The authors have nothing to disclose.

NOTA: Este estudio fue autorizado por número comité de Ética CEEA34.PB.103.12. 1. Uso de los lechones como un modelo animal <ol><li> Lleve a cabo el en dos grupos (n = 6 en cada grupo), igualado en términos de sexo, edad (15 ± 3 meses) y peso (30 ± 10 kg) (grupo de control y la hipoxia crónica (CH) de grupo). Casa del grupo CH durante 3 semanas en una cámara hipobárica (0,4 atm), y la casa del grupo de control en normobárica regular (1 atm) condiciones. </li><li> Utilice una cámara hipobárica que consiste en una caja de plexiglás con una huella metro cuadrado 2 y una altura de 1,6 metros, como se muestra en la Figura 1. </li><li> Continuamente supervisar y mantener una temperatura de 18 ° C y una presión de 0,4 atm. Asegurar una ventilación adecuada por una bomba de vacío, lo que permite una tasa de renovación de aire de 8 m 3 por hora. </li><li> Coloque dos animales en la cámara de la camada apropiado. Cada 48 horas, retorno de la presión en la caja a condiciones normobáricas de mediauna hora para limpiar la caja, en la presencia de los dos animales, con la caja mantuvo closedto evitar que se escape. Este método de inducir hipertensión pulmonar ha sido ampliamente validado 13. </li><li> La anestesia de los animales <ol><li> Anestesiar los lechones con una inyección intravenosa inicial de tiopental sódico (10 mg / kg) y mantener la anestesia por inhalación continua de isoflurano (1,5 a 3,5%). Aplicar dos gotas de Carbopol gel en los ojos de los lechones para evitar la sequedad de la córnea. </li><li> Colocar los animales en la posición de decúbito lateral izquierdo con sus patas delanteras atadas en una posición flexionada para exponer el pecho. Limpie la piel con agua y jabón y luego afeitarse usando una máquina de afeitar eléctrica para quitar cualquier pelo que podría impedir la penetración de los ultrasonidos a través del pecho. </li></ol></li><li> Ecocardiograma </li><li> Supervisar el desarrollo de HAP longitudinalmente y de forma no invasiva por ecocardiografía. Realizar un eco cada semana utilizando un transductor 3 MHz. Record un electrocardiograma mediante la colocación de electrodos 3 a la derecha y las patas izquierda y en el lado derecho del pecho. </li><li> Record de dos dimensiones y en modo M datos de imágenes en tres incidentes diferentes (, eje menor longitudinal y apical) utilizando la sonda a-Doppler. Mantenga la sonda en la mano derecha y el lugar entre el cuarto y quinto espacios intercostales izquierdos. Mover la sonda lentamente hacia arriba y hacia abajo, girándolo a la derecha y la izquierda hasta que se obtiene una buena resolución de imagen para las diferentes estructuras cardiacas (es decir, el septo). La ventana acústica difiere ligeramente de un animal a otro dependiendo de la posición del corazón en el pecho. </li><li> Registre el ECG al mismo tiempo para cada una de estas incidencias y durante al menos 10 ciclos cardiacos para permitir el análisis fuera de línea. End diástole se define como el punto en el ciclo cardíaco coincidiendo con el inicio de la onda Q en el ECG. End sístole coincide con el inicio de la onda T. </li><li> Medir el flujo sanguíneo de la válvula mitral y tricúspide por unaPical ecografía Doppler vista. Coloque la sonda Doppler en el extremo del manubrio del esternón; la zona de muestreo se encuentra justo por encima de la válvula para registrar el flujo de sangre que cruza la válvula. </li><li> Registre la velocidad de la sangre durante el ciclo cardiaco por flujometría Doppler para obtener la integral del flujo de sangre a través de las válvulas mitral y tricúspide y las válvulas aórtica y pulmonar velocidad-tiempo. Utilice la matriz de gráficos de vídeo de la ecografía para almacenar las imágenes a una velocidad de 25 por segundo con el fin de obtener imágenes fijas o imágenes de secuencias proporcionadas por el ecógrafo. </li><li> Medir las dimensiones y el área de superficie de las cavidades del corazón utilizando instrumentos de medición y los contornos de las áreas superficiales propuestas por el software integrado en el ecógrafo de acuerdo con las recomendaciones internacionales 14. </li><li> Mida el espesor de la pared libre del ventrículo derecho durante la diástole y la sístole por TM (tiempo-movimiento) la grabación en la incidencia eje menor 14. </li><li> MeaAsegúrese de que el diámetro de la raíz de la arteria pulmonar en la punta de las válvulas pulmonares en la vista de eje menor 14. </li><li> Mida el septo y la pared posterior del ventrículo izquierdo durante la diástole en movimiento TM en la vista longitudinal en el comienzo de las ondas Q en el ECG y en sístole en la punta de la onda T en el ECG 14. </li><li> Medir los diámetros ventriculares izquierdos telediastólicas (LVEDD) y diámetros telesistólico del ventrículo izquierdo (LVESD). Calcular la fracción de acortamiento (FS), utilizando la fórmula FS (%) = (LVEDD-LVESD) / LVEDD. Medir el diámetro de la aorta y el área de superficie de la aurícula derecha y la izquierda. </li><li> A partir de la integral de las válvulas mitral y tricúspide flujos sanguíneos velocidad-tiempo, medir lo siguiente: máxima amplitud de la onda E y A, la desaceleración de medio tiempo de la onda E, flujo índice duración, velocidad-tiempo 14. </li><li> A partir de las mediciones Doppler de la arteria pulmonar, mida el siguiente: velocidad máxima, la ascensión a media jornada,duración y su integral 14 fluir. </li><li> Evaluar el volumen del ventrículo izquierdo utilizando el método de Simpson 15. </li><li> Guarde los datos para cada lechón en una base de datos para su posterior análisis estadístico de todo el grupo. </li></ol> 2. Haga Cateterismo Cardíaco <ol><li> Preparación Animal <ol><li> Antes de la colocación del catéter pulsátil, cerdo se coloca en una cámara hipobárica durante 3 semanas con el fin de inducir la hipertensión pulmonar. </li><li> Fast los animales durante 24 horas antes de la cirugía (24 hr para alimentos sólidos, de 8 a 12 hr para el agua). </li><li> 24 horas antes de la RHC, tiene un veterinario bien entrenado realice un examen clínico antes de la anestesia para evaluar el color de las mucosas, tiempo de llenado capilar, pulmón global y las funciones del corazón con un estetoscopio y la temperatura corporal con un termómetro rectal. </li><li> Administrar inyecciones de Midazolam (intramuscular, 0,5 mg / kg) y clorhidrato de morfina (intramuscular, 0,1 mg / kg) de 15 a 30 min antes de la inducción of anestesia. Repetir la inyección de clorhidrato de morfina (0,05 a 0,5 mg / kg, intramuscular) durante la inducción cada 4 a 6 horas. </li><li> Administrar tiopental sódico (10 mg / kg, por vía intravenosa) a través de una inyección bolo inicial de 5 mg / kg a continuación, mediante inyección parcial hasta que fue eficaz. Siga este por la bolsa y máscara de ventilación hasta que la intubación endotraqueal. </li><li> Piglet intubación <ol><li> Lubrique el tubo con gel pramocaine. Insertar un estilete de metal dentro del tubo para dar rigidez y facilitar el proceso de intubación. </li><li> Toque el párpado para asegurar anestesia profunda. Realizar la intubación por la visualización directa de la laringe, utilizando un laringoscopio para elevar la lengua y evitar lesiones en la cuerda vocal. Inflar el globo del tubo para evitar problemas relacionados con la regurgitación. </li></ol></li><li> Controlar la frecuencia respiratoria en 10 a 12 respiraciones por minuto; volumen actual de 7-10 ml / kg, la presión de insuflación de 25 a 30 cm H 2 O y una fase inspiratoria de 2 seg con un e positivopresión nd de la espiración de 5 cm H 2 O. </li><li> Anestesiar al animal con isoflurano en oxígeno al 100% (inducción 3-5% con flujo de oxígeno de 2 a 3 L / min, mantenimiento de flujo de oxígeno 1.5 a 2.5% en 1 L / min). Aplicar gel de carbopol a la córnea como en el paso 1.5.1. </li><li> Inserte un catéter heparinizado en la arteria auricular caudal (5 ml de solución salina 0,9% sobrecargadas con 5.000 UI / ml de heparina) a través de infusión subcutánea con cánula verde fija en su lugar con un punto de sutura. </li><li> Infundir solución de lactato de Ringer (10-20 ml / kg / h). </li><li> Colocar el animal en una mesa de examen ligeramente inclinada. Mantenga la cabeza inclinada ligeramente hacia abajo para estimular el flujo salival. </li></ol></li><li> Monitoreo <ol><li> Cada 5 minutos, verificar y registrar los siguientes valores en el reporte de un caso de anestesia individuo: Color de las mucosas y tiempo de llenado capilar, el tono muscular de la mandíbula y la posición del globo ocular, miosis / midriasis, reflejo palpebral. </li><li> Monitorear continuamente el corazón y respiratasa tory, oximetría de pulso, la temperatura corporal y electrocardiogramas. Inserte un introductor arterial en la arteria femoral. Inserte un gran calibre 10 cm de largo catéter, en la arteria femoral y vigilar la presión arterial sistémica. </li></ol></li><li> Configuración del catéter pulsátil NOTA: Este dispositivo médico consta de dos catéteres colocados lado a lado y soldadas entre sí. La parte distal de la primera de ellas está conectada a un globo de serie con un diámetro de 20 mm y una capacidad máxima de volumen de 5 ml. El segundo catéter permite la inserción de un alambre para facilitar el posicionamiento en la arteria pulmonar. El dispositivo es 750 mm de largo con un calibre interno de 0.035 y un diámetro externo de 12 P. <ol><li> Para los experimentos, realizar pulsación con un pequeño ventilador para animales Harvard 683, que se aplica un vacío activo al globo durante la deflación y de presión positiva durante la inflación, con un volumen de 2,5 ml para cada pulso. El uso de helio como gas propelente por el balónoon bombear el fin de evitar la embolia de gas. </li><li> Registrar los trazados electrocardiográficos de superficie continua para documentar cualquier alteraciones del ritmo cardíaco durante el protocolo. En la arteria femoral izquierda, conectar un dispositivo sensor a un catéter de calibre 20, conectado a un sistema de monitorización hemodinámica. </li></ol></li><li> Cateterización cardíaca derecha <ol><li> Lavar y afeitar el cuello del animal. Limpiar la piel con una solución antiséptica cutánea (scrub Betadine) usando una compresa de gasa. Para delimitar la zona quirúrgica, colocar paños estériles alrededor de la yugular derecha entre el hombro derecho y el manubrio del esternón. </li><li> Hacer una incisión longitudinal 4 cm con tijeras estériles medio camino entre el hombro derecho y el manubrio del esternón. </li><li> Retire con cuidado las capas de la piel y el músculo con fórceps. A continuación, retire con cuidado el tejido conectivo que rodea la vena por una longitud de aproximadamente 5 cm. Sujete el lado distal para prevenir el sangrado. Coloque un cable de aglutinante alrededor del proximal lado para ser capaz de controlar la apertura de la vena después de hemi-sección. </li><li> Usando un pequeño cincel muy agudo específica, cortar la vena por la mitad transversalmente. Asegúrese de que los bordes de la incisión son ordenadas. El uso de espuma fina, elevar un borde de la incisión y empujar suavemente el catéter en el lado proximal de la vena. Control de sangrado con alambre de aglutinante. </li><li> Introducir el catéter en la vena yugular y empujar sucesivamente a través de la vena cava superior, la aurícula derecha, ventrículo derecho y, finalmente, la arteria pulmonar. </li><li> Registre las presiones sobre 10 ciclos cardíacos estables, en cada cavidad cardíaca y la arteria pulmonar (T0). Medir el flujo sanguíneo cardíaco tres veces a intervalos de 1 min. </li><li> Coloque el catéter de balón en la arteria pulmonar bajo control radioscópico. Inflar y desinflar el globo (pulsación) con 1 cm 3 de helio. Continuar pulsaciones durante 10 min. Presiones de registro más de 10 ciclos cardíacos estables, en cada cavidad cardíaca y el arte pulmonarRY y medir el flujo sanguíneo cardíaco después de 10 min (T1). </li><li> Medir el flujo de sangre cardíaca de nuevo 30 min después del protocolo de pulsatilidad (T2). </li></ol></li></ol> 3. NO Medición <ol><li> Conecte una bolsa de Douglas a la tubería de salida del gas exhalado respiratorio hasta que esté completamente lleno. Colóquelo sobre la in-pipe de un analizador de NO aliento. </li><li> Lentamente y constantemente forzar el aire exhalado en el analizador mediante la compresión de la bolsa de Douglas elástica. Medir la bolsa de flujo de salida por el medidor de flujo del analizador para mantener un flujo constante. </li></ol> 4. Histología Mediciones <ol><li> Bajo anestesia, inyectar 30 ml de solución inyectable Dolethal (la eutanasia) en el catéter colocado pulsátil en el corazón. </li><li> Inmediatamente después de la eutanasia, abrir el pecho por aserrado del manubrio en sentido longitudinal, ligeramente mover el corazón y mantener el pulmón derecho. Luego, utilizando tijeras de disección, corte dos 2 o 3 cm 3 muestras de la middle lóbulo del pulmón. </li><li> Snap congelar una muestra en nitrógeno líquido y se almacenan a -80 ° C. Fijar la segunda muestra en 3,7% de paraformaldehído durante 24 h y luego incrustar en parafina para análisis histológico posterior. </li><li> Realizar mediciones de histología como se describió anteriormente 16. Mida el espesor de la pared PA como sigue: 2 mediciones / arteria en 10 arterias / lechón y en 6 lechones / grupo. </li><li> Realizar el análisis estadístico. Los valores se expresan como cambio veces ± SEM. <ol><li> Para comparar los dos medios, utilice la prueba t de Student no apareado una. Para comparar más de dos medias, use un ANOVA de una vía seguida de un test de Dunn. Una p &lt;0,05 fue considerado estadísticamente significativo (*). </li></ol></li></ol>

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The authors would like to thank the INRA institute, which housed the piglets, and Cardio Innovating systems for the funding.

Por primera vez, se ha demostrado que los cambios en el flujo pulsátil pulmonar están causalmente relacionados con el desarrollo de HAP secundaria a la exposición hipóxica crónica. Este enfoque traslacional proporciona evidencia de que la inducción de un aumento artificial de flujo pulsátil pulmonar utilizando un catéter diseñado específicamente mejora la hipertensión pulmonar, probablemente por el aumento de la generación de NO. Estos hallazgos no son solamente original, sino qu...

La hipertensión arterial pulmonar es una enfermedad potencialmente mortal que afecta a los vasos pulmonares. Hay acuerdo en el campo que un desequilibrio entre el aumento de los vasoconstrictores (endotelina, serotonina) y una disminución de los vasodilatadores (NO, prostaciclina) contribuye al desarrollo de la HAP. Con el tiempo, este fenotipo pro-constrictiva se convierte en un complejo fenotipo pro-proliferativa y anti-apoptótica, contribuyendo al desarrollo de lesiones vasculares 1. La exposición prolongada a los vasoconstrictores conduce a un aumento significativo y sostenido de la [Ca2 +] i en las células del músculo liso de la arteria pulmonar, lo que permite la activación de varios factores de transcripción regulada por calcio, como NFAT 2-4, promoviendo la proliferación PASMC y resistencia a un apoptosis fenotipo 5. Este fenotipo conduce a lesiones vasculares pulmonares, contribuyendo a un aumento tanto en la presión PA y res pulmonaresIstance, lo que conduce finalmente a una insuficiencia cardíaca derecha fatal 6. Actualmente, no existe un tratamiento disponible que invierte PAH aunque hay varios que mejorar la calidad de vida de los pacientes 7. Entre estos tratamientos, la eficacia de NO inhalado tratamiento ha sido demostrado pero debido a su corta vida media que es difícil de usar en la práctica clínica. Por esta razón, se han preferido los tratamientos más estables y duraderos, tales como análogos de la prostaciclina, o bloqueadores de los receptores de la endotelina 7. Para desarrollar mejores tratamientos, es esencial para mejorar y ampliar el conocimiento de la fisiopatología de la HAP. Pulsatilidad es un estímulo bien conocido activador de cizallamiento vasodilatación inducida por el estrés, la protección de la arteria distal no elástico de las lesiones de flujo de alta presión 8,9. En un modelo de la HAP secundaria a aortopulmonar derivación quirúrgica, Nour et al. Demostrado str cizalla intrapulmonaress mediada mejora la función endotelial 10. Varios estudios han demostrado que el NO, prostaciclina y ET-1 de expresión están estrechamente regulados por cambios en el flujo pulsátil. De hecho, un aumento moderado de flujo pulsátil aumenta la actividad de eNOS y los niveles de prostaciclina, ambos de los cuales se reducen en PAH. Modulación de flujo pulsátil está probablemente implicado en la etiología de la HAP y aumentando artificialmente es una forma atractiva y novedosa de aumentar la producción de NO y prostaciclina dentro de la circulación pulmonar. El presente estudio tiene como objetivo evaluar los efectos de una pulsátil 10 min de flujo usando un catéter pulsátil de nuevo desarrollo en las mediciones hemodinámicas en un modelo de hipertensión pulmonar (HP) en los lechones en los que se ha inducido la hipoxia. Se ha planteado la hipótesis de que el aumento de la pulsatilidad de la arteria pulmonar induce vasodilatación de las arterias pulmonares, disminuyendo así la presión arterial pulmonar. Derecho gato corazónheterization (RHC) es una intervención clínica fundamental para el diagnóstico y seguimiento de pacientes con HAP. De hecho, es la forma más fiable de diagnóstico de HAP y permite a los médicos para evaluar la reactividad vascular 11,12, así como la progresión de la enfermedad. De hecho todos los pacientes HAP sufre RHC varias veces. El presente estudio en animales de gran tamaño tiene como objetivo demostrar la eficacia y seguridad de los catéteres pulsátiles en la evaluación y el tratamiento de la HAP durante un procedimiento regular de RHC. Debido catéteres pulsátiles ya están disponibles y RHC se realiza de forma rutinaria en pacientes con HAP, este estudio proporciona toda la información necesaria para poder llevar a cabo ensayos clínicos con rapidez.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1421">
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:311px;">Drugs for anesthesia</td>
			<td style="width:336px;"></td>
			<td style="width:141px;"></td>
			<td style="width:224px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sodium thiopental, THIOPENTAL SODIUM</td>
			<td>Abbott, France</td>
			<td>0000071-73-8</td>
			<td>powder 
			3 place Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;isoflurane, FORANE</td>
			<td>Abbott, France</td>
			<td style="width:141px;">05260-05</td>
			<td>glass bottle 250 ml 
			3 place Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">midazolam, Hypnovel</td>
			<td>Accord Healthcare&#160;</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>injectable ampoules 1mg/ml 
			45 Rue du Faubourg de Roubaix 59000 Lille France</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">pramocaine,TRONOTHANE 1 %&#160;</td>
			<td>Laboratoires LISAPHARM</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>Gel appl locale T/30g 
			3, rue Scheffer. 75016 Paris.</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">morphine chlohydrate Lavoisier</td>
			<td>CMD Lavoisier Laboratoires CHAIX et DU MARAIS</td>
			<td>Vidal</td>
			<td>injectable ampoules&#160; 
			7, rue Labie -75017 Paris - France</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Acrylates Copolymer-Carbopol&#174; Aqua SF-1 Polymer</td>
			<td>Lubrizol</td>
			<td></td>
			<td>gel appl local 
			Elys&#233;es La D&#233;fense 19 le Parvis 92073 Paris la d&#233;fense</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Material&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ventilateur Harvard 683</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>DRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine &#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Echographe Voluson E8 with a 3,5 MHz probe</td>
			<td>General Electric</td>
			<td>GEHealthcare</td>
			<td>DRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine &#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Pulsatil Catheter</td>
			<td>Cardio inovating system</td>
			<td></td>
			<td>Cardio innovative systems, 33 rue Vivienne, Paris, France 75002</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">NO breath Analyseur</td>
			<td>Respur</td>
			<td>Respur</td>
			<td>26 rue Felix Rouget 95490 Vaureal France</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

increasing pulmonary artery pulsatile flow improves hypoxic pulmonary hypertension in piglets

La hipertensión arterial pulmonar (HAP) es una enfermedad que afecta a las arterias pulmonares distales (PA). Estas arterias se deforman, lo que lleva a una insuficiencia ventricular derecha. Los tratamientos actuales son limitadas. Fisiológicamente, el flujo sanguíneo pulsátil es perjudicial para la vasculatura. En respuesta al estrés pulsátil sostenido, vasos liberan óxido nítrico (NO) para inducir la vasodilatación de autoprotección. Basándose en esta observación, este estudio desarrolló un protocolo para evaluar si un flujo sanguíneo pulsátil pulmonar artificial podría inducir una disminución-NO depende de la presión de la arteria pulmonar. Un grupo de lechones fue expuesto a hipoxia crónica durante 3 semanas y se comparó con un grupo control de lechones. Una vez por semana, los lechones fueron sometidos a ecocardiografía para evaluar la gravedad de PAH. Al final de la exposición a la hipoxia, los lechones fueron sometidos a un protocolo pulsátil usando un catéter pulsátil. Después de ser anestesiados y preparada para la cirugía, la vena yugular del lechón fue aislado y el catheter se introdujo a través de la aurícula derecha, el ventrículo derecho y la arteria pulmonar, bajo control radioscópico. Se midió la presión arterial pulmonar (PAP) antes (T0), inmediatamente después de (T1) y 30 min después de (T2) el protocolo pulsátil. Se demostró que este protocolo pulsátil es un método seguro y eficaz de inducir una reducción significativa de la PAP media a través de un mecanismo dependiente de NO. Estos datos abren nuevas vías para el tratamiento clínico de la HAP.

El aumento de la arteria pulmonar de flujo pulsátil Mejora inducida crónica hipóxico hipertensión pulmonar en lechones Antes de exponer a los animales a un aumento en el flujo pulsátil, el ultrasonido se utilizó de forma no invasiva para comprobar que los lechones habían desarrollado hipertensión pulmonar. Como se muestra en la Figura 2, de tres semanas de la hipoxia crónica inducida por el desarrollo de hipertensión pulmonar en lechones, que se caracteriza por una...

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Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets | Medicine | Video

Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets

Pulmonary hypertension is associated with a significant reduction in pulmonary artery pulsatility, contractility and elasticity, contributing to an increase in pulmonary artery pressure and pulmonary resistance. Using a hypoxic piglet model, this study demonstrated that improving pulmonary artery plasticity using a newly developed pulsatile catheter improves hypoxic pulmonary hypertension.

El aumento de la arteria pulmonar de flujo pulsátil Mejora hipóxico hipertensión pulmonar en lechones

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease affecting distal pulmonary arteries (PA). These arteries are deformed, leading to right ventricular ...

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14.0K vistas.  Laval University. Pulmonary hypertension is associated with a significant reduction in pulmonary artery pulsatility, contractility and elasticity, contributing to an increase in pulmonary artery pressure and pulmonary resistance. Using a hypoxic piglet model, this study demonstrated that improving pulmonary artery plasticity using a newly developed pulsatile catheter improves hypoxic pulmonary hypertension.

Video: Increasing Pulmonary Artery Pulsatile Flow Improves Hypoxic Pulmonary Hypertension in Piglets

Human Internal Mammary Artery (IMA) Transplantation and Stenting: A Human Model to Study the Development of In-Stent Restenosis

Preclinical in vivo research models to investigate pathobiological and pathophysiological processes in the development of intimal hyperplasia after vessel stenting are crucial for translational approaches1,2.
The commonly used animal models include mice, rats, rabbits, and pigs3-5. However, the translation of these models into clinical settings remains difficult, since those biological processes are already studied in animal vessels but never performed before in human research models6,7. In this video we demonstrate a new humanized model to overcome this translational gap. The shown procedure is reproducible, easy, and fast to perform and is suitable to study the development of intimal hyperplasia and the applicability of diverse stents.
This video shows how to perform the stent technique in human vessels followed by transplantation into immunodeficient rats, and identifies the origin of proliferating cells as human.

Human Internal Mammary Artery IMA Transplantation and Stenting: A Human Model to Study the Development of In-Stent Restenosis

This video shows a model to study the development of intimal hyperplasia after stent deployment using a human vessel (IMA) in an immunodeficient rat model.

Humanos mamaria interna arteria (IMA) de Trasplantes y colocación de un stent: un modelo humano para estudiar el desarrollo de la reestenosis intra-stent

Preclinical in vivo research models to investigate pathobiological and pathophysiological processes in the development of intimal hyperplasia after vessel ...

Investigación

Medicina

Videomorphometric Analysis of Hypoxic Pulmonary Vasoconstriction of Intra-pulmonary Arteries Using Murine Precision Cut Lung Slices

Acute alveolar hypoxia causes pulmonary vasoconstriction (HPV) - also known as von Euler-Liljestrand mechanism - which serves to match lung perfusion to ventilation. Up to now, the underlying mechanisms are not fully understood. The major vascular segment contributing to HPV is the intra-acinar artery. This vessel section is responsible for the blood supply of an individual acinus, which is defined as the portion of lung distal to a terminal bronchiole. Intra-acinar arteries are mostly located in that part of the lung that cannot be selectively reached by a number of commonly used techniques such as measurement of the pulmonary artery pressure in isolated perfused lungs or force recordings from dissected proximal pulmonary artery segments1,2. The analysis of subpleural vessels by real-time confocal laser scanning luminescence microscopy is limited to vessels with up to 50 &#181;m in diameter3.
We provide a technique to study HPV of murine intra-pulmonary arteries in the range of 20-100 &#181;m inner diameters. It is based on the videomorphometric analysis of cross-sectioned arteries in precision cut lung slices (PCLS). This method allows the quantitative measurement of vasoreactivity of small intra-acinar arteries with inner diameter between 20-40 &#181;m which are located at gussets of alveolar septa next to alveolar ducts and of larger pre-acinar arteries with inner diameters between 40-100 &#181;m which run adjacent to bronchi and bronchioles. In contrast to real-time imaging of subpleural vessels in anesthetized and ventilated mice, videomorphometric analysis of PCLS occurs under conditions free of shear stress. In our experimental model both arterial segments exhibit a monophasic HPV when exposed to medium gassed with 1% O2 and the response fades after 30-40 min at hypoxia.

Hypoxic pulmonary vasoconstriction (HPV) is an important physiological phenomenon by which at alveolar hypoxia lung perfusion is matched to ventilation. The major vascular segment contributing to HPV is the intra-acinar artery. Here, we describe our protocol for the analysis of HPV of murine pulmonary vessels with diameters of 20-100 &mu;m.

Análisis Videomorfométrico De La Vasoconstricción Pulmonar Hipóxica De Las Arterias Intrapulmonares Usando Cortes Murinos De Precisión Pulmonar Slices

Acute alveolar hypoxia causes pulmonary vasoconstriction (HPV) - also known as von Euler-Liljestrand mechanism - which serves to match lung perfusion to ...

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

Medición Automatizada de la microcirculación de la sangre Velocidad del caudal en metástasis pulmonar de ratas

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension and Assessment of Right Ventricular Function in the Piglet

An original piglet model of Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) associated with chronic Right Ventricular (RV) dysfunction is described. Pulmonary Hypertension (PH) was induced in 3-week-old piglets by a progressive obstruction of the pulmonary vascular bed. A ligation of the left Pulmonary Artery (PA) was performed first through a mini-thoracotomy. Second, weekly embolizations of the right lower pulmonary lobe were done under fluoroscopic guidance with n-butyl-2-cyanoacrylate during 5 weeks. Mean Pulmonary Arterial Pressure (mPAP) measured by ritght heart catheterism, increased progressively, as well as Right Atrial pressure and Pulmonary Vascular Resistances (PVR) after 5 weeks compared to sham animals. Right Ventricular (RV) structural and functional remodeling were assessed by transthoracic echocardiography (RV diameters, RV wall thickness, RV systolic function). RV elastance and RV-pulmonary coupling were assessed by Pressure-Volume Loops (PVL) analysis with conductance method. Histologic study of the lung and the right ventricle were also performed. Molecular analyses on RV fresh tissues could be performed through repeated transcutaneous endomyocardial biopsies. Pulmonary microvascular disease in obstructed and unobstructed territories was studied from lung biopsies using molecular analyses and pathology. Furthermore, the reliability and the reproducibility was associated with a range of PH severity in animals. Most aspects of the human CTEPH disease were reproduced in this model, which allows new perspectives for the understanding of the underlying mechanisms (mitochondria, inflammation) and new therapeutic approaches (targeted, cellular or gene therapies) of the overloaded right ventricle but also pulmonary microvascular disease.

Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) and Right Ventricular (RV) dysfunction were induced in piglets by progressive obstruction of the pulmonary arteries. Consequences were remarkably similar to those observed in CTEPH patients. This animal model would be a very useful tool for pathophysiology and therapeutic experiments on CTEPH and RV failure.

Hipertensión pulmonar tromboembólica crónica y Evaluación de la función ventricular derecha en el Piglet

An original piglet model of Chronic Thromboembolic Pulmonary Hypertension (CTEPH) associated with chronic Right Ventricular (RV) dysfunction is described. ...

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

Hemodinámica Caracterización de roedores modelos de hipertensión arterial pulmonar

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

La cirugía de derivación, un cateterismo derecho, y Vascular Morfometría en un modelo de rata de flujo inducido por la hipertensión arterial pulmonar

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

Murine Echocardiography of Left Atrium, Aorta, and Pulmonary Artery

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic pressure through echocardiography, as well as to obtain measurements of the Aorta and PA diameter in mice.
Mice older than 10 d of age can be analyzed using the present technique. The technique is composed of 3 main steps: set-up, image acquisition, and image analysis. The set-up step consists of getting the mouse anesthetized with 1% isoflurane, shaving it, and taping it in a supine position to a heated EKG board where the image acquisition will take place. The image acquisition step consists of learning to identify the cardiac structures and obtaining all the required images with its correspondent probe and axis in order to be able to calculate volumes and diameters. The image analysis step consists of measuring the previously acquired images with the aid of computer software.
Advantages of the proposed technique include a fast (15 min) procedure that would allow the researcher to evaluate interventions in a non-invasive, non-terminal approach and therefore follow the same mouse over time; each mouse can be used as its own control. This fact plus having the same operator perform all the acquisition and analysis for the entire experiment minimizes the limitation of operator-dependency. The present methodology is useful for mouse researchers in cardiovascular and pulmonary medicine.

The following protocol describes the methodology for the acquisition and analysis of echocardiographic images used to obtain the Left Atrial Volume (LAV), Aorta (Ao) diameter, and Pulmonary Artery (PA) diameter in mice. This technique is a non-invasive, non-terminal procedure that allows assessment of the cardiopulmonary function.

Murino de Ecocardiografía del atrio izquierdo, la aorta y arteria pulmonar

The present methodology teaches the investigator how to measure and use the LAV as a surrogate of chronic elevations in Left Ventricular diastolic ...

Left Atrial Stenosis Induced Pulmonary Venous Arterialization and Group 2 Pulmonary Hypertension in Rat

The mechanism of mitral stenosis-induced pulmonary venous arterialization and group 2 pulmonary hypertension (PH) is unclear. There is no rodent model of group 2 PH, due to mitral stenosis (MS), to facilitate the investigation of disease mechanisms and potential therapeutic strategies. We present a novel rat model of pulmonary venous congestion-induced pulmonary venous arterialization and group 2 PH caused by left atrial stenosis (LAS). LAS is achieved by constricting the left atrium using a half-closed titanium clip. After the LAS surgery, a rat model with a transmitral inflow velocity greater than or equal to 2.0 m/s on echocardiography gradually develops pulmonary venous arterialization and group 2 PH over an 8- to 10-week period. In this protocol, we provide the step-by-step procedure of how to perform the LAS surgery. The presented LAS rat model mimics MS in humans and is useful for studying the underlying molecular mechanism of pulmonary venous arterialization and for the preclinical evaluation of therapies for group 2 PH.

Left atrial stenosis (LAS) is a novel surgical technique used for studying group 2 pulmonary hypertension (PH) and mechanisms underlying pulmonary venous arterialization. Here, we present a protocol to constrict the left atrium using a titanium clip to cause pulmonary venous arterialization and moderate PH in a rat.

Estenosis Atrial izquierda inducido arterialización venosa pulmonar y el grupo 2 la hipertensión pulmonar en rata

The mechanism of mitral stenosis-induced pulmonary venous arterialization and group 2 pulmonary hypertension (PH) is unclear. There is no rodent model of ...

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats with the additional administration of monocrotaline (MCT) or SU5416 (Sugen). We also compare these two models to other PAH models commonly used in research. In the last few years, the focus of animal PAH models has moved towards studying the mechanism of angioproliferation of plexiform lesions, in which the role of increased pulmonary blood flow is considered as an important trigger in the development of severe pulmonary vascular remodeling. One of the most promising rodent models of increased pulmonary flow is the unilateral left pneumonectomy combined with a "second hit" of MCT or Sugen. The removal of the left lung leads to increased and turbulent pulmonary blood flow and vascular remodeling. Currently, there is no detailed procedure of the pneumonectomy surgery in rats. This article details a step-by-step protocol of the pneumonectomy surgical procedure and post-operative care in male Sprague-Dawley rats. Briefly, the animal is anesthetized and the chest is opened. Once the left pulmonary artery, pulmonary vein, and bronchus are visualized, they are ligated and the left lung is removed. The chest then closed and the animal recovered. Blood is forced to circulate only on the right lung. This increased vascular pressure leads to a progressive remodeling and occlusion of small pulmonary arteries. The second hit of MCT or Sugen is used one week post-surgery to induce endothelial dysfunction. The combination of increased blood flow in the lung and endothelial dysfunction produces severe PAH. The primary limitation of this procedure is that it requires general surgical skills.

The rodent left pneumonectomy is a valuable technique in pulmonary hypertension research. Here, we present a protocol to describe the rat pneumonectomy procedure and postoperative care to ensure minimal morbidity and mortality.

La neumonectomía izquierda combinado con Monocrotaline o Sugen como un modelo de hipertensión pulmonar en ratas

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

Induction and Characterization of Pulmonary Hypertension in Mice using the Hypoxia/SU5416 Model

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by right heart&#160;catheterization. A broad spectrum of diseases can lead to PH, differing in their etiology, histopathology, clinical presentation, prognosis, and response to&#160;treatment. Despite significant progress in the last years, PH remains an uncured disease. Understanding the underlying mechanisms can pave the way for the development of new therapies. Animal models are important research tools to achieve this goal. Currently, there are several models available for recapitulating PH. This protocol describes a two-hit mouse PH model. The stimuli for PH development are hypoxia and the injection of SU5416, a vascular endothelial growth factor (VEGF) receptor antagonist. Three weeks after initiation of Hypoxia/SU5416, animals develop pulmonary vascular remodeling imitating the histopathological changes observed in human PH (predominantly Group 1). Vascular remodeling in the pulmonary circulation results in the remodeling of the right&#160;ventricle (RV). The procedures for measuring RV pressures (using the open chest method), the morphometrical analyses of the RV (by dissecting and weighing both cardiac ventricles) and the histological assessments of the remodeling (both pulmonary by assessing vascular remodeling and cardiac by assessing RV cardiomyocyte hypertrophy and fibrosis) are described in detail. The advantages of this protocol are the possibility of the application both in wild type and in genetically modified mice, the relatively easy and low-cost implementation, and the quick development of the disease of interest (3 weeks). Limitations of this method are that mice do not develop a severe phenotype and PH is reversible upon return to normoxia. Prevention, as well as therapy studies, can easily be implemented in this model, without the necessity of advanced skills (as opposed to surgical rodent models).

This protocol describes the induction of pulmonary hypertension (PH) in mice based on the exposure to hypoxia and the injection of a VEGF receptor antagonist. The animals develop PH and right ventricular (RV) hypertrophy 3 weeks after the initiation of the protocol. The functional and morphometrical characterization of the model is also presented.

Inducción y caracterización de la hipertensión pulmonar en ratones utilizando el modelo Hypoxia/SU5416

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by ...