著者は、暖かく博士KK Fenrich、博士のMCに感謝します。 Amoureux、P.ウェーバーで親切な議論のためのA. Jaouen; M.ホチン、C.ムニエ、M. Metwaly、S. Bensemmane、J. Bonnardel、IBDMLの動物施設と技術サポートのためのIBDMLでPicSILのイメージングプラットフォームのスタッフのスタッフ。この作品は、研究所国立デュがん（INCA-DGOS-INSERM6038）からGR、アジャン国立·デ·ラ·ルシェルシュ（ANR JCJC PathoVisu3Dyn）への補助金によって支えられて、連盟は連盟フェローシップにより、FDにLAルシェルシュシュールルCerveau（FRC）を注ぐCRにデ·ラ·ルシェルシュMédicaleとCancéropoleご覧の皆様。

全ての実験手順は、実験動物の管理と使用に関する（86/609/EEC）フランスの法律に従ったと1986年11月24日の欧州共同体理事会指令に準拠して実施した。動物研究は方向DépartementaleDESサービスVétérinairesDESブーシュデュローヌ（ライセンスD-13-055から21）で承認され、プロヴァンスコートダジュールN°14（プロジェクト87から04122012）の倫理委員会によって承認された。 1。スフェロイドの準備<ol><li> アガロースでコーティングされたペトリ皿の調製 <ol><li>ウシ胎児血清を補充していない細胞培養培地100mlでアガロース1gを混合する。電子レンジで使用します（40秒850ワット、その後3×15秒、各マイクロ波セッション間でソリューションをかき混ぜる）ソリューションを沸騰させると、完全にアガロースを溶解する。殺菌を確実にするために120℃で20分間、この1％アガロース溶液をオートクレーブ。LITY 注 ：完全にオートクレーブプロトコルの前にアガロースを溶解するために注意してください。不均一性は、スフェロイドの形成を損なう可能性がある。 </li><li>一度オートクレーブから取り出され、100×20mmのペトリ皿の中で1％アガロース溶液10mlを注ぐ。 1％アガロース溶液が固化することを可能にするために、室温でペトリ皿を20分のままにしておきます。 </li><li>湿度を維持するために、アガロース上で10mlのPBSを追加します。蒸発を防ぐためにパラフィルムで覆って、アガロースでコーティングされたペトリ皿のふたを密封する。適切PBS層により加湿場合ペトリ皿を4℃で最長2ヶ月間保存することができる。 </li></ol></li><li> 回転楕円体の文化 <ol><li> 75cm 2のフラスコの中で、文化の単層としての推奨培地中の神経膠腫細胞。 </li><li>神経膠腫細胞の2D単層を含有するフラスコから収集し、「プレコンディショニング培地」1.5mlの1％アガロースでコーティングされたペトリ皿の一方からPBSを交換してくださいS。 </li><li>神経膠腫細胞の2D単層の入ったフラスコから培地を除去します。 </li><li>静かに10mlのPBSで単層を洗浄します。 </li><li>トリプシン/ EDTA溶液の0.05％の2 mlを加え、37℃でフラスコ注 4分間インキュベートする：インキュベーション時間は、使用される細胞株に応じて変化し得る。 </li><li>静かに細胞懸濁液をフラッシュ、トリプシンの作用を停止するための培地の8ミリリットルを追加します（注）。それが細胞死を増加すると、細胞懸濁液中の空気をフラッシュしないように注意してください。 </li><li>無菌バイアル中の細胞懸濁液の6ミリリットルを入れた。 </li><li>遠心分離器800 rpmでバイアル4分。 </li><li>上清を除去し、静かに培養液3mlの細胞沈殿物を一時停止。 </li><li>準備されたアガロースでコーティングされたペトリ皿に細胞懸濁液をシード。 </li><li>所望の直径のスフェロイドが形成されるまで2〜3日間、5％CO 2雰囲気中37℃でペトリ皿に入れた。 </li></ol></li></oL&gt; 2。スフェロイドとウィンドウ移植<ol><li> 注入システムの製造 <ol><li> 10分間、70％エタノール中で超音波処理によって清浄なガラスキャピラリー（直径1mm）。乾燥するまでインキュベーター内の水の前に配置して2回すすいでください。 </li><li>少量入荷を準備するために、ピペットプラーを持ついくつかの洗浄したガラスキャピラリを引き出します。 </li><li>典型的には300〜350ミクロンの外径および250〜300ミクロンの内径：所望の大きさの斜角端を得るために、ティッシュ紙の上に先端を引っ掻くことによって引っ張らキャピラリの先端を破る。この成形工程の間に、目盛り付き接眼ミラが装備されているマクロスコープを使用して、キャピラリーの直径を制御する。 </li><li>内径のキャピラリーの外径に適合するプラスチックチューブの部分を使用して、3ウェイ·マニホールドに毛細血管の非ベベル四肢を接続します。 </li><li>プラスチックtubinを使用してgが、マニホールドの2つの方法を接続する 25μlのマイクロリットルシリンジ及び組織適合性鉱油を装填1mlシリンジに。 </li><li>マイクロシリンジおよび1ミリリットルの注射器間の経路を確立するために、マニホールドセレクタを調整します。削除する マイクロシリンジのピストンと、それが1ミリリットル注射器のピストンを押すことにより漏出するまで後方にマイクロシリンジにミネラルオイルを注入。チューブ内の気泡を残さないように注意しながらマイクロシリンジのピストンを交換してください。 </li><li>キャピラリーと1ミリリットルの注射器間の経路を確立するために、マニホールドセレクタを調整します。チューブ内の気泡を残さないように注意しながら、それが先端から漏れ出すまでミネラルオイルでキャピラリーを埋める。 </li><li>マイクロシリンジとキャピラリ間の接続を確立するためにマニホールドセレクタを調整します。鉱油の約10μLを追い出す。 </li><li> PBS溶液にキャピラリ先端を浸しおよびマイクロシリンジのゲージを使用して、キャピラリー中のPBS5μlの中で吸う。石油とPBSの間のメニスカスがはっきりと見えることに注意してください。 </li><li>手術マクロスコープの下にフィットする3軸マイクロマニピュレータに毛細血管を修正します。このシステムは、視覚的制御下に注射部位にキャピラリを標的化するために使用される。 </li></ol></li><li> 回転楕円体の移植 <ol><li>軽く（1〜1.5分の間に、空気中の1.5％）、誘導室にイソフルランの吸入によりマウスを鎮静。 </li><li>ケタミン/キシラジン（120 mg / kgで、12 mg / kg）の混合物の腹腔内注射で動物を麻酔。麻酔は、多くの場合、動物の体温を低下させることに留意されたい。これは、26℃の室内で手術を続行すると、基になるthermocontrolled加熱パッドで動物を暖かく保つことをお勧めします。 </li><li>眼の乾燥を避けるために、眼軟膏を適用します。 </li><li>動物の頭皮を剃る。 </li><li>場所耳のバーやマウスピースを使って定位フレーム内の動物。 </li><li>ポビドンヨード（3％の石鹸は、10％溶液）で皮膚をきれいにします。 </li><li>メスで頭皮の中央に縦方向に長さ1cmの切開を加えます。はさみは頭頂骨の上の皮膚を切り取って削除]を使用。 </li><li>メスの刃で軽く頭蓋骨の上に骨膜を除去します。寛大に後でセメント遵守のための粗面を生成するために、骨の上にシアノアクリレートを適用します。 </li><li>直径4mmの開頭を生成するために、外科的マクロスコープの下頭頂骨をドリル。寛大な加熱を防止するために、全体の手順の間、ペニシリン（1,000 U / ml）とStreptomicin（1ミリグラム/ ml）を含む氷冷PBSを追加します。鉗子とウェット滅菌ガーゼの小さな骨片を取り除く。出血を避けるために、離れて頭頂頭蓋骨縫合から少なくとも1ミリメートルのドリルに注意してください。 </li><li>ガラス窓が密封される開頭の境界で薄い骨。目的は、Eにある脳とガラスの間の最大接触面を有するガラス窓に、Nsureカート平面位置決め。ゆっくりとピンセットを用いて骨を除去し、PBS溶液で公開される耐久母校を清掃してください。 </li><li> 、直径5mm丸いガラスカバースリップを取るアルコールでそれをきれいにし、ティッシュペーパーでそれを乾燥させます。開頭のための蓋としてカバースリップを使用して、脳の大型フラット表面はガラスと接触に入っていることを確認してみてください。必要に応じて、カバーガラスに、さらに薄い側の骨を取り除く。そっと場所で一度カバース​​リップ上で圧力をかけた場合、脳がフラット絞ら取得できるようになるまで進みます。 </li><li>再びアルコールでカバーガラスを清掃し、ティッシュペーパーで乾かし、そして離れてそれを保存します。 </li><li> 26ゲージの針で、まだメインの血管を避け開頭の中心部に耐久母校に穴を作る。このステップの目的はただ耐久母校を開くことですとして脳実質を損傷しないように注意してください。 </li><li>優しく耐久母校のWIをきれいに出血性の血液を除去するためにPBS溶液を番目。回転楕円体の注入を準備している間ティッシュペーパーの切れ端でカバーしています。 </li><li>ステップ2.1で作成回転楕円噴射システムでは、ステップ1.2で作成ペトリ皿からキャピラリー内径（約200〜250μm）をフィッティングラウンド回転楕円体を吸う。回転楕円体は、大きく分けて5μlの培養液と一緒に来る必要があります。それは、その重みで毛細管現象の先に落ちるべきです。 </li><li>開頭術をカバーするために使用されるウェットティッシュペーパーを取り外し、注入システムの下で動物を配置します。 </li><li>それは耐久母校で行われた穴に接触するまでインジェクションピペットを下げます。すると、250ミクロンで再びそれを下げる。 30秒待ってください。 </li><li>ゆっくりとティッシュペーパーの薄片に余分な液体を汲み出しながらマイクロシリンジのピストン（​​2-3μl）を使用して、回転楕円体を注入する。 30秒待ってから、ゆっくりと表面に向かって50ミクロンでインジェクションピペットを持ち上げます。 30秒とrepea再び待つ表面までの50μmのステップによるリフティング手順T。時間を待って、ピペットに固執するだろう回転楕円体の抽出を避けることができます。 </li><li>蛍光マクロスコープを用いて脳内の回転楕円体の存在を確認する。 </li><li>シャーレ内のPBS溶液で、100〜300ミクロン径架橋デキストランゲルビーズをミックス。 1分待ってから、いくつかの水和ビーズを釣る。開頭術に隣接した骨の上に置きます。 </li><li>巨視的制御の下で、耐久母校の開口部の大きさと同様、直径1のビーズを選択してください。鉗子を使用して2等分における架橋デキストランゲルのビーズをカット。 </li><li>静かに回転楕円体に向かって凸顔を注入穴に架橋デキストランゲル半ビーズを入れる。凹のフロンティアは、周囲の硬膜-硬膜との接触に入るまでゆっくり下降回転楕円体を押して削除しないように注意してください。 </li><li>ガラススライド上にシアノアクリレート接着剤の滴を置く; DROに爪楊枝の先端を浸し少量の接着剤を取るためのp。すぐに周囲に接着剤を打ち抜いて、隣接する硬膜-母校に架橋デキストランゲル半ビードの端をシールします。爪楊枝に架橋デキストランゲルヘミビーズを接着避けるために、迅速かつ正確な動作を行うように注意してください。乾燥させた後に画像化を防ぐことはできません場合は、広がり、妨げることができ、接着剤の過剰を避ける。接着剤が乾燥した後、PBS溶液で開頭術や周囲の骨をきれいにするために2分待ちます。 </li></ol></li><li> 窓注入 <ol><li> （2.2.12を参照）開頭の上に直径5mmの円形のカバースリップを置く。カバーガラスの縁は開頭の外側に薄くなった頭蓋骨上にある必要があります。カバースリップをし、縁は耐久母校と薄くなった骨と接触していなければならない。そうでなければ、瘢痕組織が光学的透明度を開発し、妨げることができる耐久硬膜とカバーガラスとの間の直接的な接触を持つことが非常に重要である。 </li><li>組織と、日にPBSを吸収電子カバースリップの縁部カバースリップの中央に小さな圧力を加えたとき、溶液は完全に開頭術を覆わないようにする。これは、骨、ガラスお​​よび脳が関心のある領域の側面に互いに接着されていることを保証する。 </li><li>そっと骨とカバーガラスの間の境界にシアノアクリレートを加えながらピンセットでカバースリップの中央に小さな圧力を維持する。接着剤は、自発的にPBS溶液との界面まで拡散する。解決策は、接着剤の疎水与えバリアとして機能します。シールは、分未満に効果があるが、それが修正されるまで、カバースリップを動かさないように細心の注意を取る必要があります。これはそうでない、したがって手術の失敗につながる耐久母校にシアノアクリレート漏れをもたらすであろう。 </li><li>接着剤がガラスの上に広がっていた場合、それはそうでなければ、光学的透明度を減少させることができるように、らせん状の動きを実行して、マイクロ手術用メスの刃を使用して、それを削除してください。ドゥリンカバーガラスを壊さないように気を付けるG過度の圧力による手順。 </li><li>隣接頭蓋骨に向かってカバースリップの端に歯科用セメントを適用することにより、ガラスの固定を統合。頭皮まで全体公開される頭蓋骨をカバーすることを確認します。余分なセメントを使用して、目的の浸漬に必要なプールを作成するためにカバースリップの周りに側壁を構築する。歯科用セメントは、10分未満で硬化する。 </li></ol></li></ol> 3。術後ケアとイメージングのための準備<ol><li> 術後ケア <ol><li>定位フレームからマウスを外し、Dexamethazon（0.2 mg / kg）をしてアノルフィン骨盤領域の上（5 mg / kg）を皮下に注入し、温かい組織巣をケージに彼女を置く。 </li><li>麻酔の効果が消えてまで、動物を監視します。手術後の一般的な2〜3時間で、マウスは完全に可動である。動物が食料や水への容易なアクセスを持っていることを確認してください。アガロース（グルコースを含むアガロースを動物に提供する3％、グルコース3％）。 </li><li>毎日動物の体重を監視し、手術後の最初10D用Dexamethazon（0.2 mg / kg）をし、アノルフィン（5 mg / kg）を皮下注射する。損失がその元の重量の15％を超えると倫理的配慮のために、マウスを安楽死させる。頭蓋内圧は、動物のための運動障害をもたらす腫瘍の大きさと共に増加する。これは、依存性腫瘍細胞株であり、様々な遅延が術後に発生する。特別な注意は、使用される細胞株を用いた実験のエンドポイントを特徴づ​​けるために注意する必要があります。 </li></ol></li><li> イメージングのための準備 <ol><li>軽く誘導室（1〜1.5分間、空気中の1.5％）でイソフルランの吸入によりマウスを鎮静。 </li><li>ケタミン/キシラジン（100 mg / kgで、10 mg / kg）の混合物の腹腔内注射で動物を麻酔。このような麻酔は通常観察の45分を可能にします。より長いイメージングセッションを実行するために、マウスにイソフルランの連続的な吸入の下に配置される空気（0.25から0.75パーセント）。 </li><li>眼の乾燥を避けるために、眼軟膏を適用します。 </li><li>定位フレームに動物を入れて、earbarsで頭蓋骨をブロックします。 </li><li>血管を可視化するために、蛍光色素を静脈内注射することができる。 </li><li>窓が汚れて表示される場合は、緩やかに薄い刃と組織の隅にデブリを除去することにより洗浄することができる。それは常に、歯科用セメントと互換性がありませんし、それがウィンドウの下に脳を冷却することができるように窓をきれいにアルコールを使用しないでください。 </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>DeAngelis, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+tumors.">Brain tumors.</a> N Engl J Med. 344, 114-123 (2001).</li><li>Ricard, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+brain+tumours+in+adults.">Primary brain tumours in adults.</a> Lancet. 379, 1984-1996 (2012).</li><li>Prados, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+III+randomized+study+of+radiotherapy+plus+procarbazine,+lomustine,+and+vincristine+with+or+without+BUdR+for+treatment+of+anaplastic+astrocytoma:+final+report+of+RTOG+9404.">Phase III randomized study of radiotherapy plus procarbazine, lomustine, and vincristine with or without BUdR for treatment of anaplastic astrocytoma: final report of RTOG 9404.</a> Int J Radiat Oncol Biol Phys. 58, 1147-1152 (2004).</li><li>Piao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glioblastoma+resistance+to+anti-VEGF+therapy+is+associated+with+myeloid+cell+infiltration,+stem+cell+accumulation,+and+a+mesenchymal+phenotype.">Glioblastoma resistance to anti-VEGF therapy is associated with myeloid cell infiltration, stem cell accumulation, and a mesenchymal phenotype.</a> Neuro Oncol. 14, 1379-1392 (2012).</li><li>Zhai, H., Heppner, F. L., Tsirka, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microglia/macrophages+promote+glioma+progression.">Microglia/macrophages promote glioma progression.</a> Glia. 59, 472-485 (2011).</li><li>Studwell, A. J., Kotton, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+shift+from+cell+cultures+to+creatures:+in+vivo+imaging+of+small+animals+in+experimental+regenerative+medicine.">A shift from cell cultures to creatures: in vivo imaging of small animals in experimental regenerative medicine.</a> Mol Ther. 19, 1933-1941 (2011).</li><li>Ustione, A., Piston, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+introduction+to+multiphoton+microscopy.">A simple introduction to multiphoton microscopy.</a> J Microsc. 243, 221-226 (2011).</li><li>Ricard, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Short-term+effects+of+synchrotron+irradiation+on+vasculature+and+tissue+in+healthy+mouse+brain.">Short-term effects of synchrotron irradiation on vasculature and tissue in healthy mouse brain.</a> J Synchrotron Radiat. 16, 477-483 (2009).</li><li>von Baumgarten, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bevacizumab+has+differential+and+dose-dependent+effects+on+glioma+blood+vessels+and+tumor+cells.">Bevacizumab has differential and dose-dependent effects on glioma blood vessels and tumor cells.</a> Clin Cancer Res. 17, 6192-6205 (2011).</li><li>Helmchen, F., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+tissue+two-photon+microscopy.">Deep tissue two-photon microscopy.</a> Nat Methods. 2, 932-940 (2005).</li><li>Mostany, R., Portera-Cailliau, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+craniotomy+surgery+procedure+for+chronic+brain+imaging.">A craniotomy surgery procedure for chronic brain imaging.</a> J Vis Exp. , 680 (2008).</li><li>Lathia, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+in+vivo+evidence+for+tumor+propagation+by+glioblastoma+cancer+stem+cells.">Direct in vivo evidence for tumor propagation by glioblastoma cancer stem cells.</a> PLoS One. 6, (2011).</li><li>Madden, K. S., Zettel, M. L., Majewska, A. K., Brown, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+tumor+imaging:+live+imaging+of+glioma+by+two-photon+microscopy.">Brain tumor imaging: live imaging of glioma by two-photon microscopy.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2013, (2013).</li><li>Winkler, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+glioma+cell+invasion+in+vivo+reveals+mechanisms+of+dissemination+and+peritumoral+angiogenesis.">Imaging glioma cell invasion in vivo reveals mechanisms of dissemination and peritumoral angiogenesis.</a> Glia. 57, 1306-1315 (2009).</li><li>Newcomb, E., Zagzag, D., Van Meir, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+12.">Ch. 12.</a> CNS Cancer, Cancer Drug Discovery and Development. , 227-241 (2009).</li><li>Ulrich, T. A., de Juan Pardo, E. M., Kumar, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mechanical+rigidity+of+the+extracellular+matrix+regulates+the+structure,+motility,+and+proliferation+of+glioma+cells.">The mechanical rigidity of the extracellular matrix regulates the structure, motility, and proliferation of glioma cells.</a> Cancer Res. 69, 4167-4174 (2009).</li></ol>

著者は、彼らが競合する経済的利益を持っていないことを宣言します。

このアプローチは、光学イメージング法の使用は、数日から数週間にわたって同所移植し、神経膠腫の成長を監視することができます。同じ動物は、その後、病理の過程中に実質的に任意の脳の撮像モダリティに供することができる。まだ2光子顕微鏡の特定の調製は、生きている動物の脳の中に細胞内分解能を達成するためのユニークな機会を提供しています。我々のプロトコルは、神経膠...

多形性膠芽腫では12ヶ月の生存期間中央値は、5％の5年生存率は成人で脳腫瘍の最も積極的な形として表示されます。臨床管理は、手術、放射線療法、しばしば組み合わせて使用​​される化学療法に依存しています。しかしながら、これらの治療の効果は姑息1-3残る。 これまで、神経腫瘍学の研究のほとんどは、静的なビューを提供することができる技術に依存して、腫瘍を有する動物の大コホートに対して実施（実施例4,5参照）異なる時点で屠殺した。生体内画像化に基づいて、フォローアップ法の最近の開発は、神経膠腫の増殖及び腫瘍細胞の経時同じ動物に対するそれらの病態生理学的な微小環境との間の相互作用を研究することができる。これは6これまで達成できなかった情報の排他的な作品への道を開きます。目的の細胞に蛍光タグを発現するトランスジェニック動物は、使用することがあります本論文では、腫瘍細胞とEGニューロン間の特異的相互作用を研究するD。 過去10年間で、生体2光子顕微鏡7は、基本的な神経腫瘍学の研究として（&gt; 500ミクロンデュラ硬膜の下に）マウスの脳の深い生体内観察を行う能力について前臨床試験8,9におけるゴールドスタンダードとなっているマイクロメートル空間分解能10。慢性頭蓋窓11を移植同所動物モデルを用いた生体二光子顕微鏡を用いて、同じマウス9,12に経時的に腫瘍の進行を追跡することが可能である。 これらの以前に公表された動物モデルの主要な欠点の一つは、耐久硬膜細胞懸濁液の注射後9,13,14シールされていないとして、腫瘍の成長を支配する物理的制約を模倣しないことがある。神経膠腫細胞を、漏れること硬膜外の空間異1に同所神経膠腫モデルを変換する。 ここで紹介する動物モデルは、架橋デキストランゲル半ビーズおよび組織互換性のある接着剤で耐久母校のシールが続く200μmの深さで、大脳皮質内の蛍光神経膠腫細胞の回転楕円体の注入で構成されています。腫瘍の成長は、その後、病態生理学、物理的な制約を維持し脳実質に限定されています。腫瘍の上に移植され、慢性ガラス窓は、生体2光子顕微鏡のための簡単​​な光学アクセスを可能にする。関心対象の細胞における蛍光タグを発現するトランスジェニック動物を用いたが、経時的に神経膠腫の増殖のフォローアップを行うために（ここでは、蛍光デキストランで強調ニューロンおよび血管系を含む）、その微小環境との相互作用を研究することが可能である。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1337">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:425px;">Drill</td>
			<td style="width:383px;">Dremel (Germany)</td>
			<td style="width:156px;">398</td>
			<td style="width:375px;">any high quality surgical bone drill would suffice</td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:425px;">Drill burr (#1/4 Carbide Round Burr)</td>
			<td style="width:383px;">World Precision Instruments (USA)</td>
			<td>501860 (#1/4)</td>
			<td>also sold by Harvard Apparatus</td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Tissue scissors</td>
			<td style="width:383px;">World Precision Instruments (USA)</td>
			<td>14395</td>
			<td style="width:375px;"></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Dumont tweezers M5S</td>
			<td style="width:383px;">World Precision Instruments (USA)</td>
			<td>501764</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Dental cement</td>
			<td>GACD (USA)</td>
			<td>12-565 &#38; 12-568</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Cyanoacrylate</td>
			<td>Eleco-EFD (France)</td>
			<td>Cyanolit 201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Glass capillaries without filament</td>
			<td>Clark Electromedical Instruments (UK)</td>
			<td>GC100-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Microliter syringe (25 &#181;l)</td>
			<td>Hamilton (USA)</td>
			<td>702</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Micromanipulator</td>
			<td style="width:383px;">World Precision Instruments (USA)</td>
			<td>Kite-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">T derivation (3-way stopcock - Luer lock)</td>
			<td style="width:383px;">World Precision Instruments (USA)</td>
			<td>14035-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Stereotactic frame (mouse adaptor)</td>
			<td style="width:383px;">World Precision Instruments (USA)</td>
			<td>502063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Glass coverslips</td>
			<td>Warner Instruments (USA)</td>
			<td>CS-5R (64-0700)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Cross-linked dextran gel (Sephadex) G50 Coarse 100-300 &#181;m beads</td>
			<td>Available from various suppliers including Sigma (Germany)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Eye ointment</td>
			<td>TVM (France)</td>
			<td>Ocry-gel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Fluorescence macroscope</td>
			<td>Leica MZFLIII (Germany)</td>
			<td></td>
			<td>also sold by other companies</td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Two-photon microscope</td>
			<td>Zeiss LSM 7MP (Germany)</td>
			<td></td>
			<td>also sold by other companies (Nikon, &#8230;)</td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;">Infrared tunable femtosecond laser (Ma&#239;-Ta&#239;)</td>
			<td>Spectra Physics (USA)</td>
			<td></td>
			<td>also sold by other companies</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an orthotopic glioblastoma mouse model maintaining brain parenchymal physical constraints and suitable for intravital two-photon microscopy

多形性膠芽腫（GBM）は、これまでの利用可能な治癒的治療と脳腫瘍の最も積極的な形式です。 この病理のマウスモデルは、耐久母校の切開後の脳実質への神経膠腫細胞の懸濁液の注入に依存しています。細胞は生体2光子顕微鏡にアクセスできるように表面的に注入されなければならないのに対して、表面的な注射は生理病理学的条件を再現することができない。実際に、注入管を通って逃げるほとんどの腫瘍細胞は、それらが実質組織から機械的制約の非存在下で異常に速い展開硬膜外空間に到達する。 我々の改良が局所的に神経膠腫スフェロイドを注入するのではなく、大脳皮質の浅層においてもsurrounに接着されている架橋デキストランゲル半ビードにより注射部位を詰まらにおける神経膠腫細胞の懸濁液を注入するだけでなく構成されてい丁実質およびシアノアクリレートと耐久母校に密封さ。要するに、これらの手段は、脳実質の内部の腫瘍細胞の生理学的膨張および浸潤を強制。開頭術は、最終的にガラス窓で閉じた瘢痕組織の発達の非存在下で数週間にわたって慢性的イメージングを可能にするために頭蓋骨に接合。 我々は、神経膠細胞、ニューロン（ 例えば、THY1-CFPマウス）および血管系（蛍光色素の静脈内注射によって強調されている）との間に生じる相互作用の動力学は、生体によって視覚化することができることを示した蛍光腫瘍細胞でグラフト化された蛍光体トランスジェニック動物を利用して疾患の進行中に二光子顕微鏡。 画像への可能性を最小限に妥協脳環境での微視的な解像度で腫瘍が神経腫瘍学および薬物検査の分野に利益をもたらすべきである現在のGBM動物モデルの改善を示す。 </p&gt;

外科的プロトコルは（ 図1）が実行されると、動物は屠殺まで週にわたって蛍光顕微鏡を用いて観察することができる。炎症反応は、1〜2週間以内に消失する手術後に観察することができる。腫瘍増殖は、蛍光肉眼及び二光子顕微鏡法（ 図2）を含む種々の顕微鏡技術によって観察することができる。ここに示された例のイメージは、蛍光マクロスコープ及びフェムト...

Watch this Scientific Journal Video about An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy at JoVE.com

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

我々は、腫瘍の成長の間の遊びで、通常の生物物理学的な制約を再現生体2光子顕微鏡用マウスにおける皮質同所神経膠芽腫モデルを確立している。腫瘍の上に頭蓋骨を交換慢性ガラス窓は、2光子顕微鏡による経時的な腫瘍進行のフォローアップを可能にします。

同所神経膠芽腫モデルマウスは、脳実質細胞の物理的制約を維持し、生体内二光子顕微鏡に適し

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

an-orthotopic-glioblastoma-mouse-model-maintaining-brain-parenchymal

Research

JoVE Journal

Medicine

19.6K ビュー.  Aix Marseille University. 我々は、腫瘍の成長の間の遊びで、通常の生物物理学的な制約を再現生体2光子顕微鏡用マウスにおける皮質同所神経膠芽腫モデルを確立している。腫瘍の上に頭蓋骨を交換慢性ガラス窓は、2光子顕微鏡による経時的な腫瘍進行のフォローアップを可能にします。 

ビデオ: An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

マウス膀胱癌の同所性モデル

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

医学

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

口腔扁平上皮癌の同所性マウスモデルにおける腫瘍細胞の浸潤の多光子イメージング

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the understanding of the mechanics of tumor invasion, and direct intracerebral inoculation of tumor provides the opportunity of observing the invasive process in a physiologically appropriate environment2. As far as human brain tumors are concerned, the orthotopic models currently available are established either by stereotaxic injection of cell suspensions or implantation of a solid piece of tumor through a complicated craniotomy procedure3. In our technique we harvest cells from tissue culture to create a cell suspension used to implant directly into the brain. The duration of the surgery is approximately 30 minutes, and as the mouse needs to be in a constant surgical plane, an injectable anesthetic is used. The mouse is placed in a stereotaxic jig made by Stoetling (figure 1). After the surgical area is cleaned and prepared, an incision is made; and the bregma is located to determine the location of the craniotomy. The location of the craniotomy is 2 mm to the right and 1 mm rostral to the bregma. The depth is 3 mm from the surface of the skull, and cells are injected at a rate of 2 &mu;l every 2 minutes. The skin is sutured with 5-0 PDS, and the mouse is allowed to wake up on a heating pad. From our experience, depending on the cell line, treatment can take place from 7-10 days after surgery. Drug delivery is dependent on the drug composition. For radiation treatment the mice are anesthetized, and put into a custom made jig. Lead covers the mouse's body and exposes only the brain of the mouse. The study of tumorigenesis and the evaluation of new therapies for GBM require accurate and reproducible brain tumor animal models. Thus we use this orthotopic brain model to study the interaction of the microenvironment of the brain and the tumor, to test the effectiveness of different therapeutic agents with and without radiation.

The purpose of this article is to describe the use of an orthotopic glioblastoma model for chemoradiation studies. This article will go though cell processing, implanting, and radiotherapy of the mouse using an intracranial model.

同所性マウス脳腫瘍モデルのコンビネーション放射線治療

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the ...

An Orthotopic Mouse Model of Anaplastic Thyroid Carcinoma

Several types of animal models of human thyroid carcinomas have been established, including subcutaneous xenograft and orthotopic implantation of cancer cells into immunodeficient mice. Subcutaneous xenograft models have been valuable for preclinical screening and evaluation of new therapeutic treatments. There are a number of advantages to using a subcutaneous model; 1) rapid, 2) reproducible, and 3) tumor establishment, growth, and response to therapeutic agents may be monitored by visual inspection. However, substantial evidence has shed light on the short-comings of subcutaneous xenograft models1-3. For instance, medicinal treatments demonstrating curative properties in subcutaneous xenograft models often have no notable impact on the human disease. The microenvironment of the site of xenographic transplantation or injection lies at the heart of this dissimilarity.
Orthotopic tumor xenograft models provide a more biologically relevant context in which to study the disease. The advantages of implanting diseased cells or tissue into their anatomical origin equivalent within a host animal includes a suitable site for tumor-host interactions, development of disease-related metastases and the ability to examine site-specific influence on investigational therapeutic remedies. Therefore, orthotopic xenograft models harbor far more clinical value because they closely reproduce human disease. For these reasons, a number of groups have taken advantage of an orthotopic thyroid cancer model as a research tool4-7.
Here, we describe an approach that establishes an orthotopic model for the study of anaplastic thyroid carcinoma (ATC), which is highly invasive, resists treatment, and is virtually fatal in all diagnosed patients. Cultured ATC cells are prepared as a dissociated cellular suspension in a solution containing a basement membrane matrix. A small volume is slowly injected into the right thyroid gland. Overall appearance and health of the mice are monitored to ensure minimal post-operative complications and to gauge pathological penetrance of the cancer. Mice are sacrificed at 4 weeks, and tissue is collected for histological analysis. Animals may be taken at later time-points to examine more advance progression of the disease. Production of this orthotopic mouse model establishes a platform that accomplishes two objectives: 1) further our understanding of ATC pathology, and 2) screen current and future therapeutic agents for efficacy in combating ATC.

Generation of an orthotopic mouse model of anaplastic thyroid carcinoma is described here. This technique employs surgical placement of human anaplastic thyroid cancer cells into the thyroid of immunodeficient mice, thus creating a more clinically relevant setting to study disease progression as well as screen innovative therapeutic interventions.

甲状腺未分化癌の同所性マウスモデル

Several types of animal models of human thyroid carcinomas have been established, including subcutaneous xenograft and orthotopic implantation of cancer ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

遺伝子送達研究のための同所膀胱癌モデル

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

An Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer Metastasis

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but rather the formation of distinct metastasis, the ability to effectively model this progression pre-clinically is of high value. In this model, cells are directly implanted into the ventral lobe of the prostate in Balb/c athymic mice, and allowed to progress for 4-6 weeks. At experiment termination, several distinct endpoints can be measured, such as size and molecular characterization of the primary tumor, the presence and quantification of circulating tumor cells in the blood and bone marrow, and formation of metastasis to the lung. In addition to a variety of endpoints, this model provides a picture of a cells ability to invade and escape the primary organ, enter and survive in the circulatory system, and implant and grow in a secondary site. This model has been used effectively to measure metastatic response to both changes in protein expression as well as to response to small molecule therapeutics, in a short turnaround time.

This orthotopic model of human prostate cancer allows for quantification of tumor size, circulating tumor cells, and formation of distinct metastasis to the lung. As cells must escape the primary organ, enter the blood stream, and implant into a secondary site, this model effectively recapitulates the scenario in humans.

ヒト前立腺癌転移の同所マウスモデル

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of  human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but  ...

Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Although acute brain trauma often results from head damage in different accidents and affects a substantial fraction of the population, there is no effective treatment for it yet. Limitations of currently used animal models impede understanding of the pathology mechanism. Multiphoton microscopy allows studying cells and tissues within intact animal brains longitudinally under physiological and pathological conditions. Here, we describe two models of acute brain injury studied by means of two-photon imaging of brain cell behavior under posttraumatic conditions. A selected brain region is injured with a sharp needle to produce a trauma of a controlled width and depth in the brain parenchyma. Our method uses stereotaxic prick with a syringe needle, which can be combined with simultaneous drug application. We propose that this method can be used as an advanced tool to study cellular mechanisms of pathophysiological consequences of acute trauma in mammalian brain in vivo. In this video, we combine acute brain injury with two preparations: cranial window and skull thinning. We also discuss advantages and limitations of both preparations for multisession imaging of brain regeneration after trauma.

Acute brain trauma is a severe injury that has no adequate treatment to date. Multiphoton microscopy allows studying longitudinally the process of acute brain trauma development and probing therapeutical strategies in rodents. Two models of acute brain trauma studied with in vivo two-photon imaging of brain are demonstrated in this protocol.

縦二光子イメージングに続いてマウスの急性脳外傷

Although acute brain trauma often results from head damage in different accidents and affects a substantial fraction of the population, there is no ...

Bioluminescence Imaging of an Immunocompetent Animal Model for Glioblastoma

In contrast to commonly reported human glioma xenograft animal models, GL261 murine glioma xenografts recapitulate nearly all relevant clinical and histopathologic features of the human disease. When GL261 cells are implanted intracranially in syngeneic C57BL/6 mice, the model has the added advantage of maintaining an intact immune microenvironment. Stable expression of luciferase in GL261 cells allows non-invasive cost effective bioluminescence monitoring of intracranial tumor growth. We have recently demonstrated that luciferase expression in GL261 cells does not affect the tumor growth properties, tumor cell immunomodulatory cytokine expression, infiltration of immune cells into the tumor, or overall survival of animals bearing the intracranial tumor. Therefore, it appears that the GL261 luciferase glioma model can be useful in the study of novel chemotherapeutic and immunotherapeutic modalities. Here we report the technique for generating stable luciferase expression in GL261 cells and how to study the in vitro and in vivo growth of the tumor cells by bioluminescence imaging.

GL261 glioma cells provide a useful immunocompetent animal model of glioblastoma. The goals of this protocol are to demonstrate proper techniques for monitoring intracranial tumor growth using in vivo bioluminescence imaging, and to verify the utility of luciferase-modified GL261 cells for studying tumor immunology and immunotherapeutic approaches for treating glioblastoma.

神経膠芽腫のための免疫担当動物モデルの生物発光イメージング

In contrast to commonly reported human glioma xenograft animal models, GL261 murine glioma xenografts recapitulate nearly all relevant clinical and ...

An Orthotopic Mouse Model of Spontaneous Breast Cancer Metastasis

Metastasis is the primary cause of mortality of breast cancer patients. The mechanism underlying cancer cell metastasis, including breast cancer metastasis, is largely unknown and is a focus in cancer research. Various breast cancer spontaneous metastasis mouse models have been established. Here, we report a simplified procedure to establish orthotopic transplanted breast cancer primary tumor and resultant spontaneous metastasis that mimic human breast cancer metastasis. Combined with the bioluminescence live tumor imaging, this mouse model allows tumor growth and progression kinetics to be monitored and quantified. In this model, a low dose (1 x 104 cells) of 4T1-Luc breast cancer cells was injected into BALB/c mouse mammary fat pad using a tuberculin syringe. Mice were injected with luciferin and imaged at various time points using a bioluminescent imaging system. When the primary tumors grew to the size limit as in the IACUC-approved protocol (approximately 30 days), mice were anesthetized under constant flow of 2% isoflurane and oxygen. The tumor area was sterilized with 70% ethanol. The mouse skin around the tumor was excised to expose the tumor which was removed with a pair of sterile scissors. Removal of the primary tumor extends the survival of the 4T-1 tumor-bearing mice for one month. The mice were then repeatedly imaged for metastatic tumor spreading to distant organs. Therapeutic agents can be administered to suppress tumor metastasis at this point. This model is simple and yet sensitive in quantifying breast cancer cell growth in the primary site and progression kinetics to distant organs, and thus is an excellent model for studying breast cancer growth and progression, and for testing anti-metastasis therapeutic and immunotherapeutic agents in vivo.

An orthotopic breast cancer primary tumor model and surgical removal of primary tumor to extend mouse life to generate spontaneous metastasis are described. The tumor growth and progression are monitored and quantified by luciferase fluorescence imaging.

自発的乳がん転移の同所性マウスモデル

Metastasis is the primary cause of mortality of breast cancer patients. The mechanism underlying cancer cell metastasis, including breast cancer ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

ヘアレスマウスの耳たぶにおける生体顕微鏡および血栓誘導

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...