私たちは、博士に感謝し。このシステムを設定する際に有益な支援のためのロバートGereau、ヘンリー·ライ、そしてララ廃人。我々はまた、この仕事のための資金調達源に感謝し（BJK - スキャンで痛み早いキャリア研究助成の研究のための国際協会|インガー＆JENSブルーンとデュケイン大学Hunkele恐ろしい病気基金によるデザイン財団）。

次のプロトコルは、デュケーヌ大学の施設内動物管理使用委員会によって承認され、国立衛生研究所からのガイドラインと一致しているされています。 無菌テクニックを用いたワイヤ電極と膀胱カテーテルの1。外科的移植（総時間5〜10分） <ol><li>以下の項目は、手術前の開始に準備する必要があります。 <ol><li>積極的にバッテリ駆動の加熱パッドおよび動物の体温プローブを用いて温度監視システムを使用して、C（材料リスト）体温の追加の制御のための低ワット数加熱ランプへの自動システムを接続して37.5±0.5℃の体温を監視し、調整する。 </li><li>イソフルラン麻酔のために必要な機器は、圧縮空気（ 例えば 100％O 2）、イソフルラン気化器、イソフルラン（初期ノックダウン）、イソフルラン誘導チャンバー、ノーズコーン、および排気システムを含む。 </li><li>目を組み立てるE適切な手術器具、IVカテーテル、電極（材料リスト） </li></ol></li><li> 2〜3％イソフルランで誘導チャンバーで麻酔状態を誘導。正向反射が失われたときにチャンバーからマウスを取り外します（0-1分）。 </li><li> 2から2.5パーセントイソフルランでノーズコーンにマウスを置きます。フル麻酔をチェックするためにつま先を挟ま。動物からの応答があってはならない。タイマーを開始する。 </li><li>マウスのそれぞれの眼に眼軟膏1滴を配置します。 </li><li>その背側を下にしている上にマウスをオンにします。 </li><li>尿道から膀胱にカテーテルを挿入します。 </li><li>カテーテルを潤滑する潤滑油の手術でカテーテルを浸します。 <ol><li>優しく動物の体に垂直に先の尖ったピンセットで尿道口を開催しています。鉗子の2 番目のセットでカテーテルを保持して、ゆっくりと動物の体に対して垂直な角度で尿道にカテーテル端部を挿入します。 </li><li>カテーテルを尿道に約1〜2ミリメートル行っているときに、それが今の体と平行になるように静かにカテーテルを調整頭に向かって目指しています。この動きは、恥骨を回避するために必要である。 </li><li>優しくマウスの体に向かってカテーテルを押してください。カテーテルがスムーズに抵抗なく、体腔内にスライドするはずです。カテーテルを強制しないでください。カテーテルがスムーズに入らない場合は、垂直にカテーテルの位置に戻り、再び起動してください。 </li><li>完全に膀胱内に挿入されたカテーテルを使用すると、静かに膀胱内容を排出するために、マウスの腹部を押し下げ。カテーテル開口部に、ペーパータオルの小片を押して、カテーテルからすべての尿を除去します。紙タオルを尿に浸している場合、交換してください。 （以下のプロトコル3を参照してください）​​。膀胱膨満実験中を含む残りのプロトコルを通して継続的に尿を削除する</li></ol></li><li> （グランドとして。）の左腹部の筋肉と胸に1銀線に2銀線を挿入する<ol><li>カテーテルの右側の領域の側方を消毒するアルコールやヨウ素を使用します（体の動物の左側） </li><li>左の腹筋を公開します。 <ol><li>ピンセットで左の腹筋に近い肌を保持する。メディア外科ハサミで小さな1〜2センチメートル切開を加えます。 </li><li>切開にはさみの先を差し込んで、静かに2センチメートルに切開を展開します。 </li><li>上斜腹筋を公開するために、上層筋膜を移動するために鉗子を使用してください。この領域に位置する主要な血管のいずれかをリッピング/切らないように注意してください。 </li></ol></li><li>半分に3銀線を曲げます。筋肉の小さな一口を取るために、鋭い21 G針を使用してください。その後、筋肉に針を押してください。筋肉中に挿入する際に任意の内臓を穿刺や筋肉への不必要な損傷を誘発しないように注意してください。 </li><li> 21 Gの針の開口部に1銀線の自由端を貼り付けます。優しく筋肉咬まれることで銀線を描画するために戻って筋肉に針を引っ張る。針は筋肉のない場合には、ワイヤのループがと同じ高さになるまで、ゆっくりと筋肉を通して銀線を引く筋肉の一口。 </li><li>の手順を繰り返し1.7.3-1.7.4二筋線用。このワイヤーは、最初の筋線から約0.5センチに配置する必要があります。これは、2つのワイヤが挿入後には触れないことが重要です。 </li><li>心より劣っ胸に三銀線（グランド）を挿入します。 <ol><li>皮膚の小さな一口を取る（それは切開するか、皮膚を剃る必要はありません）、皮膚に針をプッシュするために、鋭い21 G針を使用してください。 </li><li>上記のように銀ワイヤを挿入し、皮膚を介して引き出します。 </li></ol></li></ol></li><li>湿ったそれらを維持し、可能な限り公開される筋肉上の皮膚を引っ張って公開される筋肉の上に37.5℃で滅菌した鉱物油を少量入れます。 </li><li>その後の工程中に流体のレベルを維持するために生理食塩水を皮下0.5ミリリットルを注入。 </li><li>体温が容易に維持できるように、そっと側に動物をロールバックします。 </li></ol> 2。部分麻酔降圧手順（踏太L時間〜75分） 次の麻酔プロトコルは、デュケーヌ大学の施設内動物管理使用委員会によって承認され、国立衛生研究所からのガイドラインと一致しているされています。 <ol><li>すぐにセクションの後に、私は（上記の）1.5％イソフルラン低く、完了です。 15分間のこのレベルで保持します。 </li><li>下イソフルラン動物が部分的に麻酔をかけられるように。 <ol><li>動物まで、15分ごとに0.125％低いイソフルランは、つま先のピンチに屈曲応答を示すが、発声または別の方法で移動することはない。 </li><li>一般的には、0.8から1.0パーセントイソフルランのレベルは、レベルによる麻酔のセットアップの違いにより異なりますが、最適である。麻酔が適切なレベルである場合に発声及び/または歩行は非常にまれな事象である。 </li></ol></li></ol> 。傾斜圧力（15〜75 mmHgの）（ - 実験に応じて可変合計時間）と膀胱膨満の間に3電図（EMG）記録<ol&gt; <li>セットアップ筋電図記録と膀胱拡張のため、以下の項目： <ol><li>セットアップ、アンプ、デジタイザ、および録音ソフトウェア。この設定では、デジタイザは（圧力と刺激マーカ入力、セクション3.1.2以下を参照）圧力調整器のためのアンプと2入力の1つの入力を持っています。正確なハードウェアおよびソフトウェアのセットアップが（具体的な手順のための材料のリストを参照）にカスタマイズ可能です。 </li><li>動物に空気圧の特定のバーストを送達するためのシステムセットアップ。このシステムは、以下のプロトコルの「時限圧力調整器」と呼ばれる。なお、空気圧のデジタル化、試験長の制御、試行間間隔オートメーション、試行回数の制御を含む自動化された圧力送達を可能にし、発症デジタル信号（時限圧力調整器の概略ために、Anderson ら 14を参照されたい）刺激。 </li></ol></li><li>アンプにマウス（2腹部ワイヤー+ 1アース線）からすべてのリード線を接続し、デジタイザデジタイザソフトウェアで記録EMG信号を開始する。デジタイザソフトウェアで選択されている時間が「書き込み」に注意してください。 </li><li>膀胱カテーテルから紙タオルを取り除きます。 （時限圧力調整器から。）エアチューブにカテーテルを接続</li><li> 60 mmHgのの膨満圧力で、単一の20秒のトライアルを提供します。 <ol><li> （アナログ血圧計を使用して圧力を確認してください。）60 mmHgのに流量調整弁を設定</li><li> 20秒圧力膨満パルスに続いて20秒の予圧間隔（これはデジタイザソフトウェアで記録された2Vの刺激信号となります）を提供するために、時限圧力調整器を設定します。 </li><li>トライアル（予圧間隔+圧力膨満トライアル）を開始します。実際の圧力試験が開始されると、システムに接続された3血圧計を使用して、圧力を再確認。 </li><li>圧力膨満トライアル中は、強いEMG信号（&gt; 0.5 V）が20秒膨満の間に、おそらく後に観察する必要があります。動物はabdomiを示すことができるNALの動きが、動物は発声、あるいは移動しないでください。まれですが、異常な動きや発声が認められた場合に、イソフルランレベルを上げる。 </li></ol></li><li> 1 番目の 60 mmHgでの膨満は、1〜2分の試行間間隔で適切なEMG信号は、手順3.4 2回以上生成する場合。 </li><li> 3 60 mmHgの試験から強い信号を受信すると、実験distentionsを行う。 <ol><li>多くの研究では、低圧（10〜15 mmHgの）から始まり、10〜15 mmHgの単位で有害な圧力（75〜80 mmHgの）までの作業段階的な膨満を使用しています。異なる圧力での例のトレースの下の代表的な結果を参照してください。 </li><li>典型的な試験は20秒の予圧間隔、20秒圧力膨満トライアル、1〜2分の試行間の間隔が含まれています。 </li><li>各圧力で3 distentionsを実行し、（各圧力のための単一の内臓運動応答を得るために）3試験全体の平均。別の方法、P IN各圧力で5膨満をerformハイとローの裁判を破棄し、残りの3つの応答を平均。 </li></ol></li><li>一回の実験膨満は、記録を停止する実験ファイルを保存して、承認された方法を用いて動物を犠牲に、完了している。 </li></ol>生のEMGトレースの4。分析<ol><li>内臓運動応答（ すなわち筋電図の記録）の分析を簡単にオンボードデジタイザソフトウェアを使用したり、サードパーティ製のプログラム（物質一覧）を介して行われている次の手順では、複数のプログラムを使用するか、手動分析を使用してこのデータを分析するために使用することができる一般的な手順である。 </li><li> EMGをエクスポートするには、デジタイザソフトウェアからの圧力、および刺激信号データは、次の手順を実行します。 <ol><li>実験ファイルを開きます。 </li><li> 「ファイル」「エクスポート]をクリックします。 &quot; </li><li>ファイルに名前をクリックし、「表計算テキスト（。TXT）」に、ファイルの種類を変更し、「保存します。 &quot; </li><li> PO中P·ウィンドウに出力サンプルレート変更「1000」を開始した瞬間にデータ収集を開始時間を変更しての終了時間変更」MAXTIME（）」を「タイムシフト出力をマークするボックスをオンにしますので、最初の行がある0.0秒」、および「OK」をクリックします。 </li><li>データは、現在、さまざまなプログラムで開くことができるテキストフ​​ァイルとしてエクスポートされます。ファイルには、4つの列（タイマ、VMR（EMG）、圧力、刺激）が含まれている必要があります。 </li></ol></li><li>試験した各実験動物については、以下の数学的演算を実行。 <ol><li>各時点の絶対値を計算することによってデータセット全体のためのEMG信号を整流する。 </li><li>実験の背景の項中の平均EMG応答を決定します。 </li><li>バックグラウンド補正されたデータセットを取得するための実験ではすべての整流のデータポイントからこの平均背景EMG応答を引きます。 </li><li>各20秒の予備の曲線下面積（AUC）を決定するバックグラウンド補正済みのデータセット内の圧力間隔。 </li><li>バックグラウンド補正されたデータセット内の各20秒間圧力膨満トライアルのAUCを決定します。 </li><li>実験全体から最低の予圧間隔AUCで（ステップ4.3.5で得られた）各圧力膨満トライアルAUCを分割する（ステップ4.3.4で得られた。）。これは、正規化された背景がそれぞれの完全な圧力膨満トライアルのAUCを補正する。 </li></ol></li><li>各実験動物の場合は、単一の圧力からの平均の複数の正規化された試験では、ボルトでの正規化されたVMR *秒（V·秒）を得た。 </li><li>実験計画に応じて、データを適切な統計を行う。 </li></ol>

<ol>
	<li>Merskey, H., Bogduk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classification of Chronic Pain. , (1994).</li><li>Gureje, O., Korff, M. V., Simon, G. E., Gater, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peristent+pain+and+well-being.+A+World+Health+Organization+study+in+primary+care.">Peristent pain and well-being. A World Health Organization study in primary care.</a> J. Am. Med. Assoc. 280, 147-151 (1998).</li><li>Gaskin, D. J., Richard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+economic+costs+of+pain+in+the+United+States.">The economic costs of pain in the United States.</a> J. Pain. 13, 715-754 (2012).</li><li>Berry, S. 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Urol. 187, 148-152 (2012).</li><li>Tettamanti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+smoking,+coffee,+and+tea+consumption+on+Bladder+Pain+Syndrome+in+female+twins.">Influence of smoking, coffee, and tea consumption on Bladder Pain Syndrome in female twins.</a> Urology. 77, 1313-1317 (2011).</li><li>Warren, J. W., et al., Longo, D. 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Practice. 67, 105-113 (2013).</li><li>Ness, T. J., Elhefni, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+visceromotor+responses+are+evoked+by+noxious+bladder+distention+in+mice.">Reliable visceromotor responses are evoked by noxious bladder distention in mice.</a> J. Urol. 171, 1704-1708 (2004).</li><li>Ness, T. J., Richter, H. E., Varner, R. E., Fillingim, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+psychophysical+study+of+discomfort+produced+by+repeated+filling+of+the+urinary+bladder.">A psychophysical study of discomfort produced by repeated filling of the urinary bladder.</a> Pain. 76, 61-69 (1998).</li><li>Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visceral+pain:+a+review+of+experimental+studies.">Visceral pain: a review of experimental studies.</a> Pain. 41, 167-234 (1990).</li><li>Crock, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+amygdala+metabotropic+glutamate+receptor+5+in+the+modulation+of+visceral+pain.">Central amygdala metabotropic glutamate receptor 5 in the modulation of visceral pain.</a> J. Neurosci. 32, 14217-14226 (2012).</li><li>Anderson, R. H., Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

ヒトでは、間質性膀胱炎/膀胱痛症候群（IC / BPS）の患者は、多くの場合、定期的な疼痛治療15に反応しない痛みを衰弱しているので、重要な臨床的問題である。理解し、最終的に慢性膀胱痛の治療の主要な課題の一つは、有害な膀胱拡張に応じて関与している正常な神経プロセスを理解することです。この課題を克服するために、膀胱痛の動物モデルが必要である。このモデルは、再...

慢性疼痛は、正式には約3カ月間、または正常組織の治癒時間1よりも長く持続する痛みとして定義されています。痛みのこのタイプの人は、医師の診察2を求めるように駆動される主な理由の一つであり、毎年36350億ドルドルまでの費用がかかる。古風な考えられている対処戦略、現在の慢性疼痛;医療の進歩、のNSAID（非ステロイド性抗炎症薬）およびオピオイドの数十年後に医師によって処方主な治療法はまだです。しかしこれらの治療法は、具体的にその正確な痛みの事件の原因に焦点を当てたとは対照的に、全身に鎮痛効果を提供し、同じように痛みのすべての異なる種類を対象としています。よりよい慢性疼痛で苦しむ人々を助けるために、研究上の注目は、慢性疼痛の最も一般的な原因に関連する病因と可能な痛みの特定の処理に向かってシフトする必要があります。このmanuscriの目標PTは、より良い間質性膀胱炎/膀胱痛症候群（IC / BPS）として知られている状態を理解するために使用されるモデルを記述することである。 IC / BPSは40 4歳以上の、主に女性が、何百万人もの人々に影響を与える衰弱状態が知られている。IC / BPSの正確な原因は、しかし、有病率は、遺伝学5、具体的な食事療法、高応力レベル6にリンクされているされていません。 IC / BPSの症状が挙げられるが、これらに限定されないが、排尿に増加した緊急性、排尿頻度の増加、痛み、ピアス、または膀胱充填および排尿時に痛みを燃焼し、夜間頻尿7。これらの条件を経験した患者は、より高いストレスレベルを持っており、8より心配している。これは、元のストレスレベルを強化増加し、痛み、ストレスの結果増加した。研究では、うつ病や不安のレベルは、尿中の痛みを和らげる以下の処置、従って効果的にこの正のフィードバックサイクルを破壊を減少させることが示されている<sup&gt; 9。 IC / BPSのための新しい治療法を発見する際の課題の一つは、膀胱痛の基礎科学の理解が不足してきた。 条件神経系の寄与を検討するために、多くの動物モデルは、IC / BPSに関連する疼痛および症状を模倣するために開発されている。伝統的に、膀胱炎は、からし油、アセトン、リポ多糖、塩酸、膀胱にシクロホスファミドなどの様々な化学物質の導入により、動物で再作成されています。しかし、外来の薬剤は、したがって、これらのモデルの妥当性に疑問を、IC / BPS患者の無菌の尿中に存在しない。泌尿器痛みの別のマウスモデルは、膀胱膨満（UBD）10です。このモデルでは、特定の圧力の圧縮空気を、一定期間にわたってアウェイクまたは軽く麻酔した動物の膀胱に送達される。手順では、上斜腹筋の配線は、電気ACTIVを記録（電図（EMG）との）筋肉からITY。この活性は、内臓運動応答（VMR）として知られており、痛覚10の信頼性、再現性の尺度である。健康なヒトボランティアで同様の管腔臓器の膨満（ 例えば膀胱、直腸）は、不快感の気持ちと報告された痛み11,12の大幅な増加、多くの場合、IC / BPSを診断するために使用される特性を生成します。従って、刺激または阻害の電気薬理学的、およびoptogenetic方法と共に、UBDは、膀胱侵害受容および疼痛の両方末梢および中枢神経系の構成要素を理解するのに有用かつ有効なモデルである。 現在、一般的なマウス系統、C57BL/6Jの女性会員の中に我々の研究室で使用されているようにここでは、UBDための手順を説明します。男性のカテーテル法による処理が困難であるため、この手順は、主に、雌のマウスにおいて行われる。このプロトコルは、&lt;ネスによって開発されたものから適応されていEM&gt;ら10および以前の研究室13から出版した。 （1）膀胱カテーテルと記録電極の手術（2）部分的な麻酔導入（3）膀胱膨満とVMR記録、および生VMR / EMGトレースの（4）データ分析：次のプロトコルは、麻酔をかけた動物では、このモデルの4つの主要コンポーネントについて説明します。原因生物の選択、麻酔の深さと誘導し、体温にUBD-VMR手続きの微妙な違いを以下に説明します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

約3から8000000、米国の人々は、特に、膀胱充填時、間質性膀胱炎/膀胱痛症候群（IC / BPS）、増加緊急性と周波数排尿のほか、夜間頻尿および一般的な骨盤痛が特徴衰弱状態に苦しむか、排尿。長年の研究にもかかわらず、IC / BPSの原因はとらえどころのないままで、治療戦略は、患者への完全な救済を提供することができない。条件神経系の寄与を検討するために、多くの動物モデルは、IC / BPSに関連する疼痛および症状を模倣するために開発されている。一つのこのようなマウスモデルは、膀胱膨満（UBD）です。このモデルでは、特定の圧力の圧縮空気を、一定期間にわたって軽く麻酔した動物の膀胱に送達される。手順では、上斜腹筋中のワイヤは筋肉からの電気的活動を記録します。この活動は、内臓運動応答（VMR）とIとして知られています痛覚のSA信頼性と再現性の尺度。ここでは、外科的な操作、生理的記録、およびデータ分析など、マウスでは、この手法を実行するために必要な手順について説明します。このモデルを用いることにより、一次感覚ニューロン、脊髄の二次求心性、および膀胱痛に関与上位中枢神経系領域の間の調整を解明することができます。この基本的な科学知識は、その後、臨床的にIC / BPSに罹患している患者を治療するために翻訳することができる。

全体的なUBD-VMRセットアップの図は、 図1Aに見ることができる。圧力の増加工程は、生VMR（ 即ち EMG）（ 図1B）デジタイザソフトウェアを用いて、記録の間に観察されるべき生VMR、圧力、および刺激マーカ信号は、 図2に見られるの増加を誘導する。に見られるトップチャンネル図2は （V IN）EMGトレースです。 EMGトレースのバックグラ?...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

米国では約3から8000000人が間質性膀胱炎/膀胱痛症候群（IC / BPS）、骨盤痛によって部分的に特徴づけられる衰弱状態に苦しんでいます。条件神経系の寄与を検討するために、膀胱痛の生理学的モデルは、マウスおよびラットにおいて使用される。

マウスの膀胱痛に対するモデルとしての膀胱膨満誘発内臓運動応答

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K ビュー.  Duquesne University. 米国では約3から8000000人が間質性膀胱炎/膀胱痛症候群（IC / BPS）、骨盤痛によって部分的に特徴づけられる衰弱状態に苦しんでいます。条件神経系の寄与を検討するために、膀胱痛の生理学的モデルは、マウスおよびラットにおいて使用される。 

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Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

マウスの膀胱壁インジェクション

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

医学

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

マウス膀胱癌の同所性モデル

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

小型げっ歯類における膀胱内圧測定の使用：膀胱Chemosensationの研究

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

同所性膀胱腫瘍モデルと膀胱内Sarnaの治療の評価

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

遺伝子送達研究のための同所膀胱癌モデル

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

免疫無傷のヒトMUC1トランスジェニックマウスにおける侵襲移行細胞膀胱癌の誘導：免疫療法の開発のためのモデル

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

マウス同所性膀胱異種移植片の最小侵襲性の確立

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

マウスにおける神経因性疼痛の坐骨神経細胞浸潤モデル

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

下部尿路薬理学を評価するための方法として膀胱平滑筋収縮ストリップ

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

の有効性の評価<em&gt; H。ピロリ</em同所性マウスモデルにおける膀胱癌の治療のための治療ツールとして&gt;タンパク質HP-NAP

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...