この作品は、米陸軍医学研究および資材コマンド助成金＃05178001で神経疾患と脳卒中の国立研究所からNS041069 - 06でサポートされていました。我々は、プロトコル上で有益なコメントをジョエルVonnahmeに感謝。

1。 AGS神経幹細胞およびメディアの準備<ol><li>以前に9に記載の方法で分離された成体海馬のホッキョクジリス（AGS）神経幹細胞は、現在凍結バイアルとして市販品を入手することができます。細胞は、細胞が凍結状態のままことを確認するためにドライアイスを含む絶縁パッケージで一晩出荷されています。整合性を維持するために、° C、または液体窒素デュワーの気相で-150より低い温度で受領し、保管後直ちに細胞を解凍してください。 </li><li> agsNSC基礎培地を準備+ 5％FBSを95mlのagsNSC基礎培地に5 mLのFBSを（LS - 1012）を追加することによって、 </li><li> 50 mLのagsNSC基礎培地を500μLB - 27サプリメント（Invitrogen）を添加することによりagsNSC拡張培地を準備。使用するまで1mLのアリコート、-20℃で保存中にB27の残りの部分を分ける。 </li><li> agsNSC基礎培地の暖かい25mLの+ 5％FBSおよび37℃の水浴中でagsNSC拡張培地20ml。 </li><li>ポリ- L -オルニチンと拡張に使用されるコートフラスコ<ol><li>ポリ- L -オルニチン（10μg/ mL）を実用的なソリューションを解凍。 ° C一度融解した一ヶ月、最大2〜8の間でソリューションを保存する。 </li><li> one通気T - 75フラスコに8 mLのポリ- L -オルニチンワーキングソリューションを追加し、均等にフラスコの全培養表面上にソリューションを配布する。 （使用することができる他の培養容器のためのワーキング溶液の量を調整する0.5を使用してください- 10 cm 2で培養面当たり1.0 mLのポリ- L -オルニチンワーキングソリューションを） </li><li> 24時間以上、37℃でフラスコをインキュベートする。 （CO 2を追加することなくインキュベーターの使用は、ポリ- L -オルニチン被覆された培養容器のインキュベーションのために推奨されます。）コーティングフラスコをインキュベーターで2週間にするため、最大保存することができます。 </li><li>使用前に、フラスコからポリ- L -オルニチン、ワーキング溶液を吸引除去し、無菌組織培養グレードの水で2回洗浄。フラスコは、使用前にはほぼドライになるまで液体を吸引除去する。 </li></ol></li><li>デュワーからバイアルを取り出し、バイアルのキャップをしっかりとシールされていることを確認してください。バイアルがほぼ完全に解凍されるまで約60〜90秒のためのまたは37℃の水浴でバイアルの底半分を残してバイアルの上部を押しながら、氷の小さな量が依然として表示されるはずです。潜在的な汚染を避けるために、水をバイアルのキャップをしてください。 、雪解けを超えていないかなど、そうすることで細胞を損傷する恐れがあります。 </li><li> 70％エタノールまたはイソプロパノールとバイアルの外側をスプレーして、生物学的安全キャビネット内でバイアルを置きます。汚染やスプラッタを避けるために慎重にキャップを外します。 </li><li>優しく滅菌ピペットを用いてagsNSC基礎培地を1mL + 5％FBSを追加することで、バイアル内のセルを再サスペンド。暖かいagsNSC基礎培地25 mLに再懸濁した細胞を移し、+ 5％FBSを50 mL遠心管に。 </li><li>希釈細胞懸濁液で一回クライオバイアルをすすぐ。 6分間、150 xgで細胞を遠心分離します。最良の結果を得るには、個々の遠心タイプの速度を計算する。 </li><li>細胞がスピンダウンしている間、乾燥したポリ- L -オルニチン被覆したT - 75フラスコにagsNSC拡張培地10mlを追加し、RH FGF -ベーシック（40ng/mL）の40μLを加える。遠心分離の後、ペレットを吸引しないように注意しながら上澄み液を吸引除去する。 agsNSC拡張培地10mlに細胞を再懸濁する。 T - 75フラスコ内のメディアにagsNSC増殖培地に再懸濁した細胞を移す。 </li><li>ゆっくりと均等に容器内のセルを配布するために培養容器を左右に揺らし。 </li><li> 37℃、5％CO 2インキュベーター内で場所シード培養容器。細胞がフラスコに付着し、播種の2時間以内にプロセスを形成するために開始する必要があります。細胞が浮遊を維持し、培地内に設置丸めた場合には、5％FBSで細胞を遠心分離し、新鮮培地とフラスコと手順1.8から1.10までを実行します。 </li></ol> 2。 AgsNSCの拡大<ol><li> 2日間（〜48時間）細胞を解凍し、播種後、完全培地の交換は20 agsNSC拡張培地1mlを加えたRH FGF -基本の40μLのスパイクを使用して実行する必要があります。 </li><li> RHの40μLFGF -基本的な接種翌日にあるスパイクがフラスコ。細胞は、接種後第3または第4日目で75から80パーセントのコンフルエントに達したときにトリプシンできるようになります。培養は、より長いインキュベーションは、細胞が神経細胞や神経細胞に分化し始めることを可能にするので、予防接種が推奨されていない後4日以上のための未分化幹細胞は、手順3でトリプシン処理によりけがをする恐れがあります。 RH FGF - basicが最大1週間までは4℃で保存しても活性を維持することができます。より多くの時間が必要な場合はRH FGF -基本でも-20℃で一つの追加の凍結/融解を通過することができます。 </li></ol> 3。細胞のトリプシン処理<ol><li> agsNSCは3〜4日間接種した後に継代してください。 agsNSCが再び展開される場合、継代前に24時間と一週間の間にポリ- L -オルニチン被覆したフラスコを準備します。 </li><li>吸引する培養容器から培地。表面積の各75センチメートル2の容器に0.05％Trypsin/0.02％EDTA 2.5 mLの（CM - 0017）を追加します。すべての細胞をトリプシン/ EDTAでコーティングされるように静かに渦巻く。細胞は通常細胞の合流点に応じて、60秒以内に表面からデタッチし始める。トリプシン以上しない、そうすることとしては、細胞を損傷します。静かにいくつかの側面から培養容器をタップすると剥離を奨励する。 </li><li>細胞が切り離されると、agsNSC基礎培地10 mLを加え+ 5％FBSをフラスコに。ゆっくりとトリプシン溶液のすべてを確実にするために渦が中和される。無菌実験室の技術を使用して、agsNSC基礎培地5パーセントFBS 10mLを含有する滅菌遠心チューブに細胞をピペットで。 + agsNSC基礎培地の追加の10mLで再びフラスコを洗浄することにより、5％FBSを繰り返し、最初の洗浄と組み合わせる。 </li><li>前述のように6分間、150 xgで細胞を遠心分離します。遠心後、細胞がきれいに緩いペレットを形成すべきである。穏やかに10 mLのピペットを用いて2Xピペッティングによる遠心管から中和トリプシンと培地を吸引除去し、予め温めておいたagsNSC基礎培地10ml（毎T - 75フラスコ）+ 5％FBSに再度サスペンド細胞ペレット。下記のようにセル数を実行します。 </li></ol> 4。セルのめっきのための標準的な計算<ol><li>無菌操作、スワール細胞懸濁液を使用し、マイクロ遠心チューブに細胞懸濁液の15μLを転送する。 0.4％トリパンブルーの15μLを追加。穏やかに混合し、そのような会議を（カタログ＃1490：Hausser科学、カウンティングブライトラインとしてクリーンな血球計算盤のチャンバーのそれぞれに細胞懸濁液の10μLをロード<a href="http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm">http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm</a> ）。 </li><li>血球計算盤で4象限の最小値をカウントします。トリパンブルー陽性の青色の細胞が死んでいるとカウントされるべきではない。正確な細胞数の場合は、象限当たりのセルの最適な数は25から75セルになります。 </li><li>細胞をカウントした後、4象限の平均を計算する。 mL当たりの細胞数を決定するために10,000および希釈率で（推奨ボリュームを使用する場合は2）で細胞数の平均値を掛けます。合計パーセントの生存率が低く92％以上の場合、原因の数が存在する可能性があることに注意してください。低い可能性の一つの理由は、前のFBSとトリプシン中和に、トリプシン処理を超える可能性があります。もう一つの理由は、トリプシンの血清中濃度（FBS）が低すぎると細胞はトリプシン処理が続行されることがあります。第三に、細胞は幹細胞は、トリプシン処理中に怪我につながる、細胞間接触による差別化を引き起こして、あまりにも合流されている可能性があります。このメソッドは密接に続いている場合に3つ以上の倍加の収率は〜50万の初期数から&gt;400万細胞の集団を与えて、期待されることがあります。 </li></ol> 5。別の拡張フラスコの接種<ol><li>つの容器に接種するために必要なセルの合計数を決定するために、接種する容器の表面積（cm 2での）で（1cm 2当たり6600細胞またはT - 75フラスコ当たり500,000個の細胞）、目的の播種密度を掛けます。複数の容器を接種する場合は船舶の合計数によって、容器当たりのセル数を掛けます。各容器に接種するために必要な細胞懸濁液の体積（mL）を決定するために、細胞懸濁液中の生細胞/ mLの番号を使用して、1つの容器に接種するために必要なセル数を割ります。複数の容器を接種すると接種する船舶の総数で1容器に必要量を乗じて必要な細胞懸濁液の総体積を計算する場合。 </li><li>緩いペレットを残し、agsNSC基礎培地中の細胞の目的のボリューム+ 5％FBSを遠心分離します。通常、500,000個の細胞は、+5％FBSは前述のようagsNSC基礎培地に25 mLの合計量に取り込まれます。液体を吸引しagsNSC拡張培地10mlに緩いペレットを再サスペンドこの余分な遠心分離工程は、接種前にFBSを除去する必要がある。 T - 75フラスコに予め温めておいたagsNSC拡張培地10mlを追加。 T - 75フラスコに再懸濁した細胞懸濁液10mLを追加する次にRHフラスコにFGF -基本の40μLを加える。一度にで動作するようにフラスコの最大数を決定する際にはトリプシン処理し、接種が1.5時間よりも時間がかかるてはならないことを検討してください。数々のフラスコを使用している場合は一つには、完全なメディアの交換のための十分なメディアを持つ必要があります。 </li><li>やさしく均等に細胞を分散し、前述のように37℃、5％CO 2インキュベーター、中に培養容器を配置する左右にフラスコを揺らし。 </li></ol> 6。差別化のためのウェルプレートへの接種のための細胞の希釈<ol><li>任意のマルチウェルフォーマットが使用されていますが、BDアンジオジェネシスポリ- L -リジンコートした96ウェルプレートへの接種はdesされる可能性がありますここcribed。 96マルチウェルプレート用ウェル当たり0.2mLので接種するウェルの数を乗じて、実験に必要な細胞懸濁液の量を決定し、接種中にボリューム内の任意の損失をカバーする約10％を追加します。 75000細胞/ mLの細胞密度に希釈を計算する。 2％FBS（表1）の最終濃度を達成するために分化培地に添加するFBSの量を決定します。 FBSと分化培地を混ぜる。慎重にFBSと分化培地の計算量で細胞を混ぜる。 （注：遠心操作中に細胞がagsNSC基礎培地でいる+ 5％FBS FBSは、遠心操作中に細胞を保護し、細胞接着FBSがdifferentionを阻害促進するが、2％FBSを希釈すると、マルチウェル表面への細胞の接着を可能にする。。。 2％FBSは、その後の分化を促進するためにさらに希釈される。インスリン - トランスフェリン - セレン（ITS - E）も分化を促進するために分化培地に含まれています。 </li><li>バイオセーフティキャビネットでは、無菌combitipのリザーバーからのマルチチャンネルピペットと大型オリフィスのヒントを使用してポリ- L -リジンコートした96ウェルプレートの各ウェルに希釈した細胞懸濁液の200μlのを分注する。 37℃で1.5〜2時間プレートをインキュベート° C、5％CO 2。細胞が接続した後、120〜約90分後に、慎重に各ウェルを使用して、大きなオリフィスピペットの先端から培地の50％（96ウェルプレートに100μL）を取り外します。慎重に再び大規模なオリフィスのピペットチップを使用して、暖かいagsNSC分化培地で削除ボリュームを交換してください。 （標準オリフィスのヒントを使用すると、細胞を傷つける可能性があります）。 </li><li>二日接種後（〜48時間）、agsNSC分化培地と大きなオリフィスのピペットチップを使用して50％の培地交換を行います。 </li></ol> 7。ニューロンのメンテナンス<ol><li>指示通りNeuraLife、グルタミンおよびB27を使用して神経維持培地を準備します。神経細胞維持培地は毎週準備する必要があります。 </li><li>最後agsNSC分化培地の変化、通常は4日目接種後二日後には、神経維持培地を使用して50％の培地交換を行います。 </li><li> 2〜3日おき神経維持培地を使用して50％の培地の交換を実行し続けます。神経突起は、ニューロン維持培地に変更し数日以内に表示されます。細胞は、神経維持培地に転送されるの3週間以内にご使用ください。ニューロンは、市販の神経細胞のマーカーの数を用いて同定することができる。アストロサイトはまた、常に観察される。 </li><li>文化集団は、通常、全細胞数に対する神経細胞の40％以上の比率を表す。 NeuraLife以外のニューロンの保守メディアの使用は、形態学的に成熟して見ていないとのような文化の中で長く生存することはできません劣るセルを提供することがあります。 </li></ol> 8。代表的な結果： ホッキョクジリスの成体神経幹細胞は500,000-600,000 cells/75mmフラスコに接種した場合、少なくとも二つの経路の場合は3〜5日間毎に24時間を倍増していきます。これらの細胞は容易にbasicFGFとB27の除去および1-2％のFBSと1％のインスリン/トランスフェリン/セレンの存在と区別されます、とTUJ1（Covance）14-21日以内に陽性ニューロン（図2参照）になります。全細胞に対する神経細胞の比率は、文化の年齢に依存して40から60パーセント、（図3）の間になります。神経細胞は、少なくとも21日後に播種を介して12日後に播種から実験に利用することができる。 <img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig1.jpg" alt="図1" /> 図1。 AGS成体海馬神経幹細胞の顕微鏡写真。 ポリ- L -オルニチン被覆したフラスコにagsNSC基礎培地で成長の3日後のAGSの成体海馬神経幹細胞の位相顕微鏡写真。ダブリングはおよそ24時間に発生します。 100Xの倍率での写真。 <img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig2.jpg" alt="図2" /> 図2。差別化されたAGS成体海馬神経幹細胞の蛍光顕微鏡写真 AGS神経幹細胞は、前の固定から17日間以上Neuralifeに保持されて、4日間分化のメディアを行った。細胞を4％パラホルムアルデヒドとInvitrogenからTUJ1一次抗体（Covance）およびAlexa Fluor 568二次抗体（緑色）を使用して同定された神経細胞で固定した。ヘキスト染料33343は、すべての核（青色）を染色するために追加されました。細胞数、ニューロンの数とニューロンの比率は、神経突起伸長のソフトウェアとセロミクスからArrayscan楽器を用いて測定した。この写真は約57％のニューロンを表しています。 10X倍率<img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig3.jpg" alt="図3" /> 図3。ニューロンの数字と3での差別化AGS神経幹細胞のニューロンの比率文化の年齢 AGS神経幹細胞は、前に固定の12、15および17日間Neuralifeに保持されて、4日間分化のメディアを行った。細胞を固定し、神経細胞はTUJ1一次抗体（Covance）と同定された。 Hoechst色素は、全細胞の識別のためのすべての核を染色するために追加されました。細胞数、ニューロンの数とパーセントのニューロンの比は、神経突起伸長のソフトウェアとセロミクスからArrayscan楽器を用いて測定した。値は、条件ごとに15の井戸+ SDの平均値を表しています。 継代と播種で使用されている表1サンプルの計算<ol><li> 70万細胞/ mLの細胞懸濁液を使用する</li><li> 75000細胞/ mLまたは各ウェルに0.2 mLの体積のウェルあたり15,000細胞の細胞密度を使用する。 </li><li>よく= 19.2 mLまたは所望の最終容積21 mLの0.2 mLで96ウェルを接種する。 </li><li> （最終濃度xの最終容積）÷初期濃度=初期ボリューム （21 mLのX 75000細胞/ mL）÷ 700,000 = 2.25 mLの</li><li>細胞懸濁液中のFBSのボリューム。 2.25 mLの= 2.25 mLの× 0.05 = 0.1125 mLの</li><li> FBSの容積は21 mLの= 21 mLのX 0.02 = 0.42 mLを必要と</li><li>分化培地に追加するFBSの体積= 0.42 mLの - 0.1125 mLの= 0.3075 mLの</li><li>分化培地の量は= 21 mLの - 2.25 mLの細胞懸濁液 - 0.3075 mLの5％FBS = 18.44 mLであった。 </li><li> 0.308 mLのFBSを18.44 mLの分化培地を組み合わせて、細胞懸濁液の2.25 mLを加える。 </li></ol>

<ol>
	<li>Barnes, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Freeze+avoidance+in+a+mammal:+body+temperatures+below+0+degree+C+in+an+Arctic+hibernator.">Freeze avoidance in a mammal: body temperatures below 0 degree C in an Arctic hibernator.</a> Science. 244, 1593-1595 (1989).</li><li>Dave, K. R., Prado, R., Raval, A. P., Drew, K. L., Perez-Pinzon, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Arctic+ground+squirrel+brain+is+resistant+to+injury+from+cardiac+arrest+during+euthermia.">The Arctic ground squirrel brain is resistant to injury from cardiac arrest during euthermia.</a> Stroke. 37, 1261-1265 (2006).</li><li>Dave, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+kinase+C+epsilon+activation+delays+neuronal+depolarization+during+cardiac+arrest+in+the+euthermic+arctic+ground+squirrel.">Protein kinase C epsilon activation delays neuronal depolarization during cardiac arrest in the euthermic arctic ground squirrel.</a> J Neurochem. 110, 1170-1179 (2009).</li><li>Ross, A. P., Christian, S. L., Zhao, H. W., Drew, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+tolerance+to+oxygen+and+nutrient+deprivation+and+N-methyl-D-aspartate+in+cultured+hippocampal+slices+from+hibernating+Arctic+ground+squirrel.">Persistent tolerance to oxygen and nutrient deprivation and N-methyl-D-aspartate in cultured hippocampal slices from hibernating Arctic ground squirrel.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 26, 1148-1156 (2006).</li><li>Christian, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arctic+ground+squirrel+(Spermophilus+parryii)+hippocampal+neurons+tolerate+prolonged+oxygen-glucose+deprivation+and+maintain+baseline+ERK1/2+and+JNK+activation+despite+drastic+ATP+loss.">Arctic ground squirrel (Spermophilus parryii) hippocampal neurons tolerate prolonged oxygen-glucose deprivation and maintain baseline ERK1/2 and JNK activation despite drastic ATP loss.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 28, 1307-1319 (2008).</li><li>Jin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+stroke-induced+neurogenesis+in+the+human+brain.">Evidence for stroke-induced neurogenesis in the human brain.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 13198-13202 (2006).</li><li>Maysami, S., Lan, J. Q., Minami, M., Simon, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proliferating+progenitor+cells:+a+required+cellular+element+for+induction+of+ischemic+tolerance+in+the+brain.">Proliferating progenitor cells: a required cellular element for induction of ischemic tolerance in the brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 28, 1104-1113 (2008).</li><li>Sung, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia/reoxygenation+stimulates+proliferation+through+PKC-dependent+activation+of+ERK+and+Akt+in+mouse+neural+progenitor+cells.">Hypoxia/reoxygenation stimulates proliferation through PKC-dependent activation of ERK and Akt in mouse neural progenitor cells.</a> Neurochem Res. 32, 1932-1939 (2007).</li><li>Brewer, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+culture+of+adult+rat+hippocampal+neurons.">Isolation and culture of adult rat hippocampal neurons.</a> J Neurosci Methods. 71, 143-155 (1997).</li><li>Palmer, T. D., Takahashi, J., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+adult+rat+hippocampus+contains+primordial+neural+stem+cells.">The adult rat hippocampus contains primordial neural stem cells.</a> Mol Cell Neurosci. 8, 389-404 (1997).</li></ol>

JAケレハー - アンダーソンNeuronascentの創設者であり、ホッキョクジリスの特許出願の発明者です。 NeuronascentはAGSメディアと幹細胞の販売に応じたロイヤルティを受け取ります。 RCマギーは、メディアとAGS神経幹細胞を分配するライフライン、（株）で採用されている。

AGS成体神経幹細胞は強固であり、それらの基本的な神経幹細胞の性質の研究のための神経幹細胞の優秀な源となっ多数の通路を拡張することができます。膨張率は、約1倍ごとに24時間ですが、細胞間の接触は、星状膠細胞への分化を支持するため、これらの細胞は、前に到達合流へ継代する必要があります。接触を介したの分化は、したがって、差別化はトリプシン処理し、通過する前に始...

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		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>agsNSC</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lifeline</td>
<td>FC-0004</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>agsNSC Expansion kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lifeline</td>
<td>LL-0008</td>
<td>Alternative source for DMEM/F12, B27 and rhFGFb (<a href="http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com</a>)</td>
</tr>
<tr>
<td>agsNSC differentiation kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lifeline</td>
<td>LL-0009</td>
<td>Alternative source for DMEM/F12 and ITS-x (<a href="http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com</a>)</td>
</tr>
<tr>
<td>NeuraLife maintenance media kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lifeline</td>
<td>LL-0012</td>
<td>Alternative sources are NeuraBasal (LifeLine) or Neurobasal (in vitrogen), glutamine and B27 (<a href="http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com</a>)Differentiated cells are maintained for up to 3 weeks in NeuroLife, but no more than 2 weeks in Neurobasal (<a href="http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com</a>)</td>
</tr>
<tr>
<td>Micrometer (such as a Bright Line Counting Chamber)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hausser Scientific</td>
<td>1490</td>
<td><a href="http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm">http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm</a></td>
</tr>
<tr>
<td>Biocoat Poly-L-Lysine coated 96 well plates</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BDBioscience</td>
<td>356516</td>
<td><a href="http://www.bdbiosciences.com">www.bdbiosciences.com</a></td>
</tr>
<tr>
<td>Large orifice pipette tips</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>02-707-141</td>
<td>Avoids neuronal cell damage when pippetting. <a href="http://www.fishersci.com">http://www.fishersci.com</a></td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

growth and differentiation of adult hippocampal arctic ground squirrel neural stem cells

北極ジリス（Urocitellus parryii、AGSは、1）凍結近くまたは下の中核体温で冬眠する能力内で一意です。これらの動物はまた、 インビボ 2,3 の脳と生体 4,5 における酸素-グルコース欠乏に虚血性損傷をレジスト。これらのユニークな資質は、傷害や虚血による細胞死と非常に低温を耐えるためにAGSのニューロンの容量を占めることができる固有の神経細胞の特性を調べるためにAGSの神経細胞を分離するために弾みを提供。これらの細胞の特徴的な性質を可能にする特定するタンパク質や遺伝子のターゲットは、虚血性適応症の数のためにと耐寒性の研究のための効果的な治療法の発見に役立つ可能性。大人AGSの海馬は、文化の中でこれらの幹細胞の容易な拡張を可能にする、増殖を続ける神経幹細胞が含まれています。ここでは、研究者が目的の任意の数のためにこれらの幹細胞と分化した神経細胞を利用することができる方法を説明します。分裂細胞の数を最小限に抑えるために有毒な化学薬品を使用せずに密接に次の手順を実行して、AGSの神経幹細胞は、2つの通路以上によって拡張することができますし、TUJ1陽性ニューロン（〜50％）の高い文化に分化した。虚血は神経新生6、MEK / ERKおよびPI3K/AKTの生存シグナル伝達経路生体 7 および in vitro 8（ケレハー-アンダーソン、ドリューら 、準備中） における虚血耐性に寄与するを経由して進行する神経新生を誘導する。これらのユニークな神経細胞のさらなる特徴は、これらのメソッドの一部またはすべてを使用して、多くの面に進めることができます。

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Growth and Differentiation of Adult Hippocampal Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

神経幹細胞は、成人の非冬眠年子北極ジリス（AGS）の海馬から調製した。これらの神経幹細胞は、グリア培養とほぼ50:50ニューロンとして、数多くの通路を通って拡大して区別し、維持することができます。

成人海馬ホッキョクジリス神経幹細胞の増殖と分化

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These ...

growth-differentiation-adult-hippocampal-arctic-ground-squirrel

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.5K ビュー.  University of Alaska at Fairbanks. 神経幹細胞は、成人の非冬眠年子北極ジリス（AGS）の海馬から調製した。これらの神経幹細胞は、グリア培養とほぼ50:50ニューロンとして、数多くの通路を通って拡大して区別し、維持することができます。

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Isolation and Expansion of the Adult Mouse Neural Stem Cells Using the Neurosphere Assay

Isolation and expansion of the putative neural stem cells (NSCs) from the adult murine brain was first described by Reynolds and Weiss in 1992 employing a chemically defined serum-free culture system known as the neurosphere assay (NSA). In this assay, the majority of differentiated cell types die within a few days of culture but a small population of growth factor responsive precursor cells undergo active proliferation in the presence of epidermal growth factor (EGF) and/ basic fibroblastic growth factor (bFGF). These cells form colonies of undifferentiated cells called neurospheres, which in turn can be subcultured to expand the pool of neural stem cells. Moreover, the cells can be induced to differentiate, generating the three major cell types of the CNS i.e. neurons, astrocytes, and oligodendrocytes. This assay provides an invaluable tool to supply a consistent, renewable source of undifferentiated CNS precursors, which could be used for in vitro studies and also for therapeutic purposes.
This video demonstrates the NSA method to generate and expand NSCs from the adult mouse periventricular region, and provides technical insights to ensure one can achieve reproducible neurosphere cultures. The procedure includes harvesting the brain from the adult mouse, micro-dissection of the periventricular region, tissue preparation and culture in the NSA. The harvested tissue is first chemically digested using trypsin-EDTA and then mechanically dissociated in NSC medium to achieve a single cell suspension and finally plated in the NSA. After 7-10 days in culture, the resulting primary neurospheres are ready for subculture to reach the amount of cells required for future experiments.

This video protocol demonstrates the neurosphere assay method to generate and expand neural stem cells from the adult mouse periventricular region, and provides technical insights to ensure one can achieve reproducible neurosphere cultures.

ニューロスフェアのアッセイを使用して成体マウス神経幹細胞の単離と拡大

Isolation and expansion of the putative neural stem cells (NSCs) from the adult murine brain was first described by Reynolds and Weiss in 1992 employing a ...

神経科学

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for tissue formation during embryonic development and tissue homeostasis during adulthood 1. Currently, great efforts are invested towards controlling the switch of somatic stem cells from expansion to differentiation because this is thought to be fundamental for developing novel strategies for regenerative medicine 1,2. However, a major challenge in the study and use of somatic stem cell is that their expansion has been proven very difficult to control.
Here we describe a system that allows the control of neural stem/progenitor cell (altogether referred to as NSC) expansion in the mouse embryonic cortex or the adult hippocampus by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, a major regulator of the G1 phase of the cell cycle and somatic stem cell differentiation 3,4. Specifically, two different approaches are described by which the cdk4/cyclinD1 complex is overexpressed in NSC in vivo. By the first approach, overexpression of the cell cycle regulators is obtained by injecting plasmids encoding for cdk4/cyclinD1 in the lumen of the mouse telencephalon followed by in utero electroporation to deliver them to NSC of the lateral cortex, thus, triggering episomal expression of the transgenes 5-8. By the second approach, highly concentrated HIV-derived viruses are stereotaxically injected in the dentate gyrus of the adult mouse hippocampus, thus, triggering constitutive expression of the cell cycle regulators after integration of the viral construct in the genome of infected cells 9. Both approaches, whose basic principles were already described by other video protocols 10-14, were here optimized to i) reduce tissue damage, ii) target wide portions of very specific brain regions, iii) obtain high numbers of manipulated cells within each region, and iv) trigger high expression levels of the transgenes within each cell. Transient overexpression of the transgenes using the two approaches is obtained by different means i.e. by natural dilution of the electroporated plasmids due to cell division or tamoxifen administration in Cre-expressing NSC infected with viruses carrying cdk4/cyclinD1 flanked by loxP sites, respectively 9,15.
These methods provide a very powerful platform to acutely and tissue-specifically manipulate the expression of any gene in the mouse brain. In particular, by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, our system allows the temporal control of NSC expansion and their switch to differentiation, thus, ultimately increasing the number of neurons generated in the mammalian brain. Our approach may be critically important for basic research and using somatic stem cells for therapy of the mammalian central nervous system while providing a better understanding of i) stem cell contribution to tissue formation during development, ii) tissue homeostasis during adulthood, iii) the role of adult neurogenesis in cognitive functions, and perhaps, iv) better using somatic stem cells in models of neurodegenerative diseases.

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Controlling the expansion of somatic stem cells is a major factor hampering their study and use in therapy. Here we describe a system to temporally control neural stem cells expansion during development and adulthood, which can be used to increase the number of neurons generated in the mouse brain.

によって胚および成体神経幹細胞の拡大<em&gt;子宮内</em&gt;エレクトロポレーションまたはウイルス定位注射

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Isolation and Culture of Neural Crest Cells from Embryonic Murine Neural Tube

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to mesenchymal transition (EMT) and migrates throughout the embryo, giving rise to diverse cell types 1-3. NC also has the unique ability to influence the differentiation and maturation of target organs4-6. When explanted in vitro, NC progenitors undergo self-renewal, migrate and differentiate into a variety of tissue types including neurons, glia, smooth muscle cells, cartilage and bone. 
NC multipotency was first described from explants of the avian neural tube7-9. In vitro isolation of NC cells facilitates the study of NC dynamics including proliferation, migration, and multipotency. Further work in the avian and rat systems demonstrated that explanted NC cells retain their NC potential when transplanted back into the embryo10-13. Because these inherent cellular properties are preserved in explanted NC progenitors, the neural tube explant assay provides an attractive option for studying the NC in vitro. 
To attain a better understanding of the mammalian NC, many methods have been employed to isolate NC populations. NC-derived progenitors can be cultured from post-migratory locations in both the embryo and adult to study the dynamics of post-migratory NC progenitors11,14-20, however isolation of NC progenitors as they emigrate from the neural tube provides optimal preservation of NC cell potential and migratory properties13,21,22. Some protocols employ fluorescence activated cell sorting (FACS) to isolate a NC population enriched for particular progenitors11,13,14,17. However, when starting with early stage embryos, cell numbers adequate for analyses are difficult to obtain with FACS, complicating the isolation of early NC populations from individual embryos. Here, we describe an approach that does not rely on FACS and results in an approximately 96% pure NC population based on a Wnt1-Cre activated lineage reporter23. 
The method presented here is adapted from protocols optimized for the culture of rat NC11,13. The advantages of this protocol compared to previous methods are that 1) the cells are not grown on a feeder layer, 2) FACS is not required to obtain a relatively pure NC population, 3) premigratory NC cells are isolated and 4) results are easily quantified. Furthermore, this protocol can be used for isolation of NC from any mutant mouse model, facilitating the study of NC characteristics with different genetic manipulations. The limitation of this approach is that the NC is removed from the context of the embryo, which is known to influence the survival, migration and differentiation of the NC2,24-28.

Isolation of embryonic neural crest from the neural tube facilitates the use of in vitro methods for studying migration, self-renewal, and multipotency of neural crest.

胎児マウス神経管から神経堤細胞の単離および培養

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to ...

Promotion of Survival and Differentiation of Neural Stem Cells with Fibrin and Growth Factor Cocktails after Severe Spinal Cord Injury

Neural stem cells (NSCs) can self-renew and differentiate into neurons and glia. Transplanted NSCs can replace lost neurons and glia after spinal cord injury (SCI), and can form functional relays to re-connect spinal cord segments above and below a lesion. Previous studies grafting neural stem cells have been limited by incomplete graft survival within the spinal cord lesion cavity. Further, tracking of graft cell survival, differentiation, and process extension had not been optimized. Finally, in previous studies, cultured rat NSCs were typically reported to differentiate into glia when grafted to the injured spinal cord, rather than neurons, unless fate was driven to a specific cell type. To address these issues, we developed new methods to improve the survival, integration and differentiation of NSCs to sites of even severe SCI. NSCs were freshly isolated from embryonic day 14 spinal cord (E14) from a stable transgenic Fischer 344 rat line expressing green fluorescent protein (GFP) and were embedded into a fibrin matrix containing growth factors; this formulation aimed to retain grafted cells in the lesion cavity and support cell survival. NSCs in the fibrin/growth factor cocktail were implanted two weeks after thoracic level-3 (T3) complete spinal cord transections, thereby avoiding peak periods of inflammation. Resulting grafts completely filled the lesion cavity and differentiated into both neurons, which extended axons into the host spinal cord over remarkably long distances, and glia. Grafts of cultured human NSCs expressing GFP resulted in similar findings. Thus, methods are defined for improving neural stem cell grafting, survival and analysis of in vivo findings.

Fibrin matrices containing growth factors were used to retain grafted neural stem cells into sites of complete spinal cord transection. Grafted cells completely filled the lesion cavity and differentiated into multiple neural cell types, including neurons that extended axons into host spinal cord over long distances.

重度の脊髄損傷後のフィブリンおよび成長因子カクテル神経幹細胞の生存と分化の促進

Neural stem cells (NSCs) can self-renew and differentiate into neurons and glia. Transplanted NSCs can replace lost neurons and glia after spinal cord ...

Growing Neural Stem Cells from Conventional and Nonconventional Regions of the Adult Rodent Brain

Recent work demonstrates that central nervous system (CNS) regeneration and tumorigenesis involves populations of stem cells (SCs) resident within the adult brain. However, the mechanisms these normally quiescent cells employ to ensure proper functioning of neural networks, as well as their role in recovery from injury and mitigation of neurodegenerative processes are little understood. These cells reside in regions referred to as &#34;niches&#34; that provide a sustaining environment involving modulatory signals from both the vascular and immune systems. The isolation, maintenance, and differentiation of CNS SCs under defined culture conditions which exclude unknown factors, makes them accessible to treatment by pharmacological or genetic means, thus providing insight into their in vivo behavior. Here we offer detailed information on the methods for generating cultures of CNS SCs from distinct regions of the adult brain and approaches to assess their differentiation potential into neurons, astrocytes, and oligodendrocytes in vitro. This technique yields a homogeneous cell population as a monolayer culture that can be visualized to study individual SCs and their progeny. Furthermore, it can be applied across different animal model systems and clinical samples, being used previously to predict regenerative responses in the damaged adult nervous system.

Neural stem cells harvested from the adult brain are increasing utilized in applications ranging from the basic research of nervous system development to exploring potential clinical applications in regenerative medicine. This makes rigorous control in the isolation and culturing conditions used to grow these cells critical to sound experimental outcomes.

大人の齧歯類の脳の従来の従来にない地域から神経幹細胞を増殖させる

Recent work demonstrates that central nervous system (CNS) regeneration and tumorigenesis involves populations of stem cells (SCs) resident within the ...

One Mouse, Two Cultures: Isolation and Culture of Adult Neural Stem Cells from the Two Neurogenic Zones of Individual Mice

The neurosphere assay and the adherent monolayer culture system are valuable tools to determine the potential (proliferation or differentiation) of adult neural stem cells in vitro. These assays can be used to compare the precursor potential of cells isolated from genetically different or differentially treated animals&#160;to determine the effects of exogenous factors on neural precursor cell proliferation and differentiation and to generate neural precursor cell lines that can be assayed over continuous passages. The neurosphere assay is traditionally used for the post-hoc identification of stem cells, primarily due to the lack of definitive markers with which they can be isolated from primary tissue&#160;and has the major advantage of giving a quick estimate of precursor cell numbers in brain tissue derived from individual animals. Adherent monolayer cultures, in contrast, are not traditionally used to compare proliferation between individual animals, as each culture is generally initiated from the combined tissue of between 5-8 animals. However, they have the major advantage that, unlike neurospheres, they consist of a mostly homogeneous population of precursor cells and are useful for following the differentiation process in single cells. Here, we describe, in detail, the generation of neurosphere cultures and, for the first time, adherent cultures from individual animals. This has many important implications including paired analysis of proliferation and/or differentiation potential in both the subventricular zone (SVZ) and dentate gyrus (DG) of treated or genetically different mouse lines, as well as a significant reduction in animal usage.

Here we describe a detailed protocol for the simultaneous generation of neural precursor cell cultures, as either adherent monolayers or neurospheres, from the subventricular zone and dentate gyrus of individual adult mice.

マウスを一回、二つの文化：個々のマウスの二つの神経原性のゾーンから成体神経幹細胞の単離および培養

The neurosphere assay and the adherent monolayer culture system are valuable tools to determine the potential (proliferation or differentiation) of adult ...

Enumeration of Neural Stem Cells Using Clonal Assays

Neural stem cells (NSCs) have the ability to self-renew and generate the three major neural lineages &#8212; astrocytes, neurons and oligodendrocytes. NSCs and neural progenitors (NPs) are commonly cultured in vitro as neurospheres. This protocol describes in detail how to determine the NSC frequency in a given cell population under clonal conditions. The protocol begins with the seeding of the cells at a density that allows for the generation of clonal neurospheres. The neurospheres are then transferred to chambered coverslips and differentiated under clonal conditions in conditioned medium, which maximizes the differentiation potential of the neurospheres. Finally, the NSC frequency is calculated based on neurosphere formation and multipotency capabilities. Utilities of this protocol include the evaluation of candidate NSC markers, purification of NSCs, and the ability to distinguish NSCs from NPs. This method takes 13 days to perform, which is much shorter than current methods to enumerate NSC frequency.

Neural stem cells (NSCs) refer to cells&#160;which can self-renew and differentiate into the three neural lineages. Here, we describe a protocol to determine NSC frequency in a given cell population using neurosphere formation and differentiation under clonal conditions.

クローンのアッセイを用いて神経幹細胞の列挙

Neural stem cells (NSCs) have the ability to self-renew and generate the three major neural lineages &#8212; astrocytes, neurons and oligodendrocytes. ...

Isolation and Culture of Adult Neural Stem Cells from the Mouse Subcallosal Zone

Adult neural stem cells (aNSCs) can be used for the regeneration of damaged brain tissue. NSCs have the potential for differentiation and proliferation into three types of cells: neurons, astrocytes, and oligodendrocytes. Identifying aNSC-derived regions and characterizing the aNSC properties are critical for the potential use of aNSCs and for the elucidation of their role in neural regeneration. The subcallosal zone (SCZ), located between white matter and the hippocampus, has recently been reported to contain aNSCs and continuously give rise to neuroblasts. A low percentage of aNSCs from the SCZ is differentiated into neurons; most cells are differentiated into glial cells, such as oligodendrocytes and astrocytes. These cells are suggested to have a therapeutic potential for traumatic cortical injury. This protocol describes in detail the process to generate SCZ-aNSCs from an adult mouse brain. A brain matrix with intervals of 1 mm is used to obtain the SCZ-containing coronal slices and to precisely dissect the SCZ from the whole brain. The SCZ sections are initially subjected to a neurosphere culture. A well-developed culture system allows for the verification of their characteristics and can increase research on NSCs. A neurosphere culture system provides a useful tool for determining proliferation and collecting the genuine NSCs. A monolayer culture is also an in vitro system to assay proliferation and differentiation. Significantly, this culture system provides a more homogenous environment for NSCs than the neurosphere culture system. Thus, using a discrete brain region, these culture systems will be helpful for expanding our knowledge about aNSCs and their applications for therapeutic uses.

Establishing culture systems for the expansion of adult neural stem cells (aNSCs) allows for the examination and application of aNSCs for therapy. The subcallosal zone (SCZ) has recently been recognized as a novel neuroblast-forming region in adult mice. Here, methods for the isolation, expansion, and differentiation of SCZ-aNSCs are described.

マウス梁下ゾーンから成体神経幹細胞の単離および培養

Adult neural stem cells (aNSCs) can be used for the regeneration of damaged brain tissue. NSCs have the potential for differentiation and proliferation ...

Assaying Circuit Specific Regulation of Adult Hippocampal Neural Precursor Cells

Adult neurogenesis is a dynamic process by which newly activated neural stem cells (NSCs) in the subgranular zone (SGZ) of the dentate gyrus (DG) generate new neurons, which integrate into an existing neural circuit and contribute to specific hippocampal functions. Importantly, adult neurogenesis is highly susceptible to environmental stimuli, which allows for activity-dependent regulation of various cognitive functions. A vast range of neural circuits from various brain regions orchestrates these complex cognitive functions. It is therefore important to understand how specific neural circuits regulate adult neurogenesis. Here, we describe a protocol to manipulate neural circuit activity using designer receptor exclusively activated by designer drugs (DREADDs) technology that regulates NSCs and newborn progeny in rodents. This comprehensive protocol includes stereotaxic injection of viral particles, chemogenetic stimulation of specific neural circuits, thymidine analog administration, tissue processing, immunofluorescence labeling, confocal imaging, and imaging analysis of various stages of neural precursor cells. This protocol provides detailed instructions on antigen retrieval techniques used to visualize NSCs and their progeny and describes a simple, yet effective way to modulate brain circuits using clozapine N-oxide (CNO) or CNO-containing drinking water and DREADDs-expressing viruses. The strength of this protocol lies in its adaptability to study a diverse range of neural circuits that influence adult neurogenesis derived from NSCs.

The goal of this protocol is to describe an approach for analyzing behavior of adult neural stem/progenitor cells in response to chemogenetic manipulation of a specific local neural circuit.

成人海馬神経前駆細胞のアッセイ回路特異的調節

Adult neurogenesis is a dynamic process by which newly activated neural stem cells (NSCs) in the subgranular zone (SGZ) of the dentate gyrus (DG) generate ...

High-Content Screening Differentiation and Maturation Analysis of Fetal and Adult Neural Stem Cell-Derived Oligodendrocyte Precursor Cell Cultures

The main hurdle in developing drug screening techniques for assessing the efficacy of therapeutic strategies in complex diseases is striking a balance between in vitro simplification and recreating the complex in vivo environment, along with the main aim, shared by all screening strategies, of obtaining robust and reliable data, highly predictive for in vivo translation.
In the field of demyelinating diseases, the majority of drug screening strategies are based on immortalized cell lines or pure cultures of isolated primary oligodendrocyte precursor cells (OPCs) from newborn animals, leading to strong biases due to the lack of age-related differences and of any real pathological condition or complexity.
Here we show the setup of an in vitro system aimed at modeling the physiological differentiation/maturation of neural stem cell (NSC)-derived OPCs, easily manipulated to mimic pathological conditions typical of demyelinating diseases. Moreover, the method includes isolation from fetal and adult brains, giving a system which dynamically differentiates from OPCs to mature oligodendrocytes (OLs) in a spontaneous co-culture which also includes astrocytes. This model physiologically resembles the thyroid hormone-mediated myelination and myelin repair process, allowing the addition of pathological interferents which model disease mechanisms. We show how to mimic the two main components of demyelinating diseases (i.e., hypoxia/ischemia and inflammation), recreating their effect on developmental myelination and adult myelin repair and taking all the cell components of the system into account throughout, while focusing on differentiating OPCs.
This spontaneous mixed model, coupled with cell-based high-content screening technologies, allows the development of a robust and reliable drug screening system for therapeutic strategies aimed at combating the pathological processes involved in demyelination and at inducing remyelination.

We describe the production of mixed cultures of astrocytes and oligodendrocyte precursor cells derived from fetal or adult neural stem cells differentiating into mature oligodendrocytes, and in vitro modeling of noxious stimuli. The coupling with a cell-based high-content screening technique builds a reliable and robust drug screening system.

胎児および成人神経幹細胞由来オリゴデンドロビテ前駆細胞培養の高含有スクリーニング分化と成熟解析

The main hurdle in developing drug screening techniques for assessing the efficacy of therapeutic strategies in complex diseases is striking a balance ...