Yazarlar önerileriniz için Nick Kathman teşekkür ve yazının hazırlanma yardımcı olur. Bu teknik, hibe FA9550-10-1 0054 ve RER Hibe No IOS-1120305 altında Ulusal Bilim Vakfı altında AFOSR tarafından desteklenen çalışma ile birlikte geliştirilmiştir.

1.. Tetrode Teller hazırlanması <ol><li> Yaklaşık 1.1 m uzunluğunda çok ince nikrom tel (12 mikron çapında, PAC kaplama) çekin. Her ucuna bir teyp etiket takın. Iki ucu, masa üstü yanında aynı yükseklikte olacak şekilde yatay dişli çubuk üzerinde tel asın. </li><li> 4 bir toplam iki ucu yapma, ikinci bir kablo için bir adım 1.1 yineleyin ve sonraki birinci tel arasında (yaklaşık 1 cm) için koyun. </li><li> Bir kaset etiketi ile birlikte dört ucu sopa ve bir motorlu döner sarma cihazına iliştirirsiniz. Bu cihaz, ucuz bir DC motorundan yapılabilir. </li><li> 2 dakika boyunca (60 rpm) için, bir yönde tetrode rüzgar ve 30 saniye için ters yönde açmak. </li><li> Birlikte telleri kaynaştırmak için bir ısı tabancası kullanın. Tabanca ile teller dokunmayın. Her geçiş yaklaşık 10 saniye alarak, yukarı ve aşağı geçer alternatif yönlerde üç kullanın. </li><li> Üst ve yara tellerin alt kesin. Dört teller bükülür bird bir ucunda birbirine bağlı ama diğer ayrılmasına. </li><li> Destek tüpü ekleyin. Polietilen boru 30 cm uzunluğunda (: inside 0.28 mm, dış 0.61 mm çap) kesin. Çok yavaş ve dikkatli bir şekilde destek borusu içine doğru kıvırmayın kalmaması TETRODE geçirin. </li><li> Kaynaşık ucu ise diğer yan göründüğünde, kılavuz tüpün her iki uçta tel eşit uzunlukta olacak şekilde, içinden geçirin. </li><li> Bir forseps ile her telin ayrı ucunu tut. Bir gaz brülör alev tabanı kullanılarak, dikkatle her tel son 2 veya 3 mm kapalı yalıtım yakmak. O parlıyor kadar tel ısıtmak, ama kıvırın değil. </li><li> Lütfen kayıt cihazı uyan bir erkek-kadın IC priz ile TETRODE bağlayın. Bir forseps ile adaptörü farklı bir prize her telin deinsulated sonuna koyun. Küçük bir pirinç iğne ile sokete tel stabilize. Ince bir nokta havya kullanın ve erimiş lehim ile soketi doldurun. Temas etmemeleri için dikkatli olunhavya ile kırılgan tel. </li><li> Her bir tel empedansını ve tellerin her bir çiftin arası empedans kontrol edin. <ol><li> Tuzlu su bir kap içine erimiş, bükülmüş ucunu ve ohm metre tuzlu bir bakır tel iletken bağlayın. </li><li> Teli içeren soket pin metre diğer ucunu. Her bir tel empedansı 3 MQ altında olmalıdır. </li><li> Yukarıdaki değerler elde değilseniz, lehim bağlantıları reattempt. </li><li> , Tuzlu gelen kabloları çıkarın suyla durulayın ipuçları ve her bir eşleştirme için inter tel empedans testi (n = 6). Arası empedans 5 MQ üzerinde olmalıdır. </li><li> Yukarıdaki değerler elde değilseniz, kaynaşmış sonunda ucu kapalı küçük bir miktar dilim ve yeniden test edin. </li><li> Tellerin tüm empedans gereksinimleri hem uymayan herhangi bir kablo seti atın. </li></ol></li><li> TETRODE sabitleyin. <ol><li> Küçük bir dikdörtgen kağıt kutusu Slig Foldpriz daha büyük ı çözünebilir durumda bulundu. </li><li> Altındaki erkek tarafı ile kutunun içine adaptörü aktarın. Adaptörün kalan kutunun içinde iken erkek tarafı bütün iğneler kutunun dışında olduğu şekilde kutuyu nüfuz. </li><li> Dış kutunun köşelerine bantlayın. Tel herhangi bir bireysel ipliklerini dengelemek için kutunun iç çift taraflı yapışkan bant arasında küçük parçalar kullanın. Bu kutu çıkan kablo bağlı olmalıdır. </li><li> Hızlı set 2 parça epoksi karıştırın ve adaptörü ve tüm kabloları sabitlemek için kutunun içine dökün. </li><li> Diş balmumu ile kutunun bir tarafına kılavuz boru yakın ucunu ancak boru tetrode her iki uçta da serbest bir şekilde çekilebilir şekilde açık bırakır. </li></ol></li><li> TETRODE netleştirin. <ol><li> Her deneyden önce, keskin bir neşter bıçak, makas değil ile TETRODE ucunu kesti. Bu ezme önler ve bir sonraki aşama için bir temiz ve düz bir kenar sağlarken telin meyletme sona erer. <ol&gt; <li> Küçük bir döner alet TETRODE lehçe ve bazı uç izolasyon kaldırmak için (bu bir platform üzerinde kombine edilebilir) orta ve ince kum zımpara diskleri ile dikey olarak monte kullanın. Forseps ile sonuna paket tutun. Zımpara diske 45 ° açı ile tel ayarlamak ucunu eğin ve hafifçe ortamda her biri yaklaşık 1 ya da 2 saniye boyunca orta hızda dönen bir disk için dokunun ve daha sonra ince irmik. Demetin eksenel olarak 90 ° döner, her zaman, bu üç kez tekrarlayın. Bu başka tellerin ayrılması meydana gelebilir, zımpara disklerin dönüş yönünün uzak kablo uçlarının sığ açısı olması önemlidir. </li><li> Arzu edilen sonuç, her bir telin ucundan çıkarılır yalıtım az miktarda olan bir sivri ucu düz bir kenardan paket ucu dönüştürür. TETRODE kaplama önce bir diseksiyon mikroskobu kullanılarak noktasını doğrulayın. Herhangi bir yıpranma ucunda oluşursa, recut ve repolish. </li><li> Eğer subsequ boyunca empedans testient kaplama adım son derece düşük inter tel değerleri (az 4 MQ) gösterir, bu parlatma adımı sırasında çıkarılan çok malzemeyi gösterir. Recut ve TETRODE repolish. </li></ol></li><li> TETRODE Plate. Doymuş bakır sülfat çözeltisi (85 mi su, 5 ml sülfürik asit, 50 g bakır sülfat) içine tetrode ucu koyun. Levha bir uyaran izolatör ile 2.5 uA bir akım ile her tel. , 1 saniye akımı enjekte 1 saniye duraklama ve bu işlemi 4x tekrarlayın. </li><li> Her bir tel empedansını ve tellerin her bir çiftin interimpedance edin. Her telin empedans 0.5-1 MQ ve arası empedans 4 MQ üzerinde olmalıdır arasında olmalıdır. </li><li> Çok kanallı kayıt sistemi headstage üzerine montaj adaptörü. </li><li> Bir micromanipulator bükük bir böcek pin takın. Diş balmumu ile böcek pimine tetrode ucu takın </li></ol></li></ol> 2. Hayvan Preparasyon <ol><li> Uyutmakbuz ile hamamböceği. </li><li> Hamamböceği hareket durduktan sonra, böcek apışıp büyük eyer iğneler ile düz bir mantar yüzeye karşı dikine hamamböceği dizginlemek ama onun vücudunun herhangi bir bölümünü nüfuz etmezler. </li><li> Plastik bir kap içine aktarın hazırlama ve kan akışı ve vücut hareketleri en aza indirmek için, hayvanın etrafında buz yerleştirin. </li><li> Başını desteklemek ve stabilize başının etrafında diş mumu yerleştirmek için boynunda bir plastik bilezik yerleştirin. </li><li> Bir jilet ile ocelli arasında küçük bir pencere kesin ve baş kütikül çıkarın. </li><li> Beyin ortaya çıkarmak için forseps ile bağ dokuları ve yağ çıkarın. </li><li> Beyin dokusu kapsayacak baş kapsülü içine bazı hamamböceği tuzlu yerleştirin. </li><li> Beyin desheath için, hafifçe beyin üstüne kılıfı kapmak ve tel implante alanında ayrı kılıfı gözyaşı başka bir ince forseps kullanılacak bir ince forseps kullanır. </li><li> Beyin zekâ baş kapsül anterior küçük bir delik açınh bir böcek pin. Bir referans / toprak elektrot olarak hizmet deliğe bakır teller izolasyonlu üç büyük çaplarda (56 mikron) bir örgü yerleştirin. </li><li> Mikromanipülatör ile beyin yüzeyine TETRODE ucu düşürmek ve faiz beyin bölgesi yakınında konumlandırmak. </li><li> Dikkatlice tetrode ince asetat tabaka iki küçük parçalar kafa kapsül içindeki delik biraz daha büyük (2 mm x 1 mm), ön ve arka yerleştirin. </li><li> Kayıt sistemi açın. </li><li> Yavaşça kayıt kalitesine bağlı olarak beyin yüzeyinin altında tetrode 150-250 mikron düşük. </li><li> Kayıt sistemini kapatın. </li><li> (Şekil 1A) dokunmadan mümkün olduğunca TETRODE yakın olarak asetat levha iki adet taşıyın. </li><li> Küçük bir spatula veya düzleştirilmiş derialtı iğne ısıtın ve sıvı balmumu spatula ucunda olduğu şekilde diş mumu koydu. Dikkatle gelen asetat tabakanın her parçasının uzak ucuna temassıvı balmumu her parça üzerine akmasına ve onunla baş manikür arasındaki boşluğu kapamak böylece spatula ile TETRODE. </li><li> Adımı 2.16 tekrarlayın. Asetat tabaka her üzerine sıvı balmumu küçük bir miktar bırakın. Uzakta TETRODE gelen işlemini başlatın ve doğru yavaş yavaş hareket. Sonunda tetrode diş balmumu tarafından demirlemiş olacaktır. Boşluğuna ve beynin üzerine sıcak balmumu kaçının. </li><li> Balmumu ile başvuru / toprak elektrot demirlemek için 2,16 ve 2,17 adımları gibi aynı yöntemi kullanın. </li><li> Ondan TETRODE serbest bırakmak için micromanipulator TETRODE verdiği balmumu ısıtın. </li><li> Döngü bir gerginlik rahatlama (Şekil 1B) sağlamak için kafasına diş balmumu içine tetrode. </li><li> Dişçilik mumları (Şekil 1C) ile gerginlik kabartma döngü örtün. </li><li> Dikkatlice kısıtlamaları ortadan kaldırmak ve bir Petri kabı üzerine hazırlanmasını aktarın. Büyük eyer pimleri ile hazırlık dorsal yüzü yukarı dizginlemek. </li><li> IliştirmekBir tutkal tabancası kullanarak pronotum bir çubuk. Bu karın üzerinde pronotum uzanan bir tahta sopa. </li><li> Diş balmumu ile çubuğun arka ucuna tetrode boru ucu takın. </li><li> Diş balmumu ile çubuğun ön ucuna tetrode ve referans / toprak elektrotu Çapa. </li><li> Mümkün olduğunca boru soketi ucundan tetrode çekin, ama hayvan boru (Şekil 1D) dışında tetrode bölümünü hasar ihtimalini ortadan kaldırmak amacıyla, üzerinde römorkör yoktur. </li><li> Tüm kısıtlamalar çıkarın. Diş balmumu ile tetrode boru için başvuru / toprak elektrot takın. </li><li> Her deneyden önce buz anestezi kurtarmak için bir hayvan için en az 60 dakika bekleyin. </li></ol> 3. Deney Prosedürleri <ol><li> Kayıt sistemi ve seri port kablosu için bir USB kullanarak bir LED ışık hem de bir PC&#39;ye bağlayın. </li><li> Sinir kayıtları başlayın. </li><li>Yüksek hızlı kamera kullanarak deneyler tırmanma Motmot görüntü toplama paketini 16 veya 120 fps kullanarak deneyler yürüyüş için saniyede 20 kare video kayıtları başlayın. </li><li> Yürüyüş deneyler ya bir 58 cm uzun, 5 cm genişliğinde ve deneyleri tırmanış için 5 cm yüksek arena için x 40 cm pleksiglas arena 40 cm içine hamamböceği yerleştirin. Yürüme arena headstage bulunduğu yukarıda arenada merkezine doğru duvarının ortasında uzanan şeffaf bir engel vardır. Bariyer kamera görünümü headstage tarafından engellenen alanlarda yürüyüş hayvanlar önlemek için kullanılır. Tırmanma arena bir akrilik blok (1.2 cm ya da 1.8 cm yüksekliğinde ve 5 cm genişliğinde olarak) veya merkezde benzer bir yükseklikte yer alan bir raf sahiptir. </li><li> Özelleştirilmiş bir MATLAB komutunu kullanarak PC&#39;den bir TTL darbe üretir. (S = seri (&#39;COM4&#39;); fopen (ler); s.RequestToSend = &#39;off&#39; / s.RequestToSend = / &#39;üzerinde&#39;; fclose (ler);) s (silin ;). TTL darbe bir kez oluştururkayıt sistemi için bastırmaya ve açılır veya LED ışığı kapanır ya. </li><li> Bu yürüyüş deneyler için daha 30 saniye boyunca durana kadar hamamböceği arenada keşfetmenizi sağlayacak. Hamamböceği deneyleri tırmanma için raf yoluyla blok / raf veya tünel tırmanmak ya izin verir. </li><li> Video kayıtları durdurmak. </li><li> Sinir kayıtları durdurmak. </li><li> TTL darbe tarafından oluşturulan damgası yazın. </li><li> Arenada hamamböceği çıkarın ve en az 3 dakika bekleyin. </li><li> Tekrar bir sonraki duruşma için 3,2-3,10 adımları. </li><li> Bir kez tüm kayıtları tamamlandı, tel uçları (anot) ve tel ucunda beyin içine bakır yatırmak için referans elektrot (katot) biri aracılığıyla 5 uA DC akım 5 saniye geçmektedir. </li></ol> 4. Çevrimdışı Analizi <ol><li> LED ışık açıldığında çerçeve ve en kayıt sistemi tarafından kaydedilen damgası bağlayarak video ve nöral verileri senkronizeo an. </li><li> Mark tel ucu yerleri. 12 mikron seri bölümleri 17 bakır çöktürmek ve gözlemlemek için Timms yoğunlaşma işlemleri kullanın. Tanınmış mevduat 3-8 bitişik bölümleri (alan dorsal ventral uçağın uzunluğunun yaklaşık 18-48% biz kayıt) (Şekil 2) görünür olmalıdır. </li><li> Tek bir nöron aktivitesi özgü elektrik darbeleri Correlate. Başka 10,14,18 ayrıntılı ortaya koydu sıralama prosedürleri başak izleyin. İlk, otomatik kümelenme oluşturmak için programı KlustaKwik (sürüm 1.5, yazar K. Harris, Rutgers Üniversitesi) kullanın. Ileri arıtma ve analizi (Şekil 3) için programa MClust (sürüm 3.5, yazarlar AD Redish vd., Minnesota Üniversitesi) aktarmak. </li><li> Böceğin hareketlerini takip. Deneyleri yürüyüş için, vid, her çerçeve içinde kitle ve vücut yönelim böceğin (görsel) merkezi konumunu ayıklamakve MATLAB 19 için ilişkili FixErrors araç kutusunu, Caltech Çoklu Fly Tracker (http://ctrax.sourceforge.net/ version 0.1.5.6) kullanılarak eo kayıtları. Deneyleri tırmanışı için, hareket analizi yazılım paketi kullanarak videonun her karesinde blok ve böceğin baş ve pronotum konumunu ayıklayın. </li></ol>

<ol>
	<li>Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+central+complex+and+the+genetic+dissection+of+locomotor+behaviour.">The central complex and the genetic dissection of locomotor behaviour.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 12, 633-638 (2002).</li><li>Pick, S., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Goal-driven+behavioral+adaptations+in+gap-climbing+Drosophila.">Goal-driven behavioral adaptations in gap-climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 1473-1478 (2005).</li><li>Triphan, T., Poeck, B., Neuser, K., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+targeting+of+motor+actions+in+climbing+Drosophila.">Visual targeting of motor actions in climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 20, 663-668 (2010).</li><li>Heinze, S., Gotthardt, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transformation+of+polarized+light+information+in+the+central+complex+of+the+locust.">Transformation of polarized light information in the central complex of the locust.</a> J. Neuorosci. 29, 11783-11793 (2009).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maplike+representation+of+celestial+E-vector+orientations+in+the+brain+of+an+insect.">Maplike representation of celestial E-vector orientations in the brain of an insect.</a> Science. 315, 995-997 (2007).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroarchitecture+of+the+central+complex+of+the+desert+locust:+Intrinsic+and+columnar+neurons.">Neuroarchitecture of the central complex of the desert locust: Intrinsic and columnar neurons.</a> J. Comp. Neurol. 511, 454-478 (2008).</li><li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linking+the+input+to+the+output:+new+sets+of+neurons+complement+the+polarization+vision+network+in+the+locust+central+complex.">Linking the input to the output: new sets of neurons complement the polarization vision network in the locust central complex.</a> J. Neurosci. 29, 4911-4921 (2009).</li><li>Heinze, S., Reppert, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sun+compass+integration+of+skylight+cues+in+migratory+monarch+butterflies.">Sun compass integration of skylight cues in migratory monarch butterflies.</a> Neuron. 69, 345-358 (2011).</li><li>Brill, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+processing+via+a+dual+olfactory+pathway+in+the+honeybee.">Parallel processing via a dual olfactory pathway in the honeybee.</a> J Neurosci. 33, 2443-2456 (2013).</li><li>Guo, P., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+cockroach+brain+is+linked+to+turning+behaviors.">Neural activity in the central complex of the cockroach brain is linked to turning behaviors.</a> J. Exp. Biol. 216, 992-1002 (2013).</li><li>Ritzmann, R. E., Ridgel, A. L., Pollack, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-unit+recording+of+antennal+mechanosensitive+units+in+the+central+complex+of+the+cockroach,+Blaberus+discoidalis.">Multi-unit recording of antennal mechanosensitive units in the central complex of the cockroach, Blaberus discoidalis.</a> J. Comp. Physiol. A. 194, 341-360 (2008).</li><li>Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles.">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neurosci. 7.5, 446-445 (2004).</li><li>Huston, S. J., Jayaraman, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+sensorimotor+integration+in+insects.">Studying sensorimotor integration in insects.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 21, 527-534 (2011).</li><li>Bender, J. A., Pollack, A. J., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+insect+brain+is+linked+to+locomotor+changes.">Neural activity in the central complex of the insect brain is linked to locomotor changes.</a> Curr. Biol. 20, 921-926 (2010).</li><li>Harrison, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+Neural/EMG+telemetry+systems+for+small+freely+moving+animals.">Wireless Neural/EMG telemetry systems for small freely moving animals.</a> IEEE. 5, 103-111 (2011).</li><li>Straw, A. D., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motmot,+an+open-source+toolkit+for+realtime+video+acquisition+and+analysis.">Motmot, an open-source toolkit for realtime video acquisition and analysis.</a> Source Code Biol. Med. 4, 5 (2009).</li><li>Tyrer, N. M., Shaw, M. K., Altman, J. S., Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuroanatomical Techniques. Insect Nervous System. , (1980).</li><li>Daly, K., Wright, G., Smith, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+features+of+odorants+systematically+influence+slow+temporal+responses+across+clusters+of+coordinated+antennal+lobe+units+in+the+moth,+Manduca+sexta.">Molecular features of odorants systematically influence slow temporal responses across clusters of coordinated antennal lobe units in the moth, Manduca sexta.</a> J. Neurophsyiol. 92, 236-254 (2004).</li><li>Branson, K., Robie, A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila.">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6, 451-457 (2009).</li></ol>

Yazarlar çıkar çatışması beyan ederim.

Böcek beyin KK yada diğer bölgelerde önceki elektrofizyolojik çalışmalar davranışın merkezi kontrol içgörü ile bize vermiş olsa da, çoğu ölçülü hazırlıkları 9,11 veya bağlı olanlar 10,14 ya yapılmıştır. Sonuç olarak, hayvan duyusal deneyimi ve fizyolojik durum doğal bir ortamda bu çok farklı olabilir. Bundan başka, hayvan gerçekleştirebilir davranış görevleri olan durumlar altında bir düzlemde sınırlıdır. Burada özgürce davranıyor hamamböceği CC kay...

Böcek o altında, etrafında tünel açmak, ya da engeller üzerinde tırmanmaya neden nesnelerle bir arenada ve fırsatlar yürür gibi bu makalede, merkezi kompleksi hamamböceği, Blaberus discoidalis ve (CC) içerisindeki nöronların kayıt için başarılı bir sistem anlatılmaktadır. Telleri de buna bağlı olarak davranış değişiklikleri ile çevresindeki nöropilde aktivitesi uyandırmak için bir uyarıcı bağlanabilir. Son on yılda büyük ilgi böcek davranışlarını kontrol çeşitli beyin bölgeleri tarafından oynanan roller yönelik olmuştur. Bu odak çok toplu merkezi kompleksi (CC) olarak adlandırılan orta hat beyin neuropils doğru yönlendirilir edilmiştir. İlerleme davranış MK rolü hakkında sorular hedefleme teknikleri geniş çeşitleri bir sonucu olarak yapılmıştır. Bu teknikler davranışına ile birlikte esas olarak Drosophila nörogenetik manipülasyonlar, aralığıCC ve davranışsal ilgili parametreler için bu aktivite ile ilgilidir girişimi içinde nöral aktiviteyi izlemek elektrofizyolojik teknikler oral analiz 1-3. Elektrofizyolojik teknikler çoğu zaman, çok kanallı probları 10,11 ile, tek tek tanımlanmış nöronlar 4-9 ve hücre dışı kayıt hücre içi kayıt içerir. Bu iki teknik ücretsizdir. Sivri elektrotlar veya bütün hücre yama ile hücre içi kayıt tespit nöronlarda çok ayrıntılı sağlar, ancak aynı anda bir veya iki hücreler ile sınırlıdır, sınırlı ya da hiç hareket gerektirir ve zaman nispeten kısa bir süre için muhafaza edilebilir. Ekstrasellüler kayıtları kolayca kısıtlama gerekmez, kurulabilir ve saat için muhafaza edilebilir. Çok kanallı tetrodes ve küme kesim, nöronların oldukça büyük nüfusları aynı anda 9,12 analiz edilebilir. Da bütün hücre patch başarıyla gergin böcekler 13 kullanılmıştır, biz onlar ileriye hareket engelleri ile uğraşmak gibi bize serbestçe böcekler davranıyor uzun süre için beyindeki nöral aktiviteyi kaydetmek için izin teknikleri için de ihtiyaç olduğunu hissediyorum. Aşağı böcek hamle ve yukarı sıçrar ve olarak kaydetmek için ihtiyaç dışı kayıt yöntemleri bize doğru itti. Biz piyasada mevcut 16 kanal silikon sondalar 11 ile ölçülü hazırlıklarında iyi bir başarı kayıt vardı, ancak hatta büyük hamamböceği küçük boyutlu sondalar vücudunu monte edilmesi anlamına gelir. Yani, prob kollarının incelik ile birlikte, bir ücretsiz yürüyüş hazırlanması için uygun olmaktan yaptı. Önceki iki projelerde, benzer kayıt özelliklerini gerçekleştirmek için bir TETRODE oluşturan ince tellerin demetleri kullanılan ancak daha sağlam bir düzenleme. Bu tetrode demetleri bizi gergin hamamböceği kaydetmek için izin verilen birhızı 14 yürüme ve bir çubuk 10 ile antennal temas sonucunda davranış dönüm değişikliklere CC birim aktivite ile ilgilidir d. Bu gergin hazırlıklar olmuştur ve olmaya devam edecektir olarak yararlı, bazı sınırlamalar mevcut yapmak. İlk olarak, böcek gerçekleştirebilir davranışlar bir düzleme sınırlıdır. Yani, biz kolayca yürüme hızında ya da dönüm değişiklikleri uyandırmak olabilir, ama tırmanma ve tünel eylemleri en azından tipik urgan düzenleme ile mümkün değildi. İkincisi, bizim gergin hazırlıkları &quot;açık döngü&quot; vardır. Yani sisteme normal hareket ile ilgili geribildirim için izin kalmamasıdır. Hamamböceği Sabrımızın açık olarak Böylece, görsel dünya buna göre değişmiş değildi. Bu geribildirim, bu tür tanıtmak için kapalı döngü urgan sistemleri kurmak mümkündür. Bununla birlikte, simüle edilmiş görsel ortamının programlama ve donanım karmaşıklığı ile sınırlıdır. Nevertheless, biz bunun doğal ortamda olduğu gibi bir arena veya pist ve karşılaşılan nesneler özgürce yürürken biz hayvandan kaydederek, mevcut gergin kayıt yöntemleri geliştirmek olduğunu hissettim. Beyin aktivitesini 15 kayıt için kablosuz sistemler ideal olacaktır rağmen, mevcut sistem kayıt kanallarının sayısının, veri toplama, pil ömrü ve ağırlık zamanında sınırlamaları vardır. Biz bu nedenle, özgürce hazırlıkları hareketli kullanım için gergin kayıt sistemi adapte etmeye seçti. Daha iyi bir kablosuz sistemler kullanılabilir hale gibi, bu tekniğin bu tür cihazlara kolaylıkla adapte edilebilir. Bu makalede açıklanan sistem, hafif çok iyi çalışır ve böceğin davranışına çok az zararlı bir etkiye sahip olduğu görülmektedir. Ucuz bir yüksek hızlı kamera ve küme kesme yazılım ile, bireysel beyin nöronları aktivite hareketi ile ilgili olabilir. Burada Prepar tariftetrode teller ve böceğin beyin içine implantasyonu yanı sıra elektriksel aktivite ve hareket ve nasıl bu veri için kayıt teknikleri tirme sonraki analiz için bir araya getirilebilir.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="728">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:207px;">Nichrome wire&#160;</td>
			<td style="width:179px;">Sandvik Heating Technology</td>
			<td style="width:137px;">Kanthal RO-800</td>
			<td style="width:205px;">Use for tetrode</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Biomedical polyethylene tubing</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>800700</td>
			<td>Use for tetrode tubing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lynx-8</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cheetah 32</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>Use for multi-unit recording</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Basler</td>
			<td>A602f</td>
			<td>Use fir video recording for walking experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High speed camera</td>
			<td>Casio</td>
			<td>EX-FC150&#160;</td>
			<td>Use for video recording for climbing experiments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">WINanalyze</td>
			<td>Winanalyze</td>
			<td>version 1.4 3D</td>
			<td>Use for video tracking&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matlab</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>MATLAB R2012b</td>
			<td>Use for TTL pulse generation and off-line data analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

extracellular wire tetrode recording in brain of freely walking insects

Böcek motor kontrolünde beyin aktivitesinin rolü artan ilgi biz böcekler doğal davranışı gerçekleştirmek ise nöral aktiviteyi izlemek mümkün olmasını gerektirir. Bir gergin hamamböceği çıktı veya değiştirilmiş yürüme hızı Biz ise daha önce aynı anda birden bize nöronların aktivitesini kaydetmek için izin hamamböceği beyinlerinin merkezi kompleksi içine tetrode telleri implante için bir teknik geliştirdi. Büyük bir ilerleme olsa da, gergin hazırlıklar sınırlı davranışlara erişim sağlar ve genellikle serbestçe hayvanlar hareket meydana geribildirim süreçleri yoksundur. Şimdi bize de bir arenada yürümek ve dönüm tırmanma ya da tünel yoluyla engelleri ile uğraşmak gibi özgürce hamamböceği hareket merkezi kompleksinden kaydetmenize olanak sağlayan tekniğin değiştirilmiş bir sürümü mevcut. Yüksek hızlı video ve küme kesme ile birleştiğinde, biz şimdi özgürce davranmak böceklerin hareketinin çeşitli parametrelere beyin aktivitesini ilgili olabilir.

Biz yürüme deneyleri için 27 hazırlıklarında CC 50 adet nöral aktiviteyi kaydetti. Ancak bu preparasyonların (23 adet) 15 için, deneyler tırmanma yapıldı. Bireysel birimler (örneğin birim 1-2 hazırlık 1, ünite 2 gösterir) hazırlama ve birim numaralarına göre adlandırılır. Bir tırmanma deneme video Anlık Şekil 4&#39;te gösterilmiştir. Tüm video (ses ünitesi 1-2 dan) ek video 1&#39;de kullanılabilir. Kayıt doğru fan b...

Watch this Scientific Journal Video about Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects at JoVE.com

Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Biz daha önce bize gergin hamamböceği bireysel birimlerin etkinliğini izlemek için izin verir hamamböceği beyinlerinin merkezi kompleksi içine tetrode telleri implante için bir teknik geliştirdi. Burada bize de özgürce böcekler hareket beyin aktivitesini kaydetmenize olanak sağlayan tekniğin değiştirilmiş bir sürümü mevcut.

Serbestçe Böcekler Yürüyüş Beyin Ektraselüler Tel Tetrode Kaydı

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

extracellular-wire-tetrode-recording-brain-freely-walking

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.5K Görüntüleme.  Case Western Reserve University.  Biz daha önce bize gergin hamamböceği bireysel birimlerin etkinliğini izlemek için izin verir hamamböceği beyinlerinin merkezi kompleksi içine tetrode telleri implante için bir teknik geliştirdi. Burada bize de özgürce böcekler hareket beyin aktivitesini kaydetmenize olanak sağlayan tekniğin değiştirilmiş bir sürümü mevcut. 

Video: Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Nörobilim

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Sağlam Yetişkin Zebra balığı Beyin Elektrofizyolojik Kayıt

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Recording Single Neurons&#039; Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

Serbestçe Öğrenmenin üç aşamalı karşısında Güvercinler Hareketli gelen tek nöronların &#39;Aksiyon Potansiyelleri kayıt

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

Yeni Bir Yöntemi Kullanarak Serbest Dolaşan Yenidoğan Sıçanlarında EEG Kaydı

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Recording Synaptic Plasticity in Acute Hippocampal Slices Maintained in a Small-volume Recycling-, Perfusion-, and Submersion-type Chamber System

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful analysis of synaptic transmission modulation when performing field potential or intracellular recordings. This manuscript describes methodological aspects that might be helpful in improving experimental conditions for the maintenance of acute brain slices and for recording field excitatory postsynaptic potentials in a commercially available submersion chamber with an outflow-carbogenation unit. The outflow-carbogenation helps to stabilize the oxygen level in experiments that rely on the recycling of a small buffer reservoir to enhance the cost-efficiency of drug experiments. In addition, the manuscript presents representative experiments that examine the effects of different carbogenation modes and stimulation paradigms on the activity-dependent synaptic plasticity of synaptic transmission.

This protocol describes the stabilization of the oxygen level in a small volume of recycled buffer and methodological aspects of recording activity-dependent synaptic plasticity in submerged acute hippocampal slices.

Sinaptik plastisite akut Hipokampal dilimleri bir küçük hacimli geri dönüşüm-, perfüzyon- ve batma-tipi oda sistemi içinde tutulan kayıt

Even though experiments on brain slices have been in use since 1951, problems remain that reduce the probability of achieving a stable and successful ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

Bir geliştirilmiş çoklu tetrot hiper motor yapımı fareler davranışlar içinde büyük ölçekli sinirsel kayıt için

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, conventional microdrive designs often only allow use of one type of electrode to record from single or multiple regions, limiting the yield of single-unit or depth profile recordings. It also often limits the ability to combine electrode recordings with optogenetic tools to target pathway and/or cell type specific activity. Presented here is a hybrid microdrive array for freely moving mice to optimize yield and a description of its fabrication and reuse of the microdrive array. The current design employs nine tetrodes and one opto-silicon probe implanted in two different brain areas simultaneously in freely moving mice. The tetrodes and the opto-silicon probe are independently adjustable along the dorsoventral axis in the brain to maximize the yield of unit and oscillatory activities. This microdrive array also incorporates a set-up for light, mediating optogenetic manipulation to investigate the regional- or cell type-specific responses and functions of long-range neural circuits. In addition, the opto-silicon probe can be safely recovered and reused after each experiment. Because the microdrive array consists of 3D-printed parts, the design of microdrives can be easily modified to accommodate various settings. First described is the design of the microdrive array and how to attach the optical fiber to a silicon probe for optogenetics experiments, followed by fabrication of the tetrode bundle and implantation of the array into a mouse brain. The recording of local field potentials and unit spiking combined with optogenetic stimulation also demonstrate feasibility of the microdrive array system in freely moving mice.

This protocol describes the construction of a hybrid microdrive array that allows implantation of nine independently adjustable tetrodes and one adjustable opto-silicon probe in two brain regions in freely moving mice. Also demonstrated is a method for safely recovering and reusing the opto-silicon probe for multiple purposes.

SerbestÇe Hareket Eden Farelerde Çift Alan Yüksek Yoğunluklu Kayıt için Kurtarılabilir Opto-Silikon Prob ve Tetrode ile Hibrid Microdrive Sistemi

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

SerbestÇe Hareket Eden Hayvanlarda Nöral AktiviteYi Kaydetmek Için Çoklu Fiber Fotometri

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

Serbest Yüzme Balık hareketli Tetrodes tarafından Nöronların Kablosuz Elektrofizyolojik Kayıt

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Genç farelerde günlük nöral aktiviteyi kaydetmek için mikro sürücülü implant

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of particular importance for studying mouse models of human neuropsychiatric disorders. However, such methods often require large cranial implants, which cannot be used in mice at early developmental time points. As such, virtually no studies of in vivo physiology have been performed in freely behaving infant or juvenile mice, despite the fact that a better understanding of neurological development in this critical window would likely provide unique insights into age-dependent developmental disorders such as autism or schizophrenia. Here, a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy are described that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in mice as they age from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond, a time window roughly corresponding to the human ages of 2 years old through to adulthood. The number of recording electrodes and final recording sites can be easily modified and expanded, thus allowing flexible experimental control of the in vivo monitoring of behavior- or disease-relevant brain regions across development.

Yazar Spot Işığı: Genç Farelerde Kronik Tetrode Kayıtları için Hafif Bir Sürücü İmplantı  

Here, we describe a micro-drive design, surgical implantation procedure, and post-surgery recovery strategy that allow for chronic field and single-unit recordings from multiple brain regions simultaneously in juvenile and adolescent mice across a critical developmental window from postnatal day 20 (p20) to postnatal day 60 (p60) and beyond.