><tr><td>Enrofloxin</td><td>Troy Laboratories</td><td></td><td>Prophylactic antibiotic post surgey</td></tr><tr><td>Ganzfeld integrating sphere</td><td>Photometric Solutions International</td><td></td><td>Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size</td></tr><tr><td>Gauze swabs</td><td>Multigate Medical Products Pty Ltd</td><td>57-100B</td><td>Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery</td></tr><tr><td>Isoflurane 99.9%</td><td>Abbott Australasia Pty Ltd</td><td>CAS 26675-46-7</td><td>Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery</td></tr><tr><td>Kenacomb ointment</td><td>Aspen Pharma Pty Ltd</td><td></td><td>To reduce skin irritation and itching after surgery</td></tr><tr><td>Luxeon LEDs</td><td>Phillips Lighting Co.</td><td></td><td>For light stimulation, twenty 5 W and one 1 W LEDs, controlled by Scope software</td></tr><tr><td>Needle (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501959</td><td>for suturing abdominal and head surgery, used with 3 - 0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15 mm</td></tr><tr><td>Needle holder (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500224</td><td>To hold needle during abdominal and head surgery</td></tr><tr><td>Needle holder (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>555419NT</td><td>To hold needle during ocular surgery</td></tr><tr><td>Optiva catheter</td><td>Smiths Medical International LTD</td><td>16 or 21 G</td><td>Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva</td></tr><tr><td>Povidone iodine 10%</td><td>Sanofi-Aventis</td><td>CAS 25655-41-8</td><td>Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 ml</td></tr><tr><td>Powerlab data acquisition system</td><td>ADInstruments</td><td>ML 785</td><td>Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter</td></tr><tr><td>Proxymetacaine 0.5%</td><td>Alcon Laboratories&amp;nbsp;</td><td>CAS 5875-06-9</td><td>Topical ocular analgesia</td></tr><tr><td>Restrainer</td><td>cutom made</td><td></td><td>Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scapel blade</td><td>R.G. Medical Supplies</td><td>SNSM0206</td><td>For surgical incision</td></tr><tr><td>Scissors (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501225</td><td>for cutting tissue on the abodmen and forhead</td></tr><tr><td>Scissors (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501232</td><td>To dissect the conjunctiva for electrode attachment</td></tr><tr><td>Scope Software</td><td>ADInstruments</td><td>version 3.7.6</td><td>Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data</td></tr><tr><td>Shaver</td><td>Oster</td><td>Golden A5</td><td>Shave fur from surgical areas</td></tr><tr><td>Stainless streel screws&amp;nbsp;</td><td>MicroFasteners</td><td>L001.003CS304</td><td>0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>David Kopf</td><td>Model 900</td><td>A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull</td></tr><tr><td>Surgical drape</td><td>Vital Medical Supplies</td><td>GM29-612EE</td><td>Ensure sterile enviornment during surgery</td></tr><tr><td>Suture (macrosurgery)</td><td>Ninbo medical needles</td><td>3-0</td><td>for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60 cm</td></tr><tr><td>Suture needle (microsurgery)</td><td>Ninbo medical needles</td><td>8-0 or 9-0</td><td>for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1 &amp;times; 5, 30 cm</td></tr><tr><td>Telemetry data converter&amp;nbsp;</td><td>DataSciences International</td><td>R08</td><td>allows telemetry signal to interface with data collection software</td></tr><tr><td>Telemetry Data Exchange Matrix</td><td>DataSciences International</td><td></td><td>Gathers data from transmitters, pair with receiver</td></tr><tr><td>Telemetry data receiver</td><td>DataSciences International</td><td>RPC-1</td><td>Receives telemetry data from transmitter</td></tr><tr><td>Telemetry transmitter</td><td>DataSciences International</td><td>F50-EEE</td><td>3 channel telemetry transmitter</td></tr><tr><td>Tropicamide 0.5%</td><td>Alcon Laboratories&amp;nbsp;</td><td></td><td>Iris dilation</td></tr><tr><td>Tweezers (macrosurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500092</td><td>Manipulate tissues during abdominal and head surgery</td></tr><tr><td>Tweezers (microsurgery)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500342</td><td>Manipulate tissues during ocular surgery</td></tr></tbody></table>

implantation and recording of wireless electroretinogram and visual evoked potential in conscious rats

L&#39;elettroretinogramma pieno campo (ERG) e potenziali evocati visivi (PEV) sono strumenti utili per valutare retina e l&#39;integrità via visiva sia in ambito clinico e di laboratorio. Attualmente, le misure ERG e PEV preclinici sono eseguiti con l&#39;anestesia per garantire posizionamento degli elettrodi stabili. Tuttavia, la presenza di anestesia ha dimostrato di contaminare le normali risposte fisiologiche. Per superare questi confonde anestesia, sviluppiamo una nuova piattaforma per saggiare ERG e PEV nei ratti coscienti. Gli elettrodi sono impiantati chirurgicamente sotto-conjunctivally sull&#39;occhio per saggiare la ERG e epidurale sopra la corteccia visiva per misurare il VEP. Una gamma di ampiezza e di sensibilità / parametri di temporizzazione sono analizzati sia per la ERG e PEV ad aumentare le energie luminose. I segnali ERG e PEV sono dimostrato di essere stabile e ripetibile per almeno 4 settimane impiantazione post-chirurgico. Questa capacità di registrare i segnali ERG e PEV senza anestesia confonde nelle s precliniciEtting dovrebbe fornire la traduzione superiore ai dati clinici.

La risposta fotorecettore viene analizzato montando una gaussiana ritardata al bordo anteriore del tratto discendente iniziale della risposta ERG gli ultimi 2 energie luminose (1,20, 1,52 log CSM -2) per ciascun animale, in base al modello di agnello e Pugh 22, formulato da Hood e Birch 23. Questa formula restituisce una ampiezza ed un parametro di sensibilità, (Figura 1C e 1D, rispettivamente). Una funzione iperbolica f...

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Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats

Mostriamo le procedure di impianto e di registrazione chirurgiche per misurare i segnali elettrofisiologici visivi dall&#39;occhio (elettroretinogramma) e il cervello (visivo potenziale evocato) nei ratti coscienti, che è più simile alla condizione umana in cui le registrazioni sono effettuate senza anestesia confonde.

L&#39;impianto e la registrazione di Wireless Elettroretinogramma e potenziale visivo evocato ratto conscio

The full-field electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are useful tools to assess retinal and visual pathway integrity in both ...

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Research

JoVE Journal

Behavior

8.6K Views.  University of Melbourne.  Mostriamo le procedure di impianto e di registrazione chirurgiche per misurare i segnali elettrofisiologici visivi dall'occhio (elettroretinogramma) e il cervello (visivo potenziale evocato) nei ratti coscienti, che è più simile alla condizione umana in cui le registrazioni sono effettuate senza anestesia confonde. 

Video: Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

Una connessione Wireless, interfaccia bidirezionale per registrazione In Vivo e la stimolazione dell'attività neurale a comportarsi liberamente ratti

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Ricerca

Comportamento

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Registrazione simultanea di elettroretinografia e Potenziali evocati visivi nei ratti anestetizzati

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Neuroscienze

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Preparing a Rat Model to Assess Visual Pathway Integrity Using an Electrophysiology Setup

Source: Nguyen, C. T. et al., <a href="https://app.jove.com/v/54158">Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats.</a>&#160;J. Vis. Exp. (2016)
This video demonstrates the preparation of a rat model to study retinal health and visual pathway integrity. Visual evoked potential and electroretinography reference and active electrodes are connected to the rat, followed by aligning the platform with the rat in front of the Ganzfeld bowl for even retinal illumination and closing the Faraday cage to avoid external interference.

Preparazione di un modello di ratto per valutare l'integrità del percorso visivo utilizzando una configurazione di elettrofisiologia

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuroscience

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

In Vivo Electrophysiological Recordings of Brain Activities from Multiple Sites in Rats

Source: Haumesser, J. K., et al. <a href="https://app.jove.com/v/55940">Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats.</a> J. Vis. Exp.(2017).
This video demonstrates the detailed procedure for preparing an anesthetized rat for electrophysiological recordings of brain activity from multiple sites. The scalp is dissected to access the skull, and holes are drilled at precise locations to install and secure electrodes. Tungsten microwire electrodes are then inserted into the targeted location to record the data.

Registrazioni elettrofisiologiche in vivo di attività cerebrali da più siti nei ratti

Implanting a Wireless Bidirectional Microelectrode System in a Rat Brain

Source: Melo-Thomas, L., et al., <a href="https://app.jove.com/v/56299">A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats.</a> J. Vis. Exp. (2017)
The video demonstrates a procedure for implanting a wireless bidirectional multichannel electrode unit into a rat brain to record and stimulate multichannel neural networks.

Impianto di un sistema di microelettrodi bidirezionali wireless in un cervello di ratto

Recording of Visual Evoked Potentials via the Skull Electrodes in a Rat Model

Source: You, Y., et al. <a href="https://app.jove.com/v/52934">Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the process of measuring visual evoked potentials or VEPs in a dark-adapted, anesthetized rat with pre-implanted skull electrodes, which record the electrical signals from the brain&#39;s visual cortex in response to light stimuli.

Registrazione dei potenziali evocati visivi tramite gli elettrodi del cranio in un modello di ratto

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. VEP ...

Implanting an On-Head Electrode System in a Rat Model for Real-Time Seizure Detection

Source: Koz&#225;k, G., et al. <a href="https://app.jove.com/v/56669">Chronic Transcranial Electrical Stimulation and Intracortical Recording in Rats.</a> J. Vis. Exp. (2018).
This video demonstrates the method of implanting an on-head electrode system in an anesthetized rat for real-time seizure detection. The procedure includes placing stimulation and recording electrodes, securing them with dental cement, and connecting them to a head-mounted amplifier.

Impianto di un sistema di elettrodi sulla testa in un modello di ratto per il rilevamento delle crisi epilettiche in tempo reale

Concurrent Electroencephalographic and Local Field Potential Recordings in an Anesthetized Rat

Source: Kang, S., et al. <a href="https://app.jove.com/v/56447">Concurrent Recording of Co-localized Electroencephalography and Local Field Potential in Rodent.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates the procedure for concurrent recordings of co-localized electroencephalography (EEG) and local field potentials (LFPs) in an anesthetized rat. The process involves preparing the rat and attaching stimulating electrodes to its whisker pads. An EEG spider electrode is placed on the rat&#39;s skull for surface EEG measurements. At the same time, a multi-channel microelectrode is inserted into a specific brain region through a burr hole in the skull to record neural activity from a localized brain area.

Registrazioni elettroencefalografiche concomitanti e di potenziale di campo locale in un ratto anestetizzato

Recording of Electroretinogram and Visual Evoked Potential in a Rat

Source: Charng, J. et al. <a href="https://app.jove.com/v/54160">Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates how to record electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) in a conscious rat. The rat, with surgically implanted electrodes, is first dark-adapted. After applying dilating drops, the animal is placed in a restrainer and positioned in a Ganzfeld bowl. The ERG and VEP signals are then recorded.

L'impianto e la registrazione di Wireless Elettroretinogramma e potenziale visivo evocato ratto conscio

Riepilogo

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