Ringraziamo Andrea Parmeggiani (L2C e DIMNP, Montpellier), Benoit Charlot (IES, Montpellier), così come i membri del laboratorio per le discussioni utili, Christophe Duperray per un aiuto con l&#39;analisi FACS, l&#39;impianto di imaging RIO Montpellier (MRI) per la fornitura del ambiente adeguato per FACS e microscopia confocale. BNM è stato sostenuto da una borsa di studio di laurea dal LABEX Numev (convenzione ANR-10-LabX-20). AB è stato sostenuto da una borsa di studio di laurea presso l&#39;Università di Varsavia e dell&#39;Unione Europea (n ° POKL.04.01.02-00-221 / 12). MLV è uno scienziato del personale del Centro nazionale per la ricerca scientifica (CNRS).

Giorno 1 1. Etichettatura della cellula staminali mesenchimali (MSC) mitocondri (opzionale) <ol><li> Due giorni prima della preparazione mitocondri, sementi MSC umane in un piatto di coltura 100 mm, in 10 ml αMEM / FBS 10%, in modo da avere 4 x 10 5 cellule staminali mesenchimali in coltura al giorno 1. </li><li> Risciacquare con PBS MSC (4 ml) e aggiungere 4 ml αMEM / FBS 1% (preriscaldata a 37 ° C). </li><li> Aggiungere la quantità necessaria di mitocondri colorante vitale e incubare le cellule per 30 min in incubatore a 37 °. </li><li> Rimuovere la soluzione colorante mitocondri, lavare le cellule due volte con 4 ml preriscaldata (37 ° C) αMEM / FBS 1% e aggiungere di nuovo 4 ml αMEM / FBS 10%. Incubare le cellule a 37 ° C. </li><li> Modificare il terreno di coltura (10 ml αMEM / FBS 10%) dopo 30 minuti e, un&#39;altra volta, 2 ore più tardi. </li></ol> Giorno 1 2. L&#39;etichettatura delle cellule di glioblastoma staminali (GSC) (opzionale, vedere la sezione Discussione) <table border="1" fo:keep-together.within-page = &quot;1&quot; fo: keep-con-next.within-page = &quot;always&quot;&gt; <tbody><tr><td> Terreno di coltura cellulare </td><td> Composizione </td></tr><tr><td rowspan="5"> GSC medio basale </td><td> DMEM / F-12 integrato con </td></tr><tr><td> Insulin 20 mg / ml </td></tr><tr><td> 1x supplemento N2 </td></tr><tr><td> Glucosio 3 g / L </td></tr><tr><td> L-glutamina 2 mM </td></tr><tr><td rowspan="9"> medio proliferazione GSC </td><td> Aggiungere al terreno di base: </td></tr><tr><td> 1x supplemento B27 </td></tr><tr><td> EGF 10 ng / ml </td></tr><tr><td> bFGF 10 ng / ml </td></tr><tr><td> Fungino 10 mg / ml </td></tr><tr><td> Fungizone 0,25 mg / ml </td></tr><tr><td> Eparina 2 mg / ml </td></tr><tr><td> Ciprofloxacina 2 ug / ml </td></tr><tr><td> Gentamicina 2 ug / ml </td></tr><tr><td rowspan="4"> medio proliferazione MSC </td><td> &amp; #945; MEM completato con </td></tr><tr><td> L-glutamina 2 mM </td></tr><tr><td> 10% FBS </td></tr><tr><td> bFGF 2 ng / ml </td></tr></tbody></table> Tabella 1: Culture Media. <ol><li> Dissociarsi GSCs (linea GB4 cella 32 (10 x 10 6 cellule) cresciuto come neurosfere di poli-HEMA fiasche di coltura cellulare rivestito (vedere i passaggi da 3.1 a 3.12). </li><li> GSCs seme in una piastra a 48 pozzetti a 10 5 cellule / pozzetto in media la proliferazione GSC (500 microlitri) (vedi tabella 1). </li><li> Centrifugare la piastra a 270 xg per 5 min a 20 ° C. </li><li> Aggiungere la quantità di colorante vitale delle cellule e incubare per 30 min a 37 ° C. </li><li> Aggiungere 500 ml di GSC medio basale (Tabella 1) per pozzetto della piastra 48 pozzetti. </li><li> Centrifugare la piastra a 270 xga 20 ° C per 5 min. Aspirare il surnatante. </li><li> Ripetere i passaggi 2,5-2,6. </li><li> Aggiungere 500 pl di GSC medio basale e incubare a 37 ° C per 30 min. </li><li> Centrifugare la piastra a 270 xga 20 ° C per 5 min. Aspirare il surnatante. </li><li> Aggiungere 500 ml di mezzo di proliferazione GSC per pozzetto della piastra 48 pozzetti e incubare nel 37 ° C incubatore. Nota: La quantità di GSC indicato (10 x 10 6 cellule) consente di eseguire i diversi esperimenti dose-risposta e controlli FACS. Una volta che le condizioni sperimentali sono più definite con precisione tale importo può essere ridimensionato. </li></ol> Giorno 2 3. Semina del glioblastoma cellule staminali <ol><li> Raccogliere le neurosfere GSC (10 x 10 6 cellule) mediante centrifugazione a 270 xg per 5 min a 20 ° C in un tubo da 50 ml. </li><li> Lavare le cellule con 5 ml di HBSS e centrifugare a 270 xg per 5 min a 20 ° C. </li><li> Aspirare il surnatante. </li><li> Risospendere delicatamente il pellet GSC in 100 ml tripsina-EDTA (0,25%) (per 10 x 10 <sup&gt; 6 celle) </li><li> Incubare a 37 ° C per 3 min. </li><li> Aggiungere 10 ml CaCl 2 (20 mM) e 2 microlitri DNasi I (10 mg / ml). </li><li> Dissociare il neurosfere pipettando gentilmente su e giù (30-50x) con una pipetta P200. Evitare le bolle. Controllare sotto il microscopio che tutti GSC sono dissociate. </li><li> Aggiungere 10 ml inibitore di tripsina (5%) e 10 ml HBSS. </li><li> Centrifuga GSCs a 270 xg per 7 minuti a 20 ° C. </li><li> Eliminare il surnatante e aggiungere 10 ml di GSC medio basale (Tabella 1). </li><li> Contare GSCs con una camera di conteggio Thoma e centrifugare le cellule a 270 xg per 7 minuti a 20 ° C. </li><li> Aggiungere il volume appropriato di supporto proliferazione GSC (Tabella 1) per raggiungere la concentrazione cellulare di 10 6 GSC / ml. </li><li> Seed 10 5 GSCs (100 microlitri della sospensione cellulare) per pozzetto di una piastra a 96 pozzetti. </li><li> Centrifugare le piastre a 270 xg per 7 minuti a 20 ° C per ottenere GSCs al bottom dei pozzi. </li><li> Incubare la piastra a 96 pozzetti a 37 ° C fino a quando la sezione 5. </li></ol> Giorno 2 Isolamento 4. MSC mitocondri <ol><li> Regolare la temperatura microprovetta centrifuga a 4 ° C. </li><li> Preparare due provette da 1,5 ml &quot;A&quot; e &quot;C&quot; contenente i reagenti per l&#39;estrazione mitocondri (200 pl di reagente A e 400 microlitri di reagente C, contenenti entrambi gli inibitori della proteasi-EDTA). Preparare 2 altri tubi, etichettati &quot;MSC&quot; e &quot;Mito&quot;. Mantenere tutte le provette su ghiaccio. Anche preparare tubi per le diluizioni seriali mitocondri. </li><li> Lavare MSC con 10 ml preriscaldata (37 ° C) PBS. </li><li> Lavare MSC con 2 ml tripsina (senza EDTA) per 10 secondi e aggiungere 1 ml di tripsina (senza EDTA). Incubare le cellule per 5-10 minuti a 37 ° C. </li><li> Recuperare le MSC con l&#39;aggiunta di 10 ml αMEM / FBS 10%, il trasferimento di un tubo da 50 ml. </li><li> cellule centrifugare a 270 xg per 5 minuti a 20 ° C. </li><li> Eliminare il surnatante e aggiungere10 ml αMEM / FBS 10% al pellet. </li><li> Contare le cellule staminali mesenchimali con una camera di conteggio Malassez. </li><li> Centrifuga MSC (4-5 x 10 5) a 270 xg per 5 min a 20 ° C. </li><li> Eliminare il surnatante, aggiungere 1 m αMEM ghiacciata / FBS 10% per il pellet cellulare e trasferire le cellule a tubo &quot;MSC&quot; -labeled (preparato al punto 4.2). Mantenere la provetta in ghiaccio. </li><li> Centrifugare la provetta contenente le cellule staminali mesenchimali a 900 xg per 5 minuti, a 4 ° C. </li><li> Rimuovere tutti i media residua dal tubo. </li><li> Aggiungere 200 ml di mitocondri Isolation Reagent A (contenente gli inibitori della proteasi senza EDTA). Vortex a velocità media per 5 secondi e lasciare i tubi in ghiaccio per esattamente 2 minuti. </li><li> Aggiungere 2,5 ml di mitocondri Isolation reagente B. Vortex alla massima velocità per 10 secondi, e poi lasciare i tubi in ghiaccio. Ripetere ogni 30 sec per 5 min. </li><li> Aggiungere 200 ml di mitocondri Isolation Reattivo C (contenente gli inibitori della proteasi senza EDTA). Mescolare inclinando il tubo (roughly 30 volte, non vortex). Centrifugare la provetta a 700 xg per 10 min a 4 ° C. </li><li> Trasferire il surnatante (contenente i mitocondri MSC) per il tubo &quot;Mito&quot; (preparato al punto 4.2). </li><li> Centrifugare a 3000 xg, 15 min a 4 ° C, per ottenere il pellet mitocondri. Eliminare il surnatante. Il pellet contiene i mitocondri isolati. </li><li> Lavare il pellet mitocondri con 200 microlitri di Reagente C. Poi, centrifugare a 12.000 xg, 5 min a 4 ° C, per ottenere il pellet mitocondri. </li></ol> 5. Il trasferimento di isolato MSC mitocondri di GSC (MitoCeption) <ol><li> Aggiungere 200 ml di (0 ° C) medio pre-raffreddato GSC proliferazione al pellet mitocondri isolati da cellule staminali mesenchimali (4 x 10 5). </li><li> Diluire la preparazione mitocondri (in media proliferazione GSC) per aggiungere costantemente 20 microlitri di sospensione mitocondriale ai GSC. </li><li> Aggiungere il volume dei mitocondri isolati nei pozzetti della 96-wPiastra ell contenente i GSC (dal punto 3.15), alla concentrazione desiderata (da 0,1 a 10 mg). Aggiungere mitocondri lentamente, vicino al fondo del pozzo, che copre tutta la superficie almeno una volta. </li><li> Per il controllo di MSC mitocondri perdite colorante vitale, aggiungere la stessa quantità di preparazione mitocondri (da 0,1 a 10 mcg) per pozzetti di una piastra a 96 pozzetti contenente GSC medio proliferazione soli (non GSC) (vedi parte 6.2 per il rilevamento di perdite colorante vitale). </li><li> Centrifugare la piastra a 96 pozzetti contenenti le GSCs destinatario mitocondri con mitocondri MSC (passo 5.3) e la piastra di controllo (passo 5.4) a 1.500 xg per 15 min a 4 ° C. </li><li> Posizionare le piastre di coltura nell&#39;incubatrice cella C 37 ° subito dopo la centrifugazione. Nota: Il protocollo di trasferimento mitocondri si basa sulla centrifugazione della sospensione mitocondri delle cellule coltivate al un&#39;adeguata forza centrifugazione, con una serie di centrifugazioni che può essere regolato a seconda del system di cellule del donatore / ricevente mitocondri. </li></ol> 3 ° giorno 6. Analisi della mitocondri da FACS e confocale Imaging <ol><li> Preparazione dei campioni per l&#39;analisi FACS GSC Nota: Se mitocondri MSC sono state marcate con un colorante vitale anticipo (sezione 1), l&#39;efficienza può essere monitorata mediante FACS, 24 ore dopo il trasferimento mitocondri. <ol><li> Centrifugare la piastra a 96 pozzetti con le GSCs MitoCepted a 270 xg per 5 min a 20 ° C. </li><li> Eliminare il surnatante. </li><li> Aggiungere 100 microlitri tripsina (senza EDTA) in ciascun pozzetto. Incubare a 37 ° C per 3 min. Pipettare su e giù per dissociare le neurosfere formatisi nel periodo di tempo di 24 ore. </li><li> Aggiungere 100 ml di GSC terreno di base. </li><li> Centrifugare la piastra a 270 xg per 5 min a 20 ° C e scartare il surnatante. </li><li> Risospendere GSCs in 300 ml GSC terreno di base e trasferimento al FACS adattato tubi. </li><li> Eseguire l&#39;un FACSANALISI. </li></ol></li><li> Controllo per perdite mitocondri colorante vitale dai mitocondri isolati (FACS) Nota: Lo scopo di questa fase è quello di determinare il segnale FACS sfondo che non riflettere un trasferimento genuino MSC mitocondri, ma, piuttosto, la semplice perdita di colorante vitale dai mitocondri MSC marcato usato per MitoCeption (passo 5.3). <ol><li> Seed cellule GSC come descritto nei punti 3.1 a 3.15. </li><li> Incubare le cellule a 37 ° C per 1 ora. </li><li> Centrifugare la piastra a 96 pozzetti contenente mitocondri solo (dal punto 5,4-5,6) a 1.500 xg per 5 minuti a 20 ° C. </li><li> Aspirare il terreno di coltura dal GSC piastra a 96 pozzetti (fase 6.2.2) e sostituirlo con il medium incubato con mitocondri solo (surnatante dal punto 6.2.3). </li><li> Incubare la piastra a 96 pozzetti contenenti le GSCs a 37 ° C per 2 ore. </li><li> Procedere come nei passaggi 6.1.1 a 6.1.7 per l&#39;analisi FACS. </li></ol></li><li> Preparazione di GSC SAMPles per l&#39;imaging confocale Nota: Se il trasferimento di MSC mitocondri per GSCs deve essere analizzato per imaging di fluorescenza, sia MSC e GSCs devono essere etichettati in anticipo, rispettivamente, con i mitocondri (fase 1) e cellule (fase 2) coloranti vitali. <ol><li> Preparare GSCs come nei passaggi 6.1.1 a 6.1.5. </li><li> Risospendere GSCs in 2 ml di mezzo proliferazione GSC contenente il 2% FBS e le sementi in capsule di Petri 35 mm (fondo di vetro). </li><li> Eseguire confocale sulle GSCs con i mitocondri MSC fluorescenti trasferiti 24 ore successive. </li></ol></li></ol>

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K., Dasari, V. R., Rao, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+homing+of+human+cord+blood+stem+cells+to+sites+of+inflammation:+unfolding+mysteries+of+a+novel+therapeutic+paradigm+for+glioblastoma+multiforme.">The homing of human cord blood stem cells to sites of inflammation: unfolding mysteries of a novel therapeutic paradigm for glioblastoma multiforme.</a> Cell Cycle. 11 (12), 2303-2313 (2012).</li><li>Guichet, P. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+death+and+neuronal+differentiation+of+glioblastoma+stem-like+cells+induced+by+neurogenic+transcription+factors.">Cell death and neuronal differentiation of glioblastoma stem-like cells induced by neurogenic transcription factors.</a> Glia. 61 (2), 225-239 (2013).</li><li>Lyons, E. A., Scheible, M. K., Sturk-Andreaggi, K., Irwin, J. A., Just, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+Sanger+strategy+for+human+mitochondrial+genome+sequencing.">A high-throughput Sanger strategy for human mitochondrial genome sequencing.</a> BMC Genomics. 14, 881 (2013).</li></ol>

INSERM (Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale), con la quale CJ e ML.V. sono affiliati, ha depositato una domanda di brevetto sulla tecnica MitoCeption (EP14306154.7).

Un numero crescente di studi dimostrano che le cellule possono scambiare i mitocondri e che questi mitocondri avere effetti profondi sul metabolismo delle cellule bersaglio e funzioni. Pertanto, è indispensabile la conoscenza dei mezzi per trasferire quantitativamente mitocondri delle cellule del donatore a queste cellule bersaglio per consentire uno studio accurato dei loro effetti biologici. Il protocollo qui descritto è stato originariamente elaborato per trasferire i mitocondri isolati da cellule staminali mesenchimali umane alla linea di cellule di cancro aderente MDA-MB-231 33. Come mostrato qui, può essere adattato per le cellule staminali tumorali che crescono come neurosfere in vitro. Sebbene il trasferimento mitocondri si verifica quando i mitocondri MSC vengono aggiunti alle neurosfere GSC, è stato trovato per essere più efficiente GSCs cellule singole, come descritto nel presente protocollo. Questo protocollo potrebbe anche essere estrapolati ad altre cellule non aderenti, come le cellule T, con la necessità di unDAPT la concentrazione cellulare testa di serie per il passo MitoCeption. La preparazione mitocondri deve essere eseguita su ghiaccio per mantenere la loro integrità. Per ottenere preparazioni mitocondriali di contaminazione ridotta da altri composti citosol, centrifugazione per il recupero dei mitocondri è effettuata a 3.000 xg per 15 min. Per monitorare la quantità di MSC mitocondri usato per il trasferimento alle GSCs, il contenuto proteico mitocondri è determinata. A questo scopo, gli estratti proteici mitocondri sono preparati utilizzando tampone RIPA integrato con inibitori della proteasi. La concentrazione proteica è stata determinata con il saggio di acido bicinconinico, secondo le istruzioni del produttore. Albumina di siero bovino è stato utilizzato come standard. In media 10 mg di proteine ​​sono stati ottenuti da 100.000 cellule staminali mesenchimali. Labeling MSC mitocondri con un colorante vitale permette quantificare l&#39;efficienza del trasferimento mitocondri, da cellule fluorescenza attivato(FACS), e determinare la localizzazione dei mitocondri trasferiti da confocale. I GSCs possono essere etichettati con la stessa mitocondri colorante vitale come la MSC. Queste cellule saranno utilizzate come controllo positivo per l&#39;analisi FACS. In alternativa, GSCs possono essere etichettati con mitocondri colorante vitale diverso da quello delle MSC, permettendo la localizzazione dei mitocondri MSC trasferiti relativi ai mitocondri GSC endogeni. Il colorante vitale mitocondri rosso intenso è adatto per l&#39;analisi FACS, mentre i coloranti mitocondri verde e rosso sono preferiti per l&#39;imaging confocale. Di grande importanza, l&#39;esposizione MSC di EDTA deve essere evitato a tutte le fasi del protocollo. Pertanto, tripsinizzazione cellulare è consigliato con tripsina e senza EDTA; il cocktail di inibitori delle proteasi utilizzati per la preparazione mitocondri dovrebbe, così, essere privo di EDTA. In presenza di EDTA, è stata osservata una perdita di mitocondri colorante vitale da MSC mitocondri. Se il transfe mitocondrir per GSCs deve essere analizzato al microscopio, le cellule di glioblastoma destinatario dovrebbero essere etichettati con un colorante vitale. I coloranti cella verde e blu (vedi Materiali e reagenti tabella) sono stati preferiti in quanto forniscono un sistema di etichettatura delle cellule più omogenea, consentendo la ricostruzione 3D da immagini confocale. Una volta che il protocollo è stato convalidato da parte dell&#39;utente con le sue cellule specifiche, etichettatura mitocondri sarà lasciato fuori per studi funzionali, per escludere possibili pregiudizi biologici. Dose-risposta analizza in un ampio intervallo di concentrazioni mitocondri MSC, con diluizioni seriali della preparazione mitocondri, è consigliabile. Infatti, va rilevato che gli effetti biologici di mitocondri trasferiti potrebbe essere raggiunto per basse concentrazioni di mitocondri, nell&#39;intervallo inferiore per il rilevamento da FACS o imaging. Questi studi funzionali, comprese le indagini su GSC metabolismo, la proliferazione e la risposta alla terapia, vengono effettuate il giorno successivo allatrasferimento mitocondri. Se MSC e GSCs sono isolati da donatori diversi (con differenti aplotipi del mtDNA), i mitocondri MSC trasferiti possono essere monitorati misurando le concentrazioni di MSC mtDNA nelle GSC mirati. La discriminazione tra MSC e endogena GSC mtDNAs si basa sulla presenza di SNP, specifico per ogni tipo di cellula, nella regione ipervariabile D-loop mtDNA. Pertanto, tra le varie applicazioni della tecnica MitoCeption, la possibilità di trasferire i mitocondri ospitare DNA mitocondriale con differenti aplotipi non solo permette il rilevamento dei mitocondri trasferiti, ma fornisce anche gli strumenti per studiare la biologia del mtDNA manutenzione, compresa l&#39;analisi dell&#39;esclusione aplotipo.

I mitocondri sono organelli presenti nelle cellule eucariotiche dove svolgono un ruolo centrale nel assorbimento dei nutrienti, nonché nella produzione di energia e metaboliti. Questi organelli contengono circolare DNA mitocondriale (mtDNA), lunga 16,6 kb, che codifica le proteine dei complessi della catena di trasporto degli elettroni, tRNA e rRNA 1. La funzionalità di questi organelli è fondamentale per l&#39;omeostasi cellulare e diverse patologie sono stati associati con mitocondri disfunzioni 1, 2, 3. Lo stato mitocondri è ad esempio stato collegato a infiammazione, malattie infettive e cancro, in quest&#39;ultimo caso con conseguenze per metastasi e la resistenza alla terapia 4, 5, 6, 7. I mitocondri mostrano la notevole capacità di<html> ottenendo trasferiti tra &quot;donatore&quot; e le cellule &quot;target&quot;. Questo porta a cambiamenti nel metabolismo energetico delle cellule bersaglio così come in altre modifiche funzionali come riparazione dei tessuti e la resistenza agli agenti chemioterapici, come recentemente dimostrato da diversi laboratori 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15 , 16. Le cellule staminali mesenchimali umane (MSC) mostrano questa capacità di trasferire mitocondri per una grande varietà di cellule bersaglio, tra cui cardiomiociti, cellule endoteliali, polmonari alveolari cellule epiteliali, cellule tubulari renali e cellule tumorali, portando a modifiche delle proprietà funzionali di queste cellule 8,&gt; 9, 10, 12, 17, 18. scambio mitocondri ora appare come un meccanismo ampiamente diffuso che consente un certo numero di diversi tipi di cellule di comunicare tra loro e modificare le loro proprietà biologiche. Questo scambio mitocondri può avvenire attraverso la formazione di tunneling nanotubi (TNT), che coinvolge connessina 43 contenenti gap giunzioni 8 o M-Sec / TNFaip2 e la exocyst complessi 19. In alternativa, il trasferimento mitocondri è stato anche dimostrato di essere mediata da arrestina microvescicole dominio contenente la proteina 1-mediata (ARMMs) 20. È interessante notare che l&#39;efficacia del trasferimento mitocondri era legato al tasso espressione della Rho GTPasi 1 MIRO1 21, un fattore chiave per spiegare le differenze di efficacies trasferimento mitocondri tra iPSC-MSC e adulti BM-MSC 22. Nonostante questa ricchezza di dati riguardanti lo scambio mitocondri cella-a-cella, relativamente poco si sa circa il metabolismo e l&#39;esito biologica di questo trasferimento mitocondri. Pertanto, si giustifica pienamente la creazione di strumenti adeguati per valutare appieno gli effetti biologici di questo trasferimento. Nel corso degli anni, vari approcci tecnici per trasferire mitocondri dal donatore al cellule accettori sono stati proposti. Ciò comprende iniezione diretta di mitocondri in ovociti 23, 24, 25, fusione cellulare per generare cibridi transmitocondriali 26, 27 e, più recentemente, il trasferimento di mitocondri isolati utilizzando fototermico nanoblades 28. Noi e gli altri precedentemente dimostrato la capacità di mitochond isolatoria essere internalizzati dalle cellule viventi, come osservato sia in vitro che in vivo 29, 30, 31, attraverso meccanismi proposti di comportare macropinocitosi 32. Abbiamo sviluppato inoltre un metodo, chiamato MitoCeption, trasferire quantitativamente mitocondri isolati (da MSC) per colpire le cellule, come esemplificato con il (aderenti) MDA-MB-231 linea di cellule di cancro al seno 31. Questo protocollo è stato adattato qui per il trasferimento di isolati mitocondri MSC umani per le cellule staminali di glioblastoma (GSC). Glioblastoma sono tumori maligni aggressivi del cervello che diventano rapidamente resistente al trattamento, soprattutto per le cellule staminali di glioblastoma (GSC) presenti all&#39;interno del tumore 33. Questi GSCs crescere come neurosfere in vitro e generare tumori in modelli di xenotrapianto. Le cellule tumorali all&#39;interno glioblastoma hanno lacapacità di effettuare connessioni cellula-cellula, come recentemente dimostrato per le cellule tumorali del cervello astrocitari che interconnettono con microtubi estesi, attraverso cui i mitocondri (così come nuclei di calcio e cellulari) possono migrare, con conseguente reti astrocitoma radioterapia resistenti 34. Glioblastoma può reclutare molte cellule diverse all&#39;interno del microambiente tumorale, tra cui MSC 35, 36. Abbiamo dimostrato che cellule staminali mesenchimali possono effettuare connessioni cellula-cellula con GSCs in co-coltura e trasferire i loro mitocondri (dati non mostrati), che si prevede di modificare GSC proprietà funzionali. Il presente protocollo descrive come la tecnica MitoCeption può essere utilizzato per trasferire i mitocondri, preventivamente isolato da cellule staminali mesenchimali umane, a GSCs umani con lo scopo di determinare l&#39;esito biologico funzionale. Il multipotenti e altamente oncogeno linea GB4 GSC 37 è stato utilizzato in questo studio.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Mitochondria Isolation Kit for Tissue&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>10579663</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-2 Supplement (100X)</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>11520536</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B-27 Supplement W/O VIT A (50X)</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>11500446</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HBSS w/o Ca2+ w/o Mg2+</td>
			<td>&#160;Sigma</td>
			<td>H4385</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>poly Heme&#160;</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>P3932</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>aMEM w/o glutamine</td>
			<td>Ozyme</td>
			<td>BE12-169F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM/F-12 without glutamine,&#160;</td>
			<td>Fisher Scientific&#160;</td>
			<td>11540566</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine&#160;</td>
			<td>Invitrogen&#160;</td>
			<td>25030-024&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose&#160;</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>G7021</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insuline&#160;</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>I 1882&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Human&#160;bFGF&#160;</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>233-FB-025</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human EGF&#160;</td>
			<td>Peprotech&#160;</td>
			<td>AF-100-15&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H3149&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>MERCK</td>
			<td>2382</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsine Inhibitor&#160;</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>T9003</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNase I</td>
			<td>SIGMA&#160;</td>
			<td>10104159001</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsine 0.25% /EDTA 1 mM</td>
			<td>Invitrogen&#160;</td>
			<td>25200056</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin</td>
			<td>Gibco&#160;</td>
			<td>15090-046</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protease inhibitors EDTA free</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>4693159001</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ciprofloxacine&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>17850-5G-F</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fungine&#160;</td>
			<td>Invivogen</td>
			<td>ant-fn-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fungizone&#160;</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>15290018</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gentamycin</td>
			<td>Euromedex</td>
			<td>EU0410</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;MitoTracker Green FM</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>M7514</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;MitoTracker Red CMXRos</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>&#160;M7512</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MitoTracker Deep Red FM</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>&#160;M22426&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;CellTracker Green CMFDA</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>C7025</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;CellTracker Blue CMF2HC</td>
			<td>Molecular Probes</td>
			<td>C12881</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RIPA</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>sc-24948</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoroDish Sterile Culture Dish</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>FD35-100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemacytometer</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>267110</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FACS tubes</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>2,523,749</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FACS apparatus</td>
			<td>Gallios&#160;</td>
			<td>&#160;3L 10C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LC FAST START DNA MASTER PLUS&#160;</td>
			<td>Roche</td>
			<td>3515885001</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mitoception: transferring isolated human msc mitochondria to glioblastoma stem cells

I mitocondri hanno un ruolo centrale per il metabolismo cellulare, la produzione di energia e il controllo dell&#39;apoptosi. Inadeguata funzione mitocondriale è stato trovato responsabile di malattie molto diverse, che vanno da patologie neurologiche al cancro. È interessante notare che i mitocondri sono stati recentemente dimostrato per visualizzare la capacità di essere trasferiti tra i tipi di cellule, in particolare da cellule staminali mesenchimali umane (MSC) per le cellule tumorali in condizioni di co-coltura, con metabolici e funzionali conseguenze per le cellule riceventi mitocondri, migliorando ulteriormente l&#39;attuale interesse per le proprietà biologiche di questi organelli. Valutazione degli effetti della mitocondri MSC trasferito nelle cellule bersaglio è di primaria importanza per comprendere l&#39;esito biologica di tali interazioni cellula-cellula. Il protocollo MitoCeption qui descritto permette il trasferimento dei mitocondri isolati preventivamente dalle cellule donatrici alle cellule bersaglio, utilizzando MSC mitocondrie le cellule staminali di glioblastoma (GSC) come sistema modello. Questo protocollo è stato in precedenza utilizzato per trasferire i mitocondri, isolato da MSC, a aderenti cellule tumorali MDA-MB-231. Questo protocollo di trasferimento dei mitocondri è adattato qui per GSCs che presentano la particolarità specifica di crescere come neurosfere in vitro. Il trasferimento dei mitocondri isolati può essere seguita da cellule di fluorescenza-attivato (FACS) e confocale utilizzando mitocondri coloranti vitali. L&#39;uso di cellule donatrici e di destinazione mitocondri con aplotipi distinte (SNP) consente anche il rilevamento dei mitocondri trasferiti in base alla concentrazione di DNA mitocondriale circolare (mtDNA) nelle cellule bersaglio. Una volta che il protocollo è stato convalidato con questi criteri, le cellule che ospitano mitocondri trasferiti possono essere ulteriormente analizzati per determinare gli effetti dei mitocondri esogeni sulle proprietà biologiche quali il metabolismo cellulare, la plasticità, la proliferazione e la risposta alla terapia.

Le fasi procedurali che delinea l&#39;isolamento dei mitocondri da cellule staminali mesenchimali (MSC) e il loro trasferimento alle cellule staminali di glioblastoma mirati (GSC) da MitoCeption sono mostrati in Figura 1. GSCs sono le cellule staminali tumorali coltivate come neurosfere di preservare la loro proprietà delle cellule staminali. Per il protocollo, GSCs vengono seminati come singole cellule di un paio d&#39;ore prima del trasferimento dei mitocondri (punto 3) per consentire una maggiore efficienza di trasferimento mitocondri (vedi dati FACS figura 3B). Dopo Sezione 5 (giorno 3), queste cellule sono osservati ancora una volta come la formazione di neurosfere (Figura 1). Imaging dei GSCs GB4, 72 ore dopo MitoCeption con fluorescenza marcata mitocondri MSC, dimostra che i mitocondri MSC sono localizzati all&#39;interno delle GSCs GB4, come dimostrano le viste ortogonali ottenute da immagini confocale (Figura 2B). I mitocondri MSC trasferiti appaiono localizzati in tutto il GSC, in quanto questo è anche il caso dei mitocondri GSC endogeni (Figura 2A). Confocale del MitoCepted GSCs stata anche eseguita con MSC mitocondri prelabeled con una profonda colorante vitale rosso in modo che gli stessi campioni GSC sono stati analizzati sia mediante FACS (vedere Figura 3A) e di imaging (Figura 2C). Il trasferimento dei mitocondri MSC potrebbe essere osservata per la maggior parte GSCs (pannello a) e ricostruzione 3D da GSC immagini confocali confermata la localizzazione intracellulare dei mitocondri MSC trasferito (pannelli b, c). Prelabeling GSCs (giorno 1) sia con blu cellulari e rosso coloranti vitali mitocondriali accettati visualizzare la localizzazione dei mitocondri MSC trasferito (colorati in verde) rispetto ai mitocondri GSC endogena (in rosso), a seguito del trasferimento mitocondri MSC (Figura 2D) . mentre confol&#39;imaging cal permette di verificare la localizzazione intracellulare dei mitocondri MSC trasferite a seguito MitoCeption, cellule fluorescenza-attivato (FACS) è lo strumento di scelta per quantificare il trasferimento mitocondri, a condizione che i mitocondri sono stati MSC prelabeled con un colorante vitale. Come mostrato in figura 3A, MitoCeption con quantità crescenti di mitocondri MSC fluorescenti portato a un aumento dei segnali FACS. Degno di nota, questo segnale (in rosso) era diversi ordini di grandezza maggiore del segnale ottenuto in condizioni di controllo (in blu, vedere il punto 6.2). Questa evidenza inoltre previsto che il segnale FACS rappresentativa MSC mitocondri trasferito all&#39;interno GSCs e non semplicemente il risultato della fluorescenza fuoriuscita colorante vitale dai mitocondri MSC etichettati. Il protocollo di trasferimento mitocondri qui presentata, eseguita su GSCs monocellulari, ha mostrato una risposta dose-dipendente (Figura 3B). L&#39;efficienza del trasferimento mitocondri MSC stata inoltre valutata su neurospheres. Anche se questo ha comportato anche MSC trasferimento mitocondri ai GSCs, l&#39;efficacia del trasferimento era inferiore, come mostrato in un esperimento rappresentativo (Figura 3B). Il trasferimento di MSC mitocondri e la loro manutenzione all&#39;interno delle GSCs può essere seguita da quantificare MSC DNA mitocondriale (mtDNA) nei GSC. Ciò richiede MSC e GSCs siano ottenuti da diversi donatori, con aplotipi distinte. Figura 3C mostra sequenze di DNA mitocondriale si trovano all&#39;interno del D-loop di due donatori con polimorfismi a singolo nucleotide (SNP) indicato nella posizione all&#39;estremità 3 &#39;. Per la progettazione di primer PCR, per amplificare specificamente mtDNA sia da donatore 1 o 2 donatore, è stata introdotta una mutazione aggiuntivo nella posizione n-2 rispetto all&#39;estremità 3 &#39;dei primer PCR. Il mtDNA dal donatore 1 potrebbe essere amplificato con il set di primer: 5&#39;-TAACAGTACATAGCACATACAA-3 &#39;e 5&#39;-GAGGATGGTGGTCAAGGGA-3&#39; (s universaliequencing iniettore 38), mentre la serie di primer: 5&#39;-TTAACTCCACCATTAGCACC-3 &#39;(sequenza primer universale da 38) e 5&#39;-AGTATTTATGGTACCGTCCG-3&#39; è stato utilizzato per amplificare il mtDNA dal donatore 2. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/55245/55245fig1.jpg" /> Figura 1: Flusso di lavoro per il trasferimento dei mitocondri MSC isolate da GSC da MitoCeption. Vengono visualizzati i 7 passi per la MitoCeption di MSC mitocondri per GSCs e le successive analisi GSC. I numeri di passaggio sono indicati come nella sezione del protocollo. Se non viene eseguito MSC ed etichettatura GSC, come per le analisi funzionali, punti 1 e 2 possono essere omessi e il protocollo può essere seguita dal giorno 2 su. immagini a contrasto di fase rappresentano GSCs GB4 come neurosfere (giorno 1), la cultura unicellulare pronto per il trasferimento MSC mitocondri (giorno 2) e 24 ore dopo il trasferimento mitocondri (giorno 3). Scala bar =100 micron. Al punto 4, microfotografia rappresentante dei mitocondri MSC isolate, prelabeled con MitoTracker Red CMXRos prima di isolamento dalla MSC. Barra di scala = 5 micron. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55245/55245fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/55245/55245fig2.jpg" /> Figura 2: Imaging di GB4 mitocondri endogeno e di MSC mitocondri dopo il trasferimento ai GSCs GB4 da MitoCeption. (A, B, C) GB4 GSCs sono stati etichettati con un colorante vitale verde. (B, C, D) GB4 GSCs sono stati MitoCepted con 2,5 mcg MSC preparazione mitocondri (per 10 5 GSC). (A) GSC sono stati etichettati con MitoTracker Red CMXRos e coltivate per 48 ore (media di proliferazione GSC w / o EGF / bFGF).(B) GSC sezione confocale e viste ortogonali, 72 ore dopo MitoCeption con mitocondri MitoTracker Red CMXRos marcato MSC (terreno di coltura: media proliferazione GSC / FBS 2%). (C, D), MSC sono stati prelabeled con un profondo rosso mitocondri colorante vitale (stesse condizioni previste per l&#39;analisi FACS) prima del trasferimento di MSC mitocondri di GSC. Dopo il trasferimento MSC mitocondri, GSCs sono state seminate in terreno proliferazione GSC contenente FBS 10%. (C) vista Isosurface (B, C) con la sezione XY (c) di una ricostruzione 3D da immagini GSC confocale (48 ore dopo MitoCeption). (D) GB4 GSCs sono stati etichettati con un colorante vitale cellula blu e una rossa mitocondri colorante vitale prima del trasferimento di MSC mitocondri prelabeled con un colorante vitale profondo mitocondri rosso (ripreso in verde). vista Isosurface con xz (b) e xy (c), sezioni piane di una ricostruzione GSC 3D da immagini confocale (72 ore dopo il trasferimento mitocondri MSC). Tutte le cellule were seminato su piastre di coltura con il fondo di vetro e le immagini sono state scattate in cellule vive. Scala bar = 5 micron, ad eccezione del pannello immagine C (a) in cui Scala bar = 10 micron. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55245/55245fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55245/55245fig3.jpg" /> Figura 3: Quantificazione del trasferimento mitocondri da cellule di fluorescenza-attivato (FACS) e la rilevazione di MSC DNA mitocondriale (mtDNA) nei GSC. (A, B) sono stati GSCs MitoCepted con MSC mitocondri prelabeled con un mitocondri rosso colorante vitale profondo e analizzati da FACS. (A) FACS Rappresentante risultati ottenuti con MitoCepted GSCs (in rosso, dall&#39;alto verso il basso: 0,6; 1,2; 2,5; 5; 10 mcg MSC preparazione mitocondri (per 10 5 GSC)). In blu, per EACPannello h, controlla profilo FACS di GSCs incubata con il terreno di coltura condizionata con la stessa quantità di MSC mitocondri usati per MitoCeption (vedi passo 5.4). condizioni di controllo con GSCs senza etichetta in bianco (in alto). (B) relativa intensità di fluorescenza media (MFI) ottenuto dopo il trasferimento mitocondri su GSCs cella singola (- •) (media di 3 esperimenti, con SEM), su di un giorno neurosfere GSC (- o) e con i mitocondri di controllo surnatanti su GSC singole cellule (-). (C) sequenze di DNA all&#39;interno del mtDNA D-loop e le differenze tra i donatori SNP 1 e 2. SNP sono indicati in blu all&#39;estremità 3 &#39;delle sequenze. Progettazione di primer per specifica amplificazione del mtDNA sia da donatore (primer spe 1 e 2). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55245/55245fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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MitoCeption: Transferring Isolated Human MSC Mitochondria to Glioblastoma Stem Cells

Qui, un protocollo (MitoCeption) viene presentato per trasferire i mitocondri, isolato dalle cellule staminali mesenchimali umane (MSC), alle cellule staminali di glioblastoma (GSC), con l&#39;obiettivo di studiare i loro effetti biologici sul metabolismo e le funzioni di GSC. Un protocollo simile può essere atto a trasferire mitocondri tra altri tipi di cellule.

MitoCeption: Trasferimento isolato umana MSC mitocondri di Glioblastoma cellule staminali

Mitochondria play a central role for cell metabolism, energy production and control of apoptosis. Inadequate mitochondrial function has been found ...

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Nanyang Technological University

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12.7K Views.  Montpellier University.  Qui, un protocollo (MitoCeption) viene presentato per trasferire i mitocondri, isolato dalle cellule staminali mesenchimali umane (MSC), alle cellule staminali di glioblastoma (GSC), con l'obiettivo di studiare i loro effetti biologici sul metabolismo e le funzioni di GSC. Un protocollo simile può essere atto a trasferire mitocondri tra altri tipi di cellule. 

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Propagation of Human Embryonic Stem (ES) Cells

Propagation of Human Embryonic Stem ES Cells

Yeah, so I'm Lauren Deon. I'm in charge of the Human Amgen stem cell co facility at MGH. Yeah, so I'm Lauren, I'm in charge of the Human AM stem cell co facility at MGH.So I've been working with human Amgen stem cells for years now since I was a postdoc in George De Lab before, from four, four years. And so right now we have two cell lines, H one and H nine, which are both from Y cell. And so the way we are expanding or maintaining these cells in culture is by, at least the way we are splitting these cells is by using collagenous.So what I usually do is for the first few passage after throwing the cells, I use a technical, the picking colonies. So in this case, I can check under the microscope which colonies are good and differentiate and nice shape, and I will collect only these colonies and I will cut them in few pieces and put them back in, in a fresh flat. And the, the colonies that look kind of differentiate it are just left them alone.The other way to pass the cells is by using trypsin. So I don't use this technique here. I think collagenase is a little bit safer because human being stem cells don't like to be individualized or they don't like to be alone.So if you do trypsin, if you use trypsin for a little bit too long, if you use it for like three to four minutes, which is the way we use strips in for other type of cells, human stem cells will be individualized and most of them will die or just differentiate or will not attach to the myth. So the idea is you have to keep the cells as clumps. You don't want them to be alone in the in, in the flask.So using collagenase, the advantage is to keep cells as plants. Using chipsy, you just select for cells that will survive this very, very harsh process of g opsonization. So these cells are usually very highly proliferative.So you get, you can adapt your cells to this tripsin process. The problem is that you have cells that they behave differently, they go much faster. And one risk is that you can get some commercial abnormality to, to this, to this very high division process.So you say that ization can cause selection of cells in culture for most proliferative cells.Right. More ative and probably also higher survival rates than other cells. So after proliferation, basically culture after proliferation in tripsin, after several passages become a different culture, these different properties.So it's, it's hard to figure out if they are exactly identical. If you do the test, the usual test, let's say you check markers, regular markers of end differentiated cells like OC four, nano one 60 SC four C, C3, all this molecule might still be expressed. If you do TER formation, this cells might still differentiate and be formed like al like normal cells.If you look at the karyotype, you might have some abnormality, but you might still have a normal karyotype. The, the, the selective advantage might be due to just a mutation that you cannot see by doing a karyotype. So the fact that they grow much faster is by itself I think a little bit worser.And if we want to use these cells for transplantation at some point, I would definitely not use this type of cells.Okay. So would you like to tell me what are the main technical problems with using this technique for, for passages of cells? So using S, yes.It's just a little bit longer and also it's, since the cells are not going as fast, it's just much longer to get a high number of cells to do some experiment. So it's just less convenient I would say. Would you like to tell me about few words about the goals of your experiment?How do you use CS cells? Okay, so my main project here is to get endothelial cells from human AB stem cells. And the idea is to be able to make blood.And we are working a lot with tissue bioengineering labs and one of their goal is to make tissue in vitro. But one of the limitation to this is the lack of blood vessels going through this tissues. So if we can bring endothelial cells or put endothelial cells in this tissue, we would have better growth of this tissue.So the idea few sources of cells are known for endothelial cells like cold blood or pressure blood, but it would be interesting to have another source of cells like human years. And the advantage is since human years can be expanded and most infinitely, you could modify these cells, make some inducible system and be able to use it. Then in your final product, your material cells, in this case.

Propagazione di staminali embrionali umane (ES) Cellule

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Biologia

Counting Human Neural Stem Cells

Knowledge of the exact number of viable cells in a given volume of a cell suspension is required for many routine tissue culture manipulations, such as plating cells for immunocytochemistry or for cell transfections. This protocol describes a straightforward and fast method for differentiating between live and dead cells and quantifying the cell concentration and total cell number using a hemacytometer. This procedure first requires detaching cells from a growth surface and resuspending them in media. Next, the cells are diluted in a solution of Trypan blue (ideally to a concentration that will give 20-50 cells per quadrant) and placed in the hemacytometer. Finally, averaging the counts of viable cells in several randomly selected quadrants, dividing the average by the volume of one 1 mm2 quadrant (0.1 &mu;l) and multiplying by the dilution factor gives the number of cells per l. Multiplying this cell concentration by the total volume in &mu;l gives the total cell number. This protocol describes counting human neural stem/precursor cells (hNSPCs), but can also be used for many other cell types.

Knowledge of the exact number of viable cells is required for many tissue culture manipulations. This protocol describes how to differentiate between live and dead cells and quantify cells using a hemacytometer. Although it describes counting human neural stem/precursor cells (hNSPCs), it can be used for other cell types.

Conteggio cellule staminali neuronali

Knowledge of the exact number of viable cells in a given volume of a cell suspension is required for many routine tissue culture manipulations, such as ...

Passaging Human Neural Stem Cells

The ability to manipulate human neural stem/precursor cells (hNSPCs) in vitro provides a means to investigate their utility as cell transplants for therapeutic purposes as well as to explore many fundamental processes of human neural development and pathology.  This protocol presents a simple method of culturing and passaging hNSPCs in hopes of standardizing this technique and increasing reproducibility of human stem cell research.  The hNSPCs we use were isolated from cadaveric postnatal brain cortices by the National Human Neural Stem Cell Resource and grown as adherent cultures on flasks coated with fibronectin (Palmer et al., 2001; Schwartz et al., 2003).  We culture our hNSPCs in a DMEM:F12 serum-free media supplemented with EGF, FGF, and PDGF and passage them 1:2 approximately every seven days.  Using these conditions, the majority of the cells in the culture maintain a bipolar morphology and express markers of undifferentiated neural stem cells (such as nestin and sox2).

The ability to manipulate human neural stem/precursor cells (hNSPCs) in vitro allows to investigate their utility as cell transplants for therapeutic purposes and to explore human neural development. This protocol presents a method of culturing and passaging hNSPCs in hopes of increasing reproducibility of human stem cell research.

Passaging cellule staminali neuronali

The ability to manipulate human neural stem/precursor cells (hNSPCs) in vitro provides a means to investigate their utility as cell transplants for ...

Immunocytochemistry: Human Neural Stem Cells

Immunocytochemistry is a very powerful and fairly straightforward method for determining the presence, subcellular localization, and relative abundance of an antigen of interest, most commonly a protein, in cultured cells. This protocol presents an easy-to-follow series of steps that will enable researchers to conserve primary and secondary antibodies while getting high quality, reproducible qualitative and quantitative data out of their staining. There are two aspects of this protocol that help to conserve the volume of antibody necessary for staining. For one, the cells are grown on small, circular coverslips that are placed in wells of a tissue culture plate. After fixation, the cells on coverslips can be removed from the wells of the plate. For antibody staining, the coverslip with cells is inverted onto a small drop of antibody solution on parafilm and is covered with a second piece of parafilm to prevent drying. Using this method, only ~25 &mu;l of antibody solution is needed for each coverslip (or sample) to be stained. This protocol describes immunostaining of human neural stem/precursor cells (hNSPCs), but can be used for many other cell types.

Immunocytochemistry is a powerful method to determine the presence, subcellular localization, and relative abundance of an antigen of interest in cultured cells. This protocol presents an easy-to-follow series of steps that will enable one to conserve antibodies and get the most out of one's staining.

Immunocitochimica: cellule staminali neuronali

Immunocytochemistry is a very powerful and fairly straightforward method for determining the presence, subcellular localization, and relative abundance of ...

Chromatin Immunoprecipitation from Human Embryonic Stem Cells

The functional and structural complexity of the myriad of cells in metazoan organisms arises from a small number of stem cells. Stem cells are characterized by two fundamental properties: self-renewal and multipotency that allows a stem cell to differentiate into virtually any cell type 1. The progression stem cell to differentiated cell is characterized by loss of multipotency, structural and morphological changes and the hierarchic activity of transcription factors and signaling molecules, whose activities establish and maintain cell-type specific gene expression patterns. At the molecular level, cell differentiation involves dynamic changes of the structure and composition of chromatin and the detection of those dynamic changes can provide valuable insights into the functional features of stem cells and the cell differentiation process 2,3. Chromatin is a highly compacted DNA-protein complex that forms when cells package chromosomal DNA with proteins, mainly histones 4. Stemcellness and cell differentiation has been correlated with the presence of specific arrays of regulatory proteins such as epigenetic factors, histone variants, and transcription factors 2,3,5.
 Chromatin immunoprecipitation (ChIP) provides a valuable method to monitor the presence of RNA, proteins, and protein modifications in chromatin 6,7. The comparison of chromatin from different cell types can elucidate dynamic changes in protein-chromatin associations that occur during cell differentiation.
Chromatin immunoprecipitation involves the purification of in vivo cross-linked chromatin. The isolated chromatin is reduced to smaller fragments by enzymatic digestion or mechanical force. Chromatin fragments are precipitated using specific antibodies to target proteins or protein and DNA modifications. The precipitated DNA or RNA is purified and used as a template for PCR or DNA microarray based assays. Prerequisites for a successful ChIP are high quality antibodies to the desired antigen and the availability of chromatin from control cells that do not express the target molecule. ChIP can correlate the presence of proteins, protein and RNA modifications, and RNA with specific target DNA, and depending on the choice of outread tool, detects the association of target molecules at specific target genes or in the context of an entire genome. The comparison of the distribution of proteins in the chromatin of differentiating cells can elucidate the dynamic changes of chromatin composition that coincide with the progression of cells along a cell lineage.

The differentiation of ESC coincides with cell-type specific changes in the structure and composition of chromatin. The detection of those changes provides valuable insights into the mechanisms that define stemcellness and cell differentiation. Chromatin immunoprecipitation (ChIP) represents a valuable method to dissect the molecular mechanisms underlying stem cell differentiation.

Immunoprecipitazione della cromatina di cellule staminali embrionali umane

The functional and structural complexity of the myriad of cells in metazoan organisms arises from a small number of stem cells. Stem cells are ...

Purification of Mitochondria from Yeast Cells

Mitochondria are the main site of ATP production during aerobic metabolism in eukaryotic non-photosynthetic cells1. These complex organelles also play essential roles in apoptotic cell death2, cell survival3, mammalian development4, neuronal development and function4, intracellular signalling5, and longevity regulation6. Our understanding of these complex biological processes controlled by mitochondria relies on robust methods for assessing their morphology, their protein and lipid composition, the integrity of their DNA, and their numerous vital functions. The budding yeast Saccharomyces cerevisiae, a genetically and biochemically manipulable unicellular eukaryote with annotated genome and well-defined proteome, is a valuable model for studying the molecular and cellular mechanisms underlying essential biological functions of mitochondria. For these types of studies, it is crucial to have highly pure mitochondria. Here we present a detailed description of a rapid and effective method for purification of yeast mitochondria. This method enables the isolation of highly pure mitochondria that are essentially free of contamination by other organelles and retain their structural and functional integrity after their purification. Mitochondria purified by this method are suitable for cell-free reconstitution of essential mitochondrial processes and can be used for the analysis of mitochondrial structure and functions, mitochondrial proteome and lipidome, and mitochondrial DNA.

We describe a rapid and effective method for purification of mitochondria from the yeast Saccharomyces cerevisiae. This method enables the high-yield isolation of pure mitochondria that are essentially free of contamination by other organelles and retain their structural and functional integrity after their purification.

Purificazione dei mitocondri da cellule di lievito

Mitochondria are the main site of ATP production during aerobic metabolism in eukaryotic non-photosynthetic cells1. These complex organelles also play ...

Freezing and Thawing Human Embryonic Stem Cells

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells from a frozen stock have become important procedures performed in routine hES cell culture. Since hES cells are very sensitive to the stresses of freezing and thawing, special care must taken. Here we demonstrate the proper technique for rapidly thawing hES cells from liquid nitrogen stocks, plating them on mouse embryonic feeder cells, and slowly freezing them for long-term storage.

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells from a frozen stock have become important procedures performed in routine hES cell culture. Since hES cells are very sensitive to the stresses of freezing and thawing, special care must taken. Here we demonstrate the proper technique for rapidly thawing hES cells from liquid nitrogen stocks, plating them on mouse embryonic feeder cells, and slowly freezing them for long-term storage.

Congelamento e scongelamento cellule staminali embrionali umane

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells ...

Differentiation of Embryonic Stem Cells into Oligodendrocyte Precursors

Oligodendrocytes are the myelinating cells of the central nervous system. For regenerative cell therapy in demyelinating diseases, there is significant interest in deriving a pure population of lineage-committed oligodendrocyte precursor cells (OPCs) for transplantation. OPCs are characterized by the activity of the transcription factor Olig2 and surface expression of a proteoglycan NG2. Using the GFP-Olig2 (G-Olig2) mouse embryonic stem cell (mESC) reporter line, we optimized conditions for the differentiation of mESCs into GFP+Olig2+NG2+ OPCs. In our protocol, we first describe the generation of embryoid bodies (EBs) from mESCs. Second, we describe treatment of mESC-derived EBs with small molecules: (1) retinoic acid (RA) and (2) a sonic hedgehog (Shh) agonist purmorphamine (Pur) under defined culture conditions to direct EB differentiation into the oligodendroglial lineage. By this approach, OPCs can be obtained with high efficiency (&gt;80%) in a time period of 30 days. Cells derived from mESCs in this protocol are phenotypically similar to OPCs derived from primary tissue culture. The mESC-derived OPCs do not show the spiking property described for a subpopulation of brain OPCs in situ. To study this electrophysiological property, we describe the generation of spiking mESC-derived OPCs by ectopically expressing NaV1.2 subunit. The spiking and nonspiking cells obtained from this protocol will help advance functional studies on the two subpopulations of OPCs.

We describe a small molecule-based protocol for differentiation of mouse embryonic stem cells into oligodendrocyte precursor cells (OPCs). This protocol generates Olig2+NG2+ OPCs with high efficiency by 30 days of differentiation. We also describe a method to generate "spiking" OPCs that can fire action potentials.

Differenziazione delle cellule staminali embrionali in precursori degli oligodendrociti

Oligodendrocytes are the myelinating cells of the central nervous system. For regenerative cell therapy in demyelinating diseases, there is significant ...

Transfecting and Nucleofecting Human Induced Pluripotent Stem Cells

Genetic modification is continuing to be an essential tool in studying stem cell biology and in setting forth potential clinical applications of human embryonic stem cells (HESCs)1. While improvements in several gene delivery methods have been described2-9, transfection remains a capricious process for HESCs, and has not yet been reported in human induced pluripotent stem cells (iPSCs). In this video, we demonstrate how our lab routinely transfects and nucleofects human iPSCs using plasmid with an enhanced green fluorescence protein (eGFP) reporter. Human iPSCs are adapted and maintained as feeder-free cultures to eliminate the possibility of feeder cell transfection and to allow efficient selection of stable transgenic iPSC clones following transfection. For nucleofection, human iPSCs are pre-treated with ROCK inhibitor11, trypsinized into small clumps of cells, nucleofected and replated on feeders in feeder cell-conditioned medium to enhance cell recovery. Transgene-expressing human iPSCs can be obtained after 6 hours. Antibiotic selection is applied after 24 hours and stable transgenic lines appear within 1 week. Our protocol is robust and reproducible for human iPSC lines without altering pluripotency of these cells.

Despite recent advancements in genetic modification, transfection of human embryonic stem cells (HESCs) remains a capricious process. To our knowledge, systematic and efficient methods to transfect human induced pluripotent stem cells (iPSCs) have not been reported. Here, we describe robust protocols to efficiently transfect and nucleofect human iPSCs.

Trasfettando e Nucleofecting umani cellule staminali pluripotenti indotte

Genetic modification is continuing to be an essential tool in studying stem cell biology and in setting forth potential clinical applications of human ...

Multi-parameter Measurement of the Permeability Transition Pore Opening in Isolated Mouse Heart Mitochondria

The mitochondrial permeability transition pore (mtPTP) is a non specific channel that forms in the inner mitochondrial membrane to transport solutes with a molecular mass smaller than 1.5 kDa. Although the definitive molecular identity of the pore is still under debate, proteins such as cyclophilin D, VDAC and ANT contribute to mtPTP formation. While the involvement of mtPTP opening in cell death is well established1, accumulating evidence indicates that the mtPTP serves a physiologic role during mitochondrial Ca2+ homeostasis2, bioenergetics and redox signaling 3.
mtPTP opening is triggered by matrix Ca2+ but its activity can be modulated by several other factors such as oxidative stress, adenine nucleotide depletion, high concentrations of Pi, mitochondrial membrane depolarization or uncoupling, and long chain fatty acids4. In vitro, mtPTP opening can be achieved by increasing Ca2+ concentration inside the mitochondrial matrix through exogenous additions of Ca2+ (calcium retention capacity). When Ca2+ levels inside mitochondria reach a certain threshold, the mtPTP opens and facilitates Ca2+ release, dissipation of the proton motive force, membrane potential collapse and an increase in mitochondrial matrix volume (swelling) that ultimately leads to the rupture of the outer mitochondrial membrane and irreversible loss of organelle function.
Here we describe a fluorometric assay that allows for a comprehensive characterization of mtPTP opening in isolated mouse heart mitochondria. The assay involves the simultaneous measurement of 3 mitochondrial parameters that are altered when mtPTP opening occurs: mitochondrial Ca2+ handling (uptake and release, as measured by Ca2+ concentration in the assay medium), mitochondrial membrane potential, and mitochondrial volume. The dyes employed for Ca2+ measurement in the assay medium and mitochondrial membrane potential are Fura FF, a membrane impermeant, ratiometric indicator which undergoes a shift in the excitation wavelength in the presence of Ca2+, and JC-1, a cationic, ratiometric indicator which forms green monomers or red aggregates at low and high membrane potential, respectively. Changes in mitochondrial volume are measured by recording light scattering by the mitochondrial suspension. Since high-quality, functional mitochondria are required for the mtPTP opening assay, we also describe the steps necessary to obtain intact, highly coupled and functional isolated heart mitochondria.

A spectrofluorometric protocol for the measurement of the mitochondrial permeability transition pore opening in isolated mouse heart mitochondria is presented here. The assay involves the simultaneous measurement of mitochondria Ca2+ handling, mitochondrial membrane potential and mitochondrial volume. The procedure for obtaining high-quality and functional heart mitochondria is also described.

Multi-parametro di misura della apertura dei pori di transizione di permeabilità nel Cuore mouse mitocondri isolati

The mitochondrial permeability transition pore (mtPTP) is a non specific channel that forms in the inner mitochondrial membrane to transport solutes with ...