著者は、博士に感謝を申し上げます。小さな魚や両生類にこの培養プロトコルの開発と応用での専門知識のためのジョセップPlanasは、フアンカスティーヨ。おかげで、原因疲れを知らずにマシューは、Delciクリステンセン、ザカリー·ファウラー、ブルック·フランツェン、ネイサンフレーリッヒ、キラマーシャルの充電など、多くの魚（種内および数の両方）からの筋組織の切開および解離を支援してきた無数の個人にもあるベン·メイヤー、イーサンRemily、およびSinibaldoロメロ。この作品は、PRBにセンタープロテアーゼ研究所NIHのグラント＃2P20 RR015566、NIHのグラントNIAMS＃R03AR055350とノシュアドバンスFORWARDためのNSFグラント＃HRD-0811239、生物スタートアップ資金のバーミンガム学科のアラバマ大学によってサポートされていました。サポートもUABの栄養肥満研究センター賞＃P30DK056336、NIH NIDDKによって提供された。 その内容はもっぱら著者の責任であり、必ずしもないNIHの公式見解を表しています。

倫理に関する声明：本明細書中に記載の脊椎動物を含むすべての実験はバーミンガムのアラバマ大学の制度的動物実験委員会が事前に承認され、実験動物福祉局によって確立されたガイドラインと一致しているし、米国の国立衛生研究所保健社会福祉省。 文化1。準備<ol><li> 9のNaHCO 3（2 1L当たり1.51グラム）を、DMEM中の20のHEPES（2 1L当たり9.53グラム）（; 2 1L当たり26.96グラム13.48グラム/ L）を次のように基本培地を準備します。 <ol><li> pHを測定し、HClまたはNaOHで7.40に調整します。 </li><li>浸透圧を決定し、（必要な場合）のNaClで〜300ミリオスモルに調整します。 </li><li>フィルタは、最大2〜3ヶ月間、光から保護し、4℃で、（2）1 L真空滅菌システムおよびストアを使用して滅菌する。 注：完全な試薬について表1と表2を参照して、ツール、consumABLES、および機器情報。 </li></ol></li><li>超純滅菌水50ml中のγ線を照射したポリ-L-リシン（平均&gt; 300,000分子量）5mgを溶解することにより、ポリ-L-リジン処理プレートを調製する。リジンのポリマーの完全な溶解を確実に室温で10分間、反転により穏やかに混合する。 </li><li>プレートタイプ（ 表3）によれば、各ウェルにポリ-L-リジン溶液の必要量をピペット。プレートを5分間層流フード内に放置する。 </li><li>次に、ポリ-L-リジン溶液を除去し、滅菌水で2回洗浄する。 20分間層流フード内で空気乾燥にプレートを許可します。 </li><li>ラミニン1mgの（エンゲルブレス - ホルム - スウォーム起点）を入手し、20μgの/ mlの最終濃度になるように基礎培地50mlに溶解する。個/ cm 2で2μgのポリ-L-リジン処理した細胞培養プレートにラミニン溶液を適用する。 （異なるプレートサイズについては表3を参照されたい） </li><li>優しくFUを確保するためのソリューションを旋回カバレッジ良くLL。 24時間インキュベーターに実験室のテープと場所でプレートをシール。インキュベーターは、使用される種にとって適切な温度（ 表7参照）に設定する必要があり、追加のガスは、インキュベーターに添加する必要はない。 注：ラミニンは細胞を播種前に24時間プレートに付着させなければなりません。そうしないと、無細胞接着が悪いことになります。 </li><li> 表4で説明したように、メディアを準備します。完全培地を最大限に活用の日を準備する。 </li><li>組織分離のための準備として、以下の項目オートクレーブを組み立てる：300〜500ミリリットルビーカー（S）;ガラスペトリ皿;メスのハンドル;鉗子（微調整と粗）;解剖はさみ;と撥水性オートクレーブ紙数枚。 注：解剖プロセスを支援するユーザー毎に、（2）、メスハンドル、（1）鉗子（タイプは個人的な好みに応じて）、（1）解剖はさみ、および撥水性オートクレーブ紙の（5-10）シートがあります十分。 </li><li>上記のオートクレーブ処理項目に加えて、70％エタノール、重量バランス、無菌の50mlコニカルチューブ（番号は培養物のサイズに依存する）、及び氷を組み立てる。 </li></ol> 2。組織切開<ol><li>開始前に、魚の十分な在庫があることを確認してください。 注：使用される魚の年齢は非常に重要である。 2つの異なる種の魚が同じような重みのかもしれないが、1種の若い魚が別の種の古い魚よりも多くのMPCを有することになる。原則、サケ科と協力し、特に若い魚として、最高です。 （15グラムまで）、年齢のサケ科魚類4〜6ヶ月歳以下が最適である一方danioninsについては、1年と同じくらい古い魚は、最適に利用することができます。 </li><li>解剖される組織の各5グラム、滅菌した50mlコニカルチューブに分離培地の一定量25ミリリットルのため。 </li><li> 、レコードの質量、個数管（群）を秤量する。氷の上にチューブを置きます。 </li><li> 2月3日の魚を安楽死させる&gt; 300 mg / Lの重炭酸ナトリウム緩衝化トリカインメタンの浸漬することにより、一度に。 &gt; 5分間停止した後、30秒間（滅菌ビーカーに含まれている）を70％エタノールに魚を沈めるためにふたの移動を可能にする。 </li><li> 70％エタノールから魚を外し、撥水オートクレーブ紙の上に置きます。直接鰓蓋の後ろに、表面的な浅い切開を行うために、メスを使用しています。上記の切開で皮膚をつかんでスケールや皮膚を除去し、魚の尾に向かって引っ張る。 </li><li>皮膚を除去した後、分離媒体に軸上の、両側から魚の急速解糖「白」の筋（横ラインの近くに位置し、スロー酸化「赤」の筋肉を回避する）と場所を切り出す。機関が必要に応じて、魚の残りを捨てる。 注：それは赤筋に起因する培養のMPCに完全に可能ですが、硬骨魚のMPCを使用して、ほぼすべての出版物は、軸上のMから単離した細胞を利用しているyotome。 </li><li>筋肉の十分な量が得られるまで繰り返して2.4から2.6を繰り返します。解剖時には、プールされた筋肉組織は細胞生存率を維持するために氷の上に残っていることを確認してください。 </li></ol> 3。機械的解離<ol><li>ガラスペトリ皿に筋肉組織を25ml / 5gを一本のチューブを注ぐ。 2メスを使用すると、付き＃10の外科用メスの刃、スラリーまたはピューレの整合性へのミンチ組織と処理します。お互いを過ぎて、メスの刃を引いての「前後」運動が最適です。 注：組織ホモジナイザーが適切かもしれませんが廃止されていない場合、生細胞の数が劇的に減少します。 </li><li> 25ミリリットルの血清学的および血清学ピペットピペッターを使用して、スラリー化した組織を除去し、元のコニカルチューブに交換してください。 </li><li>すべてのチューブ内のすべての組織が機械的に分離されるまで繰り返して3.1から3.2を繰り返します。 </li><li> 300×gで5分、10℃で遠心組織</li><li> Foll遠心分離により、25ミリリットルの血清学的ピペット、真空吸引器、または慎重にデカンテーションによりとともに培養上清の25ミリリットルを廃棄する。 </li><li>各チューブ、再懸濁組織に洗浄培地25mlを追加し、上記のようにrecentrifuge。 </li><li>上澄みを毎回削除、洗浄培地で2回洗浄します。 </li></ol> 4。酵素的解離<ol><li>ステップ3.4の間に、IV型コラゲナーゼの0.22グラムとベース媒体（または0.11 g/0.22 mlで十分な量）の44ミリリットルを組み合わせることにより、コラゲナーゼ溶液を調製する。 </li><li> 4℃で10〜15分間ビーカー中で撹拌するフィルタ50 mlシリンジ及び0.45μmのシリンジフィルターを用いて滅菌する。 NOTE：複数のシリンジフィルターコラゲナーゼ調製物に応じて、必要とされ得る。ワーシントン生化学以外のベンダーから取得したコラゲナーゼは、濾過中に、より困難を伴います。コラゲナーゼは、筋内膜を構成するコラーゲンペプチド結合を解離するために使用される。この消化は筋線維の防護壁を削除します。 </li><li>筋肉組織の各グラムについては、0.2％コラゲナーゼ溶液中で組織を再懸濁する。筋肉組織5gのために、コラゲナーゼ溶液10mlとベース媒体を15mlを加える。 </li><li>コラゲナーゼ溶液/基本培地1mlあたりのPSFの10μL（ 例えば 25ミリリットルに250μL）を追加します。これは酵素消化の効率に影響を与えるように、組織が十分に中断されていることを確認してください。 </li><li>緩やかに揺り動かしながら18℃で60分間コラゲナーゼ中の筋肉組織をインキュベートする。これは細胞生存率に影響を与えるかもしれないが、機械的解離および種の程度に応じて、コラゲナーゼ消化は、90分に延長されてもよい。 </li><li> 12℃で5分間、300×gでコラゲナーゼ消化、遠心コニカルチューブを、以下の洗浄培地25ml中の上清と再懸濁組織を廃棄します。 </li><li> Recentrifuge 5分間、300×gで12時6。C.洗浄媒体で2回繰り返します。 </li><li>洗濯組織は二回、10ミリリットルの血清学的ピペットを用いて洗浄媒体や粉砕物の25ミリリットルに再懸濁し、筋肉組織は、組織/中ホモジネートを比較的容易にピペットの内外に通過するまでの後。 5月10日triturationsで十分です。 <ol><li> 5ミリリットル血清学的ピペットをした後、注射器に取り付け16ゲージの金属カニューレを繰り返します。 </li></ol></li><li> 12℃で5分間300×gで遠心分離コニカルチューブ上清をデカント。 </li><li>上記の5分間の遠心分離中に、基本培地5mlのトリプシン0.25gのを組み合わせることによりトリプシン消化溶液を調製する。 </li><li> 10〜15分とフィルタ20ミリリットルの注射器と0.45μmのシリンジフィルターで滅菌し、4℃で撹拌する。 </li><li>コニカルチューブを取り出し、すべてのチューブに筋肉組織のすべての1グラムトリプシン溶液100μlと分離培地の4.9ミリリットルを追加。 EXA用mple、トリプシン溶液500μlと筋肉組織の5グラムに分離培地の24.5ミリリットルを追加。 注：トリプシンは基底膜から筋原性前駆細胞を分離するセリンプロテアーゼである。 </li><li>再懸濁し、トリプシン/解離における組織の媒体だけでなく。 18℃で20分間インキュベートする</li><li> 12℃で1分間300×gで最初のトリプシンインキュベーション、遠心コニカルチューブ次</li><li>分離培地の4ボリュームへの上清の1の体積の濃度で分離培地で上清を組み合わせることにより、トリプシンを中和する。第トリプシン消化中、4℃で保存する。 </li><li>組織の残りのペレットに、繰り返して、最初のトリプシン消化からの上清/分離媒体とステップ4.15後の上清を組み合わせ、4.12から4.15を繰り返します。 </li><li> あるいは：コラゲナーゼおよびトリプシン消化物を、細胞収率を最大にするために組み合わせることができる。 &lt;OL&gt; <li>これを行うには、ホモジネートを簡単にカニューレを通過するまでのコラゲナーゼは20ミリリットルの注射器に取り付けられた金属（長さ6と16ゲージの最高の作品）カニューレを使用してダイジェスト粉砕する。 </li><li>ホモジネートに、（ステップ4.10で製造）のトリプシン溶液500μlを加え、20分間18℃でインキュベートする。 </li><li> 12℃で1分間300×gでインキュベーション、遠心分離コニカルチューブを、次の</li><li>分離培地の4ボリュームへの上清の1の体積の濃度で分離培地で上清を組み合わせることにより、トリプシンを中和する。 </li><li>第トリプシン消化中、4℃で保存する。 </li><li>標準プロトコルと同様に、ステップ4.18に進みます。 </li></ol></li><li> 300×gで50ミリリットルコニカルチューブと遠心分離機に最終的な上澄み液/分離培地混合物を分配 12℃で10分間</li><li>細胞を乱さないように注意しながら、上清を取り除くペレット。ピペット各チューブへの完全培地2ml、各細胞ペレットを溶解する。 </li><li> 1の50mlコニカルチューブに完全培地に懸濁した細胞を結合する。 </li><li>以前に再懸濁された細胞のプールと組み合わせ、完全培地1mlで各チューブを洗浄します。 </li><li>金属カニューレを粉末化し、5〜10倍の注射器。 </li><li>完全培地でリンスし、100μmのセルストレーナーを通して細胞懸濁液をフィルタリングします。 </li><li> 40μmのセルストレーナーを通して細胞懸濁液をフィルタリングします。 </li><li> 50ミリリットルに十分な完全培地を加え、15℃で10分間300×gで遠心分離</li></ol> 5。カウント、希釈、および細胞の播種<ol><li>ステップ4.25の最後の遠心分離後、慎重にデカンするか、血清学的ピペットで上清を除去。完全培地5ml中に細胞ペレットを再懸濁する。 </li><li>細胞が完全に再懸濁して、20μLを削除; 1.5 mlのマイクロ遠心チューブ中の細胞懸濁液と場所の。 </li><li>トリパンブルー色素の5μLを加え、5分間待ちます。血球計数器を用いて、生細胞の数を決定する。 </li><li>決定されると、必要な濃度に細胞を希釈する。硬骨魚MPCは最高の1cm 2あたり150,000〜200,000個の細胞で播種する。 6ウェルプレーティング戦略については、1.5×10 6細胞を希釈する-ミリリットルあたり2.0×10 6には 、十分な増殖と分化をサポートしています。 </li><li>ポリ-L-リジン処理し、ラミニンコートプレートと種細胞を取得します。 （プレート固有の希釈液とめっきボリュームについては、表5を参照してください。）注： 表6は、様々な硬骨魚種から単離された筋組織のグラム当たり単離された細胞の平均数を示している。ニジマス（O.ニジマス ）の出品ゼブラフィッシュ（D·フィッシュ ） を実行し、それによって適切な播種用から隔離するために多くの魚が必要とするより、筋組織のグラム当たり少ないのMPC。 </li><li>適切な温度で冷却インキュベーター内で実験室のテープと場所でプレートをシール。ここに記載されているすべての種からのMPCは（マウスのために保存）二酸化炭素（CO 2）の補充を行わずに、通常の大気条件下でインキュベートすることができる。 （ 表7を参照してください。） </li><li> 代わりに：いくつかの研究室は、MPCは40分間培養基質に付着させるための呼び出しのプロトコルを採用しています。 <ol><li>その後、任意の緩く付着し、非接着細胞を除去するための洗浄メディアでプレートをすすぐ。警告：この手順では、培養基質への他の細胞（ 例えば 、線維芽細胞）の「非特異的」接着を避けるために非常に重要です。 </li><li>インキュベーター内で完全なメディアと場所のセルを追加し、下記のとおりの世話。 </li></ol></li></ol>

開示することは何もありません。

筋原プログラムは、いずれの種において試験し、最も簡単にin vitro系を介して研究することができる。確かに、分離の際に、哺乳動物の魚やmyosatellite細胞（MSC）での筋原性前駆細胞（MPCは）容易に増殖、細胞周期の撤退、および端末筋芽細胞の分化と発生期の筋管にそれらの筋芽細胞の融合を含むこの高度に制御されたプロセスに入る。 （ゼブラフィッシュ67とニジマス69</...

哺乳動物の筋形成のかなりの理解がC2C12 5、両方の初代マウス（ ハツカネズミ ）筋芽細胞培養物と十分に記載されたマウス由来の細胞系において、このプロセスの要約を介して得られている。 1950 6年以降、これらの培養物をmurinemyogenicプログラムの理解に多くの進歩につながったと、ひいては、他の脊椎動物における筋形成している。さらに、単一細胞線維外植技術は、衛星細胞と周囲の筋線維7-9間の相互作用の理解を増加している。細胞培養はされて筋形成の調査のために特に魅力的なため、短時間に前駆体から分化した細胞10、RNAiのためのトランスフェクションが比較的容易にin vivoでの移植18〜20、さらにはCOMPに続く11月14日 、トランスジェニック15,16および過剰発現の研究14,17,18、in vitroで拡大分類群21,22の両端筋原性前駆細胞およびそれらの調節剤のアリソン。培養系の人工的な環境に起因する差異が5,23を説明してきたが、これらのin vitro系が多核体の形成を支配する複雑なプログラムの我々の切開に不可欠であることが証明された、最終分化myofibersfromはmyosatelliteとして知られている増殖性前駆細胞を単核哺乳類の中で細胞（MSC）。 哺乳綱の外では、しかし、筋形成を制御するメカニズムの保全、および/ ​​または発散はあまり大きく起因様々な分類群から筋原性前駆細胞（MPCは）と筋芽細胞を培養することが困難であるため、理解されている。確かに、一次筋芽細胞培養は、唯一の3鳥24〜26、1爬虫類27、いくつかの両生類28〜30、およびいくつかの魚1,3,4,31-33に記載されている。 VEのからの連続筋原細胞株げっ歯類34-36以外rtebratesは、日本ウズラ（Cortunixジャポニカ ）に由来している唯一の非哺乳類筋原細胞株と、QM7 37さらに稀である。不死で多くの試みにもかかわらず、硬骨魚筋原細胞株は、とらえどころのないまま、これらの細胞の効率的なトランスフェクションのためのプロトコルでのみ、今年15出版された。このように、脊椎動物の様々な一次のMPCと筋芽細胞を培養するための明確かつ十分に最適化されたプロトコルは、非常に多く、さらに筋原性プログラムの進化の我々の知識を拡大するだけでなく、ブレークスルーを作るために比較生理学の力を利用するために必要とされるヒト骨格筋疾患および障害の治療。 文学は、MPC /筋芽細胞の分離38-49の多くのレポートが含まれていますが、それは著者が簡単な、しばしば不完全で、フォーマットのようなアイソレーションのためのプロトコルを記述するのが一般的である。さらに、最も有益なプロトコルレポRTEDマウス50-53のために開発されており、これらのいくつかは、これらのプロトコルが使用不能または筋肉生物によって利用される非実用奥非げっ歯類種作り、抗体選択54,55または蛍光トランスジーン56,57に依存している。魚類、両生類、および爬虫類の筋形成についてはほとんど知られて、詳細かつ徹底したプロトコルは、視聴覚ガイダンスと遠縁種で実証効率で説明し、フィールドに最も参考になる。 まず1989年58パウエルらによって記載され、以下のプロトコルを最初に（つまり、ニジマス、 ニジマスサケ 、および大西洋サケ、 サルモ·サラル ）サケ科魚類および一部の大きなコイ科（ すなわち金魚、Carassiusauratusauratus）からのMPCおよび筋芽細胞を分離するために開発されました。 2000年には、FauconneauとPaboeufはニジマス59、およびminoroptimizationsミリアンペアのための一次筋芽細胞文化を最適化Danioninaeクレード （ゼブラフィッシュ、 ゼブラフィッシュ 、そして巨大なゼブラ、Devario aequipinnatus）はゼブラフィッシュの仕事のために利用できる多くの遺伝的なツールへの32、したがって、その近親者のいくつかの小さなミノーでの利用可能なそのプロトコルデ。硬骨魚は、（少なくともほとんどの種で）その発散成長戦略への研究のための魅力的な生物である。大規模なサケは、ほとんどの魚のように、さらに古い時代60〜62で、満期時に漸近線によってとらわれない成長の可能性と、不定成長する。このような巨大なゼブラ63と硬骨魚の典型的な髭ゼブラ表示の成長ポテンシャルとしてゼブラフィッシュとは異なり、大danionins、MPC細胞運命選択は肥大に対する骨格筋過形成の役割を果たしているかどうかを理解するための理想的なプラットフォームの直接の並置を作る。 同様に、我々は、比較的高い細胞収率およびviabで、このプロトコルは、マウスおよびアホロートルで使用できることを実証したility指数。このようなメキシコアホロートル（Ambystomamexicanum）などの有尾サンショウウオは、全体の手足や尾64-66を含む組織を再生させる驚くべき能力を持っている。この特性は、骨格筋萎縮や老化のこれらの両生類興味深いモデルになります。このような研究のためのより広い比較コンテキストを提供する、多くの魚種で行われているように、以下に記載されるプロトコルを使用して、類似のアプローチを行うことができる。多くの真の比較生物学者は理解ようにデータ（ここでは、全体の脊椎動物系統）広いスペクトル内で分析される場合、基礎生物学および翻訳生物医学における最も意味のある進歩を行うことができる。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 1. Detailed Reagent Information</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="42" style="height:43px;width:205px;">Reagent</td>
			<td style="width:217px;">Company (Preferred v. Alternate)</td>
			<td style="width:160px;">Catalog Number (Preferred v. Alternate)</td>
			<td style="width:161px;">Quantity per Culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="20" style="height:20px;">&#947;-irradiated poly-L-lysine</td>
			<td>Sigma-Aldrich (MP Biomedicals)</td>
			<td>P5899 (ICN19454405)</td>
			<td>5 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">DMEM (high glucose)</td>
			<td>Sigma-Aldrich (cellgro)</td>
			<td>MT-50-003-PB (D7777)</td>
			<td>2 L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Laminin</td>
			<td>BD Biosciences (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>CB-40232 (L2020)</td>
			<td>1 mg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="41" style="height:41px;width:205px;">Sodium Bicarbonate (NaHCO3)</td>
			<td>Fisher Scientific (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>BP328-500 (S5761)</td>
			<td>1.51 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">HEPES (C8H18N2O4S)</td>
			<td>Fisher Scientific (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>BP310-1 (H6147)</td>
			<td>9.53 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Antibiotic/Antimycotic</td>
			<td>Thermo Scientific (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>SV3007901 (A5955)</td>
			<td>17-20 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Gentamicin Sulfate</td>
			<td>Lonza (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>BW17-519Z (G1397)</td>
			<td>2-3 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Donor Equine Sera</td>
			<td>Thermo Scientific (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>SH3007403 (H1270)</td>
			<td>75 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Fetal Bovine Sera</td>
			<td>Thermo Scientific (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>SH3007103 (F2442)</td>
			<td>25 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Collagenase (Type IV)</td>
			<td>Worthington (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>LS004189 (C9891)</td>
			<td>0.44 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:205px;">Trypsin (from Pancreas)</td>
			<td>MP Biomedicals (Sigma-Aldrich)</td>
			<td>ICN15357125 (T5266)</td>
			<td>1 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 2. Consumables, Tools and Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="42" style="height:43px;width:239px;">Consumable</td>
			<td style="width:204px;">Tools</td>
			<td style="width:199px;">Equipment</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="28" style="height:28px;">Cell Culture Plates</td>
			<td>Forceps (Coarse)</td>
			<td>Serological Pipettor</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="28" style="height:28px;width:239px;">Sterile 50 mL Conical Tubes</td>
			<td style="width:204px;">Forceps (Fine)</td>
			<td>pH Meter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="28" style="height:28px;width:239px;">Laboratory Tape</td>
			<td style="width:204px;">Scalpel Handles</td>
			<td>Chilling Incubator (Echotherm)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="28" style="height:28px;width:239px;">0.2 &#956;m Vacuum Sterilization Systems</td>
			<td style="width:204px;">Scalpel Blades (#10, #11)</td>
			<td>Laminar Flow Hood</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="28" style="height:28px;width:239px;">Water-repellant Autoclave Paper</td>
			<td style="width:204px;">Surgical Scissors</td>
			<td>Vacuum Manifold</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="28" style="height:28px;width:239px;">Serological Pipettes</td>
			<td>Glass Petri Dishes</td>
			<td>Microosmolality Meter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="28" style="height:28px;width:239px;"></td>
			<td>12-16 G Cannulas with Luer Locks</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 3. Optimized Volumes for Coating Cell Culture Plates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="24" style="height:24px;width:167px;">Plate Size</td>
			<td style="width:192px;">cm^2 per Well</td>
			<td style="width:132px;">Poly-L-lysine*</td>
			<td style="width:145px;">Laminin**</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="20" style="height:20px;">6 well</td>
			<td>9.5</td>
			<td>1.6 mL</td>
			<td>1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:167px;">24 well</td>
			<td>1.9</td>
			<td>0.32</td>
			<td>0.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:167px;">48 well</td>
			<td>0.95</td>
			<td>0.16</td>
			<td>0.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="21" style="height:21px;width:167px;">96 well</td>
			<td>0.32</td>
			<td>0.06</td>
			<td>0.03</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="40" style="height:40px;width:167px;">*0.1 mg/mL concentration</td>
			<td colspan="2">** 0.020 mg/mL concentration</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 4. Media for Isolation, Dissociation, and Culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="24" style="height:24px;width:163px;">Reagent</td>
			<td style="width:155px;">Isolation</td>
			<td style="width:127px;">Wash</td>
			<td style="width:127px;">Dissociation</td>
			<td>Complete</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="20" style="height:20px;">Base Medium</td>
			<td>419.25 mL</td>
			<td>395.40 mL</td>
			<td>297.00 mL</td>
			<td>178.00 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="20" style="height:20px;width:163px;">PSF*</td>
			<td>5.00 mL</td>
			<td>4.00 mL</td>
			<td>3.00 mL</td>
			<td>2.00 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="40" style="height:40px;width:163px;">Gentamicin Sulfate**</td>
			<td>0.75 mL</td>
			<td>0.60 mL</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="40" style="height:40px;width:163px;">Donor Equine Serum</td>
			<td>75.00 mL</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="40" style="height:40px;width:163px;">Fetal Bovine Serum***</td>
			<td style="width:155px;">-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>20.00 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4" height="19" style="height:19px;width:660px;">* PSF: penicillin/streptomycin/fungizone cocktail (100x); ** 50 mg/mL concentration; *** Characterized</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 5. Recommended Dilutions and Plating Volumes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="24" style="height:24px;width:75px;">Plate Size</td>
			<td style="width:103px;">cm^2 per Well</td>
			<td style="width:145px;">Dilution</td>
			<td style="width:111px;">Plating Volume</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="20" style="height:20px;">6 well</td>
			<td>9.5</td>
			<td>1.5-2.0x10^6 cells/mL</td>
			<td>1 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="20" style="height:20px;width:75px;">24 well</td>
			<td>1.9</td>
			<td>1.5-2.0x10^6 cells/mL</td>
			<td>250 &#956;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="20" style="height:20px;width:75px;">48 well</td>
			<td>0.95</td>
			<td>1.5-2.0x10^6 cells/mL</td>
			<td>150 &#956;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td height="20" style="height:20px;width:75px;">96 well</td>
			<td>0.32</td>
			<td>1.5-2.0x10^6 cells/mL</td>
			<td>50-100 &#956;L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 6. Average number of cells per g tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="24" style="height:24px;width:201px;">Species</td>
			<td colspan="2" style="width:273px;">Average # cells/g tissue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="20" style="height:20px;">Danio rerio</td>
			<td colspan="2">6,400,000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="20" style="height:20px;width:201px;">Danio dangila</td>
			<td colspan="2">1,783,000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="20" style="height:20px;width:201px;">Devario aequipinnatus</td>
			<td colspan="2">1,797,000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="20" style="height:20px;">Oncorhynchus mykiss</td>
			<td colspan="2">66,800</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 7. Recommended Incubation Temperatures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="24" style="height:24px;width:201px;">Species</td>
			<td colspan="2" style="width:273px;">Temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="20" style="height:20px;">Danio/ Devario spp.</td>
			<td colspan="2">26 - 28 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="20" style="height:20px;width:201px;">Oncorhynchus/Salmo spp.</td>
			<td colspan="2">10* - 18 &#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2" height="20" style="height:20px;width:201px;">Ambystoma mexicanum</td>
			<td colspan="2">18&#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="3" height="20" style="height:20px;">* Lower temperatures support lower proliferation rates.</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of primary myogenic precursor cell/myoblast cultures from basal vertebrate lineages

により生体内での筋原性プログラムを研究に関わる固有の難しさと時間に、骨格筋の常駐成体幹細胞由来の初代培養系では、筋原性前駆細胞（MPCは）、哺乳動物の骨格筋の発達の理解に不可欠な証明されています成長。特に脊椎動物の基底分類群のうち、しかしながら、データは自己再生、増殖、および分化のMPCを制御する分子機構を説明限られている。特に興味深いのは、付属肢の損失（ すなわち有尾両生類）以下のかなりのpostlarvalの骨格筋線維の過形成（ すなわち硬骨魚）とフル再生を受ける基礎脊椎動物の能力の基礎となる潜在的なメカニズムがあります。さらに、培養された筋芽細胞の使用は、再生と筋原性プログラムの要約と、それらの間の違いの理解を助けることができます。へこのため、我々は詳細に堅牢で効率的なプロトコルを記述（および変形文献）より始まる、筋原性プログラムの進化を理解するためのプラットフォームとして、細胞培養で、MPCはおよびその子孫、筋芽細胞と未熟筋管を分離し、維持するための基礎脊椎動物。ゼブラフィッシュ（ ゼブラフィッシュ ）のモデル生物の状況を活かし、我々は、コイ科クレードDanioninaeの小さな魚に、このプロトコルの適用について報告する。タンデムに、このプロトコルは、メキシコアホロートル（Ambystomamexicanum）、さらに実験用げっ歯類からのMPCを単離することにより、より広い比較アプローチを実現するために利用することができる。このプロトコルは、現在広くニジマス、サケ、鯛1-4を含むいくつかの魚種で筋形成を研究で使用されています。

二十四時間播種後、筋原前駆細胞（MPCは）ラミニン基層に見える接続する必要があります（ 図1aおよび1Dを参照してください）。播種後、細胞（MPCは）この細胞型を示す紡錘状形状（ 図1）を採用し、MYOD1 +（ 図2）である。 ゼブラの種では、MPCはサケやサルモ種からのMPCが何よりも小さいバイポーラプロセスとのよりコン...

Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Primary Myogenic Precursor Cell/Myoblast Cultures from Basal Vertebrate Lineages at JoVE.com

Preparation of Primary Myogenic Precursor Cell/Myoblast Cultures from Basal Vertebrate Lineages

体外培養系では 、脊椎動物の筋形成の理解に不可欠であることが分かっている。しかし、多くの、特に基底の分類群において、非哺乳動物の骨格筋の発達と成長について学んだことを残る。この組織を、筋原性前駆細胞（MPCは）の成体幹細胞を単離すること、及び初代培養の設定におけるそれらの自己再生、増殖、および分化を維持するための効率的かつ堅牢なプロトコルは、全体にわたって保存された発散の調節機構の同定を可能脊椎動物の系統。

基礎脊椎動物の系統からの一次筋原前駆細胞/筋芽細胞培養液の調製

Due to the inherent difficulty and time involved with studying the myogenic program in vivo, primary culture systems derived from the resident adult stem ...

preparation-primary-myogenic-precursor-cellmyoblast-cultures-from

Research

JoVE Journal

Biology

20.2K ビュー.  University of Alabama at Birmingham.  体外培養系では 、脊椎動物の筋形成の理解に不可欠であることが分かっている。しかし、多くの、特に基底の分類群において、非哺乳動物の骨格筋の発達と成長について学んだことを残る。この組織を、筋原性前駆細胞（MPCは）の成体幹細胞を単離すること、及び初代培養の設定におけるそれらの自己再生、増殖、および分化を維持するた...

ビデオ: Preparation of Primary Myogenic Precursor Cell/Myoblast Cultures from Basal Vertebrate Lineages

Primary Neuronal Cultures from the Brains of Late Stage Drosophila Pupae

In this video, we demonstrate the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. The procedure begins with the removal of brains from animals at 70-78 hrs after puparium formation. The isolated brains are shown after brief incubation in papain followed by several washes in serum-free growth medium. The process of mechanical dissociation of each brain in a 5 ul drop of media on a coverslip is illustrated. The axons and dendrites of the post-mitotic neurons are sheered off near the soma during dissociation but the neurons begin to regenerate processes within a few hours of plating. Images show live cultures at 2 days. Neurons continue to elaborate processes during the first week in culture. Specific neuronal populations can be identified in culture using GAL4 lines to drive tissue specific expression of fluorescent markers such as  GFP or RFP. Whole cell recordings have demonstrated the cultured neurons form functional, spontaneously active cholinergic and GABAergic synapses. A short video segment illustrates calcium dynamics in the cultured neurons using Fura-2 as a calcium indicator dye to monitor spontaneous calcium transients and nicotine evoked calcium responses in a dish of cultured neurons. These pupal brain cultures are a useful model system in which genetic and pharmacological tools can be used to identify intrinsic and extrinsic factors that influence formation and function of central synapses.

This video demonstrates the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. Views of live cultures show neurite outgrowth and imaging of calcium levels using Fura-2.

後期ステージショウジョウバエ蛹の脳からの初代神経培養

In this video, we demonstrate the preparation of primary neuronal cultures from the brains of late stage Drosophila pupae. The procedure begins with the ...

生物学

Preparation of Neuronal Cultures from Midgastrula Stage Drosophila Embryos

This video illustrates the procedure for making primary neuronal cultures from midgastrula stage Drosophila embryos. The methods for collecting embryos and their dechorionation using bleach are demonstrated. Using a glass pipet attached to a mouth suction tube, we illustrate the removal of all cells from single embryos. The method for dispersing cells from each embyro into a small (5 l) drop of medium on an uncoated glass coverslip is demonstrated. A view through the microscope at 1 hour after plating illustrates the preferred cell density. Most of the cells that survive when grown in defined medium are neuroblasts that divide one or more times in culture before extending neuritic processes by 12-24 hours. A view through the microscope illustrates the level of neurite outgrowth and branching expected in a healthy culture at 2 days in vitro. The cultures are grown in a simple bicarbonate based defined medium, in a 5% CO2 incubator at 22-24&deg;C. Neuritic processes continue to elaborate over the first week in culture and when they make contact with neurites from neighboring cells they often form functional synaptic connections. Neurons in these cultures express voltage-gated sodium, calcium, and potassium channels and are electrically excitable. This culture system is useful for studying molecular genetic and environmental factors that regulate neuronal differentiation, excitability, and synapse formation/function.

This video demonstrates the preparation of primary neuronal cultures from midgastrula stage Drosophila embryos. Views of live cultures show cells 1 hour after plating and differentiated neurons after 2 days of growth in a bicarbonate-based defined medium. The neurons are electrically excitable and form synaptic connections.

Midgastrulaステージショウジョウバエの胚からの神経培養の準備

This video illustrates the procedure for making primary neuronal cultures from midgastrula stage Drosophila embryos. The methods for collecting embryos ...

Preparation of Dissociated Mouse Cortical Neuron Cultures

This video will guide you through the process for generating cortical neuronal cultures from late embryo and early postnatal mouse brain. These cultures can be used for a variety of applications including immunocytochemistry, biochemistry, electrophysiology, calcium and sodium imaging, protein and/or RNA isolation. These cultures also provide a platform to study the neuronal development of transgenic animals that carry a late embryonic or postnatal lethal gene mutation. The procedure is relatively straight forward, requires some experience in tissue culture technique and should not take longer than two to three hours if you are properly prepared. Careful separation of the cortical rind from the thalamo-cortical fiber tract will reduce the number of unwanted non-neuronal cells. To increase yields of neuronal cells triturate the pieces of the cortical tissue gently after the enzyme incubation step. This is imperative as it prevents unnecessary injury to cells and premature neuronal cell death. Since these cultures are maintained in the absence of glia feeder cells, they also offer an added advantage of growing cultures enriched in neurons.

This video shows a procedure for generating neuronal cultures from late embryo and early postnatal mouse cortex. These cultures can be used for immunocytochemistry, biochemistry, electrophysiology, calcium and sodium imaging and provide a platform to study the neuronal development of transgenic animals that carry a postnatal lethal gene mutation.

解離マウス皮質ニューロンの培養の準備

This video will guide you through the process for generating cortical neuronal cultures from late embryo and early postnatal mouse brain. These cultures ...

Primary Dissociated Midbrain Dopamine Cell Cultures from Rodent Neonates

The ability to create primary cell cultures of dopamine neurons allows for the study of the presynaptic characteristics of dopamine neurons in isolation from systemic input from elsewhere in the brain. In our lab, we use these neurons to assess dopamine release kinetics using carbon fiber amperometry, as well as expression levels of dopamine related genes and proteins using quantitative PCR and immunocytochemistry. In this video, we show you how we generate these cultures from rodent neonates.
The process involves several steps, including the plating of cortical glial astrocytes, the conditioning of neuronal cell culture media by the glial substrate, the dissection of the midbrain in neonates, the digestion, extraction and plating of dopamine neurons and the addition of neurotrophic factors to ensure cell survival.
The applications suitable for such a preparation include electrophysiology, immunocytochemistry, quantitative PCR, video microscopy (i.e., of real-time vesicular fusion with the plasma membrane), cell viability assays and other toxicological screens.

Primary dissociated midbrain dopamine cell cultures allow for the study of presynaptic characteristics of dopamine neurons. They can be used to monitor real-time dopamine release kinetics and protein/mRNA levels of regulators of dopamine exocytosis. Here, we show you how to generate these cultures from rodent neonates.

げっ歯類の新生児から一次分離した中脳ドーパミン細胞培養

The ability to create primary cell cultures of dopamine neurons allows for the study of the presynaptic characteristics of dopamine neurons in isolation ...

The Preparation of Primary Hematopoietic Cell Cultures From Murine Bone Marrow for Electroporation

It is becoming increasingly apparent that electroporation is the most effective way to introduce plasmid DNA or siRNA into primary cells. The Gene Pulser MXcell  electroporation system and Gene Pulser  electroporation buffer were specifically developed to transfect nucleic acids into mammalian cells and difficult-to-transfect cells, such as primary and stem cells.This video demonstrates how to establish primary hematopoietic cell cultures from murine bone marrow, and then prepare them for electroporation in the MXcell system. We begin by isolating femur and tibia. Bone marrow from both femur and tibia are then harvested and cultures are established. Cultured bone marrow cells are then transfected and analyzed.

This procedure describes how to establish primary hematopoietic cell cultures from murine bone marrow and is followed by transfection using the Gene Pulser MXCell electroporation system.

エレクトロポレーションのためのマウス骨髄からの一次造血細胞培養の準備

It is becoming increasingly apparent that electroporation is the most effective way to introduce plasmid DNA or siRNA into primary cells. The Gene Pulser ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

筋原培養組織コンストラクトの作製

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

Establishing Primary Adult Fibroblast Cultures From Rodents

The importance of using primary cells, rather than cancer cell lines, for biological studies is becoming widely recognized. Primary cells are preferred in studies of cell cycle control, apoptosis, and DNA repair, as cancer cells carry mutations in genes involved in these processes. Primary cells cannot be cultured indefinitely due to the onset of replicative senescence or aneuploidization. Hence, new cultures need to be established regularly. The procedure for isolation of rodent embryonic fibroblasts is well established, but isolating adult fibroblast cultures often presents a challenge. Adult rodent fibroblasts isolated from mouse models of human disease may be a preferred control when comparing them to fibroblasts from human patients. Furthermore, adult fibroblasts are the only available material when working with wild rodents where pregnant females cannot be easily obtained. Here we provide a protocol for isolation and culture of adult fibroblasts from rodent skin and lungs. We used this procedure successfully to isolate fibroblasts from over twenty rodent species from laboratory mice and rats to wild rodents such as beaver, porcupine, and squirrel.

This article describes a protocol for isolation and maintenance of primary fibroblast cultures from skin and lung tissue of wild rodents.

げっ歯類からプライマリ大人の線維芽細胞培養の確立

The importance of using primary cells, rather than cancer cell lines, for biological studies is becoming widely recognized.  Primary cells are preferred ...

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

Here we describe a method for preparing and culturing primary cells dissociated from Drosophila gastrula embryos. In brief, a large amount of staged embryos from young and healthy flies are collected, sterilized, and then physically dissociated into a single cell suspension using a glass homogenizer. After being plated on culture plates or chamber slides at an appropriate density in culture medium, these cells can further differentiate into several morphologically-distinct cell types, which can be identified by their specific cell markers. Furthermore, we present conditions for treating these cells with double stranded (ds) RNAs to elicit gene knockdown. Efficient RNAi in Drosophila primary cells is accomplished by simply bathing the cells in dsRNA-containing culture medium. The ability to carry out effective RNAi perturbation, together with other molecular, biochemical, cell imaging analyses, will allow a variety of questions to be answered in Drosophila primary cells, especially those related to differentiated muscle and neuronal cells.

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

We provide a detailed protocol for preparing primary cells dissociated from Drosophila embryos. The ability to carry out the effective RNAi perturbation, together with other molecular, biochemical and cell imaging methods will allow a variety of questions to be addressed in Drosophila primary cells.

から初代細胞培養ショウジョウバエ原腸胚

Here we describe a method for preparing and culturing primary cells dissociated from Drosophila gastrula embryos.   In brief, a large amount of staged ...

Isolation of Basal Cells and Submucosal Gland Duct Cells from Mouse Trachea

The large airways are directly in contact with the environment and therefore susceptible to injury from toxins and infectious agents that we breath in 1. The large airways therefore require an efficient repair mechanism to protect our bodies. This repair process occurs from stem cells in the airways and isolating these stem cells from the airways is important for understanding the mechanisms of repair and regeneration. It is also important for understanding abnormal repair that can lead to airway diseases 2. The goal of this method is to isolate a novel stem cell population from the mouse tracheal submucosal gland ducts and to place these cells in in vitro and in vivo model systems to identify the mechanisms of repair and regeneration of the submucosal glands 3. This production shows methods that can be used to isolate and assay the duct and basal stem cells from the large airways 3.This will allow us to study diseases of the airway, such as cystic fibrosis, asthma and chronic obstructive pulmonary disease. Currently, there are no methods for isolation of submucosal gland duct cells and there are no in vivo models to study the regeneration of submucosal glands.

Here we demonstrate our protocol for isolation of basal and submucosal gland duct cells from mouse tracheas. We also demonstrate the method of injecting stem cells into the dorsal mouse fat pad to create an in vivo model of submucosal gland regeneration.

マウス気管から基底細胞および粘膜下腺管細胞の単離

The large airways are directly in contact with the environment and therefore susceptible to injury from toxins and infectious agents that we breath in 1. ...

Preparation of Mouse Embryonic Fibroblast Cells Suitable for Culturing Human Embryonic and Induced Pluripotent Stem Cells

In general, human embryonic stem cells (hESCs) and human induced pluripotent stem cells (hiPSCs)1 can be cultured under variable conditions. However, it is not easy to establish an effective system for culturing these cells. Since the culture conditions can influence gene expression that confers pluripotency in hESCs and hiPSCs, the optimization and standardization of the culture method is crucial.
The establishment of hESC lines was first described by using MEFs as feeder cells and fetal bovine serum (FBS)-containing culture medium2. Next, FBS was replaced with knockout serum replacement (KSR) and FGF2, which enhances proliferation of hESCs3. Finally, feeder-free culture systems enable culturing cells on Matrigel-coated plates in KSR-containing conditioned medium (medium conditioned by MEFs)4. Subsequently, hESCs culture conditions have moved towards feeder-free culture in chemically defined conditions5-7. Moreover, to avoid the potential contamination by pathogens and animal proteins culture methods using xeno-free components have been established8.
To obtain improved conditions mouse feeder cells have been replaced with human cell lines (e.g. fetal muscle and skin cells9, adult skin cells10, foreskin fibroblasts11-12, amniotic mesenchymal cells13). However, the efficiency of maintaining undifferentiated hESCs using human foreskin fibroblast-derived feeder layers is not as high as that from mouse feeder cells due to the lower level of secretion of Activin A14. Obviously, there is an evident difference in growth factor production by mouse and human feeder cells.
Analyses of the transcriptomes of mouse and human feeder cells revealed significant differences between supportive and non-supportive cells. Exogenous FGF2 is crucial for maintaining self-renewal of hESCs and hiPSCs, and has been identified as a key factor regulating the expression of Tgf&beta;1, Activin A and Gremlin (a BMP antagonist) in feeder cells. Activin A has been shown to induce the expression of OCT4, SOX2, and NANOG in hESCs15-16.
For long-term culture, hESCs and hiPSCs can be grown on mitotically inactivated MEFs or under feeder-free conditions in MEF-CM (MEF-Conditioned Medium) on Matrigel-coated plates to maintain their undifferentiated state. Success of both culture conditions fully depends on the quality of the feeder cells, since they directly affect the growth of hESCs.
Here, we present an optimized method for the isolation and culture of mouse embryonic fibroblasts (MEFs), preparation of conditioned medium (CM) and enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) to assess the levels of Activin A within the media.

The quality of mouse embryonic fibroblasts (MEFs) is dictated by the right strain of mouse such as CF-1. Pluripotency-supportive MEFs and conditioned media (CM) obtained from these should contain optimal concentrations of Activin A, Gremlin and Tgf&beta;1 needed for the Activin/Nodal and FGF pathways to co-operatively maintain self-renewal and pluripotency.

培養ヒト胚および誘導多能性幹細胞に適したマウス胚性線維芽細胞の調製

In general, human embryonic stem cells (hESCs) and human induced pluripotent stem cells (hiPSCs)1 can be cultured under variable conditions. However, it ...