Il lavoro è stato sostenuto dal governo francese (National Research Agency, ANR) attraverso il programma "Investimenti per il futuro" LABEX SIGNALIFE (riferimento ANR-11-LABX-0028-01) e da sovvenzioni a K. d. W. dalla Association pour la Recherche sur le Cancer, Fondation de France e pianificare l'Inserm di cancro. D. B. e V. a. ricevuto borse di studio dalla Fondation pour la Recherche Médicale e dalla città di Nizza, rispettivamente. L'ecocardiografo e il trasduttore sono state gentilmente fornite da Philips. Ringraziamo la Borderie r., S. Destree, M. Cutajar-Bossert, r. Landouar, r. Martres, r. Biancardini e S. M. Wagner per la loro assistenza di tecnico qualificato.

gli esperimenti descritti qui sono stati effettuati in conformità con le leggi pertinenti istituzionale e francese sul benessere degli animali, linee guida e criteri. Essi sono stati approvati dal comitato etico francese (Comité Institutionnel d &#39; Ethique Pour il &#39; animale de Laboratoire; numero NCE/2012-106).
 1. ecocardiografia <ol><li>determinare il peso del corpo del mouse usando una bilancia di laboratorio standard, tenendola leggermente dalla coda per assicurare il posizionamento corretto.</li>
	<li>Anestetizzare l'animale tramite l'iniezione intraperitoneale (i.p.) di 50 mg/kg pentobarbital 25 , 26. 
	Nota: Qualsiasi altro tipo di anestesia può essere utilizzato se viene utilizzato lo stesso protocollo in tutto lo studio. Vantaggi e svantaggi saranno discusso di seguito.</li>
	<li>Mettere il mouse indietro nella propria gabbia e aspettare fino a quando esso non risponde, si vede il respiro regolare, e i riflessi del piede posteriore sono assenti. Per eseguire questo test, spremere un piede leggermente e osservare se la gamba si ritrae ancora.</li>
	<li>Radere il lato sinistro del torace e l'ascella sinistra utilizzando un rasoio roditore commerciale. 
	Nota: L'uso di un rasoio roditore dedicato consente la completa rimozione dei capelli del mouse bene per evitare interferenze nella misurazione ecocardiografica. Creme depilazione commerciali o soluzioni dovrebbero essere evitati, come di solito sono profumati, che disturbano l'animale dopo che si risveglia. Evitare eccessiva rasatura, in quanto aumenta la perdita di calore.</li>
	<li>Mettere l'animale dorme su un pad caldo impostato su 40-42 ° C in una posizione di sinistra-parteggiato poco profonda, con la testa alle 12 o &#39; dell'orologio e la coda alle 6 o &#39; orologio. Fissare il braccio sinistro, la gamba sinistra e la coda con del nastro.</li>
	<li>Applica l'ecocardiografia gel sul petto rasato e la testa del trasduttore preriscaldato.</li>
	<li>Posizionare il trasduttore parasternale sinistra, orientandolo verso il lato destro del collo per ottenere una visione di lungo-asse bidimensionale (2D) parasternal al livello del muscolo papillare. Girare il trasduttore di 90° in senso orario per ottenere una vista corta-asse a livello del muscolo papilary. È possibile utilizzare un'impostazione di profondità minima e uno zoom per ingrandire immagine qualità e frame rate. Impostare la velocità di spazzata al massimo.
	<ol><li>Per ottenere queste impostazioni, zoom diversi e opzioni di regolazione della profondità può essere utilizzato, a seconda della macchina e software. Registrare immagini 2D-Guida M-mode in breve-asse Vedi 27. Fare riferimento alla Figura 1A e B 27. 
		Nota: fare attenzione a evitare una eccessiva pressione al petto, poiché ciò può causare bradicardia.</li>
	</ol></li> <li>Registra almeno 3 serie di 3 cuore battere cine loop per ciascun animale. 
	Nota: Per il software di ecocardiografo utilizzato in questo studio, premere il &#34; Acquire/Salva &#34; solo una volta il pulsante. Questa metodologia è specifica per l'ecocardiografo con questo software particolare. Altri pacchetti software possono essere utilizzati con macchine diverse.</li>
	<li>Dopo successo registrazioni, pulire l'ecocardiografia gel dal torace del mouse, rilievo di riscaldamento e trasduttore. Rimuovere il nastro dalle arti e la coda.</li>
	<li>Lascia il mouse sotto osservazione il termocuscino, coperto di tessuto per evitare inutili perdite esposizione e calore luce, fino a quando si sveglia up.</li>
	<li>Mettere l'animale torna nella sua gabbia.</li>
	<li>Analizza registrato immagini M-mode da vista breve-asse parasternal per determinare la funzione e dimensioni di (LV) ventricolare sinistra. Misurare lo spessore della parete anteriore LV in sistole e diastole (LVAWs e LVAWd), i LV telesistolico e fine diastole diametri interni (LVIDs e LVIDd) e lo spessore di parete posteriore di LV (LVPW) in sistole e diastole (LVPWs e LVPWd) utilizzando la identificazione dell'interfaccia tessuto-sangue su immagini memorizzate.</li>
	<li>Misurare le dimensioni diastoliche al tempo delle dimensioni diastoliche LV massimale apparente e LV dimensioni telesistolico al momento dell'escursione sistolica più anteriore della parete posteriore LV. Tocca il touchscreen sul &#34; Analyze &#34; icona e quindi sulla &#34; LVAWd &#34; icona. Posizionare il calibro elettronico sull'interfaccia fra la cavità ventricolare di destra e la parete anteriore di LV nel diastole.</li>
	<li>Posizionare il calibro elettronico sull'interfaccia tra la parete anteriore di LV e la cavità di LV per ottenere lo spessore di parete anteriore diastolica di LV; il software passerà direttamente alla misura telediastolica interna LV.</li>
	<li>Posizionare la pinza sull'interfaccia fra la cavità di LV e la parete posteriore di LV per ottenere il diametro interno fine-diastolica di LV; il software passerà per la misura di spessore di parete posteriore LV.</li>
	<li>Posizionare la pinza sull'interfaccia tra la parete posteriore di LV e il pericardio per ottenere lo spessore di parete posteriore diastolica di LV. Per le dimensioni sistolica LV, toccare il touch screen il &#34; LVAWs &#34; icona e posizione il calibro elettronico sull'interfaccia fra la cavità ventricolare di destra e la parete anteriore di LV in sistole.</li>
	<li>Posizione il calibro elettronico sull'interfaccia tra la parete anteriore di LV e la cavità di LV per ottenere lo spessore di parete anteriore sistolico di LV. Ripetere la procedura come descritto sopra per il diametro telesistolico interno LV e lo spessore di parete posteriore sistolica di LV. Utilizzare la convenzione di avanguardia adottata dalla American Society of Echocardiography per tracciare i confini endocardial e dell'epicardio 13 , 27. 
	Nota: I parametri di funzione contrattile di LV verranno calcolati automaticamente utilizzando le misurazioni precedenti. Il LV (FS) di riduzione frazionario è definito come FS (%) = [(LVIDd-LVIDs)/LVIDd] x 100. La frazione di eiezione (EF) di LV è calcolata con la formula di Teicholz modificata, dove EF (%) = [(LVIDd3-LVIDs3)/LVIDd 3] x 100 12. Fare riferimento alla Figura 1A e B.</li>
	<li>Memorizzare i dati su compact disc o USB memory stick e fare copie di backup.</li>
	<li>Importazione, analizzare ed esportare i dati utilizzando il software appropriato. 
	Nota: Dopo queste misurazioni di base, l'esperimento può essere sospeso. Se si esegue un confronto diretto tra gli animali knockout e selvaggio-tipo littermates, procedere con l' analisi istologiche 6. Per Cre-ERT2; lox/lox mouse linee, continuare il giorno seguente con tamoxifene induzione da i.p. l'iniezione, come descritto 5 , 24. Se indurre infarto miocardico sperimentale tramite la legatura dell'arteria coronaria sinistra 5 , 28, la chirurgia può essere eseguita direttamente dopo le misurazioni ecocardiografiche, quando i topi sono sotto anestesia. In caso contrario, un ritardo minimo di una settimana tra due turni di anestesia dovrebbe essere mantenuto per limitare il tasso di mortalità post-operatoria.</li>
</ol> 2. Preparazione di campioni di cuore per la valutazione istologica <ol><li>sacrificare gli animali dalla dislocazione cervicale. Misurare il loro peso corporeo. Disinfettare il petto e l'addome utilizzando un tampone di alcool al 70%.</li>
	<li>Fare un'incisione trasversale nella pelle 1 cm distale allo sterno. Usando il forcipe smussato, togliere la pelle dal torace, si muove in direzione della testa. Tenere lo sterno leggermente con una pinzetta e aprire il diaframma inserendo l'estremità smussata di forbici bene.</li>
	<li>Tagliare la gabbia toracica su entrambi i lati paralleli allo sterno. Spostare lo sterno in direzione della testa. Individuare il cuore nel torace. Tenere il tronco vascolare del cuore con una pinzetta e taglio qui sotto utilizzando forbici bene.</li>
	<li>Aprire il torace e asportare l'intero cuore fuori del torace, misurare il peso del cuore e stabilire un cuore-a-corpo peso rapporto 4 , 5 , 6 , 23 , 29 , 30 .</li>
	<li>Fix il cuore in 2 mL di soluzione di formalina neutra tamponata 10% in provette da 15 mL durante la notte a 4 ° C. 
	Attenzione: pericolo! Lavoro con soluzioni di formalina deve essere fatto in una cappa chimica; indossare guanti e occhiali di sicurezza. 
	Nota: Come la composizione di buffer per le soluzioni di formalina varia con diversi fornitori, utilizzare lo stesso fornitore in tutto lo studio.</li>
	<li>Il giorno successivo, tagliare i cuori sul piano trasversale, in mezzo e trasferirli in cassette per inclusione in paraffina, che viene eseguita nel laboratorio di patologia utilizzando un apparato di incorporamento automatizzato.</li>
	<li>Eseguire sezionamento.
	<ol><li>Paraffina sezione blocca ad uno spessore di 3 µm utilizzando un microtomo e galleggiare in acqua a 40 ° C vasca contenente l'acqua distillata.</li>
		<li>Trasferire le sezioni sui vetrini. Lasciare i vetrini per asciugare durante la notte in un incubatore a 37 ° C e conservarli a 4 ° C fino a che pronto per l'uso. 
		Nota: Il protocollo può essere sospesa qui fino a quando l'utente è pronto per la colorazione (passaggio 3).</li>
	</ol></li> <li>Deparaffinize e reidratare il tessuto scivola.
	<ol><li>Porre i vetrini in vaschette con inserti di vetro nel forno a 55 ° C per 10 min sciogliere la paraffina per colorazione.</li>
		<li>Deparaffinizzare le diapositive in due modifiche di 200 mL di xilene o sostituto di xilene per 5 minuti ciascuno. 
		Attenzione: Altamente infiammabile e tossico! Lavorare in una cappa chimica; indossare guanti e occhiali di sicurezza.</li>
		<li>Trasferire i vetrini a 200 mL di alcole a 100%. Fare due modifiche per 3 minuti ciascuno e trasferire una volta attraverso 200 mL di alcol al 95% per un minimo di 3 
		Attenzione: Altamente infiammabile! Tenere lontano da fonti di ignizione; non fumare.</li>
		<li>Sciacquare due volte in 200 mL di soluzione salina tampone fosfato (PBS) per 5 minuti ciascuno e continuare con il passaggio 3, 4 o 5.</li>
	</ol></li></ol> 3. Ematossilina ed eosina <ol><li>sciacquare i vetrini con le sezioni in acqua distillata.</li>
	<li>Macchia i nuclei con soluzione di ematossilina per 8 min.</li>
	<li>Sciacquare in acqua corrente per 10 min.</li>
	<li>Macchia con la soluzione di eosina per 2 min.</li>
	<li>Disidratare tre volte per 2 min in 100% di etanolo (EtOH). Deselezionare tre volte per 2 min in xilene o sostituto di xilene. Montaggio in un mezzo di montaggio a base di xilene.</li>
	<li>Fotografare le diapositive e misurare il diametro dei cardiomiociti a livello del nucleo in sezioni longitudinali del setto interventricular. Misurare almeno 100 cellule per sezione e tre sezioni per cuore.</li>
</ol> 4. Macchiatura di WGA <ol><li>Incubare i vetrini ottenuti dal passaggio 2.7 con tetrametilrodamina (o altri coloranti fluorescenti)-coniugato WGA (1: 100 in PBS) per 60 min a temperatura ambiente in una camera umida.</li>
	<li>Lavare tre volte con PBS per 5 minuti ciascuno.</li>
	<li>Mount con fluorescenza montaggio supporti contenenti DAPI. Conservare a 4 ° C al buio prima dell'analisi. 
	Attenzione: Indossare occhiali protettivi e guanti resistenti alle sostanze chimiche compatibili.</li>
	<li>Fotografare le diapositive.
	<ol><li>Uso un microscopio dotato di fluorescenza epi-illuminazione e filtro imposta per DAPI e tetrametilrodamina (fare riferimento alla Tabella materiali). Impostare il diaframma al massimo e la luminosità di esposizione automatica.</li>
		<li>Acquire separare immagini a 400 ingrandimenti per i canali rossi e il blu. Aprire le immagini in ImageJ. Regolare la luminosità e il contrasto se necessario (immagine &#62; regolare &#62; luminosità/contrasto).</li>
		<li>Impostare ogni immagine a 8 bit (immagine &#62; tipo &#62; 8-bit). Sovrapporre le immagini DAPI e WGA. Utilizzare il canale blu per DAPI e il canale rosso per WGA; impostare i canali verdi e grigi su nessuno (immagine &#62; colore &#62; unire i canali) 31.</li>
	</ol></li> <li>Determinare i diametri dei cardiomiociti a livello del nucleo in sezioni trasversali del setto interventricular.
	<ol><li>Definire la scala delle immagini in ImageJ. Per questo scopo, fotografare un oggetto di dimensioni note (ad es., un'emocitometro camera allo stesso ingrandimento come le sezioni di cuore; punto 4.4).</li>
		<li>Utilizzare lo strumento linea retta per disegnare una linea dall'inizio alla fine della struttura conosciuta (Analyze &#62; impostare scala). 
		Nota: La distanza in pixel verrà visualizzata automaticamente; l'unità di lunghezza e distanza nota dovrà essere inserito. Procedere con le misurazioni dei cardiomiociti a livello del nucleo.</li>
		<li>Disegnare una linea retta dalla membrana WGA-positivi attraverso il nucleo di DAPI-positivo al lato opposto della membrana cellulare WGA-positivi (Analyze &#62; misura). Nella finestra dei risultati, assicurarsi che i valori di lunghezza hanno un significativo numero di posizioni decimali (Analyze &#62; impostare misure &#62; decimali).</li>
		<li>Misurare almeno 100 cellule per sezione e tre sezioni al cuore. Esportare i risultati in Excel (fare clic su risultati &#62; File &#62; salvare come &#62;. csv) 6 , 31.</li>
	</ol></li></ol> 5. Immunostaining PECAM-1 <ol><li>eseguire antigene smascheramento.
	Buffer di <ol><li>aggiungere 1.600 mL di sodio citrato (citrato di sodio di 10 mM, 0,05% di Tween 20, pH 6.0) per una pentola a pressione. Posizionate la pentola a pressione sulla piastra e ruotare a piena potenza. Non fissare il coperchio della pentola a pressione a questo punto; Basta appoggiarla sulla parte superiore. 
		Attenzione: Caldo!</li>
		<li>Una volta che il buffer di citrato di sodio è bollente, trasferire le diapositive da passo 2.5 per la pentola a pressione. Fissare il coperchio della pentola a pressione. Non appena la pentola ha raggiunto piena pressione, attendere 7 min. Quando siano trascorsi 7 min, spegnere il fornello e mettere la pentola a pressione in un lavandino vuoto. Attivare la valvola di rilascio pressione e correre acqua fredda sopra il fornello. Una volta che esso è depressurizzato, aprire il coperchio ed eseguire acqua fredda nella pentola per 5 min posto le diapositive in 200 mL di PBS. 
		Nota: In alternativa, forno a microonde antigene smascheramento poteva essere utilizzato, anche se il rischio di surriscaldamento.</li>
	</ol></li> <li>Uso 0,3% perossido di idrogeno in metanolo al blocco attività perossidasica endogena per 5 min, sciacquare i vetrini per tre volte per 2 min ogni in 200 mL di PBS. 
	Attenzione: Infiammabile e tossico!</li>
	<li>Incubare i vetrini per 15 min in siero blocco normale diluito (siero di capra normale di 5% in PBS) che contiene anche un blocco di avidina (4 gocce in 1 mL).</li>
	<li>Attentamente toccare il liquido dalle sezioni e li incubare con l'anticorpo Pecam-1 da coniglio, diluito 01:50 in PBS contenente siero di capra normale 2,5% e 4 gocce di blocco della biotina / mL. Incubare le diapositive durante la notte in una camera umida a 4 ° C.</li>
	<li>Lavare i vetrini tre volte per 5 minuti ciascuno, in 200 mL di PBS. Incubare le sezioni con biotinilati goat anti-rabbit IgG Anticorpo diluito 1: 200 in PBS contenente siero di capra normale 2,5% per 1 h a temperatura ambiente. Lavare i vetrini tre volte per 5 minuti ciascuno, in 200 mL di PBS.</li>
	<li>Incubare tsezioni di lui con un sistema basato su avidina/biotina perossidasi per 20 min (Reagente A e reagente B devono essere combinati 30 minuti prima di utilizzare). Lavare i vetrini tre volte per 5 minuti ciascuno, in 200 mL di PBS.</li>
	<li>Sciogliere 1 3,3 &#39;-diaminobenzidina (DAB) e perossido di idrogeno 1 urea tablet in 5 mL di acqua bidistillata. Incubare le sezioni con DAB soluzione per circa 3 min., monitoraggio attentamente lo sviluppo del colore. Arrestare la reazione di colore lavando delicatamente le diapositive in 200 mL di PBS. 
	Attenzione: Cancerogeni; indossare guanti resistenti alle sostanze chimiche!</li>
	<li>Colorante di contrasto i nuclei per 6 min con ematossilina. Sciacquare in acqua corrente per 2 min disidratare tre volte per 2 minuti ciascuno, in 200 mL di alcole a 100%. Deselezionare tre volte per 2 min ogni in 200 mL di xilene o un sostituto di xilene. Montaggio in un mezzo di montaggio a base di xilene.</li>
	<li>Fotografare le diapositive (almeno dieci campi all'ingrandimento di 40x dal setto interventricular di ogni cuore) e misurare la densità di zona Pecam-1 utilizzando il liberamente disponibile di software ImageJ 31. Utilizzare il colore deconvoluzione 32 plugin per DAB ed ematossilina e regolare il contrasto dell'immagine allo stesso livello. 
	Nota: nel caso in cui il colore marrone e viola/blu hanno significativa sovrapposizione spettrale, che potrebbe causare difficoltà con deconvoluzione di colore, uno potrebbe provare diverse marche di soluzione di ematossilina di ottenere chiaro, azzurro di macchiatura nucleare. In alternativa, potrebbe essere eseguita immunofluorescenza o il conteggio manuale dei capillari.</li>
</ol>

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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+echocardiography+in+the+assessment+of+cardiac+physiology+and+disease+in+preclinical+models.">High-resolution echocardiography in the assessment of cardiac physiology and disease in preclinical models.</a> Exp Physiol. 98 (3), 629-644 (2013).</li><li>Fayssoil, A., Tournoux, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+left+ventricular+function+in+mice+with+Doppler+echocardiography.">Analyzing left ventricular function in mice with Doppler echocardiography.</a> Heart Fail Rev. 18 (4), 511-516 (2013).</li><li>Schoensiegel, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+throughput+echocardiography+in+conscious+mice:+training+and+primary+screens.">High throughput echocardiography in conscious mice: training and primary screens.</a> Ultraschall Med. 32, S124-S129 (2011).</li><li>Yariswamy, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac-restricted+Overexpression+of+TRAF3+Interacting+Protein+2+(TRAF3IP2)+Results+in+Spontaneous+Development+of+Myocardial+Hypertrophy,+Fibrosis,+and+Dysfunction.">Cardiac-restricted Overexpression of TRAF3 Interacting Protein 2 (TRAF3IP2) Results in Spontaneous Development of Myocardial Hypertrophy, Fibrosis, and Dysfunction.</a> J Biol Chem. 291 (37), 19425-19436 (2016).</li><li>Jara, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac-Specific+Disruption+of+GH+Receptor+Alters+Glucose+Homeostasis+While+Maintaining+Normal+Cardiac+Performance+in+Adult+Male+Mice.">Cardiac-Specific Disruption of GH Receptor Alters Glucose Homeostasis While Maintaining Normal Cardiac Performance in Adult Male Mice.</a> Endocrinology. 157 (5), 1929-1941 (2016).</li><li>Kerr, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+and+function+of+adult+vasculature+is+sustained+by+Akt/Jagged1+signalling+axis+in+endothelium.">Stability and function of adult vasculature is sustained by Akt/Jagged1 signalling axis in endothelium.</a> Nat Commun. 7, 10960 (2016).</li><li>Wagner, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+vessel+development+requires+activation+of+the+TrkB+neurotrophin+receptor+by+the+Wilms'+tumor+transcription+factor+Wt1.">Coronary vessel development requires activation of the TrkB neurotrophin receptor by the Wilms' tumor transcription factor Wt1.</a> Genes Dev. 19 (21), 2631-2642 (2005).</li><li>Wagner, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Wilms'+tumour+suppressor+Wt1+is+a+major+regulator+of+tumour+angiogenesis+and+progression.">The Wilms' tumour suppressor Wt1 is a major regulator of tumour angiogenesis and progression.</a> Nat Commun. 5, 5852 (2014).</li><li>Yang, X. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Echocardiographic+assessment+of+cardiac+function+in+conscious+and+anesthetized+mice.">Echocardiographic assessment of cardiac function in conscious and anesthetized mice.</a> Am J Physiol. 277 (5 Pt 2), H1967-H1974 (1999).</li><li>Rottman, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+ventricular+function+assessed+echocardiographically+in+conscious+and+anesthetized+mice.">Temporal changes in ventricular function assessed echocardiographically in conscious and anesthetized mice.</a> J Am Soc Echocardiogr. 16 (11), 1150-1157 (2003).</li><li>Qui&#241;ones, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recommendations+for+quantification+of+Doppler+echocardiography:+a+report+from+the+Doppler+Quantification+Task+Force+of+the+Nomenclature+and+Standards+Committee+of+the+American+Society+of+Echocardiography.">Recommendations for quantification of Doppler echocardiography: a report from the Doppler Quantification Task Force of the Nomenclature and Standards Committee of the American Society of Echocardiography.</a> J Am Soc Echocardiogr. 15 (2), 167-184 (2002).</li><li>van Laake, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+of+cell+therapy+and+assessment+of+cardiac+function+using+magnetic+resonance+imaging+in+a+mouse+model+of+myocardial+infarction.">Monitoring of cell therapy and assessment of cardiac function using magnetic resonance imaging in a mouse model of myocardial infarction.</a> Nat Protoc. 2 (10), 2551-2567 (2007).</li><li>Wagner, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Wilms'+tumor+suppressor+Wt1+is+expressed+in+the+coronary+vasculature+after+myocardial+infarction.">The Wilms' tumor suppressor Wt1 is expressed in the coronary vasculature after myocardial infarction.</a> FASEB J. 16 (9), 1117-1119 (2002).</li><li>Wagner, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+induction+and+inheritance+of+epigenetic+cardiac+hypertrophy+in+the+mouse.">RNA induction and inheritance of epigenetic cardiac hypertrophy in the mouse.</a> Dev Cell. 14 (6), 962-969 (2008).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li><li>Ruifrok, A. C., Johnston, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+histochemical+staining+by+color+deconvolution.">Quantification of histochemical staining by color deconvolution.</a> Anal Quant Cytol Histol. 23 (4), 291-299 (2001).</li><li>Lazzeroni, D., Rimoldi, O., Camici, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Left+Ventricular+Hypertrophy+to+Dysfunction+and+Failure.">From Left Ventricular Hypertrophy to Dysfunction and Failure.</a> Circ J. 80 (3), 555-564 (2016).</li><li>Ismail, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunohistologic+labeling+of+murine+endothelium.">Immunohistologic labeling of murine endothelium.</a> Cardiovasc Pathol. 12 (2), 82-90 (2003).</li><li>Benton, R. L., Maddie, M. A., Minnillo, D. R., Hagg, T., Whittemore, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Griffonia+simplicifolia+isolectin+B4+identifies+a+specific+subpopulation+of+angiogenic+blood+vessels+following+contusive+spinal+cord+injury+in+the+adult+mouse.">Griffonia simplicifolia isolectin B4 identifies a specific subpopulation of angiogenic blood vessels following contusive spinal cord injury in the adult mouse.</a> J Comp Neurol. 507 (1), 1031-1052 (2008).</li><li>Ayoub, A. E., Salm, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+morphological+diversity+of+microglia+in+the+activated+hypothalamic+supraoptic+nucleus.">Increased morphological diversity of microglia in the activated hypothalamic supraoptic nucleus.</a> J Neurosci. 23 (21), 7759-7766 (2003).</li><li>Maddox, D. E., Shibata, S., Goldstein, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulated+macrophages+express+a+new+glycoprotein+receptor+reactive+with+Griffonia+simplicifolia+I-B4+isolectin.">Stimulated macrophages express a new glycoprotein receptor reactive with Griffonia simplicifolia I-B4 isolectin.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 79 (1), 166-170 (1982).</li><li>dela Paz, N. G., D'Amore, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arterial+versus+venous+endothelial+cells.">Arterial versus venous endothelial cells.</a> Cell Tissue Res. 335 (1), 5-16 (2009).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Sono stati sviluppati diversi metodi per valutare la struttura cardiaca e funzione in topi, tra cui l'ecocardiografia, MRI contrapporre-aumentato, micro CT e scansione PET. Grazie alla sua economicità e semplicità, l'ecocardiografia è la tecnica più ampiamente usata per l'analisi funzionale in topi11. In generale, a causa delle piccole dimensioni del cuore e l'alta frequenza della frequenza cardiaca nei topi, trasduttori con una frequenza &#62; MHz 10 dovrebbe essere usato, anche se misure di ...

Una grande varietà di modelli murini geneticamente modificati sono disponibili e il numero di studi farmacologici nei topi è alta1,2. Ecocardiografia e MRI sono gli approcci comunemente utilizzati per la caratterizzazione fenotipica della funzione cardiaca e la morfologia in questi modelli del mouse3. L'obiettivo del protocollo presentato è quello di analizzare la funzione cardiaca e morfologia in topi adulti. Combina ecocardiografica, istologiche e immunohistochemical misurazioni. L'esame ecocardiografico è ampiamente usato in topi4,5,6,7,8,9,10,11, 12. Pachon et al. 11 identificato 205 studi pubblicati in circolazione, Circulation Research, American Journal of Physiology - cuore e fisiologia circolatoriae Ricerca cardiovascolare tra il 2012 e il 2015 che utilizzato l'esame ecocardiografico in animali.
L'ecocardiografia è utilizzato per identificare fenotipi cardiaci in topi geneticamente modificati5,6,13,14,15,16, 17 , 18 , 19 , 20 , 21 , 22, anche per analizzare la funzione cardiaca in ipertrofia indotta da sovraccarico cronico, l'ischemia del miocardio e modelli di cardiomiopatia in topi (rivisto in12). Migliorata l'ecocardiografia apparecchiature permettono la misura standard di sinistra-ventricolare dimensioni di sistolica e diastoliche (LV), formazione immagine di Doppler del tessuto, ecografia di contrasto del miocardio e la valutazione della funzione regionale di LV e riserva coronarica 12. idealmente, esame ecocardiografico dovrebbe essere effettuato nei topi coscienti per evitare gli effetti negativi dell'anestesia sulla funzione contrattile, controllo riflesso autonomo, e frequenza cardiaca11. Tuttavia, questo approccio è limitato dall'esigenza di addestrare gli animali; Difficoltà nel mantenere la temperatura corporea stabile; artefatti di movimento; stress; frequenze cardiache molto alte; e il requisito di almeno due investigatori eseguire l'esperimento, soprattutto se un gran numero di animali è sotto inchiesta. Interessante, uno studio recente ha non segnalato nessuna differenza nei parametri ecocardiografici in animali addestrati e inesperto19. Eseguiamo misurazioni ecocardiografiche nei topi anestetizzati. Protocolli di anestesia diversi saranno discusso di seguito.
Anche se l'ecocardiografia risoluzione standard (&#62; 10 MHz) è sufficiente per misurare LV sistolica e diastoliche dimensioni e funzione cardiaca nei topi adulti, il metodo è limitato nella sua descrizione di fenomeni strutturali sottostanti. Quindi, uniamo le misurazioni in vivo con istologici e immunohistological analisi per misurare, ad esempio, densità di diametro e la nave dei cardiomiociti. Altre indagini istologiche ed immunoistochimiche, quali la determinazione di proliferazione, esame di apoptosi, misure di dimensione di infarto, determinazione di fibrosi e di espressione di marcatori specifici, possono essere eseguite anche sullo stesso tipo di elaborati del tessuto, ma non sono oggetto del presente protocollo. La combinazione di esame ecocardiografico in vivo con analisi istologiche fornisce ulteriori approfondimenti alterazioni strutturali sottostanti. In un ulteriore passaggio, possiamo completare queste misure con le indagini ultrastrutturali e molecolari. Le analisi istologiche non solo completano l'esame ecocardiografico ma anche diventano indispensabile quando la risoluzione dell'ecocardiografia non è sufficiente. Questo è specialmente il caso in modelli di topi geneticamente modificati che sono letale embrionale23,24.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Wheat germ agglutinin (WGA) conjugated tetramethylrhodamine</td>
			<td>Life Technologies, Molecular Probes</td>
			<td>W849</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotinylated Goat Anti-Rabbit IgG Antibody</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td>BA-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avidin/Biotin Blocking Kit</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td>SP-2001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VECTASTAIN Elite ABC HRP Kit (Peroxidase, Standard)</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td>PK-6100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td>H-1200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SIGMAFAST 3,3&#39;-Diaminobenzidine tablets</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D4168</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen peroxide solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H1009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Pecam-1 (CD31) antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab28364</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound transmission gel, Gel Aquasonic 100</td>
			<td>Parker</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear ultrasound probe, L15-7io</td>
			<td>Philips Healthcare</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Echocardiograph, IE33 xMATRIX</td>
			<td>Philips Healthcare</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope, Leica DMi8</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence Filterset DAPI</td>
			<td>Leica</td>
			<td>11525304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filterset TxR</td>
			<td>Leica</td>
			<td>11525310</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Camera, SPOT RT3 Color Slider</td>
			<td>Spot Imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging Software, SPOT 5.2 Advanced and Basic Software</td>
			<td>Spot Imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging Computer</td>
			<td>Dell</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14028-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14501-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel blades</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10023-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11650-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent shaver</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>34-0243</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cassettes for paraffin embedding</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4155F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>neutral buffered Formalin</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>8727</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>8733</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffine TEK III</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>automated embedding apparatus, Tissue-Tek VIP</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>6032</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paraffin-embedding station Tissue-Tek TEC 5</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>5229</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microtome blades,Accu-Edge S35</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4685</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscopy slides, Tissue-Tek</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>9533</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cover slips, Tissue-Tek</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>9582</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting medium Tissue-Tek</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>1408</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>slide boxes</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>3958</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eosine solution</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>8703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hematoxyline solution</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>8711</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microtome, RM2125RT</td>
			<td>Leica</td>
			<td>720-1880 (VWR)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>water bath, Leica HI1210</td>
			<td>Leica</td>
			<td>720-0113(VWR)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>VWR</td>
			<td>ACRO444220050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 ml tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>734-0451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>staining glass dish</td>
			<td>VWR</td>
			<td>MARI4220004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>staining jars</td>
			<td>VWR</td>
			<td>MARI4200005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>Binder</td>
			<td>9010-0012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAB and urea hydrogen peroxide tablets, SIGMAFAST 3,3&#8242;-Diaminobenzidine tablets</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D4293</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (10X)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>70011044</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

echocardiographic and histological examination of cardiac morphology in the mouse

Un numero crescente di modelli murini geneticamente modificati è diventato disponibile negli ultimi anni. Inoltre, il numero di studi farmacologici effettuati nei topi è alto. Caratterizzazione fenotipica di questi modelli del mouse richiede anche l'esame della morfologia e funzione cardiaca. L'ecocardiografia e la formazione immagine a risonanza magnetica (MRI) sono comunemente utilizzati approcci per caratterizzare la funzione cardiaca e morfologia nei topi. Apparecchiatura ecocardiografica e MRI specializzati per l'uso in piccoli roditori è costoso e richiede uno spazio dedicato. Questo protocollo descrive misure cardiache nei topi usando un sistema ecocardiografico clinico con una sonda vascolare umano 15 MHz. Misurazioni eseguite su topi adulti anestetizzati. Almeno tre sequenze di immagini sono registrati e analizzati per ogni animale in M-mode nella visualizzazione parasternale asse corto. In seguito, viene eseguito l'esame istologico cardiaco e del cardiomyocyte diametri sono determinati su ematossilina-eosina - o germe di grano dell'agglutinina (WGA)-paraffina sezioni macchiate. La densità del vaso è determinato morfometrico dopo Pecam-1 immunostaining. Il protocollo è stati applicati con successo agli studi farmacologici e diversi modelli animali genetici sotto condizioni di base, così come dopo infarto miocardico sperimentale di legatura permanente del (dell'arteria coronaria discendente anteriore sinistra LAD). Nella nostra esperienza, indagine ecocardiografica è limitata agli animali anestetizzati ed è fattibile in topi adulti peso corporeo di almeno 25 g.

Nella Figura 1, rappresentante registrazioni ecocardiografiche dimostrano l'utilità di ecocardiografia per identificare fenotipi cardiaci in topi geneticamente modificati. La differenza tra un mouse con la normale funzione cardiaca (Figura 1A) e un animale con un ventricolo di sinistra dilatato e ridotta funzione di LV (Figura 1B) possa essere facilmente identificata. Figura 2</...

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Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse

L'esame ecocardiografico è frequente nei topi. Sono stati sviluppati dispositivi costosi ultrasuono ad alta definizione per questo scopo. Questo protocollo descrive una procedura ecocardiografica conveniente combinata con analisi morfometriche istologico per determinare la morfologia cardiaca.

Esame ecocardiografico ed istologico della morfologia cardiaca nel topo

An increasing number of genetically modified mouse models has become available in recent years. Moreover, the number of pharmacological studies performed ...

echocardiographic-histological-examination-cardiac-morphology

Research

JoVE Journal

Medicine

21.2K Views.  CNRS, INSERM, iBV. L'esame ecocardiografico è frequente nei topi. Sono stati sviluppati dispositivi costosi ultrasuono ad alta definizione per questo scopo. Questo protocollo descrive una procedura ecocardiografica conveniente combinata con analisi morfometriche istologico per determinare la morfologia cardiaca.

Video: Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse

Assessment of Cardiac Function and Myocardial Morphology Using Small Animal Look-locker Inversion Recovery (SALLI) MRI in Rats

Small animal magnetic resonance imaging is an important tool to study cardiac function and changes in myocardial tissue. The high heart rates of small animals (200 to 600 beats/min) have previously limited the role of CMR imaging. Small animal Look-Locker inversion recovery (SALLI) is a T1 mapping sequence for small animals to overcome this problem 1. T1 maps provide quantitative information about tissue alterations and contrast agent kinetics. It is also possible to detect diffuse myocardial processes such as interstitial fibrosis or edema 1-6. Furthermore, from a single set of image data, it is possible to examine heart function and myocardial scarring by generating cine and inversion recovery-prepared late gadolinium enhancement-type MR images 1.
	The presented video shows step-by-step the procedures to perform small animal CMR imaging. Here it is presented with a healthy Sprague-Dawley rat, however naturally it can be extended to different cardiac small animal models.

Assessment of Cardiac Function and Myocardial Morphology Using Small Animal Look-locker Inversion Recovery SALLI MRI in Rats

Contrast enhanced cardiac magnetic resonance (CMR) imaging allows comprehensive in vivo assessment of the heart in small animal models of cardiovascular disease. Here we detail the procedures to perform CMR imaging, reconstruction and analysis using Small Animal Lock-Locker Inversion Recovery (SALLI) in rats.

Valutazione della funzione cardiaca e Morfologia miocardica Utilizzando Small Animal Look-Locker Inversion Recovery (SALLI) MRI nei ratti

Small animal magnetic resonance  imaging is an important tool to study cardiac function and changes in myocardial  tissue. The high heart rates of small ...

Ricerca

Medicina

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

Aspetti tecnici della fistola aorto-cavale mouse

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential therapies. Given the expense and time involved in creating animal models of disease, it is critical that researchers have tools to accurately assess phenotypic expression of disease. Right ventricular dysfunction is the major manifestation of pulmonary hypertension. Echocardiography is the mainstay of the noninvasive assessment of right ventricular function in rodent models and has the advantage of clear translation to humans in whom the same tool is used. Published echocardiography protocols in murine models of PAH are lacking.
In this article, we describe a protocol for assessing RV and pulmonary vascular function in a mouse model of PAH with a dominant negative BMPRII mutation; however, this protocol is applicable to any diseases affecting the pulmonary vasculature or right heart. We provide a detailed description of animal preparation, image acquisition and hemodynamic calculation of stroke volume, cardiac output and an estimate of pulmonary artery pressure.

This article provides a protocol for the echocardiographic assessment of right ventricular size and pulmonary hypertension in mice. Applications include phenotype determination and serial assessment in transgenic and toxin-induced mouse models of cardiomyopathy and pulmonary vascular disease.

La valutazione ecocardiografica del cuore destro in topi

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential ...

Visualization of Streptococcus pneumoniae within Cardiac Microlesions and Subsequent Cardiac Remodeling

During bacteremia Streptococcus pneumoniae can translocate across the vascular endothelium into the myocardium and form discrete bacteria-filled microscopic lesions (microlesions) that are remarkable due to the absence of infiltrating immune cells. Due to their release of cardiotoxic products, S. pneumoniae within microlesions are thought to contribute to the heart failure that is frequently observed during fulminate invasive pneumococcal disease in adults. Herein is demonstrated a protocol for experimental mouse infection that leads to reproducible cardiac microlesion formation within 30 hr. Instruction is provided on microlesion identification in hematoxylin &#38; eosin stained heart sections and the morphological distinctions between early and late microlesions are highlighted. Instruction is provided on a protocol for verification of S. pneumoniae within microlesions using antibodies against pneumococcal capsular polysaccharide and immunofluorescent microscopy. Last, a protocol for antibiotic intervention that rescues infected mice and for the detection and assessment of scar formation in the hearts of convalescent mice is provided. Together, these protocols will facilitate the investigation of the molecular mechanisms underlying pneumococcal cardiac invasion, cardiomyocyte death, cardiac remodeling as a result of exposure to S. pneumoniae, and the immune response to the pneumococci in the heart.

Visualization of Streptococcus pneumoniae within Cardiac Microlesions and Subsequent Cardiac Remodeling

Streptococcus pneumoniae forms discrete non-purulent microscopic lesions in the heart. Outlined is the protocol for a murine model of cardiac microlesion formation. Instruction is provided on microlesion visualization using microscopy, discrimination between early and late microlesions, and methods to detect cardiac remodeling in hearts of convalescent animals.

Visualizzazione<em&gt; Streptococcus pneumoniae</em&gt; Entro cardiache microlesioni e successive rimodellamento cardiaco

During bacteremia Streptococcus pneumoniae can translocate across the vascular endothelium into the myocardium and form discrete bacteria-filled ...

Do's and Don'ts in the Preparation of Muscle Cryosections for Histological Analysis

Histological evaluation of muscle biopsies has served as an indispensable tool in the understanding of the development and progression of pathology of neuromuscular disorders. However, in order to do so, proper care needs to be taken when excising and preserving tissues to achieve optimal staining. One method of tissue preservation involves fixing tissues in formaldehyde and then embedding them with paraffin wax. This method preserves morphology well and allows for long-term storage at RT but is cumbersome and requires handling of toxic chemicals. Further, formaldehyde fixation results in antigen cross-linking, which necessitates antigen retrieval protocols for effective immunostaining. On the contrary, frozen sectioning does not require fixation and thus retains biological antigen conformation. This method also provides a distinct advantage in quick turn around time, making it especially useful in situations needing quick histological evaluation like intraoperative surgical biopsies. Here we describe the most effective method of preparing muscle biopsies for visualization with different histological and immunological stains.

Here we demonstrate the most efficient methods for freezing, embedding, cryosectioning, and staining of muscle biopsies to avoid freezing artifacts.

Cosa fare e cosa non fare nella preparazione di Muscle criosezioni per l&#39;analisi istologica

Histological evaluation of muscle biopsies has served as an indispensable tool in the understanding of the development and progression of pathology of ...

Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable noninvasive method is essential to assess real-time cardiac morphological and functional changes in animal models of heart disease. Transthoracic echocardiography represents an important tool for noninvasive assessment of cardiac structure and function2. Here we used a high-resolution ultrasound imaging system to monitor myocardial remodeling and heart failure progression over time in a mouse model of TAC. B-mode, M-mode, and Doppler imaging were used to precisely assess cardiac hypertrophy, ventricular dilatation, and functional deterioration in mice following TAC. Color and pulse wave (PW) Doppler imaging was used to noninvasively measure pressure gradient across the aortic constriction created by TAC and to assess transmitral blood flow in mice. Thus transthoracic echocardiographic imaging provides comprehensive noninvasive measurements of cardiac dimensions and function in mouse models of heart disease.

The goal of this protocol is to noninvasively assess cardiac structural and functional changes in a mouse model of heart disease created by transverse aortic constriction, using B- and M-mode echocardiography and color/pulse wave Doppler imaging.

Valutazione del Cardiac morfologiche e funzionali Variazioni modello murino di trasversale aortica costrizione da parte ecocardiografica Imaging

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

Dissezione del Pancreas del Mouse per l'analisi istologica e Profiling metabolico

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Cardiac Magnetic Resonance Imaging at 7 Tesla

CMR at an ultra-high field (magnetic field strength B0&#160;&#8805; 7 Tesla) benefits from the signal-to-noise ratio (SNR) advantage inherent at higher magnetic field strengths and potentially provides improved signal contrast and spatial resolution. While promising results have been achieved, ultra-high field CMR is challenging due to energy deposition constraints and physical phenomena such as transmission field non-uniformities and magnetic field inhomogeneities. In addition, the magneto-hydrodynamic effect renders the synchronization of the data acquisition with the cardiac motion difficult. The challenges are currently addressed by explorations into novel magnetic resonance technology. If all impediments can be overcome, ultra-high field CMR may generate new opportunities for functional CMR, myocardial tissue characterization, microstructure imaging or metabolic imaging. Recognizing this potential, we show that multi-channel radio frequency (RF) coil technology tailored for CMR at 7 Tesla together with higher order B0 shimming and a backup signal for cardiac triggering facilitates high fidelity functional CMR. With the proposed setup, cardiac chamber quantification can be accomplished in examination times similar to those achieved at lower field strengths. To share this experience and to support the dissemination of this expertise, this work describes our setup and protocol tailored for functional CMR at 7 Tesla.

The sensitivity gain inherent to ultrahigh field magnetic resonance holds promise for high spatial resolution imaging of the heart. Here, we describe a protocol customized for functional cardiovascular magnetic resonance (CMR) at 7 Tesla using an advanced multi-channel radio-frequency coil, magnetic field shimming and a triggering concept.

Risonanza magnetica cardiaca a 7 Tesla

CMR at an ultra-high field (magnetic field strength B0&#160;&#8805; 7 Tesla) benefits from the signal-to-noise ratio (SNR) advantage inherent at higher ...

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

Misurazione ecocardiografica dei parametri diastolici ventricolari a destra nel mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Transthoracic Echocardiographic Examination in the Rabbit Model

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to that of humans and that of other large animal models such as dogs and pigs. However, the rabbit model has the additional advantage of lower maintenance costs compared to other large animal models. The longitudinal evaluation of cardiac function using echocardiography, when appropriately implemented, is a useful methodology for preclinical assessment of novel therapies for heart failure with reduced ejection fraction (e.g. cardiac regeneration). The correct use of this non-invasive tool requires the implementation of a standardized examination protocol following international guidelines. Here we describe, step by step, a detailed protocol supervised by veterinary cardiologists for performing echocardiography in the rabbit model, and demonstrate how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Here we describe, step by step, a detailed protocol for performing echocardiography in the rabbit model. We show how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Esame ecocardiografico transtoracico nel modello del coniglio

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to ...