The authors have nothing to disclose.

注：この研究は倫理委員会の数CEEA34.PB.103.12によって承認されました。 動物モデルとして子豚の1. <ol><li>性別、年齢（15±3ヶ月）と重量（30±10キロ）（対照群および慢性低酸素症（CH）基）の点で一致した2群（各群n = 6）で実行します。ハウスCHの低圧室（0.4気圧）での3週間のグループ、および社内規則的normobaric（1気圧）の条件で、対照群。 </li><li> 図1に示すように、2平方メートルのフットプリントとプレキシグラスボックスと1.6メートルの高さからなる低圧室を使用してください。 </li><li>継続的に監視し、18℃の温度および0.4気圧の圧力を維持します。時間当たり8メートル3の空気更新率を可能にする、真空ポンプで十分な換気を確保してください。 </li><li>適切なごみのチャンバー内に2匹の動物を配置します。 48時間ごとに、半分をnormobaric条件にあるボックス内の圧力を戻しますボックスで、2匹の動物の存在下で、ボックスをきれいにする時間は、彼らが逃げるのを防止closedto続けました。肺高血圧症を誘導するこの方法は、広く13を検証してきました。 </li><li>動物の麻酔<ol><li>チオペンタールナトリウム（10mg / kg）の最初の静脈内注射で子豚を麻酔し、イソフルラン（1.5から3.5パーセント）の連続吸入により麻酔を維持します。角膜の乾燥を防ぐために、子ブタの目にカーボポールゲルの2滴を適用します。 </li><li>胸を露出させる屈曲位に縛ら自分の前足と左側臥位で動物を配置します。石鹸と水で肌をきれいにしてから胸を介して超音波の浸透を妨げる可能性のある毛を除去するために、電気シェーバーを使用して剃ります。 </li></ol></li><li>心エコー図</li><li>心エコー検査により、長手方向と非侵襲的にPAHの開発を監視します。 3 MHzのトランスデューサを使用して、毎週のエコーを実行します。レクリエーション左右の足にと胸の右側に3電極を配置することにより心電図をORD。 </li><li>ドップラープローブを使用して、3つの異なる発生率（長手方向、短軸および頂端）で記録した二次元およびMモード撮像データ。第四及び第五左肋間空間の間の右手、所定の位置にプローブを保持します。良好な画像の解像度が異なる心の構造（ すなわち隔壁）が得られるまで左右に回転、ゆっくり上下プローブを移動します。音響窓は、胸の中の心臓の位置に応じて別の動物からは少し異なります。 </li><li>これらの発生率のそれぞれについて、およびオフライン分析を使用可能にするには、少なくとも10の心臓サイクルの間に同時にECGを記録します。拡張末期は、心電図上のQ波の開始と一致する心周期内の点として定義されています。エンド収縮は、T波の始まりと一致します。 </li><li>によって僧帽弁と三尖弁の血流を測定しますピカルビュードップラー超音波。胸骨柄の胸骨の先端に、ドップラープローブを配置します。サンプリング領域は、弁を横切る血流を記録するだけで、バルブの上方に配置しました。 </li><li>僧帽弁と三尖弁と大動脈と肺動脈弁を通る血流の積分速度 - 時間を得るために、ドップラー流量計によって心周期中の血流速度を記録します。エコーグラフによって設けられた固定画像又は画像シーケンスを取得するために、毎秒25フレームのレートで画像を保存するためにエコーグラフのビデオ·グラフィックス·アレイを使用します。 </li><li>測定器を用いて心臓の空洞および国際勧告14に従ってエコーグラフに統合されたソフトウェアによって提案された表面領域の輪郭の寸法や面積を測定します。 </li><li> TM（時間モーション）マイナー軸入射14で記録することにより、拡張期および収縮期に右心室の自由な壁の厚さを測定します。 </li><li>メア短軸図14の肺動脈弁の先端の肺動脈根径を ​​確認してください。 </li><li> ECG 14のT波の先端のECG上と収縮期におけるQ波の開始時に長手方向の図の中隔とTM運動における拡張期に左心室の後壁を測定します。 </li><li>左室拡張末期径（LVEDD）、左心室収縮末期径（LVESD）を測定します。短縮率（FS）式FS（％）=（LVEDD-LVESD）/ LVEDDを使用して計算します。大動脈の直径と右と左心房の表面積を測定します。 </li><li>持続時間、速度、時間インデックス14を流れ、Eおよび波、E波の減速ハーフタイムの最大振幅：僧帽弁と三尖弁血流の積分速度-timeから、次のように測定します。 </li><li>肺動脈のドップラー測定値から、以下の測定：最大速度を、アセンションハーフタイム、持続時間および14の積分を流します。 </li><li>シンプソン15の方法を用いて、左心室容積を評価します。 </li><li>グループ全体のその後の統計分析のためにデータベース内の各子豚のためのデータを格納します。 </li></ol> 2.右心カテーテル法<ol><li>動物の準備<ol><li>拍動カテーテル留置の前に、ブタは、肺高血圧を誘導するために3週間の間に低圧のチャンバ内に配置されています。 </li><li> （固形食品用の24時間の水は8〜12時間）、手術前に24時間のために動物を絶食。 </li><li>前RHCの24時間は、よく訓練された獣医は、直腸温度計を使用して、粘膜の色、キャピラリーリフィル時間、地球の肺と聴診器を用いて心臓の機能や体温を評価するために、前麻酔の臨床試験を行っています。 </li><li>誘導Oの前にミダゾラム（筋肉内、0.5ミリグラム/ kg）および塩酸モルヒネの注射を投与（筋肉内、0.1ミリグラム/ kg）を15〜30分F麻酔。誘導時のモルヒネ塩酸塩（0.05〜0.5ミリグラム/ kgの筋肉）の繰り返し注射ごとに4〜6時間。 </li><li>それが効果的になるまで部分的な注射により、その後5 10mg / kgの初期ボーラス注射を介して、チオペンタールナトリウム（10mg / kgの静脈内）を管理します。気管内挿管までバッグとマスク換気によりこれに従ってください。 </li><li>ピグレット挿管<ol><li> pramocaineゲルでチューブに注油してください。それを補強し、挿管プロセスを容易にするために、チューブに金属針を挿入します。 </li><li>深麻酔を確実にするために瞼をタッチします。舌を上げ、声帯への損傷を避けるために、喉頭鏡を使用して、喉頭の直接可視化することにより挿管を実行します。逆流に関連する問題を防止するために、チューブのバルーンを膨らませます。 </li></ol></li><li>毎分10〜12回の呼吸で呼吸速度を制御します。 7〜10ミリリットル/ kgでの現在のボリューム、正の電子を持つ25のH 2 Oおよび2秒の吸気相センチ〜30の通気圧力5cmのH 2 OのND-呼気圧力</li><li> 100％酸素（誘導2 /分で、1 L /分の1.5から2.5パーセントの酸素流を維持L 3への酸素の流れとの3〜5％）でイソフルランで動物を麻酔。ステップ1.5.1のように角膜にカルボポールゲルを適用します。 </li><li>尾耳介動脈にヘパリン化カテーテルを挿入し、縫合糸のステッチで所定の位置に固定された緑のカニューレと皮下注入を介して（0.9％生理食塩水5mlを5,000 IU / mlのヘパリンでスパイク）。 </li><li>乳酸リンゲル液（10〜20ミリリットル/ kg /時間）を注入します。 </li><li>わずかに傾いた診察台の上に動物を配置します。唾液の分泌を促進するために、わずかに下方に傾斜ヘッドにしてください。 </li></ol></li><li>監視<ol><li>粘膜の色とキャピラリーリフィル時間、下顎筋緊張と眼球位置、縮瞳/散瞳、眼瞼反射：5分ごとに、個々の麻酔症例報告書に次の値を確認し、記録します。 </li><li>継続的に心とrespiraを監視トーリーレート、パルス酸素濃度計、体温や心電図。大腿動脈に動脈イントロデューサを挿入します。大腿動脈に、大口径長さ10cmのカテーテルを挿入し、全身血圧を監視します。 </li></ol></li><li>拍動カテーテルの設定 注：この医療機器は、横並びに配置され、互いに溶接2つのカテーテルで構成されています。最初の遠位部分は、20mmの直径及び5mlを最大ボリューム容量の標準バルーンに接続されています。第二のカテーテルは、肺動脈の位置決めを容易にするために、ワイヤの挿入を可能にします。デバイスは、0.035の内部ゲージと12神父の外径と750ミリメートルの長さであります<ol><li>実験のために、パルス毎に2.5ミリリットルの容量で、膨張時デフレと正圧の間にバルーンへのアクティブな真空を適用し、小さなハーバード683動物の人工呼吸器との脈動を行います。ボールのための噴射剤ガスとしてヘリウムを使用しますOONガス塞栓症を防止するために、ポンプ。 </li><li>プロトコル中に心臓のリズムの乱れを文書化するために継続的に表面心電図の追跡を記録します。左大腿動脈では、血行動態モニタリングシステムに接続された20ゲージカテーテルのセンサデバイスを接続します。 </li></ol></li><li>右心カテーテル検査<ol><li>動物の首を洗い、剃ります。ガーゼ圧縮を使用して皮膚の消毒液（ベタジンスクラブ）で皮膚をきれいにしてください。手術部位を画定するために、右の肩と胸骨柄の胸骨の間に右頸静脈の周りに滅菌ドレープを配置します。 </li><li>ハーフウェイ右肩と胸骨柄の胸骨の間の滅菌はさみで4センチメートル縦切開を行います。 </li><li>慎重にピンセットで皮膚や筋肉層を除去。そして静かに約5cmの長さにわたって静脈を周囲の結合組織を除去。出血を防ぐために、遠位側クリップ。広報の周りのバインダー線を配置oximal側半部の後に静脈開口部を制御することができるようにします。 </li><li>特定の小さな非常に鋭いノミを使用して、横方向に半分に静脈を切りました。切開部のエッジがきちんとしていることを確認してください。薄いフォームを使用して、切開部の一方の端を上げ、ゆっくりと静脈の近位側へのカテーテルを押してください。バインダーワイヤーで出血コントロール。 </li><li>頸静脈にカテーテルを導入し、順次上大静脈、右心房、右心室と、最終的には、肺動脈を押し通します。 </li><li>各心腔および肺動脈（T0）に、10安定した心サイクルにわたって圧力を記録します。心臓の血液を1分間隔で3回のフロー測定します。 </li><li>透視制御下肺動脈内にバルーンカテーテルを配置します。膨らませるとヘリウムから1cm 3でバルーン（脈動）を収縮させます。 10分間の拍動を続けます。レコード各心腔で10安定した心サイクルにわたって圧力、および肺アルテRYおよび10分（T1）後の心臓の血流を測定します。 </li><li> 30分拍動プロトコル（T2）後に再び心臓の血流を測定します。 </li></ol></li></ol> 3. NOの測定<ol><li>それが完全に満たされるまで、呼気呼吸ガス出口管にダグラスバッグを接続します。 NO呼気分析器の中にパイプの上に置きます。 </li><li>ゆっくりと常に弾性ダグラスバッグを圧縮することにより分析装置に呼気を強制します。一定の流れを維持するために、分析装置の流量計によって袋流出を測定します。 </li></ol> 4.組織学測定<ol><li>麻酔下で、中心部に配置された拍動性のカテーテル内にDolethalの30ミリリットル（安楽死のための注射液）を注入します。 </li><li>すぐに安楽死の後、わずかに、縦方向胸骨柄をソーイングすることによって胸を開き、心臓を移動し、右肺を保持します。そして解剖ハサミを使用して、2つの2cmまたは3cmにマイルから3のサンプルをカット肺のddleローブ。 </li><li>スナップは、液体窒素中で一つの試料を凍結し、-80℃で保存しました。 24時間、3.7％パラホルムアルデヒド中で第二のサンプルを修正してから、その後の組織学的分析のためにパラフィン中に埋め込みます。 </li><li>以前に16を説明したように組織学測定を行います。 2測定/動脈を10動脈/子ブタおよび6子豚/グループに次のようにPAの壁の厚さを測定します。 </li><li>統計分析を実行します。値は平均±SEM倍率変化として表しました。 <ol><li> 2つの手段を比較するには、対応のないスチューデントのt検定を使用しています。以上の2つの手段を比較するには、ダンの試験が続く一方向ANOVAを使用。 P &lt;0.05（*）、統計的に有意とみなしました。 </li></ol></li></ol>

<ol>
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T., Stone, D., Wallwork, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhaled+nitric+oxide+as+a+cause+of+selective+pulmonary+vasodilatation+in+pulmonary+hypertension.">Inhaled nitric oxide as a cause of selective pulmonary vasodilatation in pulmonary hypertension.</a> Lancet. 338 (8776), 1173-1174 (1991).</li><li>Zapol, W. M., Rimar, S., Gillis, N., Marletta, M., Bosken, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nitric+oxide+and+the+lung.">Nitric oxide and the lung.</a> Am J Respir Crit Care Med. 149 (5), 1375-1380 (1994).</li><li>Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. 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The authors would like to thank the INRA institute, which housed the piglets, and Cardio Innovating systems for the funding.

初めて、それは肺の拍動流の変化を原因として、慢性低酸素曝露に続発するPAHの開発に関連していることが示されています。この翻訳アプローチは、特別に設計されたカテーテルを用いて肺の拍動流人工増加を誘導することはおそらくNO生成を増加しないことによって、肺高血圧症を改善するという証拠を提供します。 これらの知見は、オリジナルだけではない、彼らは...

肺動脈高血圧症は、肺血管系に影響を与える生命を脅かす疾患です。血管収縮剤の増加（エンドセリン、セロトニン）および血管拡張剤の減少（NO、プロスタサイクリン）の間の不均衡は、PAHの発展に貢献する分野での合意があります。時間が経つにつれて、このプロ収縮表現型は、血管病変1の発展に貢献し、複雑なプロ増殖性および抗アポトーシス表現型に発展します。 血管収縮薬への長期暴露は、の[Ca 2+]における有意かつ持続的な増加をもたらす肺動脈平滑筋細胞におけるIにPASMC増殖および抵抗を促進する、例えば、NFAT 2-4のようないくつかのカルシウム調節性転写因子の活性化を可能にしますアポトーシス表現型5。この表現型は、PA圧および肺解像度の両方の増加に寄与し、肺血管病変につながります最終的に致命的な右心不全6につながるistance、。 現在、生活7の患者の質を向上させること、いくつかありますが、PAHを逆転させる利用可能な治療法はありません。これらの処理の中で、NO吸入治療の有効性が実証されているが、その短い半減期のために、臨床診療に使用することは困難です。このため、より安定した耐久性のある治療法は、そのようなプロスタサイクリン類似体、またはエンドセリン受容体遮断剤7として、好まれています。より良い治療法を開発するためには、PAHの病態生理学の知識を向上させ、拡張することが不可欠です。 脈動は、高圧流傷害8,9からの非弾性の遠位動脈を保護し、せん断応力誘発性血管拡張を活性化する周知の刺激です。大動脈肺動脈の外科的シャントへの二次PAHのモデルでは、ヌールら実証肺内せん断STRESS-媒介内皮機能の強化10。いくつかの研究は、NO、プロスタサイクリン及びET-1発現が厳密に拍動流の変化により調節されることを実証しました。実際、拍動流の緩やかな増加は、PAHに低減され、どちらもeNOSの活性およびプロスタサイクリンのレベルを増加させます。拍動流の変調は、おそらくPAHの病因に関与し、人工的にそれが肺循環内にNOとプロスタサイクリン産生を増加させる魅力と斬新な方法で増加しています。 本研究は、低酸素状態が誘導された人に子ブタにおける肺高血圧症（PH）モデルで血行動態測定に新たに開発された拍動性のカテーテルを用いて、10分間の拍動流の効果を評価することを目的とします。これは、肺動脈の拍動性を増加させること、それによって肺動脈圧を低下させる、肺動脈の血管弛緩を誘導することが仮定されています。 右心猫heterization（RHC）は、診断のための重要な臨床的介入であり、PAH患者のフォローアップ。実際、PAHを診断する最も信頼性の高い方法であり、医師が血管反応11,12ならびに疾患の進行を評価することができます。実際、すべてのPAH患者はRHC数回受けます。大型動物での本研究は、評価し、定期的なRHC手順中PAHの治療に拍動カテーテルの有効性と安全性を実証することを目的とします。拍動カテーテルが既に利用可能であり、RHCは日常PAH患者において行われるため、この研究は急速に臨床試験を実施することができるように必要なすべての情報を提供します。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1421">
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:311px;">Drugs for anesthesia</td>
			<td style="width:336px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td style="width:224px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sodium thiopental, THIOPENTAL SODIUM</td>
			<td>Abbott, France</td>
			<td>0000071-73-8</td>
			<td>powder 
			3 place Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;isoflurane, FORANE</td>
			<td>Abbott, France</td>
			<td style="width:141px;">05260-05</td>
			<td>glass bottle 250 ml 
			3 place Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">midazolam, Hypnovel</td>
			<td>Accord Healthcare&#160;</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>injectable ampoules 1mg/ml 
			45 Rue du Faubourg de Roubaix 59000 Lille France</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">pramocaine,TRONOTHANE 1 %&#160;</td>
			<td>Laboratoires LISAPHARM</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>Gel appl locale T/30g 
			3, rue Scheffer. 75016 Paris.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">morphine chlohydrate Lavoisier</td>
			<td>CMD Lavoisier Laboratoires CHAIX et DU MARAIS</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>injectable ampoules&#160; 
			7, rue Labie -75017 Paris - France</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Acrylates Copolymer-Carbopol&#174; Aqua SF-1 Polymer</td>
			<td>Lubrizol</td>
			<td></td>
			<td>gel appl local 
			Elys&#233;es La D&#233;fense 19 le Parvis 92073 Paris la d&#233;fense</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Material&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ventilateur Harvard 683</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>DRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine &#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Echographe Voluson E8 with a 3,5 MHz probe</td>
			<td>General Electric</td>
			<td>GEHealthcare</td>
			<td>DRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine &#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Pulsatil Catheter</td>
			<td>Cardio inovating system</td>
			<td></td>
			<td>Cardio innovative systems, 33 rue Vivienne, Paris, France 75002</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">NO breath Analyseur</td>
			<td>Respur</td>
			<td>Respur</td>
			<td>26 rue Felix Rouget 95490 Vaureal France</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

increasing pulmonary artery pulsatile flow improves hypoxic pulmonary hypertension in piglets

肺動脈高血圧症（PAH）は、遠位肺動脈（PA）に影響を及ぼす疾患です。これらの動脈は右心室不全につながる、変形しています。現在の治療は限られています。生理学的に、拍動性血流が血管系に有害です。持続的な拍動性のストレスに応答して、血管が自己防衛のための血管拡張を誘導する一酸化窒素（NO）を放出します。この観察に基づいて、本研究は、人工肺の脈動血流が肺動脈圧のNO依存性減少を誘導することができるかどうかを評価するためのプロトコルを開発しました。子豚の1つの群は3週間の慢性低酸素状態にさらされると、子ブタの対照群と比較しました。週に一度、子豚は、PAHの重症度を評価するために心エコー検査を受けました。低酸素曝露の終了時に、子ブタは脈動カテーテルを用いて脈動プロトコルに供しました。麻酔をかけ、手術の準備をされた後、子ブタの頸静脈を単離し、CAtheterは、X線透視制御下で、右心房、右心室と肺動脈を介して導入されました。肺動脈圧（PAP）は、直ちに（T1）及び（T2）拍動プロトコル後の30分後、（T0）の前に測定しました。これは、この脈動プロトコルがNO依存性機構を介して、平均PAPの有意な減少を誘導する、安全で効率的な方法であることが実証されました。これらのデータは、PAHの臨床管理のための新たな道を開きます。

増加肺動脈の拍動流が豚に誘導される慢性低酸素性肺高血圧を改善しました拍動流の増加に動物を曝露する前に、超音波は、子豚が、肺高血圧症を発症していたことを確認するために非侵襲的に使用されました。 図2に示すように、慢性低酸素の三週間は、肺動脈の加速時間（ドップラー）の有意な減少とRV肥大（Mモード）の増加によって特徴付けられる子?...

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Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets | Medicine | Video

Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets

Pulmonary hypertension is associated with a significant reduction in pulmonary artery pulsatility, contractility and elasticity, contributing to an increase in pulmonary artery pressure and pulmonary resistance. Using a hypoxic piglet model, this study demonstrated that improving pulmonary artery plasticity using a newly developed pulsatile catheter improves hypoxic pulmonary hypertension.

増加肺動脈の拍動流が豚における低酸素性肺高血圧を改善しました

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease affecting distal pulmonary arteries (PA). These arteries are deformed, leading to right ventricular ...

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14.0K ビュー.  Laval University. Pulmonary hypertension is associated with a significant reduction in pulmonary artery pulsatility, contractility and elasticity, contributing to an increase in pulmonary artery pressure and pulmonary resistance. Using a hypoxic piglet model, this study demonstrated that improving pulmonary artery plasticity using a newly developed pulsatile catheter improves hypoxic pulmonary hypertension.

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Human Internal Mammary Artery (IMA) Transplantation and Stenting: A Human Model to Study the Development of In-Stent Restenosis

Preclinical in vivo research models to investigate pathobiological and pathophysiological processes in the development of intimal hyperplasia after vessel stenting are crucial for translational approaches1,2.
The commonly used animal models include mice, rats, rabbits, and pigs3-5. However, the translation of these models into clinical settings remains difficult, since those biological processes are already studied in animal vessels but never performed before in human research models6,7. In this video we demonstrate a new humanized model to overcome this translational gap. The shown procedure is reproducible, easy, and fast to perform and is suitable to study the development of intimal hyperplasia and the applicability of diverse stents.
This video shows how to perform the stent technique in human vessels followed by transplantation into immunodeficient rats, and identifies the origin of proliferating cells as human.

Human Internal Mammary Artery IMA Transplantation and Stenting: A Human Model to Study the Development of In-Stent Restenosis

This video shows a model to study the development of intimal hyperplasia after stent deployment using a human vessel (IMA) in an immunodeficient rat model.

人間の内胸動脈（IMA）移植およびステント留置術：ステント内再狭窄の開発を研究するための人体モデル

Preclinical in vivo research models to investigate pathobiological and pathophysiological processes in the development of intimal hyperplasia after vessel ...

医学

Videomorphometric Analysis of Hypoxic Pulmonary Vasoconstriction of Intra-pulmonary Arteries Using Murine Precision Cut Lung Slices

Acute alveolar hypoxia causes pulmonary vasoconstriction (HPV) - also known as von Euler-Liljestrand mechanism - which serves to match lung perfusion to ventilation. Up to now, the underlying mechanisms are not fully understood. The major vascular segment contributing to HPV is the intra-acinar artery. This vessel section is responsible for the blood supply of an individual acinus, which is defined as the portion of lung distal to a terminal bronchiole. Intra-acinar arteries are mostly located in that part of the lung that cannot be selectively reached by a number of commonly used techniques such as measurement of the pulmonary artery pressure in isolated perfused lungs or force recordings from dissected proximal pulmonary artery segments1,2. The analysis of subpleural vessels by real-time confocal laser scanning luminescence microscopy is limited to vessels with up to 50 &#181;m in diameter3.
We provide a technique to study HPV of murine intra-pulmonary arteries in the range of 20-100 &#181;m inner diameters. It is based on the videomorphometric analysis of cross-sectioned arteries in precision cut lung slices (PCLS). This method allows the quantitative measurement of vasoreactivity of small intra-acinar arteries with inner diameter between 20-40 &#181;m which are located at gussets of alveolar septa next to alveolar ducts and of larger pre-acinar arteries with inner diameters between 40-100 &#181;m which run adjacent to bronchi and bronchioles. In contrast to real-time imaging of subpleural vessels in anesthetized and ventilated mice, videomorphometric analysis of PCLS occurs under conditions free of shear stress. In our experimental model both arterial segments exhibit a monophasic HPV when exposed to medium gassed with 1% O2 and the response fades after 30-40 min at hypoxia.

Hypoxic pulmonary vasoconstriction (HPV) is an important physiological phenomenon by which at alveolar hypoxia lung perfusion is matched to ventilation. The major vascular segment contributing to HPV is the intra-acinar artery. Here, we describe our protocol for the analysis of HPV of murine pulmonary vessels with diameters of 20-100 &mu;m.

マウス精密切り出肺スライスを用いた低酸素肺血管収縮のビデオモルフォメトリクス解析

Acute alveolar hypoxia causes pulmonary vasoconstriction (HPV) - also known as von Euler-Liljestrand mechanism - which serves to match lung perfusion to ...

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

ラットの肺転移における微小循環血流速度の自動測定

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension and Assessment of Right Ventricular Function in the Piglet

An original piglet model of Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) associated with chronic Right Ventricular (RV) dysfunction is described. Pulmonary Hypertension (PH) was induced in 3-week-old piglets by a progressive obstruction of the pulmonary vascular bed. A ligation of the left Pulmonary Artery (PA) was performed first through a mini-thoracotomy. Second, weekly embolizations of the right lower pulmonary lobe were done under fluoroscopic guidance with n-butyl-2-cyanoacrylate during 5 weeks. Mean Pulmonary Arterial Pressure (mPAP) measured by ritght heart catheterism, increased progressively, as well as Right Atrial pressure and Pulmonary Vascular Resistances (PVR) after 5 weeks compared to sham animals. Right Ventricular (RV) structural and functional remodeling were assessed by transthoracic echocardiography (RV diameters, RV wall thickness, RV systolic function). RV elastance and RV-pulmonary coupling were assessed by Pressure-Volume Loops (PVL) analysis with conductance method. Histologic study of the lung and the right ventricle were also performed. Molecular analyses on RV fresh tissues could be performed through repeated transcutaneous endomyocardial biopsies. Pulmonary microvascular disease in obstructed and unobstructed territories was studied from lung biopsies using molecular analyses and pathology. Furthermore, the reliability and the reproducibility was associated with a range of PH severity in animals. Most aspects of the human CTEPH disease were reproduced in this model, which allows new perspectives for the understanding of the underlying mechanisms (mitochondria, inflammation) and new therapeutic approaches (targeted, cellular or gene therapies) of the overloaded right ventricle but also pulmonary microvascular disease.

Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) and Right Ventricular (RV) dysfunction were induced in piglets by progressive obstruction of the pulmonary arteries. Consequences were remarkably similar to those observed in CTEPH patients. This animal model would be a very useful tool for pathophysiology and therapeutic experiments on CTEPH and RV failure.

慢性血栓塞栓性肺高血圧症とピグレットにおける右室機能の評価

An original piglet model of Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) associated with chronic Right Ventricular (RV) dysfunction is described. ...

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

肺動脈性肺高血圧症の齧歯類モデルの血行動態特性評価

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

流れ誘導性の肺動脈性肺高血圧症のためのラットモデルにおけるシャント手術、右心カテーテル、および血管形態計測

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

Murine Echocardiography of Left Atrium, Aorta, and Pulmonary Artery

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic pressure through echocardiography, as well as to obtain measurements of the Aorta and PA diameter in mice.
Mice older than 10 d of age can be analyzed using the present technique. The technique is composed of 3 main steps: set-up, image acquisition, and image analysis. The set-up step consists of getting the mouse anesthetized with 1% isoflurane, shaving it, and taping it in a supine position to a heated EKG board where the image acquisition will take place. The image acquisition step consists of learning to identify the cardiac structures and obtaining all the required images with its correspondent probe and axis in order to be able to calculate volumes and diameters. The image analysis step consists of measuring the previously acquired images with the aid of computer software.
Advantages of the proposed technique include a fast (15 min) procedure that would allow the researcher to evaluate interventions in a non-invasive, non-terminal approach and therefore follow the same mouse over time; each mouse can be used as its own control. This fact plus having the same operator perform all the acquisition and analysis for the entire experiment minimizes the limitation of operator-dependency. The present methodology is useful for mouse researchers in cardiovascular and pulmonary medicine.

The following protocol describes the methodology for the acquisition and analysis of echocardiographic images used to obtain the Left Atrial Volume (LAV), Aorta (Ao) diameter, and Pulmonary Artery (PA) diameter in mice. This technique is a non-invasive, non-terminal procedure that allows assessment of the cardiopulmonary function.

左心房、大動脈、肺動脈のマウス心エコー

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic ...

Left Atrial Stenosis Induced Pulmonary Venous Arterialization and Group 2 Pulmonary Hypertension in Rat

The mechanism of mitral stenosis-induced pulmonary venous arterialization and group 2 pulmonary hypertension (PH) is unclear. There is no rodent model of group 2 PH, due to mitral stenosis (MS), to facilitate the investigation of disease mechanisms and potential therapeutic strategies. We present a novel rat model of pulmonary venous congestion-induced pulmonary venous arterialization and group 2 PH caused by left atrial stenosis (LAS). LAS is achieved by constricting the left atrium using a half-closed titanium clip. After the LAS surgery, a rat model with a transmitral inflow velocity greater than or equal to 2.0 m/s on echocardiography gradually develops pulmonary venous arterialization and group 2 PH over an 8- to 10-week period. In this protocol, we provide the step-by-step procedure of how to perform the LAS surgery. The presented LAS rat model mimics MS in humans and is useful for studying the underlying molecular mechanism of pulmonary venous arterialization and for the preclinical evaluation of therapies for group 2 PH.

Left atrial stenosis (LAS) is a novel surgical technique used for studying group 2 pulmonary hypertension (PH) and mechanisms underlying pulmonary venous arterialization. Here, we present a protocol to constrict the left atrium using a titanium clip to cause pulmonary venous arterialization and moderate PH in a rat.

左心房狭窄による肺静脈動脈化術とグループ 2 肺高血圧症ラット

The mechanism of mitral stenosis-induced pulmonary venous arterialization and group 2 pulmonary hypertension (PH) is unclear. There is no rodent model of ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

組み合わせてモノクロまたは Sugen 肺高血圧ラットのモデルとして左肺全摘

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

Induction and Characterization of Pulmonary Hypertension in Mice using the Hypoxia/SU5416 Model

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by right heart&#160;catheterization. A broad spectrum of diseases can lead to PH, differing in their etiology, histopathology, clinical presentation, prognosis, and response to&#160;treatment. Despite significant progress in the last years, PH remains an uncured disease. Understanding the underlying mechanisms can pave the way for the development of new therapies. Animal models are important research tools to achieve this goal. Currently, there are several models available for recapitulating PH. This protocol describes a two-hit mouse PH model. The stimuli for PH development are hypoxia and the injection of SU5416, a vascular endothelial growth factor (VEGF) receptor antagonist. Three weeks after initiation of Hypoxia/SU5416, animals develop pulmonary vascular remodeling imitating the histopathological changes observed in human PH (predominantly Group 1). Vascular remodeling in the pulmonary circulation results in the remodeling of the right&#160;ventricle (RV). The procedures for measuring RV pressures (using the open chest method), the morphometrical analyses of the RV (by dissecting and weighing both cardiac ventricles) and the histological assessments of the remodeling (both pulmonary by assessing vascular remodeling and cardiac by assessing RV cardiomyocyte hypertrophy and fibrosis) are described in detail. The advantages of this protocol are the possibility of the application both in wild type and in genetically modified mice, the relatively easy and low-cost implementation, and the quick development of the disease of interest (3 weeks). Limitations of this method are that mice do not develop a severe phenotype and PH is reversible upon return to normoxia. Prevention, as well as therapy studies, can easily be implemented in this model, without the necessity of advanced skills (as opposed to surgical rodent models).

This protocol describes the induction of pulmonary hypertension (PH) in mice based on the exposure to hypoxia and the injection of a VEGF receptor antagonist. The animals develop PH and right ventricular (RV) hypertrophy 3 weeks after the initiation of the protocol. The functional and morphometrical characterization of the model is also presented.

低酸素/SU5416モデルを用いたマウスにおける肺高血圧の誘導と特徴づけ

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by ...