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要約

安定したハエ (第) を飼育する手順が表示されます。手順は、食事成分、機器および消耗品のローカルで利用可能な材料を使用します。

要約

安定したハエ、第は、家畜、人間、伴侶動物および野生動物の世界の深刻な害虫です。最後の 20 + 年の間に農業慣行の変更は、いくつかの国で安定したハエの深刻な発生になった。これらの流行は、家畜の生産、この害虫の研究、管理作業を向上するための公開の要求の結果として人間のレクリエーションを中断しました。研究室の研究のための安定したハエを飼育のためのシンプルで安価なプロシージャが表示されます。プロシージャは、ローカルで使用できる食事成分、機器および消耗品を使用します。他有翅のハエの顔フライ (イエバエ autumnalis)、ノサシバエ (ノサシバエ製剤)、イエバエ (イエバエ) などを飼育の手順を適用できます。手順は、平均 12.5 mg と 〜 35% 卵成虫生存に安定して飛ぶ puparia を生成します。約 3000 のハエは、各パンの生産されています。

概要

安定したハエ、第(l.)、吸血性のハエが痛みを伴う刺され家畜の放牧行動を混乱させる、痛みを引き起こすとに苦しんでいる動物を仲間し世界人間のレクリエーション活動を中断します。発酵栄養物、しばしば動物の排泄物で汚染された未熟な安定したハエを開発します。農業慣行の変化と作物作物残渣、オーストラリア1の野菜、ブラジル2サトウキビとパイナップル コスタリカ3で安定したハエの深刻な流行を生み出した。動物あたりのちょうど 14 の安定したハエは経済のしきい値の4になることが、最近の発生5の中に動物あたりの以上 2,000 のハエの観測が行われました。このような寄生レベルはゼロに近いホスト生産性が低下し、死亡率6があります。農学関連の集団発生、結果として安定したハエは更新された興味を受け取っているし、研究所の植民地の需要が大幅に増加します。

すべての holometamorphic の昆虫に関しては安定したハエは未熟か幼虫の段階で成長に必要な栄養素のすべてを取得します。したがって、飼育システムの重要なコンポーネントは、幼虫のダイエットや基板です。フィールド7で基板の広い範囲の開発、安定したハエの幼虫を観察されているし、彼らは基板8,9の微生物のコミュニティに依存しています。天然幼虫基板は、分解または多くの場合窒素廃棄物で汚染された植物原料を発酵の主に構成されます。

研究所の飼育、安定したハエ幼虫基板、通常加えられた窒素源となる植物素材構成されます。多数の材料を安定して飛ぶ幼虫ダイエットのため使用されています。最初の幼虫ダイエット自然基板を真似た、エンバクわらと馬や牛の肥料10,11を発酵します。炭水化物源にはが含まれて小麦にはふすまには12 には,13,14, アルファルファの食事12,13,14と特殊化学品が開発した商用の処方製造業者協会 (csma 方式、33% 小麦ふすま、27% アルファルファの食事, 40% ビール酵母粒)13,14,15,16。酵母懸濁液12魚粉、炭酸水素アンモニウム17窒素源が含まれます。不活性材料の充てんは、エンバク殻12、バガス13、バーミキュ ライト16、木材チップ13,18小球形にされたピーナツの殻14などダイエットで含まれています。

飼育室の主な目的は、実験の結果がフィールドの人口のそれらを反映するために、生理学的、できるだけ「野生型」に似ている製品を生産するです。これは繁殖で、選択を最小化する必要があります遺伝的に維持するために多様性と栄養のリソース フィールドのそれらに匹敵します。副次目的は労働および費用を最小限に抑えるです。費用を最小限に抑えることの主要なコンポーネントは、ローカルで使用できる食事成分の。サシバエの飼育紹介システムは、これらの目標を満たすために開発されました。

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プロトコル

1. 採卵 (図 1)

  1. Egging カップを用意し、暖かい (~ 40 ° C) 水で満たされた ~ 500 mL ビーカーに布の片方の端を置きます。カップの両側をオーバー ラップし、輪ゴムで固定します。カップの上に戻って布の緩い端を折る。
  2. Egging カップ ケージ ~ 2 h. 妊娠女性の安定した古い 8-10 日ハエの飛ぶ場所が布のプレハブハウスします。
  3. スクイズ洗浄ボトルを小さな鍋に egging 布オフ ケージとリンスの卵から egging カップを削除します。

2. 幼虫飼育のパンを準備します。

  1. メディア (1 飼育パンの量) の準備します。
    1. 小麦ふすま (500 g)、木の削りくず (200 g) と魚の食事 (115 g) 10 L プラスチックの皿パンで組み合わせるし、よく混ぜます。
    2. (~ 25 ° C、1600 mL) の水に炭酸水素アンモニウム (50 g) を加え、溶けるまでを混ぜます。
    3. 水ソリューションを乾燥した原料および unwetted 材料がないことを確認するためにミックスに追加します。パンの中のレベルが、圧縮しません。
  2. 安定した卵のフライを追加します。
    1. パンの長さ中の浅い溝を作る。
    2. 卵ピペット (図 2) を溝に安定して飛ぶ卵 (卵 ~ 8,000) 1 mL を入金します。
      注: 必要な時点で、100 を挿入するプラスチック卒業ピペットを切削で作られ卵ピペット メッシュ スクリーンと戻って一緒に接着のピペット。
    3. 卵の乾燥を防ぐために培地の薄層をカバーしてください。
    4. カバー、ピローケース、パン、ラバー バンドとラベルを閉じます。幼虫の部屋で鍋を配置 (23 ± 2 ° C、30-50% RH 12:12 [L:D] h 日長)。
      注: 幼虫の発育は、産卵の時から 10-14 日かかります。

3. 蛹処理、幼虫は媒体の端へ移動 13 または 14 日産卵と Pupariate の後の 7-9 日

  1. 主にパンを培地の表面に形成し、きれいなフライパンに地殻の下の端のまわりにある puparia をスクープします。
  2. 水の完全な 3/4 に ½ puparia で鍋を埋めます。Puparia 中小の塊を破る。培地の小麦ふすまとタンパク質成分シンク puparia ながら > 1 日古いフロート19。
  3. 浮遊物、puparia、ザルやふるい (#5、7 #、#12 #20) 残りの媒体を削除する一連の洗浄といくつかの中のコンポーネントを削除します。#12 ふるい収集、puparia し #20 ドレインを入ることから固形廃棄物を保持します。シンク噴霧器とふるい間 puparia を洗います。
  4. #12 ふるいにきれいなフライパンに、puparia をすすぐ。水の ½ の完全にパンをご記入ください。ザルにフローティング puparia を注ぐでき、余分な水分を排出します。
  5. 転送はファンと乾燥スクリーンに puparia を排水し、ドライ (図 3) まで残します。

4. 蛹棚、Puparia を収集するための代替メソッドは、蛹の棚18

注: 棚は、10 L 料理鍋 (31.9 cm x 10.2 cm x 10.2 cm) の端からプラスチックのカットの部分から行われます。

  1. 2.1 で説明されるように媒体を準備します。テーパー中 ~7.5 cm ~2.5 cm 深さの 1 つの端からのパンの他に深い。
  2. 飼育のパンと幼虫が棚 (図 4) 横をクロールするを防ぐためにテープの浅い端の中に棚を配置します。
    1. スポンジ (~14.5 × 9.0 x 4.5 cm3、再生セルロース) を飽和水に浸した布 (30.5 x 42 cm2綿) や媒体からの約 1 つの半分インチの棚に場所で包む。
  3. 2.2 で説明されているように、卵を追加し、前に進みます。
    1. スポンジもしっとりしていることを毎日鍋を確認します。
  4. 棚、スポンジ、きれいな皿に布からリンス puparia はパンおよび 14 日産卵後ザルに注ぐ。

5. 品質管理

  1. パン (総重量) で生産された puparia のすべての重量を量る。
  2. 100 puparia を分離、重量を量る 9 cm シャーレに配置されます。
  3. カウントとセックス大人 〜 5-8 日後に出現率と性比を決定します。必要な場合、後日カウントするため冷凍庫に大人が登場し、シャーレを格納します。ハエが彼らの目の形と眼窩板20または低倍率下で性器の幅によって性欲を刺激します。
  4. レコードの総重量、重量 100 puparia、現れた大人の男性と女性の数。

6. 血液の準備

  1. 70 g 水 500 mL にクエン酸ナトリウム第三水和物を含む 19 L バケツにローカルの屠畜場から新鮮な牛の血液を収集します。攪拌は、5-10 分は積極的に血液や研究室に戻った。
  2. 削除するザルを通してひずみ血液凝固し、コレクションと冷凍庫 (-20 ° C) に保管の日付とラベルを 2 L 容器に分割します。
  3. 冷凍庫、冷蔵庫内の場所から削除コンテナー 2 日前に必要です。〜 2 週間一度解凍し、1 年間冷凍保存血を使用できます。

7. 成人のメンテナンス

  1. ライン ケージ下部洗浄を容易にする肉屋の紙にケージを準備します。
  2. 各ケージに 50 g の乾燥安定したハエ蛹 (~ 3,500) を配置します。大人 eclose 蛹処理後数日に数時間。
  3. 場所新鮮な血液を供給するため各ケージの上に女性のナプキンを浸した。成虫の羽化の 24 h 内で給餌を開始し、産卵 (出現後 9-10 日) の前日まで毎日繰り返します。
  4. (セクション 1)、産卵後 4-8 時間冷凍庫にケージを置くし、紙を取り外し、frass の側面お湯で床からを洗浄および洗剤と塩素系漂白剤で表面を洗浄してきれい。お湯でケージを洗うし、乾燥することができます。

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結果

幼虫 pupariate 10-14 日間大人は 14-16 日産卵後出てくる。生成時間、卵には 〜 24 日です。図 5に 3 つの異なる増量エージェントと 2 人のコロニー 2013年 5 月 1 月 2017 年までの飼育データが掲載されています。コットンウッドを与えた最高の収量、3867 ±1442 (figure-results-244 ± 標準偏差) 大人 2,872 ±1294 を生産研究所...

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ディスカッション

安定したハエは、さまざまな自然の中の基板の開発を見つけることができますや、研究室では、メディアの多くの種類で飼育することができます。充填剤として木の削りくずやバーミキュ ライトを使いました。バーミキュ ライトがうまく、しかし、飼育困難な媒体から分離 puparia 製高価 (~$0.60/pan)。おそらく puparia を培地から分離する追加の厳しさのためには、羽化もバーミキュ ライト、木...

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開示事項

著者が明らかに何もありません。

謝辞

アンソニー Weinhold と私たちの昆虫飼育の手順を改善するための提案と同様、テクニカル サポートの年にわたって私たちと働いている多数の学生に感謝したいと思います。

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資料

NameCompanyCatalog NumberComments
DiamaltPremier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ2540
CSMA Fly mediaPurina Animal Nutrition, Arden Hills, MN5S6Z
Thin Maxi PadThe Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA5001M
Calf MannaMannaPro, Chesterfield, MO, USAManna Pro
Ammonium BicarbonateSpectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CAA1125
Wheat bran, CoarseSiemer Milling Company, Teutopolis, IL
Wood shavingsTractor Supply Company, Brentwood, TN502770699
FishmealConsumer Supply Distributing, North Sioux City, SDF1550
Adult cagesAll Aluminum Window Company, Lincoln, NeCustom45 × 45 × 45 cm, 18 × 16 mesh aluminum screen, stockinette access
9 × 28 cm black cotton clothRobert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CAK040-114Egging cloth
10 L plastic dish pansRubbermaid, Saratoga Springs, NYFG2951ARWHTLarval pans
Stockinette, Cotton, 12 inch x 25 yard rollTex-Care Medical Company, Burlington, NC91311-225

参考文献

  1. Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production. J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).
  2. Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Cançado, P. H. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil. Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).
  3. Solórzano, J. -A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica. J. Insect Sci. 15 (1), 145(2015).
  4. Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. Populations and economic impacts of stable flies on cattle. Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).
  5. Taylor, D. B. Area-wide management of stable flies. Area-wide management of insect pests. Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. , in press (2017).
  6. Bishopp, F. C. The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest. J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).
  7. Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. Stable fly biology and control in northwest Florida. J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).
  8. Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium. J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).
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  10. Glaser, R. W. Rearing flies for experimental purposes with biological notes. J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).
  11. Melvin, R. Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle. J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).
  12. Doty, A. E. Convenient method of rearing the stable fly. J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).
  13. Bridges, A. C., Spates, G. E. Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.). Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).
  14. Hogsette, J. A. New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory. J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).
  15. McGregor, W. S., Dreiss, J. M. Rearing stable flies in the laboratory. J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).
  16. Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. The use of vermiculite in medium for stable fly larvae. J. Econ. Entomol. 51 (2), 250(1958).
  17. Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts. J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).
  18. Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age. Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).
  19. Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. Some improvements in rearing stable flies. J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).
  20. Zumpt, F. The stomoxyine biting flies of the world. , Gustav Fischer Verlag. Stuttgart. (1973).
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  22. Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites. Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).
  23. Albuquerque, T. A., Zurek, L. Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness. Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).
  24. Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).
  25. Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae). Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).

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