我々は、ヘッドプレート設計のための博士Maiken Nedergaard（ロチェスター大学医療センター）に感謝。作業はSDへのNIH賞（R01DA026325とP30AI078498とKK（DANAの基礎脳とImmunoimagingプログラムは、米国心臓協会0635595TとALS協会[＃1112）]に財団の補助金）によってサポートされています。

1。イメージングのために動物を準備する注：私達は大人のC57BLマウスを使用しています。異なるトランスジェニック系統は、研究課題に応じて使用することができます。血管手術やパルスオキシメトリーは、白い毛皮を持つマウス（例えば、FVB株）で促進される。 <ol><li>ベンチで手術部位を準備します。すべての手術器具は、70％エタノールでオートクレーブまたは消毒する必要があります。 </li><li>直腸プローブを挿入し、連続して作業中の動物の体温を測定する</li><li>当初は5％イソフルランを使用して、マウスを麻酔。 15から30年代に、動物が移動されていない場合、加熱パッド（37℃）上に配置し、イソフルラン1.3から1.5パーセント）を含む空気の連続的な配信のためのフェイスマスクを適用します。動物は痛みの刺激（例えばテールピンチ）に応答していないことを確認してください。 </li><li>乾燥した空気への暴露を防止するために、マウスの目をカバーするために人工涙液ゲルを使用しています。 </li><li>電気かみそりを使用して、髪fを削除するROMの頭を、両方の太ももから。 2分間腿に毛リムーバー（例えばNairさん）を適用し、残りの毛を除去するために慎重に拭いてください。この太ももは、酸素飽和度測定のために使用されます。 </li><li> 10パーセントポビドンヨード溶液および70％エタノールを使用して頭皮を消毒する。 </li></ol> 2。開いた頭蓋骨頭蓋窓の準備<ol><li>頭蓋骨の尾5ミリメートルを開始し、はさみで頭皮の切開を行い、1センチメートルを進める。頭蓋骨を露出する側面に皮膚を移動します。 </li><li>頭蓋骨の上に膜を除去するために頭蓋骨の上から10％塩化第二鉄溶液を適用します。過剰の溶液を払拭し、45°の角度＃5ピンセットで離れて膜を落とす。それはヘッドプレートがしっかりと頭蓋骨（ステップ＃4から6）に取り付けることができることを保証するために、慎重にサイトを準備することが重要です。 </li><li>解剖顕微鏡を使用して、関心のある領域を識別します。頭蓋縫合が頭蓋骨cのために避けるべきであることに注意してくださいこれらの線に沿って予想外に折り返されます。 </li><li>ヘッドプレートのウィンドウ（図1）のエッ​​ジの周りの急激な接着剤の薄い層（例えば、ロックタイト454）を適用します。関心領域は、ウィンドウ内で公開されるようにヘッドプレートを置きます。ヘッドプレート上の光の圧力を適用します。急速に接着剤を重合するための歯科用セメントの少量を適用します。接着剤が重合されている間に10秒間保持します。 </li><li>ヘッドプレートと頭蓋骨を密封するためにウィンドウの端に急速な接着剤の少量を適用します。解剖のスコープの下に動物の所有者にヘッドプレートをネジ止めします。 </li><li> 6000 rpmとIRF 005ドリルビットで設定されMicrotorque IIのドリルを使用して、頭蓋骨から、ヘッドプレートからすべての余分な接着剤を除去します。それ以外のガラスカバーの取り付けと干渉するので、ヘッドプレート上に残っている接着剤は、削除する必要があります。 </li><li> 1000rpmでドリルをセットし、ヘッドプレートウィンドウ内で円を作ることによって頭蓋骨をドリル開始、直径〜5メートルメートル。あなたは非常に柔らかい鉛筆で描画されているかのように光抜本的な動きを使用しています。圧縮空気を使用して、骨塵を除去するためにすべての20〜30秒ドリルを停止します。 注：ヘッドプレートの開口部の形状は円形の頭蓋ウィンドウを作成することが容易にドリルビット（左と右利きの外科医のために）のための追加のアクセスを許可します。さらに、2つの奇妙な形の穴が追加のポーラログラフィーや電気生理学的測定のための頭蓋窓の下に脳組織にクラーク電極やガラス電極を挿入するために必要なスペースを提供しています。 </li><li>掘削が進行するにつれて、巣穴は、中心にそのまま頭蓋骨の周りに形成されています。薄く頭蓋骨を通して突くことではなく、均一な厚さのこの巣穴を作るためないように注意してください。大血管、それらが損なわれないと、可能であれば、あっても触れてはいけません周りに余分に注意してください。 </li><li>ウィンドウの中央に（ &quot;落とす&quot;）骨を持ち上げるためにピンセット＃3のいずれかの &quot;脚&quot;を使用します。 artificのドロップを適用します。ウィンドウのIAL脳脊髄液（ACSF）。 </li><li>柔らかいティッシュペーパーの角を（例えば、キムワイプ）を使用して、ACSFを拭きます。通常硬膜は、ウィンドウの縁の周りつまたは複数の場所で破損しています。これらのサイトのいずれかから始まるが、そっと持ち上げ、45°の角度ピンセット＃5を使用して、脳表面からの硬膜を除去します。硬膜を除去開始するサイトを選択するときには、大血管に隣接する領域を避けてください。出血が発生した場合は、ACSFのドロップを適用し、停止するために少量の出血のために2〜3分間待ちます。 </li><li> ）低融点アガロースはACSFに溶解し、0.07パーセントの準備を体温に溶かしたアガロースを持参してください。脳の表面からACSFの過剰を拭き取ってください。ウィンドウにアガロースを注ぎ、スライドガラスでカバーしています。ガラスとヘッドプレートとの間の接触を作るために穏やかにガラスを押して、アガロースが固体になるまで10〜20秒待ちます。 </li><li>ピンセットとソフトティッシュペーパーを用いてガラスカバーから過剰なアガロースを削除します。 </li><li>小を置くヘッドプレートにガラス周りの急激な接着剤の量は接着剤のガラス。接着剤（図1）を固めるための歯科用セメントの少量を適用します。 </li></ol> 3。静脈注射と血液酸素化のモニタリング注：私達は定期的にテキサスレッドの静脈内のアプリケーションの大腿静脈ではなく、尾静脈を使用していました。大腿静脈注射は、染料の安全性と再現性のボーラス注入を提供するためです。 <ol><li>左腿の内側を露出させる部分的に上に動物を入れてください。この位置に動物を保護するためにテープを使用してください。 </li><li>消毒剤スクラブを適用した後、皮膚に100％エタノール。 </li><li>膝から恥骨結合の大腿内側に沿って切開を行います。ピンセット＃5を使用して、鈍的切開によって独立した軟組織。 </li><li>テキサスレッド（2.5 mg / ml）を130μlで1ミリリットルシリンジを記入してください。新しい針（ゲージ30）を取り付け、ベベルを維持し、30℃で慎重に曲げます。針wiを埋める目のテキサスレッド·ソリューションを提供します。 </li><li>解剖顕微鏡下で、大腿静脈に針を挿入し、テキサスレッドの100μlを注入します。針を外し、軽く出血を止めるためにガーゼで静脈を押してください。 </li><li> 4から0縫合糸を使用して、皮膚を​​閉じます。 </li><li>血液SPO 2の連続監視（十分な血液の酸素化を確保するために）右大腿（そこから毛が以前に削除されました）にオキシメータプローブを配置します。 </li></ol> 4。二光子イメージング注：励起源としてsaレーザー：我々は、スペクトラ·フィジックスマイタイHP DeepSeeのフェムト秒TiオリンパスFluoview1000多光子イメージングシステム（直立）を使用します。イメージングのために、我々は、×10、NA 0.45（ツァイスC-アポクロマート）、または×25、NA 1.05（オリンパスXLPlan N）、水浸対物を使用しています。我々は、512×768ピクセルと512ピクセルが2μsの滞留時間で12ビットの深さで画像を取る。 NADH及びテキサスレッドデキストランは、同時に740 nmで励起され、フッ素れダイクロイックミラー（505DCXRU、クロマキーを使用して2つのチャネルに分割。escenceは、ダイクロイックミラー/近赤外ブロッキングフィルタの組み合わせ（FF01-680/SP、Semrock、ロチェスター、ニューヨーク、アメリカ合衆国FF665-DI01）を使用して、励起光から分離されている、ロッキンガム、バーモント州、米国）、バンドパスフィルタ（NADH-Semrock FF460/80Texas-Red-dextran-Semrock FF607/36）。目的は、層内にイメージングのためのIとII層におけるイメージングのための20から50 mWで10から20 mWであった後、レーザパワーを測定した。 <ol><li>顕微鏡のステージに外科的に準備し、マウスを転送します。高倍率二光子血管造影での登録のための参照マップとして使用するために4倍の倍率での明視野照明を用いた頭蓋窓サイトの最初の写真を撮る。 </li><li> ×10の倍率を使用して、関心領域に拡大します。皮質層IまたはII（軟膜表面下最大150μm）での関心の領域を選択します。高倍率が必要な場合は、×25の目標を使用</li><li> （ふぃぎゅ時系列を記録し始める再2）。我々は、画像の品質を高めるために3から5フレームの平均を使用することをお勧めします。 </li><li>動物が呼吸している空気に50％のN2を追加することによって、低酸素血症を誘発する。これは、10％O2レベルをもたらすでしょう。オキシメータのデータを監視することによって、低酸素血症を確認します。 </li><li>低酸素血症（例えば、30秒間）を介して時系列を記録し続け、通常の酸素レベルが復元された後。 </li><li>血管周囲の低酸素症および酸素組織シリンダーの面積を測定し、定量、検出することにより、酸素分布の計算のためのデータを収集します。 </li></ol> 5。データ処理<ol><li>クローグ組織円筒半径Rこれは、血管の中心と高いNADHの​​蛍光が検出される境界間の距離を測定することによって（図3）手動で行うことができますを決定します。 </li><li>また、組織円筒半径Rの計算の研究者に依存しない半自動決定し、中央BLOを使う補足の形で以前に1を説明し、このプロトコルのディスカッションセクションで要約されたOD容器R。 </li><li>オープンアクセスの画像解析ソフトウェアは、例えばImageJを用いた低酸素領域を決定します。これを行うには、NADH信号を使用して、昇格したNADH組織の蛍光で面積を測定し、高いNADH強度領域の輪郭を描くしきい値を定義します。 </li></ol> 6。代表的な結果 図2は、一時的な低酸素血症（この図のPDF版のために、選択した静止画像が使用されている）の間にNADH /血管造影画像のビデオを表示します。吸入酸素濃度は3分の期間の21％から10％に低下した。実験的低酸素血症のこのレベルでは、大脳皮質に重度の低酸素血症を誘導するのに十分である。低酸素症は、動脈の血液供給から遠いした地域で最初に、NADH蛍光の増加につながった。シャープNADH組織に注意してください。皮質の微小循環から酸素拡散の観察組織の境界を表す境界。 図3の画像は、脳血管周囲の酸素拡散境界のジオメトリを示します。以前に1を説明したように、それは、これらの境界からシリンダ径クローグ推測することが可能です。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/3466/3466fig1.jpg" /> 図1（）イメージングのために準備頭蓋ウィンドウでマウスをクリックします。 （B）ヘッドプレートの寸法。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/3466/3466fig2.jpg" /> 図2内因性NADH緑色の蛍光が軟膜表面下約50μm、頭蓋窓を介して2つの光子イメージングで可視化。血管がテキサスレッドデキストランを用いて可視化である。吸入空気中の酸素が3分間10％に減少し、21％を復元されました。スケールバー：50μmの。 &lt;IMG ALT = &quot;図3&quot; SRC = &quot;/ files/ftp_upload/3466/3466fig3.jpg&quot; /&gt; 図3 NADH蛍光の境界のジオメトリを指定します。黄色のアウトラインは、機能的な低酸素状態の境界を示しています。青色の円は、投影酸素（クロー）シリンダを示しています。青い線は円柱の半径を示し、数字はマイクロメートルの半径を示しています。

<ol>
	<li>Kasischke, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+NADH+imaging+exposes+boundaries+of+oxygen+diffusion+in+cortical+vascular+supply+regions.">Two-photon NADH imaging exposes boundaries of oxygen diffusion in cortical vascular supply regions.</a> J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 31, 68-81 (2011).</li><li>Ndubuizu, O., LaManna, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+tissue+oxygen+concentration+measurements.">Brain tissue oxygen concentration measurements.</a> Antioxid. Redox. Signal. 9, 1207-1219 (2007).</li><li>Sharan, M., Vovenko, E. P., Vadapalli, A., Popel, A. S., Pittman, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+and+theoretical+studies+of+oxygen+gradients+in+rat+pial+microvessels.">Experimental and theoretical studies of oxygen gradients in rat pial microvessels.</a> J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 28, 1597-1604 (2008).</li><li>Sakadzic, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+high-resolution+measurement+of+partial+pressure+of+oxygen+in+cerebral+vasculature+and+tissue.">Two-photon high-resolution measurement of partial pressure of oxygen in cerebral vasculature and tissue.</a> Nat. Methods. 7, 755-759 (2010).</li><li>Vishwasrao, H. D., Heikal, A. A., Kasischke, K. A., Webb, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conformational+dependence+of+intracellular+NADH+on+metabolic+state+revealed+by+associated+fluorescence+anisotropy.">Conformational dependence of intracellular NADH on metabolic state revealed by associated fluorescence anisotropy.</a> J. Biol. Chem. 280, 25119-25126 (2005).</li><li>Kleinfeld, D., Mitra, P. P., Helmchen, F., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluctuations+and+stimulus-induced+changes+in+blood+flow+observed+in+individual+capillaries+in+layers+2+through+4+of+rat+neocortex.">Fluctuations and stimulus-induced changes in blood flow observed in individual capillaries in layers 2 through 4 of rat neocortex.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 95, 15741-15746 (1998).</li><li>Brown, W. R., Thore, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review:+cerebral+microvascular+pathology+in+ageing+and+neurodegeneration.">Review: cerebral microvascular pathology in ageing and neurodegeneration.</a> Neuropathol. Appl. Neurobiol. 37, 56-74 (2011).</li><li>de la Torre, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+brain+microcirculation+may+trigger+Alzheimer's+disease.">Impaired brain microcirculation may trigger Alzheimer's disease.</a> Neurosci. Biobehav. Rev. 18, 397-401 (1994).</li><li>Brown, C. E., Boyd, J. D., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Longitudinal+in+vivo+imaging+reveals+balanced+and+branch-specific+remodeling+of+mature+cortical+pyramidal+dendritic+arbors+after+stroke.">Longitudinal in vivo imaging reveals balanced and branch-specific remodeling of mature cortical pyramidal dendritic arbors after stroke.</a> J. Cereb. Blood. Flow. Metab. 30, 783-791 (2010).</li><li>Wilson, D. F., Erecinska, M., Drown, C., Silver, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+oxygen+dependence+of+cellular+energy+metabolism.">The oxygen dependence of cellular energy metabolism.</a> Arch. Biochem. Biophys. 195, 485-493 (1979).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

酸素拡散について、高空間分解能の情報が脳内の血流が脳細胞に酸素を提供するために、代謝需要を満たすために規制されている方法を理解することが重要です。クラーク·スタイルのガラス電極を用いた従来のポーラログラフ酸素の測定は非常に侵襲的であり、低空間分解能2-3と有意（秒の範囲）応答時間を持っています。これまでの脳組織のPO 2を測定するための唯一の非侵襲的な方法は、励起されたプローブの減衰率は酸素濃度が4に比例する燐光消光です。このメソッドは、正確な酸素濃度を提供していますが、独自の染料及び技術的に洗練された燐光寿命イメージングシステムが必要です。ここで、我々は2つ​​のflurescenceチャネルが標準で2光子イメージングシステム上で行うことができる簡単な、単純なアプローチを示しています。我々のアプローチは、本質的な組織信号5を活用してndは唯一の皮質微小循環の対照的な可視化を必要とします。ので、機能的に酸素濃度1を 、制限するでNADH蛍光の非線型、本質的にバイナリの増加の本質的なNADH蛍光は重要な、代謝的に制限する低酸素症の領域でのみ観察された増加した。重要な含意は皮質の血管から酸素拡散の組織の境界を直接内因性のNADH蛍光の円筒状の強度変化が観測されるということです。血管周囲の組織の酸素化ボリュームを定義する円筒状構造の概念は、8月クローグによって導入され、最近では実験的に二光子NADH画像1を使用して観察されているので、我々は、クローグシリンダとして、これらの構造体を参照してください。クローグシリンダーの画像は、画像フレームのZ-スタックをとることにより、3Dで収集することができます。彼らは、貫通動脈の近傍で特に顕著であり、彼らは合同のウィットです。hは枯渇動脈周囲組織のシリンダ1,4キャピラリー。 クローグ組織円筒半径Rの客観的な判断を（セクション5.2を参照）を提供するために我々は、円筒の中心とMatlabの関数&quot;improfile&quot;を使用して、外側の境界の間に、明確に定義されたセグメント内で、その半径方向のピクセルの強度値を測定した。セグメントの外側の境界は目に見える境界を越えて安全マージンを拡張するために選択する必要があります。信号対雑音レベルを向上させるために我々は、1°ステップで目に見える円筒セグメントをカバーするために必要なすべての放射状のライン上のaverageed。セグメント内の結果の平均半径方向の強度プロファイルが表示され、組織の境界Rに対応した急な増加を示した。我々は平均ラジアル強度プロファイルにシグモイド関数（例えばボルツマン関数）をフィットし、Rの定義として、その変曲点（これもX 0として知られている）を使用しました。対応する2-Photon微小血管（テキサスレッド）シリンダの中心で孤独な中心的な血管の断面を明らかにした。中央の血管の直径は、直接rを決定するために適用することができます。 二光子NADHイメージングは​​、皮質の微小血管の同時高分解能イメージングと同じ空間分解能を提供しています。このメソッドの定量的なアプリケーションのための重要な特徴は、±NADH蛍光増加のP 50は 3.4であることが測定されていることである0.6ミリメートルHgの1とmicroregional組織はpO 2の関数としてのNADH蛍光強度は、数学で記述することができますシグモイド関数。 。我々は、この手法は一酸素（10％空気中の酸素含有量を減少させることによって）、最も脆弱な脳の領域を識別することができますことを示している。また、酸素の拡散は、単純な幾何学的な血管のパターンに従っていることを示しています。 OneクリティカルこのメソッドのiCalのステップでは、頭蓋窓の準備の質である。手術は、露出領域への血流を妨げないために、最小限の損傷を生成する必要があります。懸念は、外科的に妥協の準備では、ウィンドウの下にある皮質は、任意の有意義な実験を排除し、始まるために低酸素のかもしれないということです。よく準備された頭蓋のウィンドウには、すべての船種で鮮やかな血流との縁に沿って有意な出血をそのままメジャーとマイナーの血管を持っている必要があります。正常酸素状態（動脈血80から100 mmHgで、SpはO2 97から99パーセント）の下で、脳実質が上昇NADH蛍光の顕著な、明るい組織パッチのない均一な、均質なNADHの​​蛍光を示すべきである。 我々のアプローチの基本的な物理的制約は、深さの浸透を制限されています。脳内の青緑色NADH蛍光は、これらの波長でのヘモグロビンの吸収と組織の散乱によって急速に減衰します。さらに、高開口数（例えば1.05）を水で浸漬の目的は、二光子NADHイメージングは​​、現在、皮質の層IおよびIIに制限されています。白質に近接またはエネルギー代謝可能性が高い灰白質とは異なりますので、この制限は科学的に関連しています。生体6のマウス皮質で説明したようにしかし、このような層IV-VIまたはそのような白質路や線条体など皮質下構造の深皮質構造の調査は、特殊なレンズを使用する必要がある。 このような機能充血、キャピラリ流量率の検出7の分析など他の測定と組み合わせた場合の酸素拡散境界のNADHベースの測定は、特に役立ちます。たとえば、この技術は、脳卒中やアルツハイマー病（AD）モデルでは低酸素状態を可視化するために適応させることができます。酸素拡散の単純なジオメトリは1つが毛細血管密度が事実である状況下で微小血管床における酸素勾配を予測することができます。8（例えば、AD 9）しわの減少毛細血管密度と脳組織領域がmicrostrokesに起因する低酸素損傷のリスクがあるかどうかを検討する。イメージへの能力はmicroregionallyまた、1つは、組織microstrokesの形状とサイズを検証し、低酸素症が発生した組織のボリュームと同様に、組織低酸素症とその後の神経細胞死またはキャピラリーリフォーム10の間の関係を決定することができます。 内在性NADH蛍光の増加が急性ミトコンドリア機能障害の直接的な結果であるので最後に、このメソッドは神経エネルギー代謝11とミトコンドリア機能障害のためのプロキシの特定のレポーターとしてNADHのイメージングを使用する機会を作成します。 結論としては、内因性のNADH蛍光の2光子イメージングは​​両方正常で、脳内の酸素供給と消費を理解するために使用することができ、シンプルで多くを求めないツールです。および病理学的状態にあります。

<table border="1"><tbody><tr valign="top"><td> 試薬の名前 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td><td> コメント（オプション） </td></tr><tr><td>暖房パッド</td><td> Bodiヒートを超えて</td><td></td><td></td></tr><tr><td>眼軟膏（人工涙） </td><td>ファイザー</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ポビドンヨード10％溶液</td><td> Betadine </td><td></td><td></td></tr><tr><td>塩化第二鉄10％溶液</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>セメント</td><td> Stoelting会社</td><td> 51456 </td><td></td></tr><tr><td>シアノアクリレート454 </td><td>ロックタイト</td><td></td><td></td></tr><tr><td> ACSF </td><td>ハーバード装置</td><td> 597316 </td><td></td></tr><tr><td> Microtorque IIハンドピースキット</td><td>ピアソン</td><td> R14-0002 </td><td></td></tr><tr><td> IRF 007ドリルビット</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 19008から07 </td><td></td></tr><tr><td>鉗子＃5 </td><td>ファイン科学ツール</td><td> 11295 </td><td></td></tr><tr><td>鉗子＃45分の5 </td><td>ファイン科学ツール</td><td> 11251から35 </td><td></td></tr><tr><td> ＃0ガラスカバースリップ</td><td>電子顕微鏡学</td><td> 63750から01 </td><td></td></tr><tr><td>光電子増倍管</td><td>浜松市</td><td> HC125-02 </td><td></td></tr><tr><td lang="it-IT" xml:lang="it-IT"> Ti：サファイアレーザー舞 - 太極拳</td><td>スペクトラ·フィジックス</td><td> ＆回り、湧き出る！ </td><td></td></tr></tbody></table>

detection of microregional hypoxia in mouse cerebral cortex by two-photon imaging of endogenous nadh fluorescence

代謝需要の高いレベルで機能するために脳の能力は、血流と組織の酸素拡散を介して連続的な酸素供給に依存しています。ここでは、直接microregional組織低酸素を視覚化するとマウスの皮質に血管周囲の酸素勾配を推論するために可視化する実験的方法論のプロトコルを提示します。それはニコチンアミドアデニンジヌクレオチド（NADH）内因性の蛍光強度および組織NADH蛍光が急激に10 mmHgの1以下の組織の酸素濃度で増加が観察組織の酸素分圧との間の非直線関係に基づいています。我々は、テキサスレッドデキストランとは対照的に本質的なNADH組織の蛍光と血漿の同時励起を可能にする740 nmの二光子励起を使用しています。既存のアプローチに比べてこの方法の利点は次のようなものがあります：それは本質的な組織信号を活用し、 生体内 IM の標準的な2光子を用いて行うことができます。機器のエージング、それは〜50μmの深さ分解能で視野全体での継続的な監視を可能にします。我々は、脳の血管から遠い脳組織領域が血管の酸素供給の減少は、次の機能が低酸素状態になって最初にある脆弱な流域に対応して示しています。このメソッドは、イメージmicroregional皮質酸素1つのことができ、したがって、脳血管疾患と脳卒中の不十分なまたは制限され、組織の酸素供給の役割を調べるために有用である。

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Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence

ここでは、直接マウス皮質でmicroregional組織低酸素を可視化する方法について説明します。<emin vivoでの&gt;</em&gt;。それはニコチンアミドアデニンジヌクレオチド（NADH）と皮質微小循環の同時二光子イメージングに基づいています。このメソッドは、組織の酸素供給の高解像度解析に有用である。

内在性NADH蛍光の二光子イメージングによるマウス大脳皮質におけるMicroregional低酸素の検出

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. ...

detection-microregional-hypoxia-mouse-cerebral-cortex-two-photon

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.0K ビュー.  University of Rochester Medical Center. ここでは、直接マウス皮質でmicroregional組織低酸素を可視化する方法について説明します。。それはニコチンアミドアデニンジヌクレオチド（NADH）と皮質微小循環の同時二光子イメージングに基づいています。このメソッドは、組織の酸素供給の高解像度解析に有用である。

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In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

二光子顕微鏡を用いたマウス脊髄の in vivoイメージングで

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

神経科学

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

皮質ニューロンにおける経験依存性分子の変化の in vivo二光子イメージングにおける

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as addition/removal of synapses, occur in an experience-dependent manner, providing the structural foundation of neuronal plasticity. As postsynaptic components of the most excitatory synapses in the cortex, dendritic spines are considered to be a good proxy of synapses. Taking advantages of mouse genetics and fluorescent labeling techniques, individual neurons and their synaptic structures can be labeled in the intact brain. Here we introduce a transcranial imaging protocol using two-photon laser scanning microscopy to follow fluorescently labeled postsynaptic dendritic spines over time in vivo. This protocol utilizes a thinned-skull preparation, which keeps the skull intact and avoids inflammatory effects caused by exposure of the meninges and the cortex. Therefore, images can be acquired immediately after surgery is performed. The experimental procedure can be performed repetitively over various time intervals ranging from hours to years. The application of this preparation can also be expanded to investigate different cortical regions and layers, as well as other cell types, under physiological and pathological conditions.

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

Time-lapse imaging in the living animal provides valuable information on structural reorganization in the intact brain. Here, we introduce a thinned-skull preparation that allows transcranial imaging of fluorescently labeled synaptic structures in the living mouse cortex by two-photon microscopy.

二光子<em&gt; in vivoで</em&gt;間引き頭蓋骨の準備を使用して、マウス皮質における樹状突起棘のイメージング

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as ...

Two-photon Imaging of Cellular Dynamics in the Mouse Spinal Cord

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for live-cell imaging in the murine spinal cord. This technique is uniquely suited to analyze neural precursor cell (NPC) dynamics following transplantation into spinal cords undergoing neuroinflammatory demyelinating disorders. NPCs migrate to sites of axonal damage, proliferate, differentiate into oligodendrocytes, and participate in direct remyelination. NPCs are thereby a promising therapeutic treatment to ameliorate chronic demyelinating diseases. Because transplanted NPCs migrate to the damaged areas on the ventral side of the spinal cord, traditional intravital 2P imaging is impossible, and only information on static interactions was previously available using histochemical staining approaches. Although this method was generated to image transplanted NPCs in the ventral spinal cord, it can be applied to numerous studies of transplanted and endogenous cells throughout the entire spinal cord. In this article, we demonstrate the preparation and imaging of a spinal cord with enhanced yellow fluorescent protein-expressing axons and enhanced green fluorescent protein-expressing transplanted NPCs.

A new ex vivo preparation for imaging the mouse spinal cord. This protocol allows for two-photon imaging of live cellular interactions throughout the spinal cord.

マウス脊髄における細胞ダイナミクスの二光子イメージング

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for ...

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon microscopy in Thy1-GFP transgenic mouse line. This approach creates a possibility to investigate the correlation of behavioural manipulations with changes in neuronal morphology in vivo.
The cranial window implantation procedure was considered to be limited only to the easily accessible cortex regions such as the barrel field. Our approach allows visualization of neurons in the highly vascularized RSC. RSC is an important element of the brain circuit responsible for spatial memory, previously deemed to be problematic for in vivo two-photon imaging.
The cranial window implantation over the RSC is combined with an injection of mCherry-expressing recombinant adeno-associated virus (rAAVmCherry) into the dorsal hippocampus. The expressed mCherry spreads out to axonal projections from the hippocampus to RSC, enabling the visualization of changes in both presynaptic axonal boutons and postsynaptic dendritic spines in the cortex. 
This technique allows long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in mouse retrosplenial cortex using in vivo two photon microscopy in Thy1-GFP transgenic line. This approach is combined with injection of mCherry-expressing adeno-associated virus into dorsal hippocampus. These techniques allow long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

同時2光子<em&gt;インビボ</emマウス脳梁膨大後部皮質におけるシナプス入力とシナプス後ターゲットの&gt;イメージング

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon ...

Quantification of Cerebral Vascular Architecture using Two-photon Microscopy in a Mouse Model of HIV-induced Neuroinflammation

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic neuroinflammatory state within the central nervous system (CNS), thought to be driven principally by virally-mediated activation of microglia and brain resident macrophages. HIV-1 infection is also accompanied by changes in cerebrovascular blood flow (CBF), raising the possibility that HIV-associated chronic neuroinflammation may lead to changes in CBF and/or in cerebral vascular architecture. To address this question, we have used a mouse model for HIV-induced neuroinflammation, and we have tested whether long-term exposure to this inflammatory environment may damage brain vasculature and result in rarefaction of capillary networks. In this paper we describe a method to quantify changes in cortical capillary density in a mouse model of neuroinflammatory disease (HIV-1 Tat transgenic mice). This generalizable approach employs in vivo two-photon imaging of cortical capillaries through a thin-skull cortical window, as well as ex vivo two-photon imaging of cortical capillaries in mouse brain sections. These procedures produce images and z-stack files of capillary networks, respectively, which can be then subjected to quantitative analysis in order to assess changes in cerebral vascular architecture.

This paper describes a method by which the vascular architecture in the brain can be quantified using in vivo and ex vivo two-photon microscopy.

HIV誘導神経炎症のマウスモデルでは二光子顕微鏡を用いた脳血管のアーキテクチャの定量化

Human Immunodeficiency Virus 1 (HIV-1) infection frequently results in HIV-1 Associated Neurocognitive Disorders (HAND), and is characterized by a chronic ...

Two-photon Calcium Imaging in Neuronal Dendrites in Brain Slices

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ fluctuations can occur through a variety of membrane and intracellular mechanisms and play a crucial role in the induction of synaptic plasticity and regulation of dendritic excitability. Hence, the ability to record different types of Ca2+ signals in dendritic branches is valuable for groups studying how dendrites integrate information. The advent of two-photon microscopy has made such studies significantly easier by solving the problems inherent to imaging in live tissue, such as light scattering and photodamage. Moreover, through combination of conventional electrophysiological techniques with two-photon Ca2+ imaging, it is possible to investigate local Ca2+ fluctuations in neuronal dendrites in parallel with recordings of synaptic activity in soma. Here, we describe how to use this method to study the dynamics of local Ca2+ transients (CaTs) in dendrites of GABAergic inhibitory interneurons. The method can be also applied to studying dendritic Ca2+ signaling in different neuronal types in acute brain slices.

We present a method combining whole-cell patch-clamp recordings and two-photon imaging to record Ca2+ transients in neuronal dendrites in acute brain slices.

脳スライスにおける神経樹状突起における 2 光子カルシウム イメージング

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

生体内で新生仔マウスの大脳皮質ニューロンの 2 光子イメージング

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...

Transpupillary Two-Photon In Vivo Imaging of the Mouse Retina

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent and cause visual impairment and blindness. Understanding how such diseases progress is critical to formulating new treatments. In vivo&#160;microscopy in animal models of disease is a powerful tool for understanding neurodegeneration and has led to important progress towards treatments of conditions ranging from Alzheimer&#39;s disease to stroke. Given that the retina is the only central nervous system structure inherently accessible by optical approaches, it naturally lends itself towards in vivo imaging. However, the native optics of the lens and cornea present some challenges for effective imaging access.
This protocol outlines methods for in vivo two-photon imaging of cellular cohorts and structures in the mouse retina at cellular resolution, applicable for both acute- and chronic-duration imaging experiments. It presents examples of retinal ganglion cell (RGC), amacrine cell, microglial, and vascular imaging using a suite of labeling techniques including adeno-associated virus (AAV) vectors, transgenic mice, and inorganic dyes. Importantly, these techniques extend to all cell types of the retina, and suggested methods for accessing other cellular populations of interest are described. Also detailed are example strategies for manual image postprocessing for display and quantification. These techniques are directly applicable to studies of retinal function in health and disease.

In vivo imaging is a powerful tool for the study of biology in health and disease. This protocol describes transpupillary imaging of the mouse retina with a standard two-photon microscope. It also demonstrates different in vivoimaging methods to fluorescently label multiple cellular cohorts of the retina.

経瞳孔二光子マウス網膜のin vivoイメージング

The retina transforms light signals from the environment into electrical signals that are propagated to the brain. Diseases of the retina are prevalent ...

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal excitability. Recent studies have revealed the differential gene expression and functional heterogeneity of microglia in different brain regions. The unique functions of the hippocampal neural network in learning and memory may be associated with the active roles of microglia in synapse remodeling. However, inflammatory responses induced by surgical procedures have been problematic in the two-photon microscopic analysis of hippocampal microglia. Here, a method is presented that enables the chronic observation of microglia in all layers of the hippocampal CA1 through an imaging window. This method allows the analysis of morphological changes in microglial processes for more than 1 month. Long-term and high-resolution imaging of the resting microglia requires minimally invasive surgical procedures, appropriate objective lens selection, and optimized imaging techniques. The transient inflammatory response of hippocampal microglia may prevent imaging immediately after surgery, but the microglia restore their quiescent morphology within a few weeks. Furthermore, imaging neurons simultaneously with microglia allows us to analyze the interactions of multiple cell types in the hippocampus. This technique may provide essential information about microglial function in the hippocampus.

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

This paper describes a method for chronic in vivo observation of the resting microglia in the mouse hippocampal CA1 using precisely controlled surgery and two-photon microscopy.