Wir möchten Drs. bestätigen. Robert Gereau, Henry Lai, und Lara Crock für ihre hilfreiche Unterstützung beim Aufbau dieses Systems. Wir würden auch gerne zu Finanzierungsquellen für diese Arbeit anerkennen (BJK - Internationale Gesellschaft zum Studium des Schmerzes Early Career Research Grant von der Scan | Design Foundation von Inger &amp; JENS BRUUN und der Duquesne University Hunkele gefürchtete Krankheit Fonds).

Das folgende Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss an der Duquesne-Universität zugelassen und steht im Einklang mit den Richtlinien der National Institutes of Health. 1. Chirurgische Implantation von Drahtelektroden und Harnblasenkatheter mit sterilen Techniken (Gesamtzeit 5-10 min) <ol><li> Die folgenden Punkte sollten vor Beginn der Operation vorbereitet werden: <ol><li> Aktiv überwachen und einzustellen Körpertemperatur auf 37,5 ± 0,5 ° C mit Temperaturüberwachungssystem mit einer Akku-Heizkissen und Tierkörpertemperatur-Sonde (Materialliste) Schließen automatisches System zu einem Low-Watt-Wärmelampe für zusätzliche Kontrolle der Körpertemperatur. </li><li> Ausrüstung für die Isofluran-Narkose benötigt umfasst Druckluft (zB 100% O 2), Isofluran-Verdampfer, Isofluran, Isofluran Induktionskammer (für die erste Zuschlags), Nasenkegel und Abgasanlage. </li><li> Montieren the richtige chirurgische Instrumente, IV-Katheter und Elektroden (Materialliste) </li></ol></li><li> Induzieren Narkosezustand in Induktionskammer bei 2-3% Isofluran. Entfernen Sie mit der Maus von der Kammer als Stellreflex ist (0-1 min) verloren. </li><li> Zeigen Maus in die Nase Kegel mit 2-2,5% Isofluran. Pinch Zehe bis zur Vollnarkose zu überprüfen. Es sollte keine Antwort von dem Tier. Timer starten. </li><li> 1 Tropfen der Augensalbe auf jedem Auge Maus. </li><li> Drehen Sie die Maus über so dorsalen Seite nach unten zeigt. </li><li> Legen Katheter durch die Harnröhre in die Blase und. </li><li> Tauchen Katheter in der chirurgischen Schmierkatheter schmieren. <ol><li> Halten Sie vorsichtig Harnröhrenöffnung mit einer spitzen Pinzette senkrecht zur Körper Tieres. Halten Katheter mit dem 2. Satz von Pinzette vorsichtig einfügen Katheterende in Harnröhre in einem Winkel senkrecht zum Körper des Tieres. </li><li> Wenn Katheter in die Harnröhre ~ 1-2 mm weg, sanft einzustellen Katheter, so daß sie nun parallel zum KörperZiel in Richtung des Kopfes. Diese Bewegung ist notwendig, um das Schambein zu vermeiden. </li><li> Drücken Sie vorsichtig Katheter in Richtung der Maus Körper. Der Katheter sollte glatt und ohne Widerstand in die Körperhöhle gleiten. Nicht mit Gewalt Katheter. Wenn Katheter nicht reibungslos geben, kehren Sie zu der senkrechten Position des Katheters und erneut starten. </li><li> Mit Katheter in die Blase vollständig eingeführt ist, sanft drücken Sie auf der Maus den Bauch, um Blase Inhalte zu vertreiben. Entfernen Sie alle Urin-Katheter, indem Sie ein kleines Stück Papiertuch in Katheteröffnung. Wenn Papiertuch mit Urin getränkt, zu ersetzen. Entfernen Urin kontinuierlich während des restlichen Protokoll einschließlich während der Blasen Ausdehnung Experimente (siehe Protokoll Nr. 3 unten). </li></ol></li><li> Legen Sie zwei Silberdrähte in die linke Bauchmuskeln und ein Silberdraht in die Brust (als Grund.) <ol><li> Alkohol oder Jod Seitenfläche auf der rechten Seite des Katheters zu desinfizieren (linke Seite des Körpers des Tieres.) </li><li> Expose linken Bauchmuskel. <ol><li> Halten Sie die Haut in der Nähe von linken Bauchmuskel mit einer Pinzette. Machen Sie eine kleine 1-2 cm langer Schnitt mit mittel chirurgische Schere. </li><li> Legen Spitze der Schere in Schnitt und sanft erweitern Schnitt um 2 cm. </li><li> Verwenden einer Pinzette zu darüberliegenden Faszie bewegen, um überlegene schrägen Bauchmuskels aus. Seien Sie vorsichtig, nicht zu schneiden / rippen einem der großen Blutgefäße, die in dieser Region befinden. </li></ol></li><li> Beugen drei Silberdrähte in die Hälfte. Scharfe 21 G Nadel, um einen kleinen Bissen des Muskels zu nehmen. Dann schieben Nadel durch Muskel. Beim Einsetzen der Muskel vorsichtig sein, keine inneren Organe durchbohren oder zu induzieren unnötige Schäden am Muskel. </li><li> Kleben Sie einen freien Ende von einem Silberdraht in die Öffnung des 21-G-Nadel. Ziehen Sie Nadel zurück durch den Muskel, um den Silberdraht durch den Muskel Biss zu ziehen. Wenn die Nadel ist frei von Muskel, ziehen Silberdraht durch Muskel, bis die Schleife in der Draht bündig mit derMuskel Biss. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte für die zweite 1.7.3-1.7.4 Muskeldraht. Dieser Draht sollte ~ 0,5 cm von der ersten Muskeldraht platziert werden. Es ist wichtig, daß die zwei Drähte nicht nach dem Einführen berühren. </li><li> Legen Sie die dritte Silberdraht (Erde) in der Brust unterlegen Herzen. <ol><li> Scharfe 21 G-Nadel, um einen kleinen Bissen der Haut zu nehmen (es ist nicht nötig, um einen Schnitt zu machen oder Rasur die Haut) und drücken Nadel durch die Haut. </li><li> Legen Silberdraht, wie oben beschrieben, und ziehen durch die Haut. </li></ol></li></ol></li><li> Legen Sie eine kleine Menge von 37,5 ° C sterilem Mineralöl über die freiliegenden Muskeln, um sie feucht zu halten und ziehen Haut über so viel Muskel ausgesetzt wie möglich. </li><li> Spritzen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan zu helfen, während der nachfolgenden Schritte halten Flüssigkeitsstände. </li><li> Sanft rollen Tier auf Seite, so dass die Körpertemperatur kann leicht gehalten werden. </li></ol> 2. Teil Anästhesie Step-down-Verfahren (total Zeit ~ 75 min) Die folgende Anästhesie-Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss an der Duquesne-Universität zugelassen und steht im Einklang mit den Richtlinien der National Institutes of Health. <ol><li> Unmittelbar nach Abschnitt I (oben) ist komplett, untere Isofluran auf 1,5%. Halten auf diesem Niveau für 15 min. </li><li> Unter Isofluran, dass das Tier betäubt wird teilweise. <ol><li> Nieder Isofluran von 0,125% alle 15 Minuten, bis ein Tierausstellungen Flexion Reaktion auf Zehen Prise aber nicht singen oder anderweitig zu bewegen. </li><li> Typischerweise wird ein Niveau von 0,8-1,0% Isofluran optimale jedoch Stufen können aufgrund von Unterschieden in der Anästhesie Einstellungen variieren. Vokalisation und / oder Gehfähigkeit sind extrem seltene Ereignisse, wenn die Betäubung auf der richtigen Ebene. </li></ol></li></ol> . 3 Elektromyogramm (EMG) Aufnahme Während Blase Distension mit Graded Drücke (15-75 mmHg) (Gesamtzeit - variabel je nach Experiment) <ol&gt; <li> Richten Sie die folgenden Elemente für die EMG-Aufzeichnung und Blase Ausdehnung: <ol><li> -Setup einen Verstärker, einen Digitalisierer, und Recording-Software. In dieser Konfiguration hat der Digitizer einen Eingang für den Verstärker und zwei Eingänge für den Druckregler (Druck-und Reizmarkierung Eingänge, siehe unten Abschnitt 3.1.2). Genaue Hardware-und Software-Setup ist anpassbar (siehe Materialliste für spezifische Anweisungen). </li><li> Einrichtung eines Systems zur spezifischen platzt der Luftdruck zu Tier liefern. Dieses System wird als &quot;zeitgesteuerte Druckregler&quot; in dem folgenden Protokoll bezeichnet. Es ermöglicht die automatisierte Druck der Lieferung einschließlich Digitalisierung von Luftdruck, Kontrolle der Testlänge, inter-Testintervall Automatisierung, Steuerung von Versuchsnummer und Reizbeginn Digitalsignal (siehe Anderson et al. Für 14 schematische Darstellung einer zeitgesteuerten Druckregler). </li></ol></li><li> Schließen Sie alle Leitungsdrähte von Maus (2 Bauch Drähte + 1 Schutzleiter) an den Verstärker und dieDigitizer und beginnt die Aufnahme EMG-Signals in Digitizer Software. Beachten Sie, was Zeit &quot;Schreiben&quot; in Digitizer-Software ausgewählt. </li><li> Nehmen Sie das Papier Handtuch von Blasenkatheter. Schließen Katheter Luftschlauch (von zeitgesteuerten Druckregler.) </li><li> Liefern Sie eine Einzel 20 sec Studie bei 60 mmHg Ausdehnung Druck. <ol><li> Stellen Sie den Durchflussregler bis 60 mmHg (Druckprüfung mit einem analogen Blutdruckmessgerät.) </li><li> Stellen Sie die zeitgesteuerte Druckregler, eine 20 Sekunden-Intervall Vordruck (dies wird der 2V Reizsignal in Digitizer-Software erfasst sein) gefolgt von einem 20 Sekunden Druck Ausdehnung Impuls liefern. </li><li> Starten Sie die Studie (Vordruck Intervall + Druck Ausdehnung Studie). Wenn der tatsächliche Druck Verhandlung beginnt, überprüfen Sie den Druck mit den 3 Blutdruckmessgeräte an das System angeschlossen. </li><li> Während der Druck Ausdehnung Studie sollte eine starke EMG-Signals (&gt; 0,5 V) während und ggf. nach 20 sec Ausdehnung beobachtet werden. Das Tier kann abdomi ausstellennal Bewegung aber das Tier sollte nicht singen oder anderweitig zu bewegen. Obwohl selten, wenn anormale Bewegungen oder Lautäußerungen beobachtet werden, erhöhen die Isofluran-Ebene. </li></ol></li><li> Wenn die 1. 60 mmHg Ausdehnung erzeugt eine entsprechende EMG-Signal, wiederholen Sie Schritt 3.4 zwei weitere Male mit einem intertrial Intervall von 1-2 min. </li><li> Beim Empfang starker Signale aus den drei 60 mmHg Studien, führen Versuchs distentions. <ol><li> Viele Studien verwenden abgestuften Dehnungen beginnend bei niedrigem Druck (10-15 mmHg) und die Arbeit bis zu schädlichen Drücke (75-80 mmHg) in 10-15 mmHg-Schritten. Siehe unten repräsentative Ergebnisse zum Beispiel Spuren bei unterschiedlichen Drücken. </li><li> Typische Studien umfassen eine 20 Sekunden-Intervall Vordruck, 20 Sek. Druck Ausdehnung Studie und ein 1-2 min intertrial Intervall. </li><li> Führen Sie drei distentions bei jedem Druck und dann gemittelt über die drei Studien (um einen einzelnen viszeromotorische Antwort für jeden Druck zu erhalten). In einem alternativen Verfahren, perform fünf Dehnungen bei jedem Druck, entsorgen Sie die High-und Low-Studien, und dann der Mittelwert der verbleibenden drei Antworten. </li></ol></li><li> Nach experimentellen Dehnungen abgeschlossen sind, stoppen Sie die Aufnahme, speichern Sie die Datei Experiment und Tier zu opfern mit anerkannten Methoden. </li></ol> 4. Analyse von Raw EMG Spuren <ol><li> Die Analyse der Antworten viszeromotorische (dh EMG) werden einfach mit On-Board-Digitizer-Software oder über ein Drittanbieter-Programm (Materialliste) durchgeführt Die folgenden Anweisungen sind allgemeine Anweisungen, die mit mehreren Programmen oder mit der manuellen Analyse verwendet werden könnten, um diese Daten zu analysieren . </li><li> So exportieren EMG-, Druck-und Stimulus-Signal Daten aus Digitizer Software wie folgt vor: <ol><li> Öffnen experimentellen Datei. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Datei&quot; &quot;Exportieren als.&quot; </li><li> Ändern Sie den Dateityp auf &quot;Tabellenkalkulation Textdatei (. Txt)&quot;, benennen Sie die Datei und klicken Sie auf &quot;Speichern&quot;. </li><li> In der pop-up-Fenster, ändern Sie die Samplerate der Ausgabe zu &quot;1000&quot;, ändern Sie die Startzeit bis zu dem Moment begann die Datenerhebung und ändern Sie die Endzeit &quot;MaxTime ().&quot; Wählen Sie die Box-Kennzeichnung &quot;Timeshift-Ausgang, so erste Zeile ist ein 0,0 s &quot;, und klicken Sie auf&quot; OK &quot;. </li><li> Die Daten werden nun als eine Textdatei, die in einer Vielzahl von Programmen kann geöffnet werden exportiert. Die Datei sollte vier Spalten (Timer, VMR (EMG), Druck, Stimulus) enthalten. </li></ol></li><li> Für jedes Versuchstier getestet, führen Sie folgende mathematische Operationen. <ol><li> Beseitigen EMG-Signal für den gesamten Daten durch die Berechnung der Absolutwert jedes Zeitpunkt festzulegen. </li><li> Bestimmen die durchschnittliche EMG-Reaktion während der Hintergrundabschnitt des Experiments. </li><li> Subtrahieren Sie diesen Mittelwert Hintergrund EMG Antwort von jedem gleichgerichtete Datenpunkt in dem Versuch, den Hintergrund korrigierten Datensatz zu erhalten. </li><li> Bestimmen Sie die Fläche unter der Kurve (AUC) für jede 20 Sekunden vorDruckintervall im Hintergrund korrigierten Datensatzes. </li><li> Bestimmen Sie die AUC für jede 20 Sekunden Druckspannungsgefühl Studie in den Hintergrund korrigierten Datensatzes. </li><li> Teilen Sie jede Druckspannungsgefühl Studie AUC (in Schritt 4.3.5) erhalten durch die niedrigste Vordruck Intervall AUC von der gesamten Experiments (im Schritt 4.3.4 erhalten.). Dies ist der Hintergrund normalisiert und korrigiert AUC für jede vollendete Druck Ausdehnung Studie. </li></ol></li><li> Für jedes Versuchstier, durchschnittlich mehrere normalisierte Studien von einem einzigen Druck die normierte VMR in Volt * sec (V · s) zu erhalten. </li><li> Führt die entsprechenden Statistiken über die Daten in Abhängigkeit von der Versuchsplanung. </li></ol>

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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bei Menschen, interstitielle Zystitis / Blase Schmerzsyndrom (IC / BPS) ein großes klinisches Problem, weil die Patienten haben lähmenden Schmerzen, die oft nicht mehr auf normale Schmerzbehandlung 15 ist. Eine der großen Herausforderungen für das Verständnis und letztlich die Behandlung von chronischen Blasenschmerzen ist es, die normale neuronale Prozesse, die in der Reaktion auf schädliche Ausdehnung Blase beteiligt sind, zu verstehen. Um diese Herausforderung zu meistern, ist ein Tiermodell der Blas...

Chronischer Schmerz ist offiziell als Schmerzen, die etwa drei Monate oder länger als die normale Gewebeheilungszeit 1 weiter definiert. Diese Art von Schmerz ist einer der Hauptgründe, dass die Menschen angetrieben werden, um medizinische Hilfe zu suchen 2 und kann bis auf 635 Milliarden Dollar jährlich 3 kosten. Aktuelle chronischen Schmerzbewältigungsstrategien werden als archaische; nach Jahrzehnten der medizinischen Fortschritt, NSAR (nicht-steroidale entzündungshemmende Medikamente) und Opioide sind immer noch die primäre Behandlungen von Ärzten verschrieben. Aber diese Behandlungen zielen alle verschiedenen Arten von Schmerzen in der gleichen Weise und bietet analgetischen Wirkungen im ganzen Körper, im Gegensatz zu mit besonderem Schwerpunkt auf die genaue Ursache dieser Schmerzen Vorfall. Um besser zu helfen, die unter chronischen Schmerzen leiden, sollte die Forschung Aufmerksamkeit auf die Ätiologie und mögliche Schmerzen spezifische Behandlungen mit den häufigsten Ursachen für chronische Schmerzen verschoben werden. Das Ziel dieser manuscript ist es, ein Modell verwendet, um einen Zustand, wie Interstitielle Zystitis / Painful Bladder Syndrome (IC / BPS) bekannt, besser zu verstehen, zu beschreiben. IC / BPS ist eine schwächende Erkrankung, die Millionen von Menschen, vor allem Frauen über dem Alter von 40 4 betrifft. Die genauen Ursachen der IC / BPS sind nicht bekannt, jedoch Prävalenz hat die Genetik 5, bestimmte Diäten, hoher Stress und 6 in Verbindung gebracht worden . Die Symptome der IC / BPS umfassen, sind aber nicht beschränkt auf: Erhöhter Harndrang, erhöhter Harndrang, Schmerzen, stechend, oder brennende Schmerzen während der Blasenfüllung und Blasenentleerung, Nykturie und 7. Patienten, bei denen diese Bedingungen haben höhere Stress und ängstlicher sind 8. Diese erhöhte Stress führt zu erhöhten Schmerzen, die die Original-Stress verstärkt. Studien haben gezeigt, dass Depressionen und Angstzustände verringern folgenden Behandlungen, die im Urin Schmerzen lindern, so effektiv zu brechen dieses positive Feedback-Zyklus <sup&gt; 9. Eine der Herausforderungen bei der Entdeckung neuer Behandlungen für IC / BPS ist der Mangel an einem Grundlagen Verständnis der Blasenschmerzen. Um Beiträge Nervensystems auf den Zustand untersuchen, haben viele Tiermodelle entwickelt, um die mit IC / BPS verbundenen Schmerzen und Symptome zu imitieren. Traditionell wurde Zystitis bei Tieren mit der Einführung von verschiedenen Chemikalien wie Senföl, Aceton, Lipopolysaccharid, Salzsäure und Cyclophosphamid in die Blase nachgebaut. Jedoch keine Fremdmittel in der sterilen Urin von IC / BPS-Patienten vorhanden sind, damit Frage der Gültigkeit dieser Modelle. Ein weiteres Mausmodell der urologischen Schmerz ist Harnblase Dehnung (UBD) 10. In diesem Modell wird Druckluft von einem bestimmten Druck auf die Blase einer wachen oder leicht anästhesiert Tier über einen bestimmten Zeitraum abgegeben. Während des gesamten Verfahrens Drähte in der oberen schrägen Bauchmuskeln Rekord elektrischen activkeit von der Muskulatur (mit einem Elektromyogramm (EMG)). Diese Aktivität wird als viszeromotorische Antwort (VMR) bekannt und ist zuverlässige, reproduzierbare Messung der Schmerzempfindung 10. Ähnliche Hohlorgan Ausdehnung (zB Blasen-, Mastdarm) bei gesunden Probanden erzeugt Gefühle des Unbehagens und signifikanter Anstieg der berichteten über Schmerzen 11,12, Merkmale, die häufig verwendet werden, um IC / BPS diagnostizieren. So wird in Verbindung mit Elektro-, pharmakologische und optogenetische Methoden zur Stimulation oder Hemmung ist eine nützliche und UBD gültiges Modell für das Verständnis sowohl der peripheren und zentralen Nervensystems Komponenten der Blase Nozizeption und Schmerz. Hier beschreiben wir das Verfahren für die UBD wie es derzeit in unserem Labor in weiblichen Mitglieder der gemeinsamen Mausstamm, C57Bl/6J verwendet. Aufgrund von Schwierigkeiten bei der Katheterisierung Verfahren Männern wird dieses Verfahren vor allem in der weiblichen Mäusen durchgeführt. Dieses Protokoll wurde von der von Ness &lt;entwickelt, angepasstem&gt; 10 et al. zuvor und aus unserem Labor 13 veröffentlicht. Das folgende Protokoll beschreibt vier Hauptkomponenten dieses Modells in narkotisierten Tieren: (1) Blasenkatheter und Aufzeichnungselektrode Chirurgie (2) Teilnarkose Induktion (3) Blase Ausdehnung und VMR-Aufnahme, und (4) Datenanalyse von Roh VMR / EMG Spuren . Feine Unterschiede in der UBD-Verfahren aufgrund VMR Wahl des Organismus, Anästhesietiefe und Induktion, und die Körpertemperatur werden nachstehend erörtert.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

Etwa 3 bis 8.000.000 Menschen in den Vereinigten Staaten leiden unter interstitielle Zystitis / Blase Schmerzsyndrom (IC / BPS), eine schwächende Erkrankung, die durch eine erhöhte Dringlichkeit und Häufigkeit des Wasserlassens, sowie Nykturie und allgemeine Schmerzen im Beckenbereich, vor allem bei Blasenfüllung oder Blasenentleerung. Trotz jahrelanger Forschung ist die Ursache der IC / BPS schwer-und Behandlungsstrategien sind nicht in der Lage komplette Entlastung für die Patienten bieten. Um Beiträge Nervensystems auf den Zustand untersuchen, haben viele Tiermodelle entwickelt, um die mit IC / BPS verbundenen Schmerzen und Symptome zu imitieren. Ein solches Modell ist murine Harnblasendehnung (UBD). In diesem Modell wird Druckluft von einem bestimmten Druck auf die Blase von einem leicht anästhesiert Tier über einen bestimmten Zeitraum abgegeben. Während des gesamten Verfahrens Drähte in den oberen schrägen Bauchmuskeln aufnehmen elektrische Aktivität der Muskeln. Diese Aktivität wird als viszeromotorische Antwort (VMR) und i bekanntsa zuverlässige und reproduzierbare Messung der Schmerzempfindung. Hier beschreiben wir die notwendigen Schritte, um diese Technik in Mäusen einschließlich chirurgischen Manipulationen, physiologische Aufzeichnung und Datenanalyse durchzuführen. Mit dem Einsatz dieses Modells kann die Koordination zwischen primären sensorischen Neuronen, Rückenmark sekundären Afferenzen und höher in der Blase Schmerzen beteiligt zentralen Nervensystems Bereichen entwirrt werden. Diese Grundlagenforschung Wissen kann dann klinisch übersetzt, um Patienten mit IC / BPS zu behandeln.

Eine Darstellung der Gesamt UBD-VMR-Setup kann in Fig. 1A zu sehen ist. Steigender Druck Schritte induzieren eine Erhöhung der Roh-VMR (dh EMG) (Abbildung 1B). Die rohe VMR, Druck und Reiz Markersignal, die während der Aufnahme mit Digitizer Software beobachtet werden sollen, können in Abbildung 2 zu sehen. Die obere Kanal gesehen Figur 2 ist die EMG Spur (in V). Das Hintergrundsignal der EMG-Kurve sollte stabil und mit niedriger Amplitude (...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Etwa 3 bis 8.000.000 Menschen in den Vereinigten Staaten leiden unter interstitielle Zystitis / Blase Schmerzsyndrom (IC / BPS), einer schwächenden Zustand in Teil gekennzeichnet durch Schmerzen im Beckenbereich. Um Beiträge Nervensystem in den Zustand zu untersuchen, wird ein physiologisches Modell der Blase Schmerzen bei Mäusen und Ratten eingesetzt.

Harnblase Aufdehnung evozierte viszeromotorische Antworten als Modell für Bladder Pain in Mäuse

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K Aufrufe.  Duquesne University.  Etwa 3 bis 8.000.000 Menschen in den Vereinigten Staaten leiden unter interstitielle Zystitis / Blase Schmerzsyndrom (IC / BPS), einer schwächenden Zustand in Teil gekennzeichnet durch Schmerzen im Beckenbereich. Um Beiträge Nervensystem in den Zustand zu untersuchen, wird ein physiologisches Modell der Blase Schmerzen bei Mäusen und Ratten eingesetzt. 