Este trabajo fue apoyado por el Ejército de los EE.UU. de Investigación Médica y Material comando GRANT # 05178001 y NS041069-06 del Instituto Nacional de Trastornos Neurológicos y Accidentes Cerebrovasculares. Agradecemos a Joel Vonnahme por sus valiosos comentarios sobre el protocolo.

1. AGS de células madre neurales y la preparación de medios <ol><li> Adulto ardilla de tierra ártica del hipocampo (AGS), las células madre neurales aisladas en una manera previamente descrita 9 ahora se puede obtener comercialmente como viales congelados. Las células son enviadas durante la noche en los paquetes de aislamiento que contienen hielo seco para asegurarse de que las células permanecen en un estado crioconservados. Para mantener la integridad, descomprimir las células inmediatamente después de recibir y almacenar a precios inferiores a -150 ° C, o en la fase de vapor de nitrógeno líquido Dewar. </li><li> Preparar el medio basal agsNSC + 5% de SFB mediante la adición de 5 ml de FBS (LS-1012) a 95 ml de medio basal agsNSC </li><li> Preparar el medio de expansión agsNSC añadiendo 500 B-27 l Suplemento (Invitrogen) a 50 ml de medio agsNSC basal. Divide el resto de la B27 en 1 ml alícuotas y guardar a -20 ° C hasta su uso. </li><li> Caliente 25 ml de medio basal agsNSC + 5% de SFB y 20 ml de medio de expansión agsNSC en un baño de agua 37 ° C. </li><li> Frascos de abrigo para la expansión con poli-L-ornitina <ol><li> Descongele la solución de poli-L-ornitina (10 mg / mL) de trabajo. Guarde la solución a 2-8 ° C hasta por un mes, una vez descongelado. </li><li> Añadir 8 ml de solución de poli-L-ornitina trabajando para una ventilación T-75 frasco y distribuir uniformemente la solución sobre la superficie de cultivo de todo el frasco. (Ajuste la cantidad de la solución de trabajo en los buques de otras culturas que pueden ser utilizados Use 0,5 -.. 1,0 ml de poli-L-ornitina solución de trabajo por 10 cm de la superficie de cultivo 2) </li><li> Incubar frascos a 37 ° C durante un mínimo de 24 horas. (El uso de una incubadora sin adición de CO 2 es el preferido para la incubación de poli-L-ornitina recipientes de cultivo cubierto.) Frascos recubierto puede ser almacenado hasta por dos semanas en la incubadora. </li><li> Antes de su uso, aspirar poli-L-ornitina solución de trabajo del frasco y lavar dos veces con agua estéril de cultivo de tejidos de grado. Aspirar el contenido hasta que el frasco está casi seco antes de usarlo. </li></ol></li><li> Saca una ampolla de la Dewar y comprobar que el tapón del vial está bien sellada. Mantenga la parte superior del frasco dejando la mitad inferior del vial en un baño de agua 37 º C durante unos 60-90 segundos o hasta que se vial es casi completamente descongelado, una pequeña cantidad de hielo aún debe ser visible. Para evitar una posible contaminación, mantenga la tapa del frasco fuera del agua. No más de deshielo, ya que podría dañar las células. </li><li> Rocíe el exterior del vial con el 70% de etanol o isopropanol, a continuación, coloque el frasco en una cabina de seguridad biológica. Retire la tapa con cuidado para evitar la contaminación o salpicaduras. </li><li> Suavemente volver a suspender las células en el vial mediante la adición de 1 ml de medio basal agsNSC + 5% de SFB con una pipeta estéril. Transferencia de las células suspendidas de nuevo a 25 ml de agua tibia Medio Basal agsNSC + 5% de SFB en un tubo de centrífuga de 50 ml. </li><li> Enjuague la crio-vial una vez con la suspensión celular diluida. Centrifugar las células a 150 xg durante 6 minutos. Para mejores resultados, calcular la velocidad del centrifugado para cada tipo de persona. </li><li> Mientras que las células están girando hacia abajo, agregar 10 ml de medio de expansión agsNSC a la seca poli-L-ornitina T-75 recubierto matraz y agregar 40 ml de FGF-rh básicos (40ng/mL). Después de la centrifugación, se aspira el líquido sobrenadante, teniendo cuidado de no aspirar el pellet. Vuelva a suspender las células en 10 ml de medio de expansión agsNSC. Transferencia de las células suspendidas nuevamente en medio de expansión agsNSC en los medios de comunicación en el frasco T-75. </li><li> Agite suavemente el recipiente de cultivo de lado a lado para distribuir uniformemente las células dentro del recipiente. </li><li> Colocar recipiente de cultivo sembradas en un 37 ° C, 5% de CO 2 incubadora. Las células deben adjuntar al matraz y se empiezan a formar los procesos dentro de dos horas de la siembra. Si las células quedan flotando y una bola con en el medio, centrifugar las células en un 5% de SFB y ejecutar los pasos de 1,8 a 1,10 con un nuevo medio y el frasco. </li></ol> 2. La expansión de AgsNSC <ol><li> Dos días (~ 48 horas) después de la descongelación y la siembra de las células, un reemplazo de medio completo se debe realizar con 20 ml de medio de expansión agsNSC además de un alza de 40 l hr FGF-básico. </li><li> Pico de frascos con 40 ml de FGF-rh básica sobre la inoculación al día siguiente. Las células estarán listos para trypsinize cuando han llegado a 75-80% de confluencia por el tercer o cuarto día después de la inoculación. El cultivo de células madre indiferenciadas por más de 4 días de la inoculación no es recomendable porque ya incubación permiten a las células comienzan a diferenciarse en neuronas y las neuronas pueden ser dañados por tripsinización durante el paso 3. La humedad relativa FGF-básico se puede almacenar a 4 ° C durante un máximo de una semana y aún así mantener la actividad. La humedad relativa FGF-básico también puede ir a través de una congelación adicional / descongelación a -20 º C si se necesita más tiempo. </li></ol> 3. Tripsinización de las células <ol><li> agsNSC deben ser pasados ​​3 a 4 días después de la inoculación. Prepare un recipiente recubierto con poli-L-ornitina entre 24 horas y una semana antes de los pases si el agsNSC se ampliará de nuevo. </li><li> Aspirar elmedio del recipiente de cultivo. Añadir 2,5 ml de 0,05% Trypsin/0.02% EDTA (CM-0017) a la embarcación por cada 75 cm 2 de superficie. Hágalo girar suavemente para asegurar que todas las células están cubiertas con la tripsina / EDTA. Células que normalmente empiezan a desprenderse de la superficie en 60 segundos, dependiendo de la confluencia de las células. No más de trypsinize, ya que esto puede dañar las células. Golpeando suavemente el recipiente de cultivo de varios lados animará desprendimiento. </li><li> Una vez que las células se separan, agregar 10 ml de medio basal agsNSC + 5% de SFB en el matraz. Agitar suavemente para asegurar que toda la solución se neutraliza la tripsina. El uso de técnicas de laboratorio aséptico, pipeta las células en un tubo de centrífuga estéril que contiene 10 ml de medio base agsNSC 5% de SFB. Repita el lavado del matraz de nuevo con un adicional de 10 ml de medio basal agsNSC + 5% de SFB y se combinan con el primer lavado. </li><li> Las células se centrifugan a 150 xg durante 6 minutos como se describió anteriormente. Después de la centrifugación, las células deben formar una bolita suelta limpia. Aspirar tripsina neutraliza y medio del tubo de centrífuga y vuelva a suspender el pellet de células en 10 ml (T-75 por frasco) de la pre-calentado medio basal agsNSC + 5% de SFB pipeteando suavemente hacia arriba y abajo 2 veces con una pipeta de 10 ml. Realizar un recuento de células como se describe a continuación. </li></ol> 4. El cálculo estándar para la siembra de las células <ol><li> Utilizando una técnica aséptica, agitar la suspensión celular y la transferencia de 15 ul de la suspensión celular a un tubo de microcentrífuga. Añadir 15 ul de tripán 0,4% azul. Mezclar suavemente y carga de 10 l de la suspensión celular a cada una de las cámaras en un hemocitómetro limpio como una línea brillante cámara de recuento (catálogo # 1490: Hausser Científico, <a href="http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm">http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm</a> ). </li><li> Contar con un mínimo de cuatro cuadrantes en el hemocitómetro. Las celdas azules que son positivas para azul tripán están muertos y no debe ser contado. Para el recuento de células precisa, el número óptimo de las células por cuadrante debe ser 25-75 células. </li><li> Después de contar las células, se calcula el promedio de los 4 cuadrantes. Multiplique el número medio de células por 10.000 y por el factor de dilución (2 si se utiliza el volumen recomendado) para determinar el número de células por ml. Tenga en cuenta que si la viabilidad porcentaje total es inferior al 92%, puede ser un número de causas. Una de las razones para la viabilidad de baja puede ser más de tripsina, antes de la tripsina neutralización con FBS. Otra razón puede ser que la concentración de suero (FBS) a la tripsina es muy bajo y las células siguen siendo trypsinized. En tercer lugar, las células pueden haber sido demasiado confluentes, causando que las células madre se diferencien por el contacto célula-célula, dando lugar a una lesión durante tripsinización. Si este método es seguido muy de cerca con un rendimiento de 3 o más doblajes se puede esperar, dando una población de&gt; 4.000.000 células de un número inicial de ~ 500.000. </li></ol> 5. La inoculación de otro frasco de expansión <ol><li> Para determinar el número total de células necesarias para inocular un recipiente, se multiplica la densidad de siembra deseada (6.600 células por cm 2 o 500 mil células por frasco T-75) por la superficie (en cm 2) de la embarcación para ser inoculados. Si la inoculación de más de un buque multiplicar el número de células por buque por el número total de buques. Para determinar el volumen (ml) de suspensión de células necesarias para inocular a cada buque, dividir el número de células necesarias para vacunar a un buque por el número de células viables / mL en la suspensión celular. Si la inoculación de más de un buque calcular el volumen total de la suspensión celular que necesita multiplicar el volumen necesario para un buque por el número total de buques a ser inoculados. </li><li> Centrifugar el volumen deseado de las células en medio basal agsNSC + 5% de SFB, dejando un sedimento suelto. Normalmente 500.000 células se ponen a un volumen total de 25 ml en el medio basal agsNSC 5% de SFB como se describió anteriormente. Aspirar el contenido y volver a suspender las sueltas precipitado en 10 ml de medio de expansión agsNSC es obligatorio Este paso de centrifugación adicional para eliminar FBS antes de la inoculación. Agregar 10 ml de pre-calentado medio de expansión agsNSC al frasco T-75. Añadir los 10 ml de suspensión celular se resuspendió en el matraz T-75 a continuación, agregar 40 ml de FGF-rh básicos en el matraz. Considere la posibilidad de que la tripsina y la inoculación no debe tardar más de 1,5 horas al momento de decidir el número máximo de frascos de trabajar con él en un momento dado. Uno debe también tener los medios suficientes para completar los cambios medios de comunicación si se utiliza numerosos frascos. </li><li> Agite suavemente el frasco de un lado a otro para distribuir uniformemente las células y el lugar los recipientes de cultivo en un 37 ° C, 5% de CO 2 incubadora, como se describió anteriormente. </li></ol> 6. Dilución de las células para la inoculación de las placas para la diferenciación <ol><li> Cualquier formato multi-bien podría ser utilizado, pero la inoculación en BD Biocoat poli-L-lisina recubierto placas de 96 pocillos se described aquí. Determinar el volumen de suspensión celular necesario para el experimento de multiplicar el número de pozos que se inocularon 0,2 ml por pocillo de un 96 multi-así placa y añadir aproximadamente un 10% para cubrir cualquier pérdida en el volumen durante la inoculación. Calcular la dilución a una densidad celular de 75.000 células / ml. Determinar la cantidad de FBS que se añade al medio de diferenciación para lograr una concentración final de FBS al 2% (Tabla 1). Mezcle el FBS y medio de diferenciación. Mezclar con cuidado las células con el volumen calculado de medio de diferenciación con el FBS. (Nota: Durante la centrifugación las células se encuentran en Medio Basal agsNSC + 5% de SFB Mientras FBS protege a las células durante la centrifugación y facilita la adhesión celular FBS inhibe differention dilución FBS al 2% es el porcentaje de adhesión de las células de la superficie de pozos múltiples... El FBS al 2% se diluye aún más para promover la diferenciación. insulina-transferrina-selenio (ITS-e) también se incluye en el medio de diferenciación para promover la diferenciación. </li><li> En un gabinete de bioseguridad, prescindir de 200 l de suspensión celular diluida de un depósito Combitip estéril a cada pocillo de una poli-L-lisina placa recubierta de 96 pocillos utilizando una pipeta multicanal y puntas de gran orificio. Las placas se incuban durante 1,5-2 horas a 37 ° C, 5% de CO 2. Después las células se han unido, después de unos 90 a 120 minutos, retirar con cuidado el 50% (100 l de placas de 96 pocillos) del medio de cada pocillo con puntas de gran orificio de la pipeta. Vuelva a colocar cuidadosamente el volumen extraído con medio caliente diferenciación agsNSC, de nuevo con grandes puntas de pipeta de orificio. (El uso de puntas de orificio estándar puede dañar las células). </li><li> Dos días después de la inoculación (~ 48 horas), realizar un cambio de medio de 50% con medio de diferenciación agsNSC y grandes puntas de pipeta de orificio. </li></ol> 7. Mantenimiento de las neuronas <ol><li> Preparar medio de mantenimiento neuronal utilizando NeuraLife, glutamina y B27 según las instrucciones. Medio de mantenimiento neuronal debe ser preparado por semana. </li><li> Dos días después del último cambio agsNSC medio de diferenciación, por lo general el día 4 después de la inoculación, realizar un reemplazo medio del 50% con medio de mantenimiento neuronal. </li><li> Seguir para llevar a cabo el 50% reemplazos medio con medio de mantenimiento neuronal cada 2 ó 3 días. Los procesos neuronales que aparecen a los pocos días del cambio de medio de mantenimiento neuronal. Las células deben ser utilizados dentro de 3 semanas de ser transferidos a medio de mantenimiento neuronal. Las neuronas pueden ser identificados con un número de marcadores neuronales disponibles en el mercado. Los astrocitos también siempre se observa. </li><li> Las poblaciones de la cultura suelen expresar una mayor proporción del 40% de las neuronas al número total de células. El uso de medios de mantenimiento de neuronas que no puede proporcionar células NeuraLife inferior que no se parecen morfológicamente maduros y no puede sobrevivir el mayor tiempo en la cultura. </li></ol> 8. Los resultados representativos: El Ártico tierra células madre neurales adultas ardilla continuará duplicándose cada 24 horas durante 3 a 5 días por lo menos dos pasajes cuando se sembró a 500,000-600,000 frasco cells/75mm. Estas células se diferencian fácilmente con la eliminación de basicFGF y B27 y la presencia de FBS 1-2% y 1% de la insulina / transferrina / selenio, y se convertirá en Tuj1 (Covance), las neuronas positivas dentro de 14-21 días (ver Figura 2). La proporción de neuronas de células totales se situará entre un 40-60%, dependiendo de la edad del cultivo (Figura 3). Las neuronas pueden ser utilizados para la experimentación de 12 días post-siembra a través de al menos 21 días después de la siembra. <img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Microfotografía de las células del hipocampo adulto AGS madre neurales. Fase de microfotografía de AGS del hipocampo adulto las células madre neurales siguientes 3 días de crecimiento en agsNSC medio basal de poli-L-ornitina frascos revestidos. La duplicación se produce aproximadamente cada 24 horas. Foto en un aumento de 100X. <img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Micrografía de fluorescencia diferenciadas AGS hipocampo adulto las células madre neurales AGS células madre neurales fueron sometidos a los medios de diferenciación de cuatro días, luego se mantiene en Neuralife durante 17 días más antes de la fijación. Las células fueron fijadas con paraformaldehído al 4% y las neuronas identificadas con Tuj1 anticuerpo primario (Covance) y Alexa Fluor 568 anticuerpo secundario (verde) de Invitrogen. Hoechst 33343 se añadió a la mancha todos los núcleos (azul). El número de células, número de neuronas y la relación de las neuronas se determinaron utilizando el software crecimiento de las neuritas y el instrumento de Arrayscan Cellomics. Esta foto representa aproximadamente el 57% las neuronas. Un aumento de 10x <img src="/files/ftp_upload/2199/2199fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Número de neuronas y relación de las neuronas de las células diferenciadas AGS madre neurales en tresedades cultura AGS células madre neurales fueron sometidos a los medios de diferenciación de cuatro días, luego se mantiene en Neuralife para los días 12, 15 y 17 antes de la colocación. Las células fueron fijadas y las neuronas identificadas con Tuj1 anticuerpo primario (Covance). Hoechst fue agregado a la mancha para la identificación de todos los núcleos de células total. El número de células, número de neuronas y la relación de las neuronas por ciento se determinó el uso de software crecimiento de las neuritas y el instrumento de Arrayscan Cellomics. Los valores representan la media de 15 pozos por condición + SD. Tabla 1. Cálculos de la muestra utilizada en los pases y la siembra <ol><li> Usando 700.000 células / ml de suspensión celular </li><li> Usando una densidad celular de 75.000 células / ml o células 15,000 por pozo de 0,2 ml de volumen en cada pozo. </li><li> La inoculación de 96 pocillos de 0,2 ml por bien = 19,2 ml o el volumen final deseado 21 ml. </li><li> (Volumen final x concentración final) ÷ ​​concentración inicial = Volumen inicial (21 ml x 75.000 células / ml) ÷ 700,000 = 2,25 mL </li><li> Volumen de FBS en suspensión de células. 2,25 ml = 2,25 ml x 0,05 = 0,1125 ml </li><li> Volumen de FBS necesaria en 21 ml = 21 ml x 0,02 = 0,42 ml </li><li> Volumen de FBS para añadir a medio de diferenciación = 0,42 mL - 0,1125 = 0,3075 ml ml </li><li> Volumen de medio de diferenciación = 21 ml - 2,25 ml de suspensión celular - 0,3075 ml 5% de SFB = 18.44 ml. </li><li> Combine 18,44 medio de diferenciación ml con 0,308 ml de FBS y añadir 2,25 ml de suspensión celular. </li></ol>

<ol>
	<li>Barnes, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Freeze+avoidance+in+a+mammal:+body+temperatures+below+0+degree+C+in+an+Arctic+hibernator.">Freeze avoidance in a mammal: body temperatures below 0 degree C in an Arctic hibernator.</a> Science. 244, 1593-1595 (1989).</li><li>Dave, K. R., Prado, R., Raval, A. P., Drew, K. L., Perez-Pinzon, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Arctic+ground+squirrel+brain+is+resistant+to+injury+from+cardiac+arrest+during+euthermia.">The Arctic ground squirrel brain is resistant to injury from cardiac arrest during euthermia.</a> Stroke. 37, 1261-1265 (2006).</li><li>Dave, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+kinase+C+epsilon+activation+delays+neuronal+depolarization+during+cardiac+arrest+in+the+euthermic+arctic+ground+squirrel.">Protein kinase C epsilon activation delays neuronal depolarization during cardiac arrest in the euthermic arctic ground squirrel.</a> J Neurochem. 110, 1170-1179 (2009).</li><li>Ross, A. P., Christian, S. L., Zhao, H. W., Drew, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+tolerance+to+oxygen+and+nutrient+deprivation+and+N-methyl-D-aspartate+in+cultured+hippocampal+slices+from+hibernating+Arctic+ground+squirrel.">Persistent tolerance to oxygen and nutrient deprivation and N-methyl-D-aspartate in cultured hippocampal slices from hibernating Arctic ground squirrel.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 26, 1148-1156 (2006).</li><li>Christian, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arctic+ground+squirrel+(Spermophilus+parryii)+hippocampal+neurons+tolerate+prolonged+oxygen-glucose+deprivation+and+maintain+baseline+ERK1/2+and+JNK+activation+despite+drastic+ATP+loss.">Arctic ground squirrel (Spermophilus parryii) hippocampal neurons tolerate prolonged oxygen-glucose deprivation and maintain baseline ERK1/2 and JNK activation despite drastic ATP loss.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 28, 1307-1319 (2008).</li><li>Jin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+stroke-induced+neurogenesis+in+the+human+brain.">Evidence for stroke-induced neurogenesis in the human brain.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 13198-13202 (2006).</li><li>Maysami, S., Lan, J. Q., Minami, M., Simon, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proliferating+progenitor+cells:+a+required+cellular+element+for+induction+of+ischemic+tolerance+in+the+brain.">Proliferating progenitor cells: a required cellular element for induction of ischemic tolerance in the brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 28, 1104-1113 (2008).</li><li>Sung, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia/reoxygenation+stimulates+proliferation+through+PKC-dependent+activation+of+ERK+and+Akt+in+mouse+neural+progenitor+cells.">Hypoxia/reoxygenation stimulates proliferation through PKC-dependent activation of ERK and Akt in mouse neural progenitor cells.</a> Neurochem Res. 32, 1932-1939 (2007).</li><li>Brewer, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+culture+of+adult+rat+hippocampal+neurons.">Isolation and culture of adult rat hippocampal neurons.</a> J Neurosci Methods. 71, 143-155 (1997).</li><li>Palmer, T. D., Takahashi, J., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+adult+rat+hippocampus+contains+primordial+neural+stem+cells.">The adult rat hippocampus contains primordial neural stem cells.</a> Mol Cell Neurosci. 8, 389-404 (1997).</li></ol>

JA Kelleher-Andersson es el fundador de Neuronascent y es el inventor de las aplicaciones del suelo Ártico patente ardilla. Neuronascent recibe regalías por la venta de AGS los medios de comunicación y las células madre. RC McGee es empleado por Lifeline, Inc., que distribuye los medios de comunicación y las células madre neurales AGS.

AGS células madre neurales adultas son robustos y pueden ser ampliadas por numerosos pasajes las convierte en una excelente fuente de células madre neurales para el estudio de las propiedades básicas de las células madre neurales. La tasa de expansión es de aproximadamente un duplica cada veinticuatro horas, pero estas células deben ser pasados ​​antes de la confluencia de llegar porque el contacto entre las células que favorecen la diferenciación de los astrocitos. Contacto mediada la diferenciación por lo...

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		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
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		<tbody>
		
<tr>
<td>agsNSC</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lifeline</td>
<td>FC-0004</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>agsNSC Expansion kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lifeline</td>
<td>LL-0008</td>
<td>Alternative source for DMEM/F12, B27 and rhFGFb (<a href="http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com</a>)</td>
</tr>
<tr>
<td>agsNSC differentiation kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lifeline</td>
<td>LL-0009</td>
<td>Alternative source for DMEM/F12 and ITS-x (<a href="http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com</a>)</td>
</tr>
<tr>
<td>NeuraLife maintenance media kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Lifeline</td>
<td>LL-0012</td>
<td>Alternative sources are NeuraBasal (LifeLine) or Neurobasal (in vitrogen), glutamine and B27 (<a href="http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com</a>)Differentiated cells are maintained for up to 3 weeks in NeuroLife, but no more than 2 weeks in Neurobasal (<a href="http://www.invitrogen.com">www.invitrogen.com</a>)</td>
</tr>
<tr>
<td>Micrometer (such as a Bright Line Counting Chamber)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hausser Scientific</td>
<td>1490</td>
<td><a href="http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm">http://www.hausserscientific.com/hausserbrightlinedirect.htm</a></td>
</tr>
<tr>
<td>Biocoat Poly-L-Lysine coated 96 well plates</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BDBioscience</td>
<td>356516</td>
<td><a href="http://www.bdbiosciences.com">www.bdbiosciences.com</a></td>
</tr>
<tr>
<td>Large orifice pipette tips</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>02-707-141</td>
<td>Avoids neuronal cell damage when pippetting. <a href="http://www.fishersci.com">http://www.fishersci.com</a></td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

growth and differentiation of adult hippocampal arctic ground squirrel neural stem cells

Ardillas terrestres del ártico (Urocitellus parryii, AGS) son únicos en su habilidad para hibernar con una temperatura corporal central por debajo de cero o cerca de 1. Estos animales también se resisten a la lesión isquémica en el cerebro in vivo 2,3 y el oxígeno, la glucosa en la privación in vitro 4,5. Estas cualidades únicas proporcionó el impulso para aislar las neuronas AGS para examinar las características inherentes neuronal que podría explicar la capacidad de las neuronas AGS para resistir las lesiones y la muerte celular causada por la isquemia y temperaturas extremadamente frías. La identificación de proteínas o genes diana que permiten las propiedades distintivas de estas células podría ayudar en el descubrimiento de terapias efectivas para una serie de indicaciones isquémica y para el estudio de la tolerancia al frío. Hipocampo adulto AGS contiene las células madre neurales que siguen proliferando, lo que permite una fácil expansión de estas células madre en cultivo. Se describe aquí los métodos por los cuales los investigadores pueden utilizar estas células madre y neuronas diferenciadas para cualquier propósito. Siguiendo muy de cerca los pasos de las células madre neurales AGS se puede ampliar a través de dos o más pasajes y diferenciado a una alta cultura en Tuj1 positivo neuronas (~ 50%) sin utilizar productos químicos tóxicos para reducir al mínimo el número de células en división. La isquemia induce la neurogénesis 6 y la neurogénesis que procede a través de MEK / ERK y las vías de señalización de supervivencia PI3K/Akt contribuye a la resistencia a la isquemia in vivo e in vitro 7 8 (Kelleher-Anderson, Drew et al., En preparación). Además de la caracterización de estas células neuronales única puede avanzar en muchos frentes, con todos o algunos de estos métodos.

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Growth and Differentiation of Adult Hippocampal Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

Las células madre neurales se prepararon desde el hipocampo de los adultos no hibernan las ardillas de tierra del Ártico año de edad (AGS). Estas células madre neurales se puede ampliar a través de numerosos pasajes, diferenciados y se mantiene como una neurona cerca de 50:50 a la cultura gliales.

Crecimiento y diferenciación de las células del hipocampo adulto ardilla de tierra del Ártico troncales nerviosas

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These ...

growth-differentiation-adult-hippocampal-arctic-ground-squirrel

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.5K vistas.  University of Alaska at Fairbanks. Las células madre neurales se prepararon desde el hipocampo de los adultos no hibernan las ardillas de tierra del Ártico año de edad (AGS). Estas células madre neurales se puede ampliar a través de numerosos pasajes, diferenciados y se mantiene como una neurona cerca de 50:50 a la cultura gliales.

Video: Growth and Differentiation of Adult Hippocampal Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

Isolation and Expansion of the Adult Mouse Neural Stem Cells Using the Neurosphere Assay

Isolation and expansion of the putative neural stem cells (NSCs) from the adult murine brain was first described by Reynolds and Weiss in 1992 employing a chemically defined serum-free culture system known as the neurosphere assay (NSA). In this assay, the majority of differentiated cell types die within a few days of culture but a small population of growth factor responsive precursor cells undergo active proliferation in the presence of epidermal growth factor (EGF) and/ basic fibroblastic growth factor (bFGF). These cells form colonies of undifferentiated cells called neurospheres, which in turn can be subcultured to expand the pool of neural stem cells. Moreover, the cells can be induced to differentiate, generating the three major cell types of the CNS i.e. neurons, astrocytes, and oligodendrocytes. This assay provides an invaluable tool to supply a consistent, renewable source of undifferentiated CNS precursors, which could be used for in vitro studies and also for therapeutic purposes.
This video demonstrates the NSA method to generate and expand NSCs from the adult mouse periventricular region, and provides technical insights to ensure one can achieve reproducible neurosphere cultures. The procedure includes harvesting the brain from the adult mouse, micro-dissection of the periventricular region, tissue preparation and culture in the NSA. The harvested tissue is first chemically digested using trypsin-EDTA and then mechanically dissociated in NSC medium to achieve a single cell suspension and finally plated in the NSA. After 7-10 days in culture, the resulting primary neurospheres are ready for subculture to reach the amount of cells required for future experiments.

This video protocol demonstrates the neurosphere assay method to generate and expand neural stem cells from the adult mouse periventricular region, and provides technical insights to ensure one can achieve reproducible neurosphere cultures.

El aislamiento y la expansión de las células troncales nerviosas de ratones adultos mediante el ensayo de neuroesfera

Isolation and expansion of the putative neural stem cells (NSCs) from the adult murine brain was first described by Reynolds and Weiss in 1992 employing a ...

Investigación

Neurociencias

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for tissue formation during embryonic development and tissue homeostasis during adulthood 1. Currently, great efforts are invested towards controlling the switch of somatic stem cells from expansion to differentiation because this is thought to be fundamental for developing novel strategies for regenerative medicine 1,2. However, a major challenge in the study and use of somatic stem cell is that their expansion has been proven very difficult to control.
Here we describe a system that allows the control of neural stem/progenitor cell (altogether referred to as NSC) expansion in the mouse embryonic cortex or the adult hippocampus by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, a major regulator of the G1 phase of the cell cycle and somatic stem cell differentiation 3,4. Specifically, two different approaches are described by which the cdk4/cyclinD1 complex is overexpressed in NSC in vivo. By the first approach, overexpression of the cell cycle regulators is obtained by injecting plasmids encoding for cdk4/cyclinD1 in the lumen of the mouse telencephalon followed by in utero electroporation to deliver them to NSC of the lateral cortex, thus, triggering episomal expression of the transgenes 5-8. By the second approach, highly concentrated HIV-derived viruses are stereotaxically injected in the dentate gyrus of the adult mouse hippocampus, thus, triggering constitutive expression of the cell cycle regulators after integration of the viral construct in the genome of infected cells 9. Both approaches, whose basic principles were already described by other video protocols 10-14, were here optimized to i) reduce tissue damage, ii) target wide portions of very specific brain regions, iii) obtain high numbers of manipulated cells within each region, and iv) trigger high expression levels of the transgenes within each cell. Transient overexpression of the transgenes using the two approaches is obtained by different means i.e. by natural dilution of the electroporated plasmids due to cell division or tamoxifen administration in Cre-expressing NSC infected with viruses carrying cdk4/cyclinD1 flanked by loxP sites, respectively 9,15.
These methods provide a very powerful platform to acutely and tissue-specifically manipulate the expression of any gene in the mouse brain. In particular, by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, our system allows the temporal control of NSC expansion and their switch to differentiation, thus, ultimately increasing the number of neurons generated in the mammalian brain. Our approach may be critically important for basic research and using somatic stem cells for therapy of the mammalian central nervous system while providing a better understanding of i) stem cell contribution to tissue formation during development, ii) tissue homeostasis during adulthood, iii) the role of adult neurogenesis in cognitive functions, and perhaps, iv) better using somatic stem cells in models of neurodegenerative diseases.

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Controlling the expansion of somatic stem cells is a major factor hampering their study and use in therapy. Here we describe a system to temporally control neural stem cells expansion during development and adulthood, which can be used to increase the number of neurons generated in the mouse brain.

La expansión de las células madre embrionarias y adultas neurales por<em&gt; In Utero</em&gt; La electroporación o inyección estereotáxica Viral

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Isolation and Culture of Neural Crest Cells from Embryonic Murine Neural Tube

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to mesenchymal transition (EMT) and migrates throughout the embryo, giving rise to diverse cell types 1-3. NC also has the unique ability to influence the differentiation and maturation of target organs4-6. When explanted in vitro, NC progenitors undergo self-renewal, migrate and differentiate into a variety of tissue types including neurons, glia, smooth muscle cells, cartilage and bone. 
NC multipotency was first described from explants of the avian neural tube7-9. In vitro isolation of NC cells facilitates the study of NC dynamics including proliferation, migration, and multipotency. Further work in the avian and rat systems demonstrated that explanted NC cells retain their NC potential when transplanted back into the embryo10-13. Because these inherent cellular properties are preserved in explanted NC progenitors, the neural tube explant assay provides an attractive option for studying the NC in vitro. 
To attain a better understanding of the mammalian NC, many methods have been employed to isolate NC populations. NC-derived progenitors can be cultured from post-migratory locations in both the embryo and adult to study the dynamics of post-migratory NC progenitors11,14-20, however isolation of NC progenitors as they emigrate from the neural tube provides optimal preservation of NC cell potential and migratory properties13,21,22. Some protocols employ fluorescence activated cell sorting (FACS) to isolate a NC population enriched for particular progenitors11,13,14,17. However, when starting with early stage embryos, cell numbers adequate for analyses are difficult to obtain with FACS, complicating the isolation of early NC populations from individual embryos. Here, we describe an approach that does not rely on FACS and results in an approximately 96% pure NC population based on a Wnt1-Cre activated lineage reporter23. 
The method presented here is adapted from protocols optimized for the culture of rat NC11,13. The advantages of this protocol compared to previous methods are that 1) the cells are not grown on a feeder layer, 2) FACS is not required to obtain a relatively pure NC population, 3) premigratory NC cells are isolated and 4) results are easily quantified. Furthermore, this protocol can be used for isolation of NC from any mutant mouse model, facilitating the study of NC characteristics with different genetic manipulations. The limitation of this approach is that the NC is removed from the context of the embryo, which is known to influence the survival, migration and differentiation of the NC2,24-28.

Isolation of embryonic neural crest from the neural tube facilitates the use of in vitro methods for studying migration, self-renewal, and multipotency of neural crest.

Aislamiento y cultivo de células de la cresta neural de embriones murinos del Tubo Neural

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to ...

Promotion of Survival and Differentiation of Neural Stem Cells with Fibrin and Growth Factor Cocktails after Severe Spinal Cord Injury

Neural stem cells (NSCs) can self-renew and differentiate into neurons and glia. Transplanted NSCs can replace lost neurons and glia after spinal cord injury (SCI), and can form functional relays to re-connect spinal cord segments above and below a lesion. Previous studies grafting neural stem cells have been limited by incomplete graft survival within the spinal cord lesion cavity. Further, tracking of graft cell survival, differentiation, and process extension had not been optimized. Finally, in previous studies, cultured rat NSCs were typically reported to differentiate into glia when grafted to the injured spinal cord, rather than neurons, unless fate was driven to a specific cell type. To address these issues, we developed new methods to improve the survival, integration and differentiation of NSCs to sites of even severe SCI. NSCs were freshly isolated from embryonic day 14 spinal cord (E14) from a stable transgenic Fischer 344 rat line expressing green fluorescent protein (GFP) and were embedded into a fibrin matrix containing growth factors; this formulation aimed to retain grafted cells in the lesion cavity and support cell survival. NSCs in the fibrin/growth factor cocktail were implanted two weeks after thoracic level-3 (T3) complete spinal cord transections, thereby avoiding peak periods of inflammation. Resulting grafts completely filled the lesion cavity and differentiated into both neurons, which extended axons into the host spinal cord over remarkably long distances, and glia. Grafts of cultured human NSCs expressing GFP resulted in similar findings. Thus, methods are defined for improving neural stem cell grafting, survival and analysis of in vivo findings.

Fibrin matrices containing growth factors were used to retain grafted neural stem cells into sites of complete spinal cord transection. Grafted cells completely filled the lesion cavity and differentiated into multiple neural cell types, including neurons that extended axons into host spinal cord over long distances.

Promoción de la supervivencia y la diferenciación de células madre neurales con fibrina y factor de crecimiento cócteles después de la médula espinal severa lesión

Neural stem cells (NSCs) can self-renew and differentiate into neurons and glia. Transplanted NSCs can replace lost neurons and glia after spinal cord ...

Growing Neural Stem Cells from Conventional and Nonconventional Regions of the Adult Rodent Brain

Recent work demonstrates that central nervous system (CNS) regeneration and tumorigenesis involves populations of stem cells (SCs) resident within the adult brain. However, the mechanisms these normally quiescent cells employ to ensure proper functioning of neural networks, as well as their role in recovery from injury and mitigation of neurodegenerative processes are little understood. These cells reside in regions referred to as &#34;niches&#34; that provide a sustaining environment involving modulatory signals from both the vascular and immune systems. The isolation, maintenance, and differentiation of CNS SCs under defined culture conditions which exclude unknown factors, makes them accessible to treatment by pharmacological or genetic means, thus providing insight into their in vivo behavior. Here we offer detailed information on the methods for generating cultures of CNS SCs from distinct regions of the adult brain and approaches to assess their differentiation potential into neurons, astrocytes, and oligodendrocytes in vitro. This technique yields a homogeneous cell population as a monolayer culture that can be visualized to study individual SCs and their progeny. Furthermore, it can be applied across different animal model systems and clinical samples, being used previously to predict regenerative responses in the damaged adult nervous system.

Neural stem cells harvested from the adult brain are increasing utilized in applications ranging from the basic research of nervous system development to exploring potential clinical applications in regenerative medicine. This makes rigorous control in the isolation and culturing conditions used to grow these cells critical to sound experimental outcomes.

Cultivo de células madre neurales de Regiones convencionales y no convencionales del cerebro adulto de roedores

Recent work demonstrates that central nervous system (CNS) regeneration and tumorigenesis involves populations of stem cells (SCs) resident within the ...

One Mouse, Two Cultures: Isolation and Culture of Adult Neural Stem Cells from the Two Neurogenic Zones of Individual Mice

The neurosphere assay and the adherent monolayer culture system are valuable tools to determine the potential (proliferation or differentiation) of adult neural stem cells in vitro. These assays can be used to compare the precursor potential of cells isolated from genetically different or differentially treated animals&#160;to determine the effects of exogenous factors on neural precursor cell proliferation and differentiation and to generate neural precursor cell lines that can be assayed over continuous passages. The neurosphere assay is traditionally used for the post-hoc identification of stem cells, primarily due to the lack of definitive markers with which they can be isolated from primary tissue&#160;and has the major advantage of giving a quick estimate of precursor cell numbers in brain tissue derived from individual animals. Adherent monolayer cultures, in contrast, are not traditionally used to compare proliferation between individual animals, as each culture is generally initiated from the combined tissue of between 5-8 animals. However, they have the major advantage that, unlike neurospheres, they consist of a mostly homogeneous population of precursor cells and are useful for following the differentiation process in single cells. Here, we describe, in detail, the generation of neurosphere cultures and, for the first time, adherent cultures from individual animals. This has many important implications including paired analysis of proliferation and/or differentiation potential in both the subventricular zone (SVZ) and dentate gyrus (DG) of treated or genetically different mouse lines, as well as a significant reduction in animal usage.

Here we describe a detailed protocol for the simultaneous generation of neural precursor cell cultures, as either adherent monolayers or neurospheres, from the subventricular zone and dentate gyrus of individual adult mice.

Un ratón, dos culturas: Aislamiento y cultivo de adultos Neural las células madre de las dos zonas neurogénicos de ratones individuales

The neurosphere assay and the adherent monolayer culture system are valuable tools to determine the potential (proliferation or differentiation) of adult ...

Enumeration of Neural Stem Cells Using Clonal Assays

Neural stem cells (NSCs) have the ability to self-renew and generate the three major neural lineages &#8212; astrocytes, neurons and oligodendrocytes. NSCs and neural progenitors (NPs) are commonly cultured in vitro as neurospheres. This protocol describes in detail how to determine the NSC frequency in a given cell population under clonal conditions. The protocol begins with the seeding of the cells at a density that allows for the generation of clonal neurospheres. The neurospheres are then transferred to chambered coverslips and differentiated under clonal conditions in conditioned medium, which maximizes the differentiation potential of the neurospheres. Finally, the NSC frequency is calculated based on neurosphere formation and multipotency capabilities. Utilities of this protocol include the evaluation of candidate NSC markers, purification of NSCs, and the ability to distinguish NSCs from NPs. This method takes 13 days to perform, which is much shorter than current methods to enumerate NSC frequency.

Neural stem cells (NSCs) refer to cells&#160;which can self-renew and differentiate into the three neural lineages. Here, we describe a protocol to determine NSC frequency in a given cell population using neurosphere formation and differentiation under clonal conditions.

Enumeración de células madre neurales Usando ensayos clonales

Neural stem cells (NSCs) have the ability to self-renew and generate the three major neural lineages &#8212; astrocytes, neurons and oligodendrocytes. ...

Isolation and Culture of Adult Neural Stem Cells from the Mouse Subcallosal Zone

Adult neural stem cells (aNSCs) can be used for the regeneration of damaged brain tissue. NSCs have the potential for differentiation and proliferation into three types of cells: neurons, astrocytes, and oligodendrocytes. Identifying aNSC-derived regions and characterizing the aNSC properties are critical for the potential use of aNSCs and for the elucidation of their role in neural regeneration. The subcallosal zone (SCZ), located between white matter and the hippocampus, has recently been reported to contain aNSCs and continuously give rise to neuroblasts. A low percentage of aNSCs from the SCZ is differentiated into neurons; most cells are differentiated into glial cells, such as oligodendrocytes and astrocytes. These cells are suggested to have a therapeutic potential for traumatic cortical injury. This protocol describes in detail the process to generate SCZ-aNSCs from an adult mouse brain. A brain matrix with intervals of 1 mm is used to obtain the SCZ-containing coronal slices and to precisely dissect the SCZ from the whole brain. The SCZ sections are initially subjected to a neurosphere culture. A well-developed culture system allows for the verification of their characteristics and can increase research on NSCs. A neurosphere culture system provides a useful tool for determining proliferation and collecting the genuine NSCs. A monolayer culture is also an in vitro system to assay proliferation and differentiation. Significantly, this culture system provides a more homogenous environment for NSCs than the neurosphere culture system. Thus, using a discrete brain region, these culture systems will be helpful for expanding our knowledge about aNSCs and their applications for therapeutic uses.

Establishing culture systems for the expansion of adult neural stem cells (aNSCs) allows for the examination and application of aNSCs for therapy. The subcallosal zone (SCZ) has recently been recognized as a novel neuroblast-forming region in adult mice. Here, methods for the isolation, expansion, and differentiation of SCZ-aNSCs are described.

Aislamiento y cultivo de células madre adultas neural de la Zona subcallosal Ratón

Adult neural stem cells (aNSCs) can be used for the regeneration of damaged brain tissue. NSCs have the potential for differentiation and proliferation ...

Assaying Circuit Specific Regulation of Adult Hippocampal Neural Precursor Cells

Adult neurogenesis is a dynamic process by which newly activated neural stem cells (NSCs) in the subgranular zone (SGZ) of the dentate gyrus (DG) generate new neurons, which integrate into an existing neural circuit and contribute to specific hippocampal functions. Importantly, adult neurogenesis is highly susceptible to environmental stimuli, which allows for activity-dependent regulation of various cognitive functions. A vast range of neural circuits from various brain regions orchestrates these complex cognitive functions. It is therefore important to understand how specific neural circuits regulate adult neurogenesis. Here, we describe a protocol to manipulate neural circuit activity using designer receptor exclusively activated by designer drugs (DREADDs) technology that regulates NSCs and newborn progeny in rodents. This comprehensive protocol includes stereotaxic injection of viral particles, chemogenetic stimulation of specific neural circuits, thymidine analog administration, tissue processing, immunofluorescence labeling, confocal imaging, and imaging analysis of various stages of neural precursor cells. This protocol provides detailed instructions on antigen retrieval techniques used to visualize NSCs and their progeny and describes a simple, yet effective way to modulate brain circuits using clozapine N-oxide (CNO) or CNO-containing drinking water and DREADDs-expressing viruses. The strength of this protocol lies in its adaptability to study a diverse range of neural circuits that influence adult neurogenesis derived from NSCs.

The goal of this protocol is to describe an approach for analyzing behavior of adult neural stem/progenitor cells in response to chemogenetic manipulation of a specific local neural circuit.

Regulación específica del circuito de ensayo de células precursoras neuronales hipocampales adultas

Adult neurogenesis is a dynamic process by which newly activated neural stem cells (NSCs) in the subgranular zone (SGZ) of the dentate gyrus (DG) generate ...

High-Content Screening Differentiation and Maturation Analysis of Fetal and Adult Neural Stem Cell-Derived Oligodendrocyte Precursor Cell Cultures

The main hurdle in developing drug screening techniques for assessing the efficacy of therapeutic strategies in complex diseases is striking a balance between in vitro simplification and recreating the complex in vivo environment, along with the main aim, shared by all screening strategies, of obtaining robust and reliable data, highly predictive for in vivo translation.
In the field of demyelinating diseases, the majority of drug screening strategies are based on immortalized cell lines or pure cultures of isolated primary oligodendrocyte precursor cells (OPCs) from newborn animals, leading to strong biases due to the lack of age-related differences and of any real pathological condition or complexity.
Here we show the setup of an in vitro system aimed at modeling the physiological differentiation/maturation of neural stem cell (NSC)-derived OPCs, easily manipulated to mimic pathological conditions typical of demyelinating diseases. Moreover, the method includes isolation from fetal and adult brains, giving a system which dynamically differentiates from OPCs to mature oligodendrocytes (OLs) in a spontaneous co-culture which also includes astrocytes. This model physiologically resembles the thyroid hormone-mediated myelination and myelin repair process, allowing the addition of pathological interferents which model disease mechanisms. We show how to mimic the two main components of demyelinating diseases (i.e., hypoxia/ischemia and inflammation), recreating their effect on developmental myelination and adult myelin repair and taking all the cell components of the system into account throughout, while focusing on differentiating OPCs.
This spontaneous mixed model, coupled with cell-based high-content screening technologies, allows the development of a robust and reliable drug screening system for therapeutic strategies aimed at combating the pathological processes involved in demyelination and at inducing remyelination.

We describe the production of mixed cultures of astrocytes and oligodendrocyte precursor cells derived from fetal or adult neural stem cells differentiating into mature oligodendrocytes, and in vitro modeling of noxious stimuli. The coupling with a cell-based high-content screening technique builds a reliable and robust drug screening system.

Diferenciación de cribado de alto contenido y análisis de maduración de cultivos de células precursoras de oligodendrocitos derivados de células madre neurales fetales y adultas

The main hurdle in developing drug screening techniques for assessing the efficacy of therapeutic strategies in complex diseases is striking a balance ...