この作品は、ドイツ学術振興（フリードリヒコッホ-·ノルティ）の共同研究センター877によって、ドイツ学術振興（アレクサンダーレンツ、バレンティンKunick、ウィリアムFumey）の共同研究センター841の大学院「炎症と再生」によってサポートされていました、ヴェルナー·オットー財団（ピーターBannas）によって、ヴィルヘルムサンダー財団（ピーターBannas、フリードリッヒコッホ-·ノルティ）によると、ドイツ学術振興（マーティン·トレペル、フリードリヒハーグとフリードリッヒコッホ·ノルティ）による。私たちは、 インビボ光学イメージングコア施設とスタッフUKEで相談し、その高品質のサービスでは大学がんセンターハンブルク（UCCHを）感謝。コア施設はドイツKrebshilfe（ドイツ癌エイド）からの助成金によって部分的にサポートされていました。

注：実験動物の倫理的な使用に関する国際的なガイドラインに従って実施し、大学医療センター、ハンブルクの地元の動物福祉委員会によって承認された。 腫瘍細胞、マウス、および抗体構築物の作製<ol><li>リンパ腫細胞の調製と地下行列の分注（マトリゲル）。 <ol><li>腫瘍細胞の注射の前日には、滅菌チップボックス（1,000μlのヒント）し、-20℃の冷凍庫内の適切なピペットを置く。 </li><li> 4℃の冷蔵庫のO / Nで氷上の地下マトリックスとボトルを解凍する。 </li><li>注射の日にアイスバケットを充填し、ピペットチップと共に基底行列を配置し、そして氷上で30 G針で1mlシリンジ。 </li><li> 1.5ミリリットルマイクロ遠心チューブ中でRPMI培地100μlの容量でアリコートリンパ腫細胞および基底行列100μlで丁寧に混ぜる。予め冷却しに作成する注射器と注射まで氷上に置く。 注：良い無菌テクニックを使用し、氷上で地下行列の目詰まりを防止するために、全体の時間を仕事に。 </li></ol></li><li>マウスの準備<ol><li> 8-10週齢の無胸腺ヌードマウス（NMRI- Foxn1 N U）を使用してください。 </li><li>腸の自己蛍光を減少させるためにin vivoイメージングに先立って1週間アルファルファを含まない食事にマウスを保つ。 </li><li>リンパ腫細胞の注射のために誘導室中の2％イソフルランで行うためにマウスを麻酔。イソフルランマニホールドを使用してプロシージャの間、1〜2％イソフルランを維持します。 </li><li>肩の脇腹に皮下リンパ腫細胞を注入。直接個人内比較のために、それぞれ、右側及び左側の抗原陽性および抗原陰性細胞を注入する。 <ol><li>マウスの皮膚をつまんで、マウスの体からそれを引き離すために親指と人差し指を使用してください。ゆっくりと均等にに注入ポーチは、皮膚の下の細胞の単一クラスタを作成、指で作成しました。地下行列は所定の位置に注入した細胞を維持するのに役立ちます。 </li></ol></li></ol></li><li>抗体構築物の調製<ol><li>製造元の指示に従って、蛍光染料のAlexaFluor-680（AF680）（励起波長= 679 nmの発光波長= 702 nm）の市販のタンパク質標識キットでモノクローナル抗体および単一ドメインのナノボディにラベルを付けます。 15720モル-1 cm -1でと203000モル-1 cm -1で、それぞれのモル吸光係数を用いてナノボディ、従来の抗体当たりの色素の数を計算します。 SDS-PAGEのサイズ分画とクマシーブリリアントブルー染色により抗体構築物の純度を評価。 </li><li>実際のイメージング研究の前にin vitroでの一連の実験を実施することにより標識複合体の特異性を確認してください。ラベルANの特異性を試験tibodyブロッキング研究によって、in vitroで構築し、非特異的なアイソタイプは8,20を制御します。 注：ステップでは、抗原陰性および抗原陽性細胞（または異なる細胞株）1.2.4細胞数は、異なる成長速度に応じて適合されなければならない。これらの実験では、0.5×10 6 DC27.10 ARTC2陰性および1.5×10 6 DC27.10 ARTC2陽性細胞は、同様のサイズの腫瘍を得るために使用した。ステップ1.3.1で蛍光団との抗体プローブの標識化およびラベリング効果のプロセスが使用される標識キットによって異なる場合があります。 </li></ol></li></ol> 2. in vivoイメージング<ol><li> 50μgの2染料/分子：腫瘍が直径1~8ミリメートルに達したとき7-9日後、AlexaFluor68050μgの静脈内、マウスの尾静脈（mAbを、AF680に200μlの生理食塩水の体積で抗体構築物を標識注入≈〜4 ^ 14の蛍光色素≈〜0.8μgの蛍光色素、ナノボディ-AF680：50μ0.3色素とG /分子≈〜5.6 ^ 14の蛍光色素≈〜1.1μgの蛍光色素）。 </li><li>イメージング·システムを初期化し、画像化前に誘導チャンバ内のXGI-8麻酔システムを使用して、3％イソフルランで達成するために、マウスを麻酔。撮像チャンバ内に収容イソフルランマニホールドを用いて撮像手順の期間中1~2％のイソフルランを維持する。 <ol><li>カメラ向けの腫瘍を有する加熱された撮像段階上の位置マウス。つま先や動物の尾をつまんで適切な麻酔を監視。動物の任意の反応は、麻酔が軽すぎることを示しています。 </li><li>呼吸速度を監視する。麻酔は、呼吸速度を増加させると軽すぎるとあまりに深く呼吸速度が低下すると、深いまたは不規則である。麻酔下ながら乾燥を防ぐために、眼軟膏剤で、動物の角膜を保護します。 </li></ol></li><li>励起用の615から665ナノメートル、emissioための695から770ナノメートルの蛍光フィルタセットを選択してくださいnは、51倍512画素マトリクスサイズのバックグラウンド減算のための580から610 nmの励起。 2にオート、媒体へのピクセルビニングとF /停止するように露光時間を設定します。 注：より短い露光時間を高速フレームレートを可能にする。長い露光時間は、より高い感度を提供する。ビニングは、CCDカメラの画素サイズを制御する。ビニングを大きくすると、画素サイズ、感度、及びフレームレートを増加させるが、空間分解能を低下させる。 F /ストップは、カメラレンズの絞りの大きさを設定する。開口部の大きさは、検出された光の量との設定が、デバイスおよび実験セットアップを撮像して異なることがfield.Noteの深さを制御する。最適な結果については、製造元のマニュアルを参照してください。 <ol><li>イメージングソフトウェア最適露光時間では、F /ストップ及びピクセルビニングは、細胞株の発現レベルに基づく。定量的な結果に影響を与えることなく、実験中いつでもこれらの設定を変更してください。また、イメージ作成ウィザードソフトウェアは自動的に決定させるパラメータ。 </li></ol></li><li>注射と抗体構築物の注射後6時間前の画像マウス。 NOTE：ラベリング効率は最適な撮像結果を得るために必要とされる必要な用量に影響を及ぼし得る。したがって、最適な撮像結果を得るために必要な抗体構築物の量は、経験的に決定されなければならない。それは、標識有効性およびサイズ​​の構築物ならびに腫瘍モデルおよび標的抗原の発現に依存して変化し得る。 </li></ol> 3.収穫および腫瘍の準備<ol><li>アイスバケットを充填し、4％パラホルムアルデヒド（PFA）リン酸緩衝生理食塩水（PBS）/プロテアーゼ阻害剤（AEBSF）、氷上でPBS / 0.2％ウシ血清アルブミン（BSA）を置く。 </li><li>撮像セッションが終了すると、4％イソフルランの濃度を増加させる。動物が呼吸を停止した後、撮像段階からそれを削除し、頸椎脱臼を行う。 </li><li> 70％エタノール発泡スチロールブロックスプレーのマウントマウス。 </li><li>はさみを使用してくださいSと鉗子外皮をカットし、腫瘍を露出させ、慎重にそれを引き戻すために。腫瘍組織は無傷のまま確実にするためにメスで腫瘍を除去します。 </li><li>メスを用いて半分に切った腫瘍。 PBS / FACS用AEBSF分析し、免疫組織化学のために、4％PFAで50ミリリットルチューブ内の他の半分とコレクションチューブに半分を置きます。 </li><li>免疫組織化学のための準備<ol><li> 24時間4℃で冷蔵庫で4％PFA中で腫瘍を保管してください。 PBS / 30％スクロースとの管に腫瘍を移し、チューブの底に腫瘍シンクまで4℃で冷蔵庫に保管してください。 </li><li> cryomoldsのための適切なピースで腫瘍を切り取ります。 cryomoldsに腫瘍を入れて、腫瘍が覆われるようにOCT化合物で満たされる。 </li><li>ドライアイス上で金型を入れて、化合物が完全に凍結されるまで待ちます。凍結された腫瘍は-80℃の冷凍庫に移し、免疫組織化学のために保管してください。 </li><li>ミクロトームで8μmのセクションで凍結された腫瘍をカット。標準の免疫組織を使用してください化学プロトコルは、核を可視化するために血管およびジアミジノフェニルインドール（DAPI）を可視化するためにCD31-AF488に対する抗体で染色した。 注：彼らはすでに蛍光標識した抗体を含有するように腫瘍切片を光に非常に敏感である。可能な限り光への曝露を最小限に抑えます。 </li></ol></li><li> FACS分析のために準備<ol><li>氷上のペトリ皿を置き、2.0ミリリットル注射器からプランジャーを取り外します。セルストレーナーに腫瘍を入れ、メスを用いて3-4個にそっとそれをカット。ペトリ皿に最初のPBSを注ぎ、セルストレーナー内の腫瘍をマッシュアップするために、プランジャーの平坦な端を使用しています。 </li><li> 10ミリリットルピペットですべてのセルを洗い流すために、最初のPBSで細胞ストレーナーをフラッシュします。 5分間500×gで新しいチューブとスピンに細胞懸濁液を転送します。上清を捨て、10mlのPBS / 0.2％BSAで細胞を懸濁します。細胞を数える。 </li><li> 5ミリリットルFACSチューブ中のアリコートを1~5×10 6個のリンパ腫細胞。再びスピン細胞（500XG）、100μlのPBS / 0.2％BSA中で上清と再懸濁を捨てる。 </li><li>必要に応じて、抗CD16 / CD32-mAbの（FcgR3 / 2）を使用してブロックFcRは、10分間、氷上でのFcγRに結合する。 PBS / 0.2％BSAで細胞を1回洗浄する。 </li><li>他のセルからの白血球を区別するために抗CD45-mAbを追加します。 PBS / 0.2％BSAで2回洗浄し、続いて暗所で氷上で20分間、インキュベートする。 </li><li>右無地PBSで2回洗浄し、死細胞を識別するために、氷上で15分間ヨウ化プロピジウムFACS分析染色前。 FACS分析のために150μlの中で再懸濁します。 注：ステップ3.7.4および3.7.5のステップでは、他の抗体は、腫瘍の実体に応じて使用することができる。 </li></ol></li></ol> 4. FACS分析<ol><li>ゲートに大型散布、ダブレット差別、死細胞の排除、CD45陽性細胞のためのゲーティング、および抗原陽性細胞のためのゲーティングの形で関心の人口をゲーティング一連のツールを使用してください。 <ol><li>まず、ゲート外セル2パラメータプロットを使用して側方散乱（SSC-A）対前方散乱（FSC-A）で破片。次のセルダブレットを破棄。最後に、ゲート外非CD45抗原陽性（CD45）および死んだ/死細胞（LD - ライブ/デッド染色）。 </li></ol></li><li>すべての実験のために同じテンプレートを使用して、レコードのサンプル。 注：ハードウェアおよび分析ソフトウェアの使用に関する技術的な助言のために、製造業者のプロトコルを参照してください。 </li></ol> 5.顕微鏡分析<ol><li>油浸レンズ（対物レンズ40倍）と共焦点顕微鏡を用いて染色し、腫瘍の凍結切片を分析します。 AF680の彼-ネオン633 nmのレーザー励起、AF488用アルゴンレーザー、およびDAPI用の405-ダイオードを使用してください。 </li><li>顕微鏡と互換性のあるソフトウェアを使用して、生の画像データを処理します。必要に応じて、バックグラウンド補正とノイズフィルタリングを実行します。そのような、切片トリミングだけでなく、明るさやコントラストの調整などの追加の画像調整を行います。 <ol><li>最後にGE全ての検出チャネルから単一の複合オーバーレイイメージをnerate。個々の層の明るさとコントラストを調整します。合成画像は、細胞の局在（DAPI染色、青）標識抗体の構造（AF680-ステイン、赤）と血管の、分布（AF488-ステイン、緑）が表示されます。 </li></ol></li></ol> in vivoイメージング解析6. <ol><li>イメージングソフトウェアで開いている画像ファイルと蛍光画像データと写真画像データを合成してオーバーレイイメージを作成する。特定の蛍光信号からの組織自己蛍光のバックグラウンド信号を除去することにより画像表示を最適化する。これはトレーサーのための特定の設定されたフィルタで取得した画像からセットバックグラウンドフィルタで取得した画像を減算することによって行うことができる。 </li><li>抗原陽性腫瘍および抗原陰性の腫瘍の周りの関心領域（ROI）の同一の円形測定領域を描画します。バックグラウンド信号強度を決定するには、円形のROIを配置蛍光シグナルが低いと予想される動物（ 例えば 、後肢）の領域である。 <ol><li>全ての時点ですべての動物のために同じROIを使用してください。位置決めのために、腫瘍のマージンを識別するために、写真の白黒画像を使用する。 </li></ol></li><li>測定テーブルで表示しROIデータ。さらに統計分析のための蛍光シグナルのより定量的な比較を可能にする、平均放射効率データを使用してください。 <ol><li>ディスプレイ絶対信号強度などのデータを比較したり、標的組織および背景組織から測定されたROIのデータを使用して、シグナル対バックグラウンド比を計算する。後肢から求めたバックグラウンド値によって腫瘍の取り込み値を除算することにより、腫瘍対バックグラウンド比を計算する。 </li><li>対照として、また、抗原陰性および抗原陽性同じ動物の腫瘍、ならびにインビボでのシグナルの特異性を評価するために標識されたアイソタイプ対照を注射した動物の分析。 </li></ol></lI&gt; </ol>

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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+near-infrared+fluorescence+imaging+of+carcinoembryonic+antigen-expressing+tumor+cells+in+mice.">In vivo near-infrared fluorescence imaging of carcinoembryonic antigen-expressing tumor cells in mice.</a> Radiology. 247, 779-787 (2008).</li><li>Herzog, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+cancer+heterogeneity+with+multispectral+optoacoustic+tomography.">Optical imaging of cancer heterogeneity with multispectral optoacoustic tomography.</a> Radiology. 263, 461-468 (2012).</li></ol>

Friedrich Koch-Nolte and Friedrich Haag receive a share of antibody and protein sales via MediGate GmbH, a wholly owned subsidiary of the University Medical Center Hamburg-Eppendorf.

我々 は、in vivo及びex vivoでの分析のマルチモーダル比較のために、リンパ腫細胞上で同じターゲットに対して向けられた近赤外蛍光団ラベルナノボディ、従来のモノクローナル抗体を使用していました。我々は、ナノボディはよくリンパ腫の迅速かつ特異的インビボ検出のための診断ツールとして適していることを示した。 生体内では 、+ 16（a）680は ARTC2陽性異種移植片の迅速かつより具体的な検出を可能にしたのです。別に、in vivoでの最高の腫瘍の可視化のための異なる反応速度論から、Nika102 680の主な欠点は、ARTC2陰性腫瘍と、非特異的バックグラウンドシグナルより高い非特異的なシグナルであった。 解剖腫瘍が注入されたAF680-結合体のARTC2陰性リンパ腫細胞への非特異的な結合を示さなかったからex vivoでのフローサイトメトリーは、分散した細胞の解析。 エクスビボ蛍光はほとんどhomogen強く明らかにし、ナノボディーS + 16aの場合のART2C陽性腫瘍切片内の細胞のOUの染色、ナノボディーは6時間後に腫瘍内のさえ遠隔地に到達することができたことが確認された。対照的に、モノクローナル抗体は、6時間後ARTC2陽性腫瘍における細胞の弱く不均一な染色を示した。従来の抗体との良好な撮像結果は、24時間または48時間後に達成することができる（データは示さず）。異なる2つのサイズの構築物の完全な比較を行うために、異なる時点（シリアルイメージング）での撮像は、各構築物のための最適な撮像時点を特定するために実行されなければならない。 他の先行研究と同様に、ここに報告された結果は、in vivoでラベルナノボディーとの分子イメージングは高い腫瘍対バックグラウンド比12-15,17-19と迅速かつ特異的に同じ日の腫瘍イメージングを可能にすることを強調。逆に、従来の抗体は、低腫瘍対バックグラウンド比と抗からの非特異的なシグナルになる初期の身体からの遅いクリアランスのために注射後GEN陰性腫瘍。従来の抗体との最適な撮像結果を得るためには、撮像時間が24時間を指し、または注射後にも48時間は、一般的に必要とされる。これらの知見は、実績のある治療上の有益性と、従来の抗体は、分子イメージング17,19,26において有用性が限られていることが示唆されている以前の研究と一致している。ナノボディは、循環からの彼らの急速なクリアランスのために画像化目的のためにむしろ適していながら、そのため、従来の抗体は、その長い血漿半減期に治療目的ではなく、適しているかもしれません。これらの差は大きく、従来の抗体（150 kDa）の過剰の循環に保持されている間に小さいナノボディ（15-17 kDa）のいずれかの過剰が急速に腎排泄を介してクリアされるという事実に起因する。そのように、分子イメージングのためのナノボディの主な利点は、初期の撮像時点での低いバックグラウンドシグナルであるregardl注射量のESS。これは、同じ日のイメージングを可能にし、臨床の設定に変換可能である可能性があります。これに反して、従来の抗体は、標的組織（未発表データ）から十分な特定の信号を維持しながら、正確に、非特異的なバックグラウンド信号を最小化するために滴定する必要があります。 インビボでの NIRFイメージング技術の限界の一つは、一般的ではなく同所腫瘍モデルの皮下のみの画像化を可能にする低浸透深さである。しかし、この制限は、マウス27を生きた全身イメージングを可能最近開発された断層光音響技術により実験的設定で克服されることがあります。 NIRFイメージング技術の他の制限は、放射性核種媒介イメージングと比較して組織量の評価である。しかし、ナノボディは、異種移植モデルとの正確な定量的評価の陽電子放出断層撮影（PET）イメージングのために放射性標識することができるトレーサー生体内分布。確かに、私たちのNIRFイメージングの結果は、PETイメージングのためのナノボディと、従来の抗体を比較した最近の研究に基づいている。著者はまた、ナノボディーが高い腫瘍対バックグラウンド比15と同じ日のイメージングを可能という結論に達しました。 しかしながら、近赤外蛍光色素AF680との抗体構築物の唯一の標識化は、 インビボで 、私たちのin vitroでの総合的な許可及びex vivo近赤外蛍光イメージング比較フローサイトメトリー、蛍光顕微鏡、およびNIRFイメージング使用。このため、それは、非放射性高感度、安価で、比較的簡単に製造するターゲットプローブを使用しているため、我々は、前臨床分子イメージングの新しい抗体構築物の評価のためのNIRFイメージング技術の使用を提唱する。

本報告では、ex vivoで解剖異種移植腫瘍のフローサイトメトリーおよび蛍光顕微鏡使用して、インビボで異種移植イメージング実験の検証のための近赤外フルオロフォア標識プローブの実装について述べる。我々は、単一ドメインのナノボディ（単数+ 16aは、17 kDa）の1およびインビボで特定の同じ標的抗原に対するモノクローナル抗体（Nika102、150 kDa）の2,3を比較する近赤外線リンパ腫異種移植片モデルにおける蛍光イメージング。標的抗原のADPリボシルトランスフェラーゼARTC2.2はリンパ腫細胞4-9によるGPIアンカー型細胞表面エクト酵素として発現される。 ラクダ科動物重鎖のみ抗体に由来するナノボディは、最小の利用可能な抗原結合断片10,11です。唯一の〜15kDaのによると、これらの小さな抗体フラグメントは、可溶性の非常に安定しており、腎循環8,10から消去されます。 THESEプロパティは、生体 12-20 における腫瘍抗原の特異的かつ効率的な標的化のために特に適したものにする。利用可能なナノボディの共通の抗原標的は、上皮成長因子受容体（EGFR1またはHER-1）、ヒト上皮成長因子2型（HER-2またはCD340）、癌胎児性抗原（CEA）および血管細胞接着分子-1（VCAM-1である）21。ナノボディの結合体は、炎症性疾患22の癌免疫療法と治療のための有望なツールです。 最近の研究では、高い腫瘍対バックグラウンド（T / B）は、 インビボでの分子イメージングアプリケーション8,17,19、従来の抗体より-ratiosナノボディが許可されていることを示している。これは、非標的組織23に、従来の抗体、循環からの遅いクリアランス、および長い保持の比較的乏しいと遅い組織浸透によって主に説明されている。さらに、従来の抗体の過剰非特異的蓄積をiに導く強化された透過性および保持（EPR）によって引き起こされるn個の標的抗原陰性腫瘍は24,25をもたらす。これは、従来の抗体の高い用量は、このように最大の達成可能な腫瘍対バックグラウンド比を減少させる、特定の信号だけでなく、非特異的なシグナルだけでなく、増加させることができることを意味する。対照的に、ナノボディの用量を増加させることなく、正常組織または抗原陰性腫瘍（未発表データ）の抗原陽性腫瘍のシグナルを増加させる。 ナノボディと、従来の抗体の比較を超えて、我々が原因EPR効果に特定し、非特異的なシグナルの直接比較のために同じマウスにおける抗原陽性と陰性異種移植片の個人内評価の概要を説明します。近赤外蛍光団結合プローブは、私たちは、近赤外蛍光イメージングを用いたin vivoおよびex vivoで単一のプローブを利用するフローサイトメトリー、および蛍光顕微鏡することができました。我々のプロトコルを適用することを可能にする非そのような特定の腫瘍が標的とするための新たな抗体構築物の評価などの生体内分子イメージング実験の、放射性、高感度、かつ安価な最適化。 このチュートリアル研究の目的は、前臨床分子イメージングの新抗体構築物の評価のためのNIRFイメージングの使用を強調することです。 このプロトコルでは、すべての実験小動物NIRF·イメージングシステムを用いて実施した、蛍光活性化セルソーター（FACS）は、フローサイトメーターおよび共焦点顕微鏡。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="722">
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:147px;">Company</td>
			<td style="width:176px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:183px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">AF680 protein labelling kit</td>
			<td style="width:147px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:176px;">A20172</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Anti-CD16/CD32-antibody</td>
			<td style="width:147px;">BioXCell</td>
			<td style="width:176px;">BE0008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Anti-CD31-antibody</td>
			<td style="width:147px;">Santa Cruz</td>
			<td style="width:176px;">sc-1506</td>
			<td style="width:183px;">labeled with secondary antibody with AF488</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">Anti-CD45-antibody V450</td>
			<td style="width:147px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:176px;">560501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">AxioVision LE software</td>
			<td style="width:147px;">Zeiss</td>
			<td style="width:176px;">www.zeiss.com</td>
			<td style="width:183px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Basement membrane matrix</td>
			<td style="width:147px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:176px;">354234</td>
			<td style="width:183px;">Alternative product can be used</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Cell strainer 70&#181;m</td>
			<td style="width:147px;">Corning</td>
			<td style="width:176px;">431751</td>
			<td style="width:183px;">Alternative product can be used</td>
		</tr>
		<tr height="100">
			<td height="100" style="height:100px;width:216px;">Confocal microscope</td>
			<td style="width:147px;">Leica&#160;</td>
			<td style="width:176px;">www.leica-microsystems.com</td>
			<td style="width:183px;">Leica SP5 with the following lasers: He-Neon for AF680, Argon Laser for AF488, and a 405-Diode for DAPI</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">DAPI</td>
			<td style="width:147px;">Molcular Probes</td>
			<td style="width:176px;">D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">DC27.10 cells&#160;</td>
			<td style="width:147px;">laboratory specific</td>
			<td style="width:176px;">n/a</td>
			<td style="width:183px;">Other cells with different surface targets can be used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">DPBS</td>
			<td style="width:147px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:176px;">D8662</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">FACS Canto II</td>
			<td style="width:147px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:176px;">www.bdbiosciences.com</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="80">
			<td height="80" style="height:80px;width:216px;">Flourescence mircoscope</td>
			<td style="width:147px;">Zeiss</td>
			<td style="width:176px;">www.zeiss.com</td>
			<td style="width:183px;">Zeiss Axiovert 200 with Filter Set #32 for AF680: 000000-1031-354</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">ImageJ software</td>
			<td style="width:147px;">NIH</td>
			<td>http://imagej.nih.gov/ij/</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">IVIS 200</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td style="width:176px;">www.perkinelmer.com</td>
			<td style="width:183px;">Alternative in vivo imaging system can be used</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Leica LAS software</td>
			<td style="width:147px;">Leica</td>
			<td style="width:176px;">www.leica-microsystems.com</td>
			<td style="width:183px;">Software specific to microscope used</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Living Image software</td>
			<td style="width:147px;">Perkin Elmer</td>
			<td style="width:176px;">www.perkinelmer.com</td>
			<td style="width:183px;">Software specific to imaging system used</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Needles 30 G</td>
			<td style="width:147px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:176px;">305128</td>
			<td style="width:183px;">Alternative product can be used</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">Nika102-antibody AF680</td>
			<td style="width:147px;">laboratory specific</td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td style="width:183px;">Other antibodies against different surface targets can be used</td>
		</tr>
		<tr height="102">
			<td height="102" style="height:103px;width:216px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:147px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:176px;">P6148</td>
			<td style="width:183px;">Potential hazards: carcinogenic, can irritate the eyes and skin, contact may cause drying of the skin and/or allergic dermatitis</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:216px;">s+16a-nanobody AF680</td>
			<td style="width:147px;">laboratory specific</td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td style="width:183px;">Other antibodies against different surface targets can be used</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Syringes 1ml</td>
			<td style="width:147px;">Braun</td>
			<td style="width:176px;">916 1406 V</td>
			<td style="width:183px;">Alternative product can be used</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

validation of nanobody and antibody based in vivo tumor xenograft nirf-imaging experiments in mice using ex vivo flow cytometry and microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.
First we describe how to generate subcutaneous tumors in mice, using antigen-negative cell lines as negative controls and antigen-positive cells as positive controls in the same mice for intraindividual comparison. We outline how to administer intravenously near-infrared fluorophore labelled (AlexaFluor680) antigen-specific nanobodies and conventional antibodies. In vivo imaging was performed with a small-animal NIRF-Imaging system. After the in vivo imaging experiments the mice were sacrificed. We then describe how to prepare the tumors for parallel ex vivo analyses by flow cytometry and fluorescence microscopy to validate in vivo imaging results.
The use of the near-infrared fluorophore labelled nanobodies allows for non-invasive same day imaging in vivo. Our protocols describe the ex vivo quantification of the specific labeling efficiency of tumor cells by flow cytometry and analysis of the distribution of the antibody constructs within the tumors by fluorescence microscopy. Using near-infrared fluorophore labelled probes allows for non-invasive, economical in vivo imaging with the unique ability to exploit the same probe without further secondary labelling for ex vivo validation experiments using flow cytometry and fluorescence microscopy.

蛍光標識プローブは、異なるNIRFイメージング技術（ 図1A）との組み合わせを可能にする。我々は、in vivoイメージング （ 図1B） 内の特定のために、蛍光標識されたナノボディおよびモノクローナル抗体を比較するために、in vivoでの NIRFイメージングを実行するフローサイトメトリー、および蛍光顕微鏡を順次ことを目的とした。 マウスは、in vivoイメージングのための蛍光標識された構築物の特異性を評価するために、ナノボディ及びモノクローナル抗体の50μgを注射した。結果は、注射後6時間（ 図2）でナノボディおよびモノクローナル抗体の両方と抗原陽性腫瘍の特異的標識を示した。 ROIは、モノクローナル抗体〜6と比較して、ナノボディのためのはるかに高いT / B比が〜12を示し、抗原陽性腫瘍の分析。さらに、ナノボディは、一方、抗原陰性腫瘍における非特異的シグナルを示さなかったモノクローナル抗体は、抗原陰性腫瘍における非特異的な交絡シグナルを示した。 陰性腫瘍の非特異的な信号に加えて、モノクローナル抗体はまた、動物全体に非特異的バックグラウンドシグナルを誘導した。これは、腎臓で排泄されるには大きすぎる過剰な自由循環抗体に思われる。逆に、ナノボディを注射した動物は、わずかなナノボディの腎排泄のために腎臓で非特異的なシグナルを示した。 フローサイトメトリー腫瘍細胞懸濁液の分析は、6時間注入後にAF680結合体の両方で抗原陽性腫瘍細胞の特異的標識を示した。モノクローナル抗体標識された細胞と比較して、ナノボディ標識細胞のより強い蛍光シグナルは、in vivo NIRFイメージングの結果を反映している。重要なことには、フローサイトメトリー分析は、2つのいずれかで、抗原陰性細胞の非特異的標識がないことを明らかにし構造物（ 図3）。 腫瘍の凍結切片の蛍光顕微鏡は、注射後のナノボディ6時間で、抗原陽性細胞の強力かつほぼ均一な標識を示した。逆に、モノクローナル抗体は非常に弱く、かなり不均一な染色（ 図4A）を示した。抗原陰性腫瘍は、間質空間での従来の抗体ショー非特異的散乱染色（ 図4B）を注射した抗原陰性腫瘍のに対し、ナノボディーの注入後には染色6時間を示していない。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/52462/52462fig1highres.jpg" /> 図1：Flourescenceイメージングおよび抗体構築。 （A）AF680結合体を評価するためのイメージングセットアップ：フローサイトメトリーおよび蛍光顕微鏡に続くインビボ NIRFイメージング。 （B </s·チョン&gt;）はAlexaFluor680の概略は、ナノボディS + 16aは（赤）およびモノクローナル抗体Nika102（青）のラベル。オレンジの星はAlexaFluor680の蛍光色素を示している。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/52462/52462fig2highres.jpg" /> 図2： インビボ NIRFイメージングの蛍光シグナルの画像抗原陽性（+）及び抗原陰性（ - ）ナノボディの+ 16aの（A）およびモノクローナル抗体Nika102（B）を注射されたマウスの腫瘍。 。in vivoイメージングは（0時間）と注射後の6時間前に実施された。シグナル強度は、放射効率た（p /秒/ cm 2の/ srで）/（μW/ cm 2）のように表示されている。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/52462/52462fig3highres.jpg" /> 図3：FACSのためにex vivoで FACS分析腫瘍細胞懸濁液からの細胞に結合した抗体構築物。（A）ゲーティング戦略は、腫瘍細胞の分析。 （B）ヒストグラムは、具体的には、インビボで腫瘍細胞に結合した静脈内注射AF680共役ナノボディの+ 16aおよび抗体Nika102の量を表示する。抗原陰性腫瘍は未充填ヒストグラムおよび抗原陽性腫瘍として表示されている充填ヒストグラムとして表示される。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/52462/52462fig4highres.jpg" /> 図4：6時間S + 16aは680またはNika102 680の注入後の全体抗原陽性腫瘍凍結切片の ex vivo蛍光顕微鏡（A） 概要蛍光顕微鏡。 in vivoでの静脈内での信号強度すべての二次標識剤なしjected AF680-結合体は赤色で表示されます。 エクスビボで対比核は緑で青や船舶で表示されます。点線は、全体の腫瘍の外側の余白を示している。 （B）抗原陽性および抗原陰性腫瘍のクローズアップ蛍光顕微鏡。

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Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence xenograft imaging experiments in mice using fluorophore labelled nanobodies and conventional antibodies.

ナノボディ及び抗体ベースの検証<em&gt;インビボ</em使用してマウスにおける&gt;腫瘍異種移植NIRFイメージング実験<em&gt;エクスビボ</em&gt;フローサイトメトリーおよび顕微鏡

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

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In vivo Imaging of Tumor Angiogenesis using Fluorescence Confocal Videomicroscopy

Fibered confocal fluorescence in vivo imaging with a fiber optic bundle uses the same principle as fluorescent confocal microscopy. It can excite fluorescent in situ elements through the optical fibers, and then record some of the emitted photons, via the same optical fibers. The light source is a laser that sends the exciting light through an element within the fiber bundle and as it scans over the sample, recreates an image pixel by pixel. As this scan is very fast, by combining it with dedicated image processing software, images in real time with a frequency of 12 frames/sec can be obtained.
We developed a technique to quantitatively characterize capillary morphology and function, using a confocal fluorescence videomicroscopy device. The first step in our experiment was to record 5 sec movies in the four quadrants of the tumor to visualize the capillary network. All movies were processed using software (ImageCell, Mauna Kea Technology, Paris France) that performs an automated segmentation of vessels around a chosen diameter (10 &mu;m in our case). Thus, we could quantify the 'functional capillary density', which is the ratio between the total vessel area and the total area of the image. This parameter was a surrogate marker for microvascular density, usually measured using pathology tools.
The second step was to record movies of the tumor over 20 min to quantify leakage of the macromolecular contrast agent through the capillary wall into the interstitium. By measuring the ratio of signal intensity in the interstitium over that in the vessels, an 'index leakage' was obtained, acting as a surrogate marker for capillary permeability.

In vivo Imaging of Tumor Angiogenesis using Fluorescence Confocal Videomicroscopy

In this paper, we present a method to analyze tumor microvessels in vivo using dynamic contrast-enhanced fluorescence videomicroscopy. Two quantitative parameters were acquired: functional capillary density reflecting the vascularity of the tumor, and index leakage reflecting the leakiness of the endothelial wall.

蛍光共焦点ビデオ顕微鏡を使用して腫瘍血管新生のin vivoイメージング

Fibered confocal fluorescence in vivo imaging with a fiber optic bundle uses the same principle as fluorescent confocal microscopy. It can excite ...

医学

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. Here, we describe a general protocol for cell labeling, imaging, and image processing. The technique is applicable to various cell types and animal models, although here we focus on a typical mouse model for tracking murine immune cells. The most important issues for cell labeling are described, as these are relevant to all models. Similarly, key imaging parameters are listed, although the details will vary depending on the MRI system and the individual setup. Finally, we include an image processing protocol for quantification. Variations for this, and other parts of the protocol, are assessed in the Discussion section. Based on the detailed procedure described here, the user will need to adapt the protocol for each specific cell type, cell label, animal model, and imaging setup. Note that the protocol can also be adapted for human use, as long as clinical restrictions are met.

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

We describe a general protocol for in vivo cell tracking using MRI in a mouse model with ex vivo labeled cells. A typical protocol for cell labeling, image acquisition processing and quantification is included.

細胞追跡のためのin vivoでの19 F MRI における

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. ...

High-throughput Flow Cytometry Cell-based Assay to Detect Antibodies to N-Methyl-D-aspartate Receptor or Dopamine-2 Receptor in Human Serum

Over the recent years, antibodies against surface and conformational proteins involved in neurotransmission have been detected in autoimmune CNS diseases in children and adults. These antibodies have been used to guide diagnosis and treatment. Cell-based assays have improved the detection of antibodies in patient serum. They are based on the surface expression of brain antigens on eukaryotic cells, which are then incubated with diluted patient sera followed by fluorochrome-conjugated secondary antibodies. After washing, secondary antibody binding is then analyzed by flow cytometry. Our group has developed a high-throughput flow cytometry live cell-based assay to reliably detect antibodies against specific neurotransmitter receptors. This flow cytometry method is straight forward, quantitative, efficient, and the use of a high-throughput sampler system allows for large patient cohorts to be easily assayed in a short space of time. Additionally, this cell-based assay can be easily adapted to detect antibodies to many different antigenic targets, both from the central nervous system and periphery. Discovering additional novel antibody biomarkers will enable prompt and accurate diagnosis and improve treatment of immune-mediated disorders.

Over the recent years, live cell-based assays have been used successfully to detect antibodies against surface and conformational antigens. Here, we describe a method using high-throughput flow cytometry enabling the analysis of large cohorts of patients. Detection of novel antibodies will improve diagnosis and treatment of immune-mediated disorders.

ハイスループットフローサイトメトリー細胞ベースのアッセイN-メチル-D-アスパラギン酸受容体またはヒト血清中のドーパ​​ミン-2受容体に対する抗体を検出する

Over the recent years, antibodies against surface and conformational proteins involved in neurotransmission have been detected in autoimmune CNS diseases ...

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent marker. Mouse models (brain tumor and arthritis) were used to evaluate the usefulness of this method. Saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles tagged with CellVue Maroon (CVM) fluorophore were administered intravenously. Animals were then placed in the rotational holder (MARS) of the in vivo imaging system. Images were acquired in 10&#176; steps over 380&#176;. A rectangular&#160;region of interest (ROI) was placed across the full image width at the model disease site. Within the ROI, and for every image, mean fluorescence intensity was computed after background subtraction. In the mouse models studied, the labeled nanovesicles were taken up in both the orthotopic and transgenic brain tumors, and in the arthritic sites (toes and ankles). Curve analysis of the multi angle image ROIs determined the angle with the highest signal. Thus, the optimal angle for imaging each disease site was characterized. The MAROI method applied to imaging of fluorescent compounds is a noninvasive, economical, and precise tool for in vivo quantitative analysis of the disease states in the described mouse models.

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo quantitation of a fluorescent marker delivered by saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles. Employing mouse models of cancer and arthritis, we demonstrate how the MAROI signal curve analysis can be used for the precise mapping and biological characterization of disease processes.

蛍光SAPC-DOPSナノベシクルを用いて脳腫瘍、関節炎のin vivo光イメージング中

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent ...

Adaptation of Semiautomated Circulating Tumor Cell (CTC) Assays for Clinical and Preclinical Research Applications

The majority of cancer-related deaths occur subsequent to the development of metastatic disease. This highly lethal disease stage is associated with the presence of circulating tumor cells (CTCs). These rare cells have been demonstrated to be of clinical significance in metastatic breast, prostate, and colorectal cancers. The current gold standard in clinical CTC detection and enumeration is the FDA-cleared CellSearch system (CSS). This manuscript outlines the standard protocol utilized by this platform as well as two&#160;additional adapted protocols that describe the detailed process of user-defined marker optimization for protein characterization of patient CTCs and a comparable protocol for CTC capture in very low volumes of blood, using standard CSS reagents, for studying in vivo preclinical mouse models of metastasis. In addition, differences in CTC quality between healthy donor blood spiked with cells from tissue culture versus patient blood samples are highlighted. Finally, several commonly discrepant items that can lead to CTC misclassification errors are outlined. Taken together, these protocols will provide a useful resource for users of this platform interested in preclinical and clinical research pertaining to metastasis and CTCs.

Adaptation of Semiautomated Circulating Tumor Cell CTC Assays for Clinical and Preclinical Research Applications

Circulating tumor cells (CTCs) are prognostic in several metastatic cancers. This manuscript describes the gold standard CellSearch system (CSS) CTC enumeration platform and highlights common misclassification errors. In addition, two&#160;adapted protocols are described for user-defined marker characterization of CTCs and CTC enumeration in preclinical mouse models of metastasis using this technology.

臨床および前臨床研究用途のための半自動循環腫瘍細胞（CTC）アッセイの適応

The majority of cancer-related deaths occur subsequent to the development of metastatic disease. This highly lethal disease stage is associated with the ...

Molecular Profiling of the Invasive Tumor Microenvironment in a 3-Dimensional Model of Colorectal Cancer Cells and Ex vivo Fibroblasts

Invading colorectal cancer (CRC) cells have acquired the capacity to break free from their sister cells, infiltrate the stroma, and remodel the extracellular matrix (ECM). Characterizing the biology of this phenotypically distinct group of cells could substantially improve our understanding of early events during the metastatic cascade.

Tumor invasion is a dynamic process facilitated by bidirectional interactions between malignant epithelium and the cancer associated stroma. In order to examine cell-specific responses at the tumor stroma-interface we have combined organotypic co-culture and laser micro-dissection techniques.
Organotypic models, in which key stromal constituents such as fibroblasts are 3-dimentioanally co-cultured with cancer epithelial cells, are highly manipulatable experimental tools which enable invasion and cancer-stroma interactions to be studied in near-physiological conditions.

Laser microdissection (LMD) is a technique which entails the surgical dissection and extraction of the various strata within tumor tissue, with micron level precision.
By combining these techniques with genomic, transcriptomic and epigenetic profiling we aim to develop a deeper understanding of the molecular characteristics of invading tumor cells and surrounding stromal tissue, and in doing so potentially reveal novel biomarkers and opportunities for drug development in CRC.&#160;&#160;&#160;

Molecular Profiling of the Invasive Tumor Microenvironment in a 3-Dimensional Model of Colorectal Cancer Cells and Ex vivo Fibroblasts

Molecular profiling of laser microdissected cells and stroma from synthetic, tissue-engineered colorectal cancer models represents a novel and manipulatable approach to characterize and dissect the distinctive biology at the interface between tumor cells at the invasive front and cancer associated stromal cells. &#160;

大腸癌細胞の3次元モデルにおける侵襲性腫瘍微小環境の分子プロファイリングと<em&gt;生体外</em&gt;線維芽細胞

Invading colorectal cancer (CRC) cells have acquired the capacity to break free from their sister cells, infiltrate the stroma, and remodel the ...

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound and aortic blood pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is raised then lowered incrementally by intravenous infusion of vasoactive drugs phenylephrine and sodium nitroprusside. Aortic diameter is measured for each pressure step to characterize the pressure-diameter relationship of the ascending aorta. Stiffness indices derived from the pressure-diameter relationship can be calculated from the data collected. Calculation of arterial compliance is described in this protocol.
This technique can be used to investigate mechanisms underlying increased aortic stiffness associated with cardiovascular disease and aging. The technique produces a physiologically relevant measure of stiffness compared to ex vivo approaches because physiological influences on aortic stiffness are incorporated in the measurement. The primary limitation of this technique is the measurement error introduced from the movement of the aorta during the cardiac cycle. This motion can be compensated by adjusting the location of the probe with the aortic movement as well as making multiple measurements of the aortic pressure-diameter relationship and expanding the experimental group size.

Measuring Ascending Aortic Stiffness In Vivo in Mice Using Ultrasound

We describe a technique for measuring aortic stiffness from its pressure-diameter relationship in vivo in mice. Aortic diameter is recorded by ultrasound and aortic pressure is measured invasively with a solid-state pressure catheter. Blood pressure is changed incrementally and the resulting diameter is measured.

昇順大動脈剛性の測定<em&gt;インビボ</em&gt;超音波​​を使用したマウスにおける

We present a protocol for measuring in vivo aortic stiffness in mice using high-resolution ultrasound imaging. Aortic diameter is measured by ultrasound ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

マウス収縮圧力を測定するために子宮内テレメトリ<em&gt;インビボ</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

In Vivo and Ex Vivo Approaches to Study Ovarian Cancer Metastatic Colonization of Milky Spot Structures in Peritoneal Adipose

High-grade serous ovarian cancer (HGSC), the cause of widespread peritoneal metastases, continues to have an extremely poor prognosis; fewer than 30% of women are alive 5 years after diagnosis. The omentum is a preferred site of HGSC metastasis formation. Despite the clinical importance of this microenvironment, the contribution of omental adipose tissue to ovarian cancer progression remains understudied. Omental adipose is unusual in that it contains structures known as milky spots, which are comprised of B, T, and NK cells, macrophages, and progenitor cells surrounding dense nests of vasculature. Milky spots play a key role in the physiologic functions of the omentum, which are required for peritoneal homeostasis. We have shown that milky spots also promote ovarian cancer metastatic colonization of peritoneal adipose, a key step in the development of peritoneal metastases. Here we describe the approaches we developed to evaluate and quantify milky spots in peritoneal adipose and study their functional contribution to ovarian cancer cell metastatic colonization of omental tissues both in vivo and ex vivo. These approaches are generalizable to additional mouse models and cell lines, thus enabling the study of ovarian cancer metastasis formation from initial localization of cells to milky spot structures to the development of widespread peritoneal metastases.

In Vivo and Ex Vivo Approaches to Study Ovarian Cancer Metastatic Colonization of Milky Spot Structures in Peritoneal Adipose

We outline a protocol that implements both in vivo and ex vivo approaches to study ovarian cancer colonization of peritoneal adipose tissues, particularly the omentum. Furthermore, we present a protocol to quantitate and analyze immune cell-structures in the omentum known as milky spots, which promote metastases of peritoneal adipose.

生体内および生体外では腹膜脂肪にミルキースポット構造の卵巣がん転移性コロニー形成を研究するためのアプローチで

High-grade serous ovarian cancer (HGSC), the cause of widespread peritoneal metastases, continues to have an extremely poor prognosis; fewer than 30% of ...

Generation of Microtumors Using 3D Human Biogel Culture System and Patient-derived Glioblastoma Cells for Kinomic Profiling and Drug Response Testing

The use of patient-derived xenografts for modeling cancers has provided important insight into cancer biology and drug responsiveness. However, they are time consuming, expensive, and labor intensive. To overcome these obstacles, many research groups have turned to spheroid cultures of cancer cells. While useful, tumor spheroids or aggregates do not replicate cell-matrix interactions as found in vivo. As such, three-dimensional (3D) culture approaches utilizing an extracellular matrix scaffold provide a more realistic model system for investigation. Starting from subcutaneous or intracranial xenografts, tumor tissue is dissociated into a single cell suspension akin to cancer stem cell neurospheres. These cells are then embedded into a human-derived extracellular matrix, 3D human biogel, to generate a large number of microtumors. Interestingly, microtumors can be cultured for about a month with high viability and can be used for drug response testing using standard cytotoxicity assays such as 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT) and live cell imaging using Calcein-AM. Moreover, they can be analyzed via immunohistochemistry or harvested for molecular profiling, such as array-based high-throughput kinomic profiling, which is detailed here as well. 3D microtumors, thus, represent a versatile high-throughput model system that can more closely replicate in vivo tumor biology than traditional approaches.

Patient-derived xenografts of glioblastoma multiforme can be miniaturized into living microtumors using 3D human biogel culture system. This in vivo-like 3D tumor assay is suitable for drug response testing and molecular profiling, including kinomic analysis.

Kinomicプロファイリングと薬物反応検査のための3D人間バイオゲル培養システムと患者由来の神経膠芽腫細胞を用いた微小腫瘍の発生

The use of patient-derived xenografts for modeling cancers has provided important insight into cancer biology and drug responsiveness. However, they are ...