Nós gostaríamos de agradecer as Dras. Robert Gereau, Henry Lai, e Lara Crock por sua assistência útil na criação deste sistema. Gostaríamos também de agradecer as fontes de financiamento para este trabalho (BJK - Associação Internacional para o Estudo da Dor Early Career Research Grant pela digitalização | Projeto Fundação de Inger &amp; JENS BRUUN eo Hunkele Fundo doença temida Universidade Duquesne).

O protocolo a seguir foi aprovado pelo Comitê Institucional Animal Care e Use na Universidade de Duquesne e é consistente com as diretrizes do National Institutes of Health. 1. Implantação cirúrgica de eletrodos de fio e Bexiga Cateter Usando técnicas estéreis (tempo total de 5-10 min) <ol><li> Os seguintes itens devem ser preparadas antes da cirurgia inicial: <ol><li> Ativamente monitorar e ajustar a temperatura do corpo a 37,5 ± 0,5 ° C usando o sistema de monitoramento de temperatura, com uma almofada de aquecimento funciona com bateria e animal corpo da sonda de temperatura (Lista de Materiais) Conecte sistema automático para uma lâmpada de calor de baixa potência para o controle adicional da temperatura corporal. </li><li> Equipamento necessário para a anestesia isoflurano inclui ar comprimido (por exemplo, 100% O 2), vaporizador isoflurano, isoflurano, câmara de indução isoflurano (para knockdown inicial), cone de nariz, e sistema de escape. </li><li> Montar ªe instrumentos adequados cirúrgicas, IV cateter, e eletrodos (Lista de Materiais) </li></ol></li><li> Induzir o estado anestésico na câmara de indução em 2-3% de isoflurano. Remover rato da câmara quando reflexo de endireitamento é perdido (0-1 min). </li><li> Coloque o mouse no nariz cone com 2-2,5% de isoflurano. Aperte dedo para verificar se há anestesia completos. Não deve haver nenhuma resposta do animal. Comece timer. </li><li> Coloque uma gota de pomada oftálmica em cada olho do rato. </li><li> Vire mouse sobre tão lado dorsal está voltada para baixo. </li><li> Insira cateter através da uretra e na bexiga. </li><li> Mergulhar cateter no lubrificante cirúrgico para lubrificar cateter. <ol><li> Gentilmente segurar abertura da uretra com uma pinça de pontas perpendiculares ao corpo do animal. Segurando cateter com o conjunto de 2 ª de fórceps, insira suavemente final cateter na uretra em um ângulo perpendicular ao corpo do animal. </li><li> Quando cateter tenha ido para uretra ~ 1-2 mm, ajustar suavemente cateter de modo que agora é paralela ao corpocom o objetivo em direção à cabeça. Esse movimento é necessário para evitar o osso púbico. </li><li> Empurre cuidadosamente cateter para o corpo do mouse. O cateter deve deslizar para dentro da cavidade do corpo de forma suave e sem resistência. Não force cateter. Se cateter não entra sem problemas, voltar à posição perpendicular cateter e começar de novo. </li><li> Com cateter totalmente inserido na bexiga, empurre para baixo sobre o abdômen do rato para expulsar o conteúdo da bexiga. Remova toda a urina do cateter, empurrando um pequeno pedaço de toalha de papel na abertura do cateter. Quando toalha de papel embebido com urina, substituir. Remover urina continuamente ao longo do protocolo restantes, incluindo durante as experiências distensão da bexiga (ver Protocolo 3 abaixo). </li></ol></li><li> Insira dois fios de prata nos músculos abdominais à esquerda e um fio de prata no peito (como um terreno.) <ol><li> Use álcool ou iodo para desinfectar área lateral à direita do cateter (lado esquerdo do animal de corpo.) </li><li> Expor músculo abdominal esquerdo. <ol><li> Segure a pele perto do músculo abdominal esquerda, com uma pinça. Faça uma pequena incisão de 1-2 cm com uma tesoura cirúrgica de média. </li><li> Introduza a ponta de tesouras em incisão e expandir suavemente incisão de 2 cm. </li><li> Use uma pinça para mover fascia sobrejacente para expor o músculo abdominal oblíquo superior. Tenha cuidado para não cortar / rasgar qualquer um dos principais vasos sanguíneos que estão localizadas nesta região. </li></ol></li><li> Dobre três fios de prata pela metade. Use afiada agulha 21 G para tomar um pequeno pedaço de músculo. Em seguida, empurre a agulha através do músculo. Ao inserir no músculo ter cuidado para não perfurar quaisquer órgãos internos ou induzir danos desnecessários ao músculo. </li><li> Cole uma extremidade livre de um fio de prata na abertura da agulha G 21. Com cuidado, puxe a agulha para trás através do músculo para tirar o fio de prata através da picada do músculo. Quando a agulha está livre de músculo, puxe fio de prata através do músculo até que o loop no fio fique nivelada com omordida muscular. </li><li> Repita os passos 1.7.3-1.7.4 para segundo fio muscular. Este fio deve ser colocado ~ 0,5 centímetros a partir do primeiro arame de dilatação. É importante que os dois fios não toque após a inserção. </li><li> Inserir o terceiro fio de prata (solo) no peito inferior ao coração. <ol><li> Use afiada agulha 21 G para tomar um pequeno pedaço de pele (não é necessário para fazer uma incisão ou raspar a pele) e empurre a agulha através da pele. </li><li> Insira fio de prata, como descrito acima e puxe pela pele. </li></ol></li></ol></li><li> Colocar uma pequena quantidade de 37,5 ° C, o óleo mineral estéril sobre os músculos expostos a mantê-los húmidos e puxa a pele sobre o músculo, tanto quanto possível, exposta. </li><li> Injetar 0,5 ml de solução salina por via subcutânea, para ajudar a manter os níveis de fluidos durante as etapas subseqüentes. </li><li> Rolo delicadamente animais para o lado, de modo que a temperatura do corpo pode ser facilmente mantida. </li></ol> 2. Parcial Anestesia Step-down Procedimento (total tempo de ~ 75 min) O seguinte protocolo de anestesia foi aprovado pelo Comitê Institucional Animal Care e Use na Universidade de Duquesne e é consistente com as diretrizes do National Institutes of Health. <ol><li> Imediatamente após a Secção I (acima) é completo, inferior a 1,5% de isoflurano. Segure a este nível para 15 min. </li><li> Baixa isoflurano tal que o animal é anestesiado parcialmente. <ol><li> Menor isoflurano por 0,125% a cada 15 minutos até exposições de animais uma resposta flexão aos pés pitada mas não vocalizar ou não se mover. </li><li> Tipicamente, um nível de 0,8-1,0% de isoflurano é óptimo, no entanto, os níveis podem variar devido a diferenças nas configurações de anestesia. Vocalização e / ou a deambulação são eventos extremamente raros, quando a anestesia é no nível adequado. </li></ol></li></ol> . 3 Electromiograma (EMG) Gravação Durante bexiga Distensão com Pressões Graded (15-75 mmHg) (tempo total - variável, dependendo da experiência) <ol&gt; <li> Setup os seguintes itens para gravação EMG e distensão da bexiga: <ol><li> Instalação de um amplificador, um digitalizador, e software de gravação. Nesta configuração, o digitador tem uma entrada para o amplificador e duas entradas para o regulador de pressão (pressão e insumos marcador estímulo, veja abaixo a seção 3.1.2). Configuração de hardware e software Exact é personalizável (veja a lista de materiais para obter instruções específicas). </li><li> Instalação de um sistema para entregar rajadas específicas de pressão de ar para animal. Este sistema é referido como o &quot;regulador de pressão temporizada&quot; no protocolo seguinte. Ela permite a entrega de pressão automatizado incluindo a digitalização de pressão de ar, controle de comprimento julgamento, automação intervalo inter-julgamento, o controle de número de julgamento, e estímulo sinal digital início (ver 14 Anderson et al. Para esquemática de um regulador de pressão cronometrado). </li></ol></li><li> Conecte todos os cabos de rato (2 fios abdominais + 1 fio terra) para o amplificador eodigitalizador e começar a gravação do sinal EMG em software digitalizador. Observe que o tempo &quot;Write&quot; é selecionado no software digitalizador. </li><li> Retirar uma toalha de papel a partir do cateter na bexiga. Conecte cateter para tubo de ar (a partir de regulador de pressão cronometrado.) </li><li> Entregar um único ensaio de 20 seg a 60 mmHg da pressão distensão. <ol><li> Ajuste o regulador de fluxo para 60 mmHg (pressão de seleção, usando um esfigmomanômetro analógico.) </li><li> Ajustar o regulador de pressão temporizada para proporcionar um intervalo prepressure 20 seg (isto irá ser o sinal de estímulo 2V gravada em software digitalizador) seguido por um impulso de 20 segundos distensão pressão. </li><li> Inicie o julgamento (intervalo prepressure + julgamento distensão pressão). Quando o julgamento real pressão começa, verifique a pressão usando os 3 esfigmomanômetros conectados ao sistema. </li><li> Durante o ensaio de distensão pressão, um forte sinal de EMG (&gt; 0,5 V) devem ser observados durante e depois, eventualmente, a 20 seg distensão. O animal pode apresentar abdomimovimento nal mas o animal não deve vocalizar ou não se mover. Apesar de rara, se forem observados movimentos anormais ou vocalizações, aumentar o nível de isoflurano. </li></ol></li><li> Se o 1 º 60 distensão mmHg produz um sinal de EMG for o caso, repita o passo 3.4 mais duas vezes, com um intervalo entre tentativas de 1-2 min. </li><li> Ao receber sinais fortes a partir dos três ensaios 60 mmHg, execute distensões experimentais. <ol><li> Muitos estudos utilizam distensões graduados a partir de baixa pressão (10-15 mmHg) e trabalhando-se a pressões nocivos (75-80 mmHg) em incrementos de 10-15 mmHg. Veja resultados representativos abaixo, por exemplo traços em diferentes pressões. </li><li> Ensaios típicos incluem um intervalo de 20 segundos prepressure, um ensaio de pressão distensão 20 seg, e um intervalo de 1-2 min entre tentativas. </li><li> Realize três distensões em cada pressão e, em seguida, a média entre as três ensaios (para obter uma única resposta para cada visceromotor pressão). Num método alternativo, perform cinco distensões em cada pressão, descartar os testes de alta e baixa, e, em seguida, calcular a média dos restantes três respostas. </li></ol></li><li> Distensões Uma vez experimentais estão completos, parar a gravação, salvar o arquivo experimento, e sacrificar animais utilizando métodos aprovados. </li></ol> 4. Análise de Traços Raw EMG <ol><li> Análise das respostas visceromotor (ou seja, gravações EMG) são facilmente feito usando o software digitalizador on-board ou através de um programa de terceiros (Lista de Materiais) As instruções a seguir são instruções gerais que poderiam ser usados ​​para analisar esses dados usando vários programas ou utilizando análise manual . </li><li> Para exportar EMG, pressão e dados de sinal de estímulo de software digitalizador faça o seguinte: <ol><li> Abra o arquivo experimental. </li><li> Clique em &quot;Arquivo&quot; &quot;Exportar como&quot;. </li><li> Mude o tipo de arquivo para &quot;texto planilha (. Txt)&quot;, nomeie o arquivo e clique em &quot;Salvar&quot;. </li><li> Na pojanela p-up, mude a taxa de amostragem de saída para &quot;1000&quot;, alterar a hora de início da coleta de dados começou momento e mudar o tempo do fim para &quot;MaxTime ().&quot; Selecione a marcação &quot;saída mudança de tempo caixa para que a primeira linha é um 0.0 sec &quot;e clique em&quot; OK &quot;. </li><li> Os dados agora serão exportados como um arquivo de texto que pode ser aberto em uma variedade de programas. O arquivo deve conter quatro colunas (temporizador, VMR (EMG), de pressão, de estímulo). </li></ol></li><li> Para cada animal experimental testado, execute as seguintes operações matemáticas. <ol><li> Rectificar sinal EMG para o conjunto por meio do cálculo do valor absoluto de cada ponto de tempo de dados inteiros. </li><li> Determinar a resposta EMG média durante a seção do experimento de fundo. </li><li> Subtrair esta média de fundo resposta EMG de todos os pontos de dados corrigida no experimento para obter o fundo conjunto de dados corrigidos. </li><li> Para determinar a área sob a curva (AUC) para cada 20 seg préintervalo de pressão no fundo conjunto de dados corrigidos. </li><li> Determine a AUC para cada ensaio distensão pressão 20 seg no fundo conjunto de dados corrigidos. </li><li> Divida cada AUC julgamento distensão pressão (obtido no passo 4.3.5) pelo menor intervalo prepressure AUC de todo o experimento (obtido no passo 4.3.4.). Essa é a AUC corrigido normalizada e fundo para cada ensaio completo distensão pressão. </li></ol></li><li> Para cada animal experimental, média múltiplos ensaios normalizados de uma única pressão para obter o VMR normalizada em Volts * sec (Vsec). </li><li> Execute as estatísticas apropriadas sobre os dados de acordo com o delineamento experimental. </li></ol>

<ol>
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Urol. 187, 148-152 (2012).</li><li>Tettamanti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+smoking,+coffee,+and+tea+consumption+on+Bladder+Pain+Syndrome+in+female+twins.">Influence of smoking, coffee, and tea consumption on Bladder Pain Syndrome in female twins.</a> Urology. 77, 1313-1317 (2011).</li><li>Warren, J. W., et al., Longo, D. 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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Em humanos, a síndrome de dor cistite / bexiga intersticial (IC / BPS) representa um problema clínico importante, pois os pacientes têm dor debilitante que é muitas vezes insensível à dor tratamento regular de 15. Um dos grandes desafios na compreensão e, finalmente, o tratamento da dor crônica da bexiga é compreender os processos neurais normais que estão envolvidos na resposta à distensão da bexiga nocivo. De modo a ultrapassar este desafio, um modelo animal de dor de bexiga é necessário. Este...

A dor crônica é oficialmente definida como a dor que persiste por cerca de três meses, ou por mais tempo do que o tempo normal de cicatrização do tecido 1. Este tipo de dor é uma das principais razões que as pessoas são levados a procurar atendimento médico 2 e pode custar até 635000000000 dólares dólares anualmente 3. Estratégias de enfrentamento da dor crônica atual são consideradas arcaicas; depois de décadas de avanços médicos, AINEs (medicamentos anti-inflamatórios não-esteróides) e os opióides continuam sendo os tratamentos primários prescritos por médicos. No entanto, estes tratamentos alvo todos os diferentes tipos de dor, da mesma forma, proporcionando efeitos analgésicos em todo o corpo ao invés de focar especificamente sobre a causa desse incidente exata da dor. A fim de melhor ajudar aqueles que sofrem de dor crônica, atenção investigação deve ser deslocado para a etiologia e possíveis tratamentos específicos de dor associada com as causas mais comuns de dor crônica. O objetivo deste manuscript é descrever um modelo usado para entender melhor uma condição conhecida como Síndrome de cistite intersticial / dolorosa bexiga (IC / BPS). IC / BPS é uma condição debilitante que afeta milhões de pessoas, principalmente mulheres com mais de 40 anos de idade 4. As causas exatas do IC / BPS não são conhecidos, no entanto prevalência tem sido associada à genética 5, dietas específicas e altos níveis de estresse 6 . Os sintomas de IC / BPS incluem, mas não estão limitados a: Aumento da urgência para urinar, aumento da frequência urinária, dor, piercings, dor ou ardor durante o enchimento da bexiga e micção, noctúria e 7. Os doentes com estas condições têm níveis mais elevados de estresse e são mais ansiosos 8. Este aumento de resultados de tensão em aumento da dor, o que aumenta os níveis de estresse originais. Estudos têm demonstrado que os níveis de depressão e ansiedade diminuir seguintes tratamentos que aliviam a dor urinário, assim efetivamente rompendo esse ciclo de feedback positivo <sup&gt; 9. Um dos desafios na descoberta de novos tratamentos para o IC / BPS tem sido a escassez de uma compreensão científica básica de dor na bexiga. A fim de estudar as contribuições do sistema nervoso para a condição, muitos modelos animais têm sido desenvolvidos para imitar a dor e sintomas associados com CI / EPB. Tradicionalmente, a cistite foi recriado em animais com a introdução de vários produtos químicos, tais como o óleo de mostarda, acetona, lipopolissacárido, o ácido clorídrico, e ciclofosfamida na bexiga. No entanto, não agentes estrangeiros estão presentes na urina estéril de pacientes IC / BPS, questionando, assim, a validade desses modelos. Outro modelo murino de dor urológica é a distensão da bexiga urinária (UBD) 10. Neste modelo, o ar comprimido de uma pressão específica é entregue à bexiga de um animal acordado ou levemente anestesiados durante um período de tempo definido. Durante todo o processo, fios no oblíquo músculos abdominais registro atividade elétrica superiordade do músculo (com um electromiograma (EMG)). Esta actividade é conhecido como a resposta visceromotor (VMR) e é medida de confiança, reprodutíveis de nocicepção 10. Similar oco distensão do órgão (por exemplo, bexiga, reto) em voluntários humanos saudáveis ​​produz sentimentos de desconforto e aumentos significativos na dor relatada 11,12, características que são frequentemente utilizados para diagnosticar IC / BPS. Assim, em conjunto com os métodos eléctricos, farmacológicas, e optogenetic de estimulação ou de inibição, UBD é um modelo útil para a compreensão e válido ambos os componentes do sistema nervoso periférico e central de nocicepção e dor na bexiga. Aqui, descrevemos o procedimento para UBD como é usado atualmente em nosso laboratório dentro de membros do sexo feminino da linhagem do rato comum, C57Bl/6J. Devido a dificuldades no processo de cateterismo dos homens, este procedimento é realizado principalmente em ratos fêmeas. Este protocolo foi adaptado a partir do desenvolvido por Ness &lt;em&gt; et al. 10 e publicado anteriormente no nosso laboratório 13. O protocolo seguinte descreve quatro componentes principais deste modelo em animais anestesiados: (1) do cateter vesical e gravação cirurgia eléctrodo (2) indução de anestesia parcial (3) de distensão da bexiga e gravação VMR, e (4) de análise de dados de matérias vestígios VMR / EMG . Diferenças sutis no procedimento UBD-VMR, devido à escolha do organismo, a profundidade da anestesia e indução, ea temperatura do corpo são discutidas abaixo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

Aproximadamente 3-8.000.000 de pessoas nos Estados Unidos sofrem de síndrome de cistite / dor na bexiga intersticial (IC / BPS), uma condição debilitante caracterizada pelo aumento da urgência e frequência urinária, bem como noctúria e dor pélvica em geral, especialmente sobre o enchimento da bexiga ou micção. Apesar de anos de investigação, a causa da IC / BPS permanece indefinida e estratégias de tratamento são incapazes de fornecer alívio completo aos pacientes. A fim de estudar as contribuições do sistema nervoso para a condição, muitos modelos animais têm sido desenvolvidos para imitar a dor e sintomas associados com CI / EPB. Um modelo murino tal é a distensão da bexiga urinária (UBD). Neste modelo, o ar comprimido de uma pressão específica é entregue à bexiga de um animal ligeiramente anestesiado durante um período de tempo definido. Durante todo o processo, os fios nos músculos abdominais oblíquos superior registrar a atividade elétrica do músculo. Esta actividade é conhecido como a resposta visceromotor (VMR) e isa medida confiável e reprodutível de nocicepção. Aqui, descrevemos os passos necessários para executar esta técnica em camundongos, incluindo manipulações cirúrgicas, gravação fisiológica e análise de dados. Com o uso deste modelo, a coordenação entre os neurônios sensoriais primários, secundários aferentes na medula espinhal, e áreas do sistema nervoso central mais elevados envolvidos na dor da bexiga podem ser desvendados. Este conhecimento básico da ciência pode ser então traduzido clinicamente para tratar pacientes que sofrem de CI / EPB.

Uma ilustração da configuração global UBD-VMR pode ser visto na figura 1A. Etapas de pressão crescentes induzir um aumento na VMR bruto (isto é, EMG) (Figura 1B.) A matéria-VMR, pressão, e o sinal do marcador de estímulo que devem ser observados durante a gravação usando software digitalizador pode ser visto na Figura 2. Do canal de topo em vista A Figura 2 é o traçado EMG (em V). O sinal do traço EMG fundo deve ser constante e de...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Aproximadamente 3-8.000.000 de pessoas nos Estados Unidos sofrem de síndrome intersticial dor cistite / vesical (IC / BPS), uma condição debilitante caracterizada em parte pela dor pélvica. A fim de estudar as contribuições do sistema nervoso para a condição, um modelo fisiológico de dor na bexiga urinária é usado em ratinhos e ratos.

Respostas Bexiga Distensão Evocado Visceromotor como um modelo para Bexiga dor em camundongos

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

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