著者は、提案をニックKathmanに感謝し、原稿の準備に役立ちます。この技術は助成FA9550-10-1から0054までとRERの助成金番号IOS-1120305の下で国立科学財団の下でAFOSRでサポートされている作業と連携して開発されました。

1。四極ワイヤーの作製<ol><li>約1.1メートルの長さの非常に薄いニクロム線（12μmの直径、PACコーティング）を引き出します。両端にテープタグを添付してください。両端はベンチトップの近くに同じ高さになるように横ネジ棒の上にワイヤーを掛ける。 </li><li> 4、合計2以上の端部を作り、第2のワイヤのためのステップ1.1を繰り返し、次の第一ワイヤ（間に約1cm）に配置します。 </li><li>テープタグと一緒に4端を固執し、電動回転巻取装置にタグを添付してください。この装置は、安価なDCモータから作製することができる。 </li><li> 2分（60回転）のために一方向に四極を風や30秒間逆方向におくつろぎください。 </li><li>一緒にワイヤーを融合さヒートガンを使用してください。銃で電線に触れないでください。各パスには約10秒を取って、上下に渡し、交互方向からの3を使用してください。 </li><li>トップと傷線の下部をカットします。 4本のワイヤがねじれているdは一端で互いに融合し、他で区切る。 </li><li>支持管を追加します。ポリエチレン管（：0.28ミリメートル、外で0.61ミリメートル、内径）の30cmの長さに切る。それがよじれないように、支持管に非常にゆっくりと慎重に四極管を通します。 </li><li>融合された端部が他方の側を表示されたら、ガイドチューブの両端のワイヤの等しい長さがあるように、それを介して引っ張る。 </li><li>ピンセットで各ワイヤの別々の終わりをつかむ。ガスバーナーの炎のベースを使用して、慎重に各ワイヤの最後の2または3ミリメートルの外断熱材を燃やす。それが点灯するまで、ワイヤを加熱するのが、カールしていません。 </li><li>録音デバイスに合った男女ICソケットアダプタで四極管を接続します。ピンセットで、アダプタの異なるソケットに各ワイヤのdeinsulated終止符を打つ。小さな真鍮のピンとソケットに電線を安定させる。細かい点はんだごてを使用し、溶融した半田でソケットを埋める。接触しないように注意してくださいはんだごてで壊れやすい線。 </li><li>各ワイヤのインピーダンスと配線の各ペアの間のインピーダンスを確認してください。 <ol><li>生理食塩水の容器の中に融合させ、ねじれた端を置き、抵抗計に生理食塩水から銅線導体を接続してください。 </li><li>ワイヤの入ったソケットピンにメーターのもう一方の端を接続します。各ワイヤのインピーダンスを3MΩ未満である必要があります。 </li><li>上記の値が達成されていない場合は、はんだ接続を再試行。 </li><li> 、生理食塩水から電線を取り除くには、水でのヒントをすすぎ、それぞれのペアリングのためのインターワイヤーインピーダンスをテスト（N = 6）。相互インピーダンスは5MΩ以上である必要があります。 </li><li>上記の値が達成されていない場合は、融合された最後にチップオフの少量をスライスして再テストします。 </li><li>線のすべてのためのインピーダンスの両方の要件を満たしていない任意のワイヤ·セットを廃棄します。 </li></ol></li><li>四極管を固定します。 <ol><li>小さな長方形の紙箱sligを折るソケットアダプタよりhtly大きい。 </li><li>下部のオス側をボックスにアダプタを移す。アダプターの残りの部分はボックス内にある間にオス側のすべてのピンがボックスの外側になるようにボックスを貫通している。 </li><li>外側の箱の角をテープで固定します。ワイヤーの任意の個々の鎖を安定化するために箱の内側に両面粘着テープの小片を使用してください。それは箱を出るとき、ワイヤが溶融しなければならない。 </li><li>高速のセット2液型エポキシを混合し、アダプターとすべてのワイヤを固定するために箱に注ぐ。 </li><li>歯科用ワックスとのエリアのサイドにガイドチューブの近端を取り付けますが、チューブが四極管の両端で自由に通って引っ張ることができるようにオープンにしてください。 </li></ol></li><li>四極管を研ぐ。 <ol><li>各実験の前に、鋭いメスの刃ではなく、ハサミで四極管の先端をカットします。これは、次の工程のためにクリーンなフラットエッジを提供しながら粉砕し、ワイヤ端部の先細防止する。 <oL&gt; <li>小さな回転工具は、四極管を磨くといくつかの先端の絶縁を削除する（これらは1プラットフォーム上で組み合わせることができます）培地と細かいグリットサンディングディスクで垂直に取り付け使用してください。鉗子との終わり近くにバンドルを保持する。サンディングディスクに対して45°の角度にワイヤーセットの端を傾け、静かに培地上にそれぞれ約1〜2秒程度の速度で回転するディスクに触れてから、罰金グリッツ。軸方向にバンドル90°毎回回転、この3回繰り返します。そうでなければ、ワイヤの分離が発生する可能性があり、サンディングディスクのスピンの向きが離れてワイヤ端の浅い角度からのものであることが重要です。 </li><li>望ましい結果は、各ワイヤの末端から除去絶縁少量の尖った先端にストレートエッジからバンドル端を変換します。四極管をメッキする前に、解剖顕微鏡を使用してポイントを確認してください。任意のほつれが先端で発生した場合は、再切断およびrepolish。 </li><li>もしsubsequ時のインピーダンス·テスト耳鼻咽喉科めっき工程が極めて低いインターワイヤー値（MΩ4未満）を示し、研磨工程中に除去すぎる材料を示す。四極を再編集し、repolish。 </li></ol></li><li>四極管プレート。飽和硫酸銅溶液（85 mlの水、5ミリリットルの硫酸、50グラムの硫酸銅）に四極管の先端を置く。プレート刺激アイソレータで2.5μAの電流で各ワイヤ。 、1秒間電流を注入1秒間休止し、このプロセス4Xを繰り返します。 </li><li>各ワイヤとワイヤの各ペアのinterimpedanceのインピーダンスを確認してください。各ワイヤのインピーダンスは0.5〜1MΩ間インピーダンスは4MΩを超えるべきであるべきである。 </li><li>マルチチャンネル記録方式のヘッドステージ上にマウントアダプター。 </li><li>マイクロマニピュレータに曲がった虫ピンを取り付けます。歯科用ワックスと虫ピンに四極の先端を取り付け</li></ol></li></ol> 2。動物の準備<ol><li>麻酔をかける氷とゴキブリ。 </li><li>ゴキブリは移動を停止した後に、昆虫にまたがる大規模なサドルピンと平らなコルク表面に対して垂直にゴキブリを抑えるが、その身体の一部に浸透しない。 </li><li>プラスチック容器に移す準備をし、血流や体の動きを最小限に抑えるために、動物の周囲に氷を置く。 </li><li>頭をサポートし、それを安定させるために頭の周りに歯科用ワックスを配置するために、首のプラスチックカラーを配置します。 </li><li>かみそりの刃で単眼の間に小さなウィンドウをカットし、頭部からキューティクルを削除します。 </li><li>脳が露出するようにピンセットで結合組織や脂肪を取り除きます。 </li><li>脳組織をカバーするために頭部カプセルにいくつかのゴキブリ生理食塩水を入れます。 </li><li>脳をdesheathするには、静かに脳の上にシースをつかむと、電線に移植領域に離れてシースを引き裂くために、別の細かい鉗子を使用するように細かい鉗子を使用しています。 </li><li>脳のウィットに頭部カプセル前方に小さな穴を開けH虫ピン。参照/接地電極として機能するように穴に銅線を絶縁し3より大きい直径（56ミクロン）の三つ編みを挿入します。 </li><li>マイクロマニピュレータに脳表面に四極管の先端を下げて、関心のある脳領域の近くに配置します。 </li><li>慎重に四極管に薄いアセテートシートの2つの小片頭部カプセルの穴よりもわずかに大きい（2ミリメートル×1 mm）で、前部と後部に配置します。 </li><li>記録システムの電源をオンにします。 </li><li>ゆっくり記録品質に応じて、脳の表面の下に四極管150〜250程度を下げる。 </li><li>記録システムの電源をオフにします。 </li><li> （ 図1A）、それに触れることなく、可能な四極に近いアセテートのシートの2枚を移動します。 </li><li>小さなへらを加熱したり、皮下注射針を平らにし、ヘラの先端の液体ワックスが存在するように歯科用ワックスに入れて。丁寧にからアセテートのシートの各部分の遠端に触れる液体ワックスは、各片に流入し、ヘッドキューティクルの間の隙間をシールすることができるように、へらで四極。 </li><li>ステップ2.16を繰り返します。アセテートシート上に毎回液体ワックスを少量をドロップします。遠く四極管から処理を開始し、それに向かって徐々に移動します。最終的には四極管は、歯科用ワックスによって固定されます。空洞内に、脳にホットワックスが出るのを避けるため。 </li><li>ワックスで参照/接地電極を固定する2.16と2.17の工程と同じ方法を使用します。 </li><li>そこから四極管を解放するためにマイクロマニピュレーターに四極を添付し、ワックスを加熱する。 </li><li>ループストレインリリーフ（ 図1B）を提供するために、頭の上に歯科用ワックスに四極。 </li><li>歯科用ワックス（ 図1C）とストレインリリーフループをカバーしています。 </li><li>慎重に制約を削除し、ペトリ皿に準備を転送します。大型サドルピンと準備背側を拘束する。 </li><li>添付するグルーガンを使って前胸背板に棒。これは腹部の上前胸背板から延びている木の棒である。 </li><li>歯科用ワックスとロッドの後端に四極管の先端に取り付けます。 </li><li>歯科用ワックスとロッドの前端に四極と参照/接地電極を固定。 </li><li>できるだけ多くのチューブのソケット端から四極管を引くが、動物が、チューブ（ 図1D）の外に四極の一部が破損する恐れがあり可能性を排除するために、それを引っ張るません。 </li><li>すべての制約を削除します。歯科用ワックスとの四極管類を参照/接地電極を取り付けます。 </li><li>任意の実験の前に氷の麻酔から回復するための動物のために、少なくとも60分待ってください。 </li></ol> 3。実験手順<ol><li>記録システムおよびシリアルポートケーブルにUSBを使用して、LEDライトの両方を搭載したPCを接続します。 </li><li>神経の録音を開始します。 </li><li>高速度カメラを用いた実験を登るためのハチクイモドキ画像取得パッケージ16または120 FPSを用いた実験を歩くために、毎秒20フレームでビデオ録画を開始します。 </li><li>実験を登るための高アリーナ、長い実験または58センチ歩いて40センチ×40センチメートルのプレキシガラスの分野にゴキブリを置いて幅5cm、5センチメートル。ウォーキングアリーナはヘッドステージが配置されている上にアリーナの中央、右壁の中央から伸びる透明バリアを持っています。バリアは、カメラビューがヘッドステージによってブロックされた領域の中を歩いてから動物を防止するために使用される。クライミングアリーナは、アクリル系ブロック（1.2センチメートルまたは1.8センチの高さ、および幅5cmのいずれか）またはセンターに匹敵高さに位置し、棚を持っています。 </li><li>カスタマイズされたMATLABコマンドを使用してPCからTTLパルスを生成します。 （S =シリアル（ &#39;COM4&#39;）;のfopen（S）; s.RequestToSend =「オフ」/ s.RequestToSend = / &#39;に&#39;; fcloseを（S）、削除（S）;)。 TTLパルスは、時間が生成されます記録方式に固めるとオンまたはLEDライトをオフのどちらか。 </li><li>それは歩くの実験のために30秒以上移動を停止するまで、ゴキブリがアリーナを探索することができます。ゴキブリ実験を登るための棚を通じてブロック/シェルフまたはトンネル経由で登ることのどちらかを許可します。 </li><li>ビデオ録画を停止します。 </li><li>神経の録音を停止します。 </li><li> TTLパルスによって生成されたタイムスタンプを記録します。 </li><li>アリーナからゴキブリを取り出して、約3分待ちます。 </li><li>繰り返します、次の裁判のため3.2から3.10を繰り返します。 </li><li>一度すべての録音が完了している、ワイヤ先端（アノード）と、ワイヤ先端に脳内に銅を堆積するための基準電極（陰極）のいずれかを使用して5μADC電流の5秒を渡す。 </li></ol> 4。オフライン分析<ol><li> LED光が切り替わるフレームの記録方式により記録されたタイムスタンプを連結することにより、映像および神経データを同期させるその瞬間。 </li><li>マークワイヤ先端の位置。 12μmの連続切片17で銅を沈殿させ、観察するティムズの強化手順を使用してください。著名な堆積物は3-8隣接するセクション（区域の背腹面の長さの約18から48までパーセントは、我々から録音）（ 図2）に表示する必要がある。 </li><li>単一ニューロンの活動に具体的な電気的刺激を関連付ける。他で詳細10,14,18にレイアウトされた手順をソートスパイクに従ってください。初期、自動化されたクラスタリングを生成するプログラムKlustaKwik（バージョン1.5、著者K.ハリス、ラトガース大学）を使用します。プログラムMClust（バージョン3.5、著者のAD赤みがかっら 、ミネソタ大学）さらなる改良および分析のため（ 図3）にインポートします。 </li><li>ゴキブリの動きを追跡。歩行実験のために、各フレームのVIDの質量のゴキブリの（可視）の中心位置と、その本体の向きを抽出するとMATLAB 19のための関連FixErrorsツールボックス、カリフォルニア工科大学の複数のフライトラッカー（http://ctrax.sourceforge.net/バージョン0.1.5.6）を使用して、EOの録音。実験を登るために、運動分析ソフトウェアパッケージを使用して、ビデオの各フレーム内のブロックと、ゴキブリの頭と前胸背板の位置を抽出する。 </li></ol>

<ol>
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Neuorosci. 29, 11783-11793 (2009).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maplike+representation+of+celestial+E-vector+orientations+in+the+brain+of+an+insect.">Maplike representation of celestial E-vector orientations in the brain of an insect.</a> Science. 315, 995-997 (2007).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroarchitecture+of+the+central+complex+of+the+desert+locust:+Intrinsic+and+columnar+neurons.">Neuroarchitecture of the central complex of the desert locust: Intrinsic and columnar neurons.</a> J. Comp. Neurol. 511, 454-478 (2008).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linking+the+input+to+the+output:+new+sets+of+neurons+complement+the+polarization+vision+network+in+the+locust+central+complex.">Linking the input to the output: new sets of neurons complement the polarization vision network in the locust central complex.</a> J. Neurosci. 29, 4911-4921 (2009).</li><li>Heinze, S., Reppert, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sun+compass+integration+of+skylight+cues+in+migratory+monarch+butterflies.">Sun compass integration of skylight cues in migratory monarch butterflies.</a> Neuron. 69, 345-358 (2011).</li><li>Brill, M. 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J., Jayaraman, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+sensorimotor+integration+in+insects.">Studying sensorimotor integration in insects.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 21, 527-534 (2011).</li><li>Bender, J. A., Pollack, A. J., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+insect+brain+is+linked+to+locomotor+changes.">Neural activity in the central complex of the insect brain is linked to locomotor changes.</a> Curr. Biol. 20, 921-926 (2010).</li><li>Harrison, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+Neural/EMG+telemetry+systems+for+small+freely+moving+animals.">Wireless Neural/EMG telemetry systems for small freely moving animals.</a> IEEE. 5, 103-111 (2011).</li><li>Straw, A. D., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motmot,+an+open-source+toolkit+for+realtime+video+acquisition+and+analysis.">Motmot, an open-source toolkit for realtime video acquisition and analysis.</a> Source Code Biol. Med. 4, 5 (2009).</li><li>Tyrer, N. M., Shaw, M. K., Altman, J. S., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuroanatomical Techniques. Insect Nervous System. , (1980).</li><li>Daly, K., Wright, G., Smith, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+features+of+odorants+systematically+influence+slow+temporal+responses+across+clusters+of+coordinated+antennal+lobe+units+in+the+moth,+Manduca+sexta.">Molecular features of odorants systematically influence slow temporal responses across clusters of coordinated antennal lobe units in the moth, Manduca sexta.</a> J. Neurophsyiol. 92, 236-254 (2004).</li><li>Branson, K., Robie, A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila.">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6, 451-457 (2009).</li></ol>

著者らは、利害の衝突を宣言していません。

昆虫の脳のCCまたは他の地域での以前の電気生理学的研究は行動の中央制御への洞察を提供してくれているが、それらのほとんどが抑制調剤9,11またはつながれたもの10,14のどちらかで行った。その結果、動物の感覚的な体験や生理状態は、自然の中でのものとは大きく異なる可能性があります。さらに、動物が実行できる行動のタスクは、そのような状況の下で一つの平面に?...

この記事では、昆虫は、それが好転する可能性のオブジェクトとアリーナとお得な情報を歩くの下 ​​にトンネルや障害物を乗り越えるようにゴキブリの中心複合体（CC）、Blaberusのdiscoidalis、内のニューロンから記録するための正常なシステムが記載されている。ワイヤはまた、その結果としての行動変化と周囲の神経網の活動を呼び起こすための刺激装置に接続することができます。 過去10年間にわたり、かなりの注意が昆虫の行動を制御する際に、様々な脳領域が果たす役割に向けられてきた。この焦点の多くは、集合的に、中央複合体（CC）と呼ばれる正中脳neuropils向けられてきた。進展が行動に、CCの役割について疑問をターゲットに技術の広い品種の結果としてなされたものである。これらの技術は、behaviと相まって、主にショウジョウバエの神経遺伝的操作、、の範囲にCCと行動の関連パラメータに、そのアクティビティを関連付けるための試みの中に神経活動をモニターする電気生理学的手法に経口分析1-3。 電気生理学的手法は、多くの場合、マルチチャネル·プローブ10,11と、個々の識別されたニューロン4-9と細胞外記録からの細胞内記録が含まれています。これら2つの技術が無料でご利用いただけます。鋭い電極またはホールセルパッチを有する細胞内記録は、識別されたニューロンに非常に詳細なデータを提供するが、一度に1つまたは2つの細胞に限定され、制限された又は全く動きを必要とし、比較的短時間にわたって維持することができる。細胞外記録は簡単に拘束を必要としない、設定することができ、かつ時間維持することができます。マルチチャンネルtetrodesおよびクラスタ切断して、神経細胞のかなり大きな集団が同時に9,12分析することができます。しばらく全細胞PATCHが正常につながれた昆虫13で使用されてきた、我々は、彼らが前進への障壁に対処するように、私たちは自由に昆虫を振る舞うにおける長時間の脳内の神経活動を記録することができるように技術の必要もあると感じています。 昆虫が移動し、最大バウンス上下として記録する必要は、細胞外記録方法に向かって私たちを押した。我々は商業的に入手可能な16チャンネルのシリコンプローブ11で拘束の準備で良いの成功記録を持っていた、しかし、大きくてもゴキブリの小さいサイズは、プローブは、本体の電源を搭載しなければならないことを意味します。つまり、プローブ歯の繊細さと相まって、無料のウォーキングの準備のためにそれらが不適切た。 2以前のプロジェクトでは、我々は同じような記録特性を達成するために四極を形成する細線の束を使用しますが、より堅牢な配置で。これら四極管の束は、私たちはつながゴキブリから録音することができスピード14を歩いて、ロッド10との触角の接触から生じる行動を回すの変化に、CCユニットの活動を関連付けるdは。 これらの繋留の準備がされているとあり続けるだろうとして有用であると、彼らはいくつかの制限を提示しております。まず、虫が実行できる行動は一つの平面に制限されています。それは我々が容易に歩行速度や回転の変化を呼び起こす可能性があるが、登山やトンネルのアクションは、少なくとも一般的なテザーの配置と、不可能であった。第二に、私たちの繋留の製剤は、「オープンループ」である。つまり、彼らはシステムに通常の移動に関連するフィードバックを許可していない、です。ゴキブリは私たちのテザーにオンしたがって、その視覚世界は、それに応じて変化しなかった。なお、この種のフィードバックを導入するために、閉ループテザーシステムを構築することができる。しかしながら、それらは、シミュレートされた視聴環境のプログラミングやハードウェアの複雑さによって制限される。 NeverthelesS、我々はそれが競技場トラック内を自由に歩いて、それは、その自然環境の中で同じようにオブジェクトを検出しましたように我々は動物から記録することにより、当社の既存つなが記録方式を改良できると感じました。 脳活動を記録するための15の無線システムが理想的であろうが、現在のシステムは、記録チャネルの数、データ収集、バッテリ寿命および重量の時間的制限がある。我々は、それゆえ、自由準備を移動させる際に使用するために私達のつなが記録システムを適応させることを試みることにしました。良好な無線システムが利用可能になるように、この技術は、容易にこのような装置に適合させることができる。この資料に記載されているシステムは、軽量で非常にうまく機能し、ゴキブリの行動にほとんど悪影響を有すると思われる。安価な高速度カメラおよびクラスタ切断ソフトウェアでは、個々の脳のニューロンにおける活動は運動に関連させることができる。ここでは、た準備を説明四極ワイヤーや昆虫の脳内に注入だけでなく、電気的活動や運動のための記録技術のATIONとどのようにそれらのデータは、その後の分析のために一緒にすることができます。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="728">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:207px;">Nichrome wire&#160;</td>
			<td style="width:179px;">Sandvik Heating Technology</td>
			<td style="width:137px;">Kanthal RO-800</td>
			<td style="width:205px;">Use for tetrode</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Biomedical polyethylene tubing</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>800700</td>
			<td>Use for tetrode tubing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lynx-8</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cheetah 32</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Basler</td>
			<td>A602f</td>
			<td>Use fir video recording for walking experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Casio</td>
			<td>EX-FC150&#160;</td>
			<td>Use for video recording for climbing experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">WINanalyze</td>
			<td>Winanalyze</td>
			<td>version 1.4 3D</td>
			<td>Use for video tracking&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matlab</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>MATLAB R2012b</td>
			<td>Use for TTL pulse generation and off-line data analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

extracellular wire tetrode recording in brain of freely walking insects

昆虫モータ制御における脳活動の役割の関心の高まりは、我々は昆虫が自然な行動を実行しながら、神経活動をモニターすることができることが必要です。我々は以前つながゴキブリは歩行速度を回したか、変更されている間、私たちは、同時に複数のニューロンからの活動を記録するために許可されたゴキブリの脳の中心複合体に四極電線を移植するための技術を開発しました。大きな進歩が、テザリングの製剤は、限定された行動へのアクセスを提供し、多くの場合、自由に動物を移動させる際に発生するフィードバック·プロセスを欠いている。我々は今、彼らは競技場の中を歩くと、登山やトンネリングを回しての障壁に対処するように、私たちは自由に動くゴキブリの中心複合体から録音することができ、その技術の修正版を提示します。高速ビデオおよびクラスタ切断と相まって、我々は今、自由に行動する昆虫の動きの様々なパラメータに脳の活動を関連付けることができます。

我々は、歩行実験のための27の製剤中のCCから50単位の神経活動を記録した。それらの製剤（23単位）の15、クライミング実験も実施した。個々のユニット（ 例えばユニット1-2の準備1、ユニット2を示す）の準備とユニット番号に従って名前が付けられています。 1登山裁判の映像のスナップショットを図4に示す。ビデオ全体は、補足?...

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Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

我々は以前、私たちはつながれたゴキブリの個々のユニットでの活動を監視することを可能にするゴキブリの脳の中心複合体に四極電線を移植するための技術を開発しました。ここでは、私たちが自由に虫を移動させる際に、脳の活動を記録することを可能にする技術の修正版を提示します。

自由に昆虫を歩くの脳における細胞外ワイヤーテトロード録音

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.4K ビュー.  Case Western Reserve University. 我々は以前、私たちはつながれたゴキブリの個々のユニットでの活動を監視することを可能にするゴキブリの脳の中心複合体に四極電線を移植するための技術を開発しました。ここでは、私たちが自由に虫を移動させる際に、脳の活動を記録することを可能にする技術の修正版を提示します。 

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Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

逆行性蛍光標識は、特定された神経細胞から標的細胞外シングルユニット記録を可能にします<em生体内で&gt;</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

神経科学

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

無傷アダルトゼブラフィッシュの脳における電気生理学的記録

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Recording Single Neurons&#039; Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

自由に学習の三つの段階を越えハトを移動する単一ニューロン」の活動電位を記録する

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

新しい方法を用いた自由に動く新生児ラットの脳波記録

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

少量循環、血流 - と水没型チャンバー システムで管理急性海馬スライスにおけるシナプス可塑性を記録

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

ラットの行動で大規模な神経細胞記録向上のマルチ ・ テトロード ハイパー ドライブの構築

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

自由に動くマウスの二重部位高密度記録のための回収可能なオプトシリコンプローブとテトロードを備えたハイブリッドマイクロドライブシステム

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

自由に動く動物の神経活動を記録するマルチファイバー光メトリー

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

自由に泳ぐ魚における可動テトロデスによるニューロンの無線電気生理学的記録

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Recording Brain Activity with Ear-Electroencephalography

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating brain activity after affixing around the ear. The c-grid is suitable for use outside of the laboratory for long durations, even for the whole day. Various cognitive processes can be studied using these grids, as shown by previous research, including research beyond the lab. To record high-quality ear-EEG data, careful preparation is necessary. In this protocol, we explain the steps needed for its successful implementation. First, how to test the functionality of the grid prior to a recording is shown. Second, a description is provided on how to prepare the participant and how to fit the c-grid, which is the most important step for recording high-quality data. Third, an outline is provided on how to connect the grids to an amplifier and how to check the signal quality. In this protocol, we list best practice recommendations and tips that make c-grid recordings successful. If researchers follow this protocol, they are comprehensively equipped for experimenting with the c-grid both in and beyond the lab.

Presented here is the procedure for using the c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) for recording brain activity in and beyond the lab for extended durations. This protocol describes how to set up these arrays and how to record brain activity using them.

耳脳波による脳活動の記録

The c-grid (ear-electroencephalography, sold under the name cEEGrid) is an unobtrusive and comfortable electrode array that can be used for investigating ...