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Neste Artigo

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  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

Um procedimento para a criação de moscas estáveis (Stomoxys calcitrans) é apresentado. O procedimento usa materiais localmente disponíveis para suprimentos, equipamentos e componentes de dieta.

Resumo

Estável de moscas, Stomoxys calcitrans, são pragas sérias de gado, seres humanos, animais de companhia e animais selvagens em todo o mundo. Durante os últimos 20 + anos, mudanças nas práticas agronômicas resultaram em graves surtos de moscas estáveis em vários países. Estes focos interrompeu a produção animal e recreação humana resultando em demandas públicas para aumentar os esforços de pesquisa e de gestão para esta praga. É apresentado um procedimento simples e de baixo custo para a criação de moscas estáveis para estudos de laboratório. O procedimento utiliza suprimentos, equipamentos e componentes da dieta disponíveis localmente. O procedimento pode ser adaptado para a criação de outras moscas de muscoid incluindo a mosca doméstica (Musca domestica), mosca do chifre (Haematobia irritans) e mosca do rosto (Musca autumnalis). O procedimento produz pupários mosca estável, com média de 12,5 mg e ~ 35% ovo para a sobrevivência de adulto. Cerca de 3000 moscas são produzidas em cada panela.

Introdução

Estável de moscas, Stomoxys calcitrans (L.), são hematófagos moscas cujas mordidas dolorosas interrompem o comportamento de pastoreio de gado, causam dor e sofrimento para animais de companhia e interromper atividades recreativas humanas em todo o mundo. Imaturas estáveis moscas desenvolvem-se em fermentação vegetativa passa, muitas vezes contaminada com resíduos animais. Culturas e práticas agronômicas mudanças produziram graves surtos de moscas estáveis em resíduos de culturas, legumes em Austrália1, cana-de-açúcar no Brasil2e abacaxi em Costa Rica3. Embora apenas 14 estáveis moscas por animal são consideradas o limite económico4, foram feitas observações de mais de 2.000 moscas por animal durante recentes surtos5. Esses níveis de infestação reduzem a produtividade de anfitrião para perto de zero e podem causar mortalidade6. Como resultado de surtos associados agronomicamente, moscas estáveis recebendo renovado interesse e demanda por colônias de laboratório tem aumentado dramaticamente.

Quanto a todos os insetos holometamorphic, moscas estáveis obter todos os nutrientes necessários para o crescimento durante o estágio larval ou imaturo. Portanto, um importante componente de um sistema de criação é a dieta larval ou substrato. Foram observadas larvas de mosca estáveis desenvolvimento em uma ampla gama de substratos no campo7 e eles são dependentes da comunidade microbiana do substrato8,9. Substratos larvas naturais são compostos principalmente de decomposição ou fermentação vegetativas materiais frequentemente contaminados com resíduos nitrogenados.

Para a criação de laboratório, substratos larvas moscas estáveis são geralmente compostos por um material vegetativo e uma fonte de nitrogênio adicionado. Vários materiais foram usados para dietas larvas moscas estáveis. As dietas larvas primeiras imitaram substratos naturais e incluíam da fermentação, palha de aveia e de cavalo ou vaca estrume10,11. Fontes de carboidratos incluem trigo farelo12,13,14, alfafa refeição12,13,14 e uma formulação comercial desenvolvido por especialidades químicas Fabricantes Association (CSMA, 33% de farelo de trigo, farinha de alfafa de 27%, levedura de cerveja 40% grânulos)13,14,15,16. Fontes de nitrogênio incluem levedura suspensão12, farinha de peixe e de bicarbonato de amónio17. Volume de materiais inertes são frequentemente incluídos nas dietas, incluindo aveia cascos12, bagaço13, vermiculita16, lascas de madeira13,18 e peletizadas hulls do amendoim14.

Um objetivo principal do laboratório de criação é de produzir um produto que é como fisiologicamente semelhante ao "tipo selvagem" quanto possível, a fim de que experimentos de laboratório produzirá resultados refletindo de populações do campo. Isto requer que na criação e seleção ser minimizados para manter genético diversidade e recursos nutricionais ser comparáveis no campo. Objetivos secundários são para minimizar o trabalho e despesas. Um componente importante de minimizar despesas é o uso de componentes de dieta disponíveis localmente. A mosca de estábulo criação sistema apresentado foi desenvolvida para atender a estes objectivos.

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Protocolo

1. ovo coleção (Figura 1)

  1. Preparar a incitar a taça, coloque uma das extremidades do pano ~ 500 mL copo cheio de água morna (~ 40 ° C). Sobrepõem-se os lados do copo e fixe com um elástico. Dobre a ponta solta do pano volta por cima da taça.
  2. Lugar Copa a incitar na gaiola de moscas de 8 – 10 dias de idade para as mulheres Gravid de ~ 2 h. estável voa será ovipositar no pano.
  3. Remova a incitar a taça de ovos gaiola e enxaguar fora o pano egging em uma panela pequena com lavagem de garrafa.

2. prepare Pan criação Larval

  1. Preparar o meio (quantidades para 1 pan de criação)
    1. Combinar o farelo de trigo (500 g), aparas de madeira (200 g) e farinha de peixe (115 g) em panela de prato plástico 10L e misture bem.
    2. Adicionar o bicarbonato de amónio (50 g) de água (~ 25 ° C, 1600 mL) e misture até dissolver.
    3. Adicione a solução de água de ingredientes secos e misture para não garantir nenhum material unwetted. Nível médio em panela mas não comprimir.
  2. Adicione os ovos de mosca estáveis
    1. Faça um sulco raso em média o comprimento da bandeja.
    2. Depósito de 1 mL de ovos de mosca estáveis (~ 8.000 ovos) no sulco com pipeta de ovo (Figura 2).
      Nota: Pipeta de ovo feita por um corte de uma pipeta graduada plástica no ponto desejado, inserir 100 mesh tela e colagem pipeta junta novamente.
    3. Cubra os ovos com uma fina camada do meio para evitar a dessecação.
    4. Cubra a panela com fronha, fechar com uma faixa de borracha e etiqueta. Colocar panelas no quarto larval (23 ± 2 ° C, 30 – 50% RH e 12:12 [L:D] h fotoperíodo).
      Nota: Desenvolvimento Larval leva de 10 a 14 dias do tempo de oviposição.

3. processamento pupa, as larvas se mover para a borda do meio 7 – 9 dias após a oviposição e Pupariate por dias 13 ou 14

  1. Casulos de colher, localizados principalmente em torno das bordas da panela sob a crosta que se forma na superfície do meio, para fora e colocado em uma panela limpa.
  2. Encha a panela, com casulos, ½ a ¾ cheio de água. Separar grupos de casulos e médio. Componentes de farelo e proteína de trigo do meio de afundam-se enquanto pupários > 1 dia de idade flutuador19.
  3. Remova materiais flutuantes, casulos e alguns componentes médios com uma peneira e lavagem através de uma série de peneiras (5 #, 7 #, #12, #20) para remover o restante médio. A peneira #12 recolhe o casulo e a #20 evita que resíduos sólidos entrando pelo ralo. Casulos de lavagem entre peneiras com um pulverizador de pia.
  4. Casulos de enxágue, em peneira #12, em uma panela limpa. Encha a panela com ½ cheio de água. Despeje pupários flutuante em um coador e deixe escorrer o excesso de água.
  5. Transferência drenado pupários para tela de secagem com o ventilador e deixar até secar (Figura 3).

4. pupa prateleira, um método alternativo para a coleta de pupários é com uma prateleira Pupal18

Nota: A prateleira é feita de um pedaço de plástico corte da extremidade de uma panela de prato de 10 L (10,2 cm de altura x 10,2 cm de largura x 31,9 cm de comprimento).

  1. Prepare o suporte conforme descrito no ponto 2.1. Cone médio em panela de ~2.5 cm no fundo uma ponta de ~7.5 cm profundo no outro.
  2. Coloque a prateleira no meio na parte rasa da criação pan e fita para evitar larvas se rastejando ao lado da prateleira (Figura 4).
    1. Saturar a esponja (~14.5 x 9.0 x 4.5 cm3, celulose regenerada) e cobrir com um pano embebido de água (30.5 x 42 cm2, algodão) e lugar na prateleira de cerca de meia polegada do meio.
  3. Adicione os ovos, conforme descrito no ponto 2.2 e proceder como anteriormente.
    1. Verifique panelas diariamente para garantir que a esponja permaneça úmida.
  4. Casulos de enxaguamento da plataforma, esponja e pano em um prato limpo panela e despeje no coador, 14 dias após a oviposição.

5. controle de qualidade

  1. Pese todos os casulos produzidos no pan (peso total)..
  2. Isolar 100 casulos, pesar e colocado em uma placa de Petri de 9 cm.
  3. Contagem e sexo adultos ~ 5 a 8 dias mais tarde para determinar a taxa de surgimento e proporção sexual. Loja de placas de Petri com adultos surgiu em um freezer para a contagem em uma data posterior, se necessário. Moscas são sexadas pela forma de seus olhos e a largura da placa fronto-orbital20 ou genitália em pequeno aumento.
  4. Peso total de registro, peso de 100 casulos e número de surgiu adultos machos e fêmeas.

6. preparação de sangue

  1. Colete o sangue fresco de bovino de um matadouro local em baldes de 19 L contendo 70 g de citrato de sódio tribásico dihidrato em 500 mL de água. Mexa vigorosamente por 5-10 min de sangue e voltou para o laboratório.
  2. Sangue de tensão através de uma peneira para remover os coágulos e particionado em recipientes de 2 L, etiqueta com a data de colheita e armazenamento em um freezer (-20 ° C).
  3. Precisava de 2 dias antes do recipiente retire do congelador e coloque na geladeira. Sangue pode ser usado por ~ 2 semanas uma vez descongelados e armazenados no freezer por até 1 ano.

7. adulta manutenção

  1. Prepare as gaiolas, fundo de gaiola linha com papel pardo para facilitar a limpeza.
  2. Coloque 50 g de pupas de mosca secas estáveis (~ 3.500) em cada gaiola. Eclose adultos algumas horas a alguns dias após o processamento pupal.
  3. Lugar um sangue fresco embebido guardanapo feminino em cima de cada gaiola para alimentação. Começam a alimentar-se dentro de 24 h de adulto eclosão e repetir diariamente, até um dia antes da oviposição (9-10 dias após a emergência).
  4. Após a oviposição (secção 1), coloque a gaiola no congelador para 4 – 8 h e depois limpar, removendo o papel, enxaguando Ivo dos lados e andar com água quente e esfregar todas as superfícies com detergente e cloro. Lave as gaiolas com água quente e deixe para secar.

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Resultados

As larvas pupariate 10 a 14 dias e adultos emergem 14 – 16 dias após a oviposição. Tempo de geração, ovo a ovo, é ~ 24 dias. Dados de criação para maio de 2013 para de 2017 de Janeiro com três diferentes agentes de volume e duas colónias são apresentados na Figura 5. Cottonwood deu o melhor rendimento, 3867 ±1442 (figure-results-404 ± desvio padrão) pupas pesando 12,5 mg ±1.6 com 74 ±19% ec...

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Discussão

Estável de moscas encontram-se desenvolvendo em uma ampla variedade de substratos na natureza e podem ser criadas em muitos tipos de mídia no laboratório. Nós usamos aparas de madeira e vermiculita como agentes de volume. Vermiculita funcionou bem, mas fez separação pupários de criação meio difícil e era caro (~$0.60/pan). Possivelmente por causa do rigor adicionado de separar pupários do meio, eclosão também foi menor com vermiculita, 57% vs. 75% de aparas de madeira. Aparas de Cottonwood foram comparáveis...

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Divulgações

Os autores não têm nada para divulgar.

Agradecimentos

Gostaríamos de agradecer a Anthony Weinhold e os inúmeros estudantes que trabalharam connosco ao longo dos anos para suporte técnico, bem como sugestões para melhorar nosso procedimentos de criação de inseto.

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Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
DiamaltPremier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ2540
CSMA Fly mediaPurina Animal Nutrition, Arden Hills, MN5S6Z
Thin Maxi PadThe Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA5001M
Calf MannaMannaPro, Chesterfield, MO, USAManna Pro
Ammonium BicarbonateSpectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CAA1125
Wheat bran, CoarseSiemer Milling Company, Teutopolis, IL
Wood shavingsTractor Supply Company, Brentwood, TN502770699
FishmealConsumer Supply Distributing, North Sioux City, SDF1550
Adult cagesAll Aluminum Window Company, Lincoln, NeCustom45 × 45 × 45 cm, 18 × 16 mesh aluminum screen, stockinette access
9 × 28 cm black cotton clothRobert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CAK040-114Egging cloth
10 L plastic dish pansRubbermaid, Saratoga Springs, NYFG2951ARWHTLarval pans
Stockinette, Cotton, 12 inch x 25 yard rollTex-Care Medical Company, Burlington, NC91311-225

Referências

  1. Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production. J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).
  2. Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Cançado, P. H. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil. Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).
  3. Solórzano, J. -A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica. J. Insect Sci. 15 (1), 145(2015).
  4. Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. Populations and economic impacts of stable flies on cattle. Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).
  5. Taylor, D. B. Area-wide management of stable flies. Area-wide management of insect pests. Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. , in press (2017).
  6. Bishopp, F. C. The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest. J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).
  7. Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. Stable fly biology and control in northwest Florida. J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).
  8. Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium. J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).
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  10. Glaser, R. W. Rearing flies for experimental purposes with biological notes. J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).
  11. Melvin, R. Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle. J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).
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  13. Bridges, A. C., Spates, G. E. Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.). Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).
  14. Hogsette, J. A. New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory. J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).
  15. McGregor, W. S., Dreiss, J. M. Rearing stable flies in the laboratory. J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).
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  19. Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. Some improvements in rearing stable flies. J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).
  20. Zumpt, F. The stomoxyine biting flies of the world. , Gustav Fischer Verlag. Stuttgart. (1973).
  21. Wienhold, B. J., Taylor, D. B. Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska. Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).
  22. Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites. Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).
  23. Albuquerque, T. A., Zurek, L. Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness. Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).
  24. Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).
  25. Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae). Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).

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